陸地棉GhSHA1 基因的特征分析及其功能驗證

（摘要：【目的】分析陸地棉GhSHA1基因的特征并驗證其功能，為棉花理想株型育種提供基因資源和一定的理論參考?！痉椒ā恳躁懙孛奁贩N新陸早33號為材料，以擬南芥 SHA1基因為探針通過BLAST對比，得到陸地棉GhSHA1基因，進一步利用 VIGS、qRT-PCR 和過表達技術，探究GhSHA1 基因對棉花株高發(fā)育的影響?！窘Y果】GhSHA1基因在棉花莖桿中特異性高表達，GhSHA1是一種偏好以A/T密碼子結尾的疏水性跨膜蛋白編碼基因。利用VIGS技術在陸地棉中沉默GhSHA1基因，沉默植株與注射空載植株相比，株高顯著降低（ Plt; 0.05）。構建GhSHA1過表達載體轉化擬南芥后發(fā)現(xiàn)，過表達株系與野生型相比，株高極顯著增高（ Plt; 0.01）。同時，擬南芥GhSHA1過表達植株中，株高及頂端分生組織發(fā)育相關基因WUS表達極顯著升高（ Plt; 0.01），CLV3基因表達顯著降低（ Plt;0.05） ，但CLV1和CLV2基因表達無明顯變化?！窘Y論】GhSHA1基因通過增強SAM相關基因的表達，從而促進棉花株高發(fā)育。

中圖分類號：S562 文獻標志碼：A 文章編號：1001-4330（2025）04-0800-07

0 引言

【研究意義】棉花具有無限生長習性，在其生產過程中需要采用人工打頂、施用縮節(jié)胺等化學調控劑對株高、果枝長度等株型性狀進行精細化調控，以塑造棉花的理想株型、提高群體的光合效率，進而達到高產和適應機械化采收的目的。因此探究棉花株高調控機理，對棉花產量的提高和機械化采收具有重要意義[]。【前人研究進展】地上部分莖尖分生組織（Shootapicalmeristem，SAM）的生長發(fā)育對植物株高發(fā)育至關重要[2]SAM是在植物胚胎形成時形成的，一般為半球形的圓弧狀結構，SAM中包含有干細胞，其分裂和分化是植物器官分化形成的基礎[3]。SAM發(fā)育中最為典型的負反饋調節(jié)途徑是從組織中心區(qū)（Centerzone，CZ）中干細胞分泌的肽配體CLAV-ATA3（CLV3）和從分生中心（Organizingcenter，OC）中產生的同源轉錄因子WUSCHEL（WUS）所形成的WUS-CLV3負反饋調節(jié)機制。WUS可以通過細胞內細胞自主運動，非自主激活干細胞。CLV3涉及到CLV1/CLV2/CORYNE的受體復合物感知，從而抑制WUS 的表達[4]。以往研究認為SAM發(fā)育主要受到細胞分裂素（Cytokinins，CKs）節(jié)制[5]。在生長發(fā)育旺盛的植株SAM中，CKs合成相關基因大量表達[6。高水平CK可促進SAM內部的WUS基因的表達，進而增強細胞分裂作用并影響植株發(fā)育[7]。SAM發(fā)育除受激素調控影響外，還受多種基因如STM（KNOX/ELKho-meobox transcription factor）等共同調控[8-9]。STM和其他三個KNOX家族基因knat1/brevipedicellus（BP）knat2以及knat6共同作用，限制基因asym-metricleaves1（AS1）和AS2在SAM中啟動器官發(fā)育。AS1和AS2同樣可以抑制knox基因的表達[10]。STM基因異位表達，會導致葉片表面形成異位分生組織，抑制莖分生組織發(fā)育[11]。【本研究切入點】在擬南芥的研究中發(fā)現(xiàn)，SHA1（SHOOTAPICALMERISTEMARREST1）基因（AT5G63780）突變會誘導頂端分生組織發(fā)生壞死，致使擬南芥生長發(fā)育受阻。與野生型擬南芥相比，擬南芥sha1突變體植株更矮小，sha1-1植株的WUS和CLV3轉錄本水平在5DAG時保持正常，但在15DAG時無法檢測到，sha1基因可能參與調控擬南芥SAM發(fā)育[12]。棉花株高發(fā)育相關的分子機制，尚未完全闡明?！緮M解決的關鍵問題】以陸地棉品種新陸早33號為材料，以擬南芥SHA1基因為探針通過BLAST對比，獲得陸地棉GhSHA1基因，進一步利用VIGS、qRT-PCR和過表達技術，探究GhSHA1基因對棉花株高發(fā)育的影響，為棉花理想株型育種提供一定的理論依據。

一 材料與方法

1.1 材料

1. 1.1 樣花品種

以新疆陸地棉品種新陸早33號為材料，擬南芥哥倫比亞野生型，均由大學棉花生物育種實驗室提供。

1.1.2 菌株與載體

大腸桿菌（Escherichiacoli）TranslO、農桿菌（Agrobacteriumtumefaciens）GV3101，植物過表達載體pCAMBIA2300-35S-OCS，均由大學棉花生物育種實驗室提供

1.2 方法

1.2.1 陸地棉基因家族成員基因的鑒定

利用棉花數(shù)據庫CottonFGD（https：//cottonf-gd.org/）和擬南芥Tair數(shù)據庫分別獲得G.hirsutum（ZJU）的基因組序列和注釋文件以及SHA1蛋白質序列，通過BLAST將AtSHA1蛋白質序列與陸地棉注釋蛋白進行同源比對分析，獲得陸地棉SHA1基因，命名為GhSHA1，并進行生物信息學分析。隨后，利用COTTONMICS數(shù)據庫獲得GhSHA1基因不同組織部位的表達譜數(shù)據，使用TBtools繪制熱圖。

1.2.2 棉花與擬南芥RNA提取和cDNA合成

根據RNA快速提取試劑盒（Aidlab）提取棉花各組織部位總RNA，再通過gDNAEraser試劑盒（Takara）清除RNA中所殘留的DNA，最后按照逆轉錄試劑盒（全式金）將RNA反轉錄為cDNA。

1.2.3 實時熒光定量PCR（qRT-PCR）

使用在線引物設計網站Primer3Plus（https：//www.primer3plus.com/index.html）設計，設計qRT-PCR引物，棉花以UBQ7引物作為qRT-PCR內參對照，擬南芥以AtActin作為qRT-PCR內參對照引物。表1

PCR反應條件： 94^°C 預變性 3min 94^°C 變性 退火 $3 0 ＼mathrm { ～ s ～ } ， 7 2 ＼mathrm { ～ ＼textC ～ }$ 延伸45s，32個循環(huán)，72% 延伸 10min 。目的片段利用瓊脂糖膠回收試劑盒（Tiangen）回收純化，方法見參考文獻[13] 。

表1引物序列

1.2.4 VIGS（病毒誘導的基因沉默）試驗

將連接重組的質粒TRV2：GhSHA1，通過凍融法轉化進人根癌農桿菌感受態(tài)細胞GV3101中，并通過抗生素篩選和菌落PCR驗證。參考張翼等[14]方法將菌體重懸后注射棉花子葉，注射面積至少為子葉總面積的 80% 以上，將注射后的植株進行暗培養(yǎng)過夜處理。2周后觀察性狀變化，并檢測植株基因表達差異。

1. 2.5 目的基因的編碼區(qū)（CDS）的克隆與過表達載體構建

使用CottonFGD（https：//cottonfgd.org/）棉花數(shù)據庫，搜索目的基因序列，并使用Primer3Plus設計目的基因的CDS特異性擴增引物（表1），在上下游引物中分別加入XmaI和SalI酶切位點（下劃線部位）。以陸地棉新陸早33號的葉片cDNA為模板，PCR擴增目的基因的CDS序列。PCR反應體系為： ddH₂O6.0μL，10gt; Pfu Buffer1.0μL，2.5mM dNTPs 0.8μL ，上下游引物各0.5μL ，模板 1.0μL ，DNAPolymerase 0.2μL ，PCR反應程序 95^°C5min，95^°C30s，58^°C30s，72^°C45 s，32個循環(huán)， .72%10min 。

使用膠回收試劑盒回收擴增產物，并連接至TSimple， 4^°C 過夜連接。將連接后的T-GhSHA1進行熱擊轉化至大腸桿菌感受態(tài)，并將轉化后所得到的菌落進行菌落PCR驗證，將驗證成功的菌落質粒送至上海生工測序。將測序成功的T-SHA1質粒使用XmaI和SalI進行雙酶切。回收酶切后目的片段，并使用T4DNA連接酶在 4^°C 下，與過表達載體GhSHA1過夜連接。將重組的質粒通過熱擊轉化至大腸桿菌感受態(tài)中，并對重組后的質粒進行PCR和雙酶切驗證。

1. 2.6 擬南芥遺傳轉化及篩選

將含有GhSHA1過表達載體農桿菌菌液置于28°C 搖床 8-10h ;待菌液呈橙黃色，置于 4^°C 1 7000r/min 離心 15min ，收集菌體；使用懸浮液L （2gMgCl₂+50g5% 蔗糖 +200μL Silwet L -77swiltter-77），調節(jié)菌液 oD 值至 0.6～0.8 ；在侵染前，去除擬南芥上的果莢，再將擬南芥的花序完全侵泡到菌液中，靜置 1min ；將侵染后的擬南芥置于人工氣候室（ 23^°C ）、避光處理（ 12h ，每隔3d侵染處理1次，總共處理3次。將 T₀ 代擬南芥種子消毒處理，播種于含卡那抗生素的 1/ 2MS培養(yǎng)基中，置于 4^°C 冷藏柜中，春化3d后，放置于 23^°C 光照培養(yǎng)箱中培養(yǎng);培養(yǎng)基中擬南芥長出兩片真葉后，移植到營養(yǎng)土中；提取擬南芥葉片DNA，使用PCR方法篩選陽性植株；收取陽性植株種子，繼續(xù)進行種植篩選，直至獲得 T₃ 代純合過表達植株。

1.3 數(shù)據處理

使用Graphpadprism8軟件和在線作圖工具sangerbox（http：//vip.sangerbox.com/home.html）進行數(shù)據處理和制作柱形圖。

2 結果與分析

2.1 GhSHA1基因的組織特異性表達分析與多重序列比對

研究表明，以擬南芥SHA1基因為探針，在棉花基因組中鑒定得到2個同源基因 和GH_D04G0344。 在莖稈組織部位特異性高表達，將其命名為GhSHA1。多重序列比對發(fā)現(xiàn)這些基因蛋白序列中均含有RING結構域（133-170），可能介導蛋白質-蛋白質或蛋白質-DNA相互作用。使用最大自然法構建系統(tǒng)進化樹，發(fā)現(xiàn)陸地棉 GH_-A05G4029 和 GH_- D04G0344 與海島棉、雷蒙德氏棉、亞洲棉、擬南芥同源基因均具有較高相似性。圖1

2.2 GhSHA1蛋白序列和理化性質

研究表明，陸地棉GhSHA1基因ORF為1101bp，編碼366個氨基酸，分子式為C1746H2735N479O540S15，相對分子質量為5.515KDa ，等電點為5.71。

2.3 GhSHA1基因沉默對棉花株高的影響

研究表明，以陸地棉新陸早33號cDNA為模板，通過設計特異性引物，構建VIGS載體，得到包含GhSHA1基因 431bp 片段大小的VIGS載體。在棉花幼苗注射帶有pTRV2：：GhCHLI重組病毒載體菌液，15d以后新生葉片出現(xiàn)明顯白化現(xiàn)象，GhCHLI基因被成功沉默。注射菌液后 30d，GhS- HA1沉默棉株的株高顯著低于pTRV2：：00對照組 （Plt;0.05 ）。與空載體pTRV2：：00相比較，沉默植株GhSHA1的表達量極顯著降低（ Plt;0.05） ，僅為空載體對照的 26.24% ，獲得GhSHA1沉默的棉花幼苗植株。GhSHA1基因沉默可以導致棉花株高降低， A.GH_-A05G4029 和 基因在不同組織中的表達量；B.棉花GhSHA1基因多重序列比對，以相似度 50% 為閾值，大于 50% 用藍色標注，大于 75% 用粉色標注， 100% 用深藍色標注，紅框部分為特殊結構域“RING”； GH_-

A05G4029/GhSHA1A 和 GH_D04G0344/GhS-HA1D為陸地棉，Gorai.012G037300為雷蒙德氏棉，Ga04G1776為亞洲棉，GbarD04G003540為海島棉，AtSHA1為擬南芥；C.SHA1在擬南芥、棉屬和其他物種中的進化關系，XP015636177來源于水稻（Oryza sativa），XP009150430 來源于油菜（Brassica rapa）， XP003532080 來源于大豆（Gly-cinemax），XP007048540來源于可可樹（Theobro-ma cacao）。圖2

Fig.1Tissue -specific expression analysis and multiple sequence alignment of gene GhSHA1

注：;A、GhSHA1基因VIGS植株株高;B、pTRV2：：GhSHA1基因沉默后株高變化； ：：GhSHA1基因沉默表達效率 Notes：AGhSHA1geneVIGSPlantheight;BpTRV2：GhSHA1 ChangesinPlantheightftergenesilencing;CpTRV2：：GhSHAgenesilencing expression efficiency

2.4 GhSHA1基因過表達對植物株高的影響

研究表明，以陸地棉新陸早33cDNA為模板，設計特異性引物，構建得到GhSHA1過表達載體（圖3A-C）。獲得了16株擬南芥GhSHA1過表達植株。隨后使用PCR方法對各植株GhSHA1轉基因情況進行驗證。植株編號為1，2，4，5，6，7，8，11，12，15的植株為GhSHA1擬南芥陽性過表達植株。GhSHA1過表達轉基因植株的株高顯著高于野生型擬南芥。在GhSHA1轉基因擬南芥植株中，CLV1、CLV2、CLV3基因表達量顯著性低于野生型擬南芥植株（ Plt;0.01 ），WUS基因表達量極顯著高于對照組（ Plt;0.01 ）。GhSHA1基因影響了SAM發(fā)育相關基因的表達，從而影響棉花株高。圖中：A、檢測GhSHA1基因在擬南芥植株中的有無，M：DS2000，1，2，4，5，6，7，8，11，12，15為成功轉入GhSHA1基因的擬南芥植株PCR產物，3，9，10，13，14，16為未轉入GhSHA1基因的擬南芥植株；B、擬南芥GhSHA1過表達植株和野生型植株株高對比；C、GhSHA1基因異源過表達后擬南芥株高變化；D、GhSHA1基因表達量檢測，WT：野生型擬南芥，OE8：GhSHA1基因過表達擬南芥；E、擬南芥CLV1、CLV2、CLV3、WUS基因表達量。圖3

3討論

3.1SHA1基因是一種 E3 泛素連接酶，其能夠通過破壞26S蛋白酶體途徑，直接調控SAM的發(fā)育[12]。擬南芥 SHA1-1 突變體中，SHA1突變體SAM無法正常發(fā)育，植株矮小。

利用String數(shù)據庫進行蛋白互作網絡分析發(fā)現(xiàn)，發(fā)現(xiàn)與其互作的蛋白質有NPL41、NPL42、HB20等，其中靶點分最高的NPL42蛋白主要與絲氨酸和蘇氨酸的磷酸酶活性相關，參與蛋白質的去磷酸化過程，而去磷酸化更有利于蛋白的泛素化過程[13]；NPL1、NPL42與泛素蛋白連接酶功能相關，參與泛素依賴性蛋白質分解代謝過程，而GhSHA1所編碼的鋅指蛋白也被推測是一種泛素連接酶[12]，ERFO21、HB-20 和 AtIBL1 蛋白分別參與乙烯信號通路的激活、對生長素的反應以及赤霉素介導下的生長調節(jié)，均與內源激素調控相關，這應與GhSHA1基因對棉花幼苗株高調控相關，這四者之間存在聯(lián)系；IDD11和IDD6與金屬離子結合，金屬離子結合蛋白與成花基因調控相關[14，15]。在擬南芥 shal 突變體中，GT-3A 和HB34蛋白與DNA結合相關，可調控下游轉錄，通過分析進一步說明GhSHA1基因在SAM發(fā)育過程中和WUS-CLV調節(jié)途徑中發(fā)揮的作用[16.17] 。3.2在GhSHA1過表達擬南芥中，GhSHA1基因表達量相比于野生型擬南芥發(fā)生極顯著性增加，WUS基因表達也顯著升高，而CLV1、CLV2和CLV3基因表達則受到抑制，株高增加。CLV-

WUS這一負反饋調節(jié)途徑，通過調控干細胞的類型和活性，從而起到調節(jié)調控SAM發(fā)育的作用[18]。CLV基因家族是調控植株頂端分生組織發(fā)育的關鍵基因，根據發(fā)現(xiàn)的先后分別命名為CLV1、CLV2 和 CLV3^[19] 。其中CLV1 和 CLV2為單跨膜受體蛋白激酶，CLV3為干細胞分泌的多肽。當CLV3表達上調時， CLV1/CLV2 分別通過胞外域二硫鍵與CLV3結合并各自激活相關信號通路[20]。CLV1 和CLV2 的突變會分別通過兩條平行獨立的信號通路，增加莖分生區(qū)中心皮的數(shù)目，影響植株發(fā)育[2I]。據報道，CLV1 的無效等位基因突變造成的表型變化較弱，但CLV3無效等位基因突變的表型變化較大，遺傳學分析也提示存在CLV1/2以外的其他受體，能應答并傳遞CLV3信號[22-23]。WUS 蛋白作為可移動因子，可以通過胞間連絲，進人CZ區(qū)的干細胞中，與CLV3的啟動子相結合，從而激活CLV3基因的表達，而CLV3以負反饋的形式抑制WUS的表達[24]。同時，高濃度的WUS對于CLV3的表達具有抑制作用，低濃度的WUS對CLV3的表達具有促進作用[25]。WUS是莖分生組織形成和維持的必要條件，研究發(fā)現(xiàn)擬南芥過表達植株中WUS表達量升高，CLV3的表達量降低，擬南芥株高增加，推測GhSHA1基因通過調控WUS與CLV3基因的表達，影響植株頂端分生組織的發(fā)育。

4結論

陸地棉GhSHA1基因在莖稈中特異性高表達，利用VIGS技術沉默GhSHA1基因后，棉花苗期株高顯著降低。在擬南芥中異源超表達GhS-HA1基因改變了CLV1、CLV2、CLV3以及WUS基因的表達，并顯著提高了轉基因擬南芥的株高。GhSHA1基因可通過CLV-WUS通路調控SAM的生長，進而促進棉花株高發(fā)育。

參考文獻（References）

[1]WuHH，RenZY，ZhengL，etal.ThebHLHtranscriptionfactorGhPAS1 mediates BR signaling to regulateplant development andarchitecture in cotton[J].TheCropJournal，2O21，9（5）： 1049-1059.

[2]NarnoliyaL，BasuU，BajajD，etal.Transcriptional signatures modulating shoot apical meristem morphometric and plant architectural traits enhanceyield and productivity in chickpea[J]. PlantJournal，2019，98（5）：864-883.

[3]XueZH，LiuLY，ZhangC.Regulation ofshootapical meristemandaxillarymeristem development in plants[J].InternationalJournal ofMolecularSciences，2020，21（8）：2917.

[4]NikolaevSV，PenenkoAV，LavrehaVV，etal.Amodel study of the role of proteins CLV1，CLV2，CLV3，and WUS inregulationof the structure of the shoot apical meristem[J].Russian Journal of Developmental Biology，2007，38（6） ：383-388.

[5]Kyozuka J.Control of shoot and root meristem function by cytokinin[J].Current Opinion in Plant Biology，2007，10（5）： 442 -446.

[6]Azizi P，Rafii MY，Maziah M，et al.Understanding the shoot apical meristem regulation： a study of the phytohormones，auxin and cytokinin，inrice[J].MechanismsofDevelopment，2015， 135：1-15.

[7]Gordon SP，Chickarmane V S，Ohno C，et al.Multiple feedback loops through cytokinin signaling control stem cell number withintheArabidopsis shootmeristem[J].Proceedingsof theNational Academyof Sciences of the United States of America，2009， 106（38） ： 16529 -16534.

[8]Nidhi S，Preciado J， Tie L. Knox homologs shoot meristemless （STM）and KNAT6 are epistatic to CLAVATA3（CLV3） during shoot meristem development in Arabidopsis thaliana[J]. Molecular Biology Reports，2021，48（9）：6291-6302.

[9]Byme M E，Barley R，Curtis M ， et al． Asymmetric leavesl mediates leaf patterning and stem cell function in Arabidopsis[J]. Nature，2000，408（6815）：967-971.

[10]ScofieldS，DewitteW，MurrayJA.STM sustains stemcell function in the Arabidopsisshoot apical meristem and controls KNOX gene expression independently of the transcriptional repressor AS1[J]. Plant Signalingamp; Behavior，2014，9： e28934.

[11]Sonoda Y，Yao SG，Sako K，et al. SHA1，a novel RING finger protein，functions in shoot apical meristem maintenance in Arabidopsis[J]. The Plant Jourmal，2007，50（4）： 586-596.

［12］易艷萍，曹誠，馬清鈞．泛素化和磷酸化協(xié)同作用調控蛋 白質降解[J]．生物技術通訊，2006，17（4）：618-620. YI Yanping，CAO Cheng，MA Qingjun. Ubiqitination and phosphorylation cooperate to regulate the degradation of protein [J].Letters in Biotechnology，2006，17（4）：618-620.

［13］張翼，邵冬南，薛飛，等．陸地棉細胞色素 P450 超家族基 因GhCYP85A2-1的克隆與功能分析[J]．新疆農業(yè)科學， 2021，58（2）：197-205. ZHANG Yi，SHAO Dongnan，XUE Fei，et al． Cloning and functional analysis of cytochrome P45O superfamily gene GhCYP85A2-1inuplandcotonJ].Xinjng Agricuual Scieces， 2021，58（2）：197-205.

[14]Delk NA，Johnson K A，Chowdhury NI，et al. CML24， regulated in expression by diverse stimuli，encodes a potential Ca²⁺ （20 sensorthat functions in responses to abscisic acid，daylength，and ion stress[J].Plant Physiology，2005， 139（1）：240-253 ：

[15]TsaiY C，Delk NA，Chowdhury NI，et al. Arabidopsis potential calcium sensors regulate nitric oxide levelsand the transition toflowering[J].Plant Signalingamp;Behavior，2007，2（6）：446 -454.

[16]Ayadi M，Delaporte V，LiYF，et al.Analysis of GT-3a identifies a distinct subgroup of trihelix DNA-binding transcriptionfactors in Arabidopsis[J].FEBSLetters，2004，562（1/2/ 3）： 147 -154.

[17]Lee Y K， Kumari S，Olson A，et al. Role of a ZF-HD Transcription factorin miR157-Mediatedfeed-forward regulatory modulethatdeterminesplantarchitecture inArabidopsis[J].Inter nation JournalofMolecularSciences，2022，23（15）.

[18]NikolaevSV，PenenkoAV，LavrekhaVV，etal.Amodelstudy oftheroleof proteinsCLV1，CLV2，CLV3，and WUSinregulation of the structure of the shoot apical meristem[J].Ontogenez， 2007，38（6） ：457 -62.

[19]Fletcher JC.The CLV-WUS stem cell signaling pathway：a roadmap to crop yieldoptimization[J].Plants（Basel），2018，7 （4），87.

[20]GuoY.F，HanLH，HymesM，etal.CLAVATA2formsadistinct CLE-binding receptor complex regulating Arabidopsis stem cell specification[J].ThePlant Journal，2010，63（6）：889- 900.

[21]XINW，WANGZC，LIANGYetal.，Dynamic expression revealsa two-steppatterning ofWUSand CLV3 duringaxillary shootmeristemformationinArabidopsis[J].Journal ofPlant Physiology，2017，214：1-6.

[22］高麗.擬南芥CLAVATA3受體的研究進展［J].河北師范 大學學報（自然科學版），2014，38（4）：425-432. GAOLi. Research progressof CLAVATA3receptorsof Arabidopsisthaliana[J].JournalofHebeiNormalUniversity（NaturalScienceEdition），2014，38（4）：425-432.

[23]Durbak AR，Tax FE. CLAVATA signaling pathway receptors ofArabidopsisregulatecellproliferationinfruitorganformationas well as inmeristems[J].Genetics，2011，189（1）：177-194.

[24]Su Y H，Zhou C，LiYJ，etal． Integration of pluripotency pathwaysregulates stem cell maintenance in theArabidopsisshoot meristem[J].ProceedingsoftheNational AcademyofSciencesof theUnited StatesofAmerica，2020，117（36）：22561-22571.

[25]DiévartA，Dalal M，TaxFE，etal.CLAVATA1dominantnegativeallelesreveal functional overlapbetweenmultiplereceptor kinasesthatregulatemeristemand organ development[J].The PlantCell，2003，15（5）：1198-1211.

Abstract：【Objective】Theplant height of cottoncan affectcropyieldby affecting plant densityand community photosynthesis efficiency. Therefore，cultivating ideal plant types of cotton is of great significance for improving cotton yield.【Methods】In current study，the GhSHA1 genes of upland cotton were obtained by BLAST comparison with the SHA1 genes of Arabidopsis thaliana. The effcts of GhSHA1 genes on plant height development of cotton were investigated by VIGS，qRT-PCR and overexpression techniques.【Results】The results showed that GhSHAl gene were highlyexpressd in the stem. GhSHA1 was a hydrophobic transmembrane protein with a preference for codons ending in A/T. GhSHA1 gene was silenced by VIGS technology in upland coton，and the plant height of silenced plants was significantly lower than that of empty pTRV2：00 plants （ Plt;0.01 ）. GhSHA1 overexpresson vector was constructed and transformed into Arabidopsis thaliana. Compared with the control wild type，the plant height of the overexpressed lines was significantly increased （ P lt;0.01 ）. Meanwhile，GhSHA1 overexpression in Arabidopsis thaliana promoted the expression of WUS gene （ Plt;0.01 ），decreased the expression of CLV3 gene （ Plt;0.01 ），but had no effect on the expression of CLVl and CLV2. 【Conclusion】 In summary， the results indicates that the GhSHA1 gene promotes cotton plant height development by enhancing the expressionof SAM related genes.The studyof this provides theoretical basis and technical support for improving the growth and development status of cotton.

Key words：cotton; plant height; VIGS;overexpression