黑豆種皮中原花青素的提取和純化研究

朱學(xué)伸，趙文，林淑鑫，王仁雷

（江蘇第二師范學(xué)院生命科學(xué)與化學(xué)化工學(xué)院，江蘇省生物功能分子重點(diǎn)建設(shè)實(shí)驗(yàn)室，江蘇南京 210013）

黑豆（Phaseolus vulgaris）是豆科植物大豆的成熟的黑色種子。黑豆的種皮是黑色的，子葉有黃色或者綠色的，分為黃仁黑豆、青仁黑豆和恒春黑豆3個(gè)品種。種植面積較廣，原產(chǎn)于我國(guó)黑龍江、吉林、遼寧和安徽，現(xiàn)在山東、河南、河北和江蘇均有種植。黑豆的營(yíng)養(yǎng)價(jià)值很豐富，具有高蛋白、低脂肪的特點(diǎn)，并含有維生素和多種微量元素。中醫(yī)學(xué)認(rèn)為，黑豆是一種經(jīng)濟(jì)、有助于抗衰老、具有醫(yī)食同療的特殊功能食品，尤其是其黑紫色的豆皮富含具有抗氧化作用的原花青素[1]。

原花青素（procyanidins，PC）是自然界中廣泛存在于植物體中的一類(lèi)多酚類(lèi)化合物，是從植物中分離到的一種無(wú)色的物質(zhì)，一般將在無(wú)機(jī)酸存在時(shí)、在加熱條件下可以產(chǎn)生紅色花青素的一類(lèi)多酚化合物統(tǒng)稱(chēng)為原花青素[2]。原花青素由兒茶素、表兒茶素單體和不同數(shù)量的兒茶素或表兒茶素聚合體組成，聚合體又分為低聚體和高聚體[3]。現(xiàn)代醫(yī)學(xué)認(rèn)為，人體的許多疾病都和體內(nèi)存在的自由基有關(guān)，大量研究表明，原花青素是目前研究發(fā)現(xiàn)的容易獲得、最強(qiáng)效的自由基清除劑。原花青素低聚體具有高效的抗氧化活性，其清除自由基能力是VE的50倍、Vc的20倍[4]。還具有保護(hù)心血管系統(tǒng)、降血糖、抗腫瘤、延緩皮膚衰老、抑菌和抗疲勞等作用，并作為保健食品被大量生產(chǎn)，被廣泛應(yīng)用于藥品、食品、保健食品和化妝品等領(lǐng)域[5]，是極具經(jīng)濟(jì)價(jià)值與市場(chǎng)開(kāi)發(fā)價(jià)值的天然產(chǎn)物。

原花青素大多存在于植物的樹(shù)皮、果皮及種皮中，目前市場(chǎng)上原花青素主要來(lái)源于松樹(shù)皮、葡萄皮、葡萄籽和荔枝皮等，但從黑豆種皮中提取、純化原花青素并進(jìn)行系統(tǒng)化分析的報(bào)道較少。本文旨在研究黑豆種皮中原花青素的提取、純化方法。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

黑豆（產(chǎn)自福建省三明市）；無(wú)水乙醇、甲醇、鹽酸（ω%：36.0～38.0）和氫氧化鈉等試劑（南京化學(xué)試劑股份有限公司）；檸檬酸（西隴化工股份有限公司）；檸檬酸三鈉（國(guó)藥集團(tuán)化學(xué)試劑有限公司）；Tris（Biosharp公司）；兒茶素標(biāo)準(zhǔn)品（Sigma-aldrich公司）；香草醛（生物工程股份有限公司）；AB-8大孔樹(shù)脂（西安瀚宇樹(shù)脂科技有限公司）。

1.2 儀器與設(shè)備

高功率數(shù)控超聲波清洗器（超聲儀器有限公司）；破壁料理機(jī)（九陽(yáng)股份有限公司）；BSA224S電子天平（賽多利斯科學(xué)儀器有限公司）；SHZ-Ⅲ循環(huán)水式真空泵（科爾儀器設(shè)備有限公司）；安泰生物安全柜（蘇凈集團(tuán)有限公司）；分光光度計(jì)（Thermo公司）；數(shù)顯恒溫水浴鍋（榮華儀器制造有限公司）；冷凍干燥機(jī)（Telstar公司）；真空濃縮儀（Eppendorf公司）。

1.3 方法

1.3.1 原花青素濃度的測(cè)量方法

采用香草醛-鹽酸法測(cè)量黑豆種皮原花青素粗提物的濃度。以甲醇為溶劑，配置濃度為2%的香草醛甲醇溶液，現(xiàn)配現(xiàn)用。測(cè)量時(shí)，取1 mL提取液于試管中（若提取液濃度過(guò)高，將其稀釋10倍后再?。?，加入5 mL的2%香草醛甲醇溶液，再加入1 mL的濃鹽酸，震蕩搖勻后，于500 nm波長(zhǎng)下測(cè)量吸光值。

以?xún)翰杷貫闃?biāo)準(zhǔn)品，配置濃度分別為0.1 mg/mL、0.2 mg/mL、0.3 mg/mL、0.4 mg/mL、0.5 mg/mL的兒茶素標(biāo)準(zhǔn)溶液，使用香草醛-鹽酸法于500 nm下測(cè)量吸光值。以?xún)翰杷貪舛龋╩g/mL）為x軸，吸光度值A(chǔ)為y軸，繪制標(biāo)準(zhǔn)曲線并得到直線方程如下：

y=0.98x +0.0193，R2= 0.9931

1.3.2 原花青素提取單因素試驗(yàn)

1.3.2.1 乙醇濃度對(duì)原花青素提取效果的影響

剝?nèi)∫欢康暮诙狗N皮，使用料理機(jī)磨碎成粉末，稱(chēng)取1 g黑豆種皮粉末置于錐形瓶中，分別加入55%、60%、65%、70%和75%的5個(gè)不同濃度的乙醇溶液，料液比為1:20(m/V)，使用封口膜封閉錐形瓶。然后將樣品放入超聲波清洗儀中，使用100%功率，在60 ℃下提取30 min。將提取液進(jìn)行抽濾除去固體顆粒，分別取1 mL提取液按照香草醛-鹽酸法測(cè)定原花青素含量。

1.3.2.2 提取時(shí)間對(duì)原花青素提取效果的影響

剝?nèi)∫欢康暮诙狗N皮，使用料理機(jī)磨碎成粉末，稱(chēng)取1 g黑豆種皮粉末置于錐形瓶中，加入60%的乙醇溶液，料液比為1:20(m/V)，使用封口膜封閉錐形瓶。然后將樣品放入超聲波清洗儀中，使用100%功率，在60 ℃下進(jìn)行提取，設(shè)定5個(gè)不同的提取時(shí)間分別為20 min、30 min、40 min、50 min和60 min。將提取液進(jìn)行抽濾除去固體顆粒，分別取1 mL提取液按照香草醛-鹽酸法測(cè)定原花青素含量。

1.3.2.3 料液比對(duì)原花青素提取效果的影響

剝?nèi)∫欢康暮诙狗N皮，使用料理機(jī)磨碎成粉末，稱(chēng)取1 g黑豆種皮粉末置于錐形瓶中，加入60%的乙醇溶液，設(shè)定5個(gè)不同的料液比分別為1:10、1:20、1:30、1:40、1:50(m/V)，使用封口膜封閉錐形瓶。然后將樣品放入超聲波清洗儀中，使用100%功率，在60 ℃下提取，提取時(shí)間為30 min。將提取液進(jìn)行抽濾除去固體顆粒，分別取1 mL提取液按照香草醛-鹽酸法測(cè)定原花青素含量。

1.3.2.4 提取溫度對(duì)原花青素提取效果的影響

剝?nèi)∫欢康暮诙狗N皮，使用料理機(jī)磨碎成粉末，稱(chēng)取1 g黑豆種皮粉末置于錐形瓶中，加入60%的乙醇溶液，料液比為1:20(m/V)，使用封口膜封閉錐形瓶。然后將樣品放入超聲波清洗儀中，使用100%功率，設(shè)置5個(gè)不同的溫度分別為40 ℃、50 ℃、60 ℃和70 ℃進(jìn)行提取，提取時(shí)間30 min。將提取液進(jìn)行抽濾除去固體顆粒。分別取1 mL提取液按照香草醛-鹽酸法測(cè)定原花青素含量。

1.3.2.5 原花青素提取正交試驗(yàn)方法

為了更加準(zhǔn)確的確定黑豆種皮原花青素的提取條件，根據(jù)正交實(shí)驗(yàn)原理，在前述的乙醇濃度、提取時(shí)間、提取溫度、料液比、提取次數(shù)4個(gè)單因素實(shí)驗(yàn)的基礎(chǔ)之上，分別選取較優(yōu)的3個(gè)水平進(jìn)行試驗(yàn)，重復(fù)兩次并取平均值，最后進(jìn)行結(jié)果分析。原花青素提取率的計(jì)算：

提取率(%)=(粗提液中原花青素質(zhì)量/黑豆種皮質(zhì)量)×100%

1.3.3 原花青素粗提物的純化研究

按照1.3.3優(yōu)化的最優(yōu)方法得到的黑豆種皮原花青素粗提液經(jīng)真空濃縮[6]、冷凍、干燥成粉末備用。采用大孔樹(shù)脂層析柱進(jìn)行純化處理。大孔樹(shù)脂多為工業(yè)型原料，含有堿等防腐劑，因此使用前須預(yù)處理除去雜質(zhì)。取適量大孔樹(shù)脂于無(wú)水乙醇中靜置24 h，令樹(shù)脂充分水合后用蒸餾水洗至無(wú)醇；其次用5%的鹽酸溶液浸泡樹(shù)脂12 h，用蒸餾水洗至中性；再置于5%氫氧化鈉溶液中浸沒(méi)12 h后用蒸餾水沖洗；最后置于蒸餾水中備用[7]；采用大孔樹(shù)脂濕法裝柱待用[8]，研究動(dòng)態(tài)的吸附與解析條件。

1.3.3.1 確定最佳上樣液流速

配制上樣液濃度為0.6 mg/mL，測(cè)出吸光值A(chǔ)0。將20 mL AB-8大孔樹(shù)脂濕法裝柱，分別以0.4、0.6、0.8、1.0 mL/min的流速上樣，流出液每到10 mL收集一次，測(cè)吸光值A(chǔ)1。當(dāng)A1值趨于穩(wěn)定時(shí)，停止上樣，繪制泄露曲線，確定最佳上樣液流速。

1.3.3.2 確定吸附液的最適濃度

量取20 mL AB-8大孔樹(shù)脂，濕法裝柱。上樣液質(zhì)量濃度分別為0.2、0.4、0.6、0.8、1.0 mg/mL，分別測(cè)上樣液的吸光度值A(chǔ)0[9]，以最佳上樣液流速上樣20 mL，待上樣液全部通過(guò)層析柱后，測(cè)出流出液的吸光值A(chǔ)1，計(jì)算吸附率并繪制曲線，確定吸附液的最適濃度。

1.3.3.3 選擇最佳洗脫流速

量取20 mL AB-8大孔樹(shù)脂，以上述最佳濃度的溶液上樣使其吸附飽和，先用適量的去離子水洗脫有機(jī)酸、糖類(lèi)等雜質(zhì)（可進(jìn)行速度調(diào)試），然后用靜態(tài)吸附試驗(yàn)選擇出最優(yōu)濃度的乙醇溶液洗脫，分別以0.5、1、1.5 mL/min的流速洗脫，每收集10 mL流出液時(shí)，測(cè)吸光值A(chǔ)2，繪制相應(yīng)曲線，選擇最佳洗脫流速。

1.3.4 原花青素純化產(chǎn)物的紅外色譜定性分析

稱(chēng)量純化后的黑豆皮原花青素固體粉末約2 mg，與溴化鉀充分研磨，進(jìn)行干燥處理。經(jīng)壓片處理5 min后，得到原花青素-溴化鉀圓片，在紅外分光光度計(jì)中進(jìn)行紅外光譜掃描，得到紅外光譜圖[10]。

1.4 數(shù)據(jù)分析

數(shù)據(jù)處理及作圖采用SPSS和Microsoft Excel分析軟件。

2 結(jié)果與討論

2.1 原花青素提取效果單因素實(shí)驗(yàn)分析

圖1 乙醇濃度（a）、提取時(shí)間（b）、料液比（c）、和提取溫度（d）對(duì)原花青素提取效果影響的結(jié)果Fig.1 Effects of ethanol concentration (a), extraction time (b),solid-liquid ratio (c) and extraction temperature (d) on the extraction of procyanidins

根據(jù)圖1(a)結(jié)果所示，乙醇的濃度在低于60%時(shí)，隨著乙醇濃度的增加，黑豆種皮中原花青素的提取效果呈上升趨勢(shì)；當(dāng)乙醇的濃度高于60%時(shí)，隨著乙醇濃度的增加，提取效果反而呈下降趨勢(shì)，乙醇濃度過(guò)高反而不利于提取。因此，采用55%、60%、65%作為正交試驗(yàn)中乙醇濃度三個(gè)水平。

提取時(shí)間對(duì)原花青素提取效果影響的結(jié)果如圖1(b)所示。提取時(shí)間在40 min之前，黑豆種皮中原花青素的提取效果隨著提取時(shí)間的延長(zhǎng)而呈上升趨勢(shì)；提取時(shí)間在40 min之后，提取效果隨著提取時(shí)間的延長(zhǎng)而呈下降趨勢(shì)，提取時(shí)間過(guò)長(zhǎng)可能會(huì)導(dǎo)致原花青素的穩(wěn)定性下降，反而降低了提取率。

因此，采用30 min、40 min和50 min作為正交試驗(yàn)的提取時(shí)間三個(gè)水平。

根據(jù)圖1(c)結(jié)果所示，黑豆種皮中原花青素的提取濃度隨著料液比的增大而升高，但是料液比過(guò)高會(huì)造成材料的浪費(fèi)。再根據(jù)提取率來(lái)看，料液比在低于1:30時(shí)，提取率隨著料液比的增高而降低，料液比在1:30～1:10之間，提取率有峰值，料液比為1:20 (m/V)的時(shí)候提取率水平較高，但仍低于料液比為1:50的提取率。但是1:50的溶液量過(guò)多，考慮到后期的濃縮以及溶液的節(jié)省問(wèn)題，因此，采用1:30、1:20、1:10 (m/V)作為正交試驗(yàn)的中料液比的三個(gè)水平。

提取溫度對(duì)原花青素提取效果影響的結(jié)果如圖1(d)所示。提取溫度在50 ℃之前，黑豆種皮中原花青素的提取效果隨著提取溫度的升高而呈上升趨勢(shì)；提取溫度在50 ℃之后，提取效果隨著提取溫度的升高而呈下降趨勢(shì)，提取時(shí)間過(guò)高可能會(huì)導(dǎo)致原花青素的穩(wěn)定性下降，反而降低了提取率。因此，采用40 ℃、50 ℃和60 ℃作為正交試驗(yàn)中提取溫度三個(gè)水平。

2.2 原花青素提取效果正交實(shí)驗(yàn)分析

在正交單因素實(shí)驗(yàn)的基礎(chǔ)之上，對(duì)影響黑豆種皮原花青素粗提物提取效果的4個(gè)主要因素：乙醇濃度(A)、提取時(shí)間(B)、料液比(C)和提取溫度(D)進(jìn)行分析，分別選取3個(gè)水平，采用L9(34)正交實(shí)驗(yàn)進(jìn)行最佳提取條件實(shí)驗(yàn)分析，具體設(shè)計(jì)參照表1。

表1 正交試驗(yàn)設(shè)計(jì)Table 1 The design of orthogonal experiment

由表2的正交試驗(yàn)結(jié)果可知，料液比和乙醇濃度對(duì)黑豆種皮的原花青素提取效果影響較大，相比較之下，提取溫度和提取時(shí)間影響較小。

四個(gè)因素對(duì)黑豆種皮中原花青素的提取效果的顯著性依次是：料液比(m/V)>乙醇濃度(%)>提取溫度(℃)>提取時(shí)間(min)。根據(jù)均值的結(jié)果得出，黑豆種皮原花青素的最優(yōu)提取條件是A2B3C1D2。但根據(jù)料液比的單因素試驗(yàn)，當(dāng)料液比為1:10(m/V)時(shí)，提取率較低，浪費(fèi)原材料，并且乙醇易揮發(fā)，會(huì)導(dǎo)致溶液過(guò)少，不利于工業(yè)化生產(chǎn)，所以最終選用的料液比為1:20(m/V)。因此確定的最優(yōu)提取條件為A2B3C2D2，即乙醇濃度為60%、提取時(shí)間為50 min、料液比為1:20(m/V)、提取溫度為60 ℃。

童錫迪等[11]、張海暉等[12]、孫智達(dá)等[13]和姜霞等[14]分別研究了蓮子殼、板栗殼中、沙棗果肉和葡萄籽中原花青素的最佳提取工藝，研究結(jié)果顯示乙醇濃度介于50%～72%之間，提取溫度在介于40 ℃和76 ℃之間，料液比為1:7(m/V)至1:15(m/V)不等，由于均未使用超聲波輔助提取，所以提取時(shí)間都較長(zhǎng)。

QIN等人使用超聲波輔助提取法研究了紅景天中原花青素的最優(yōu)提取條件，其最佳提取條件如下：料液比為1:40 (m/V)、乙醇濃度為60%，提取溫度為50 ℃，提取時(shí)間為30 min[15]，同本文的最終結(jié)果較為接近。因?yàn)樗褂玫奶崛〔牧隙疾煌?，所以最佳提取條件會(huì)有所偏差，但均在一定的較小的范圍內(nèi)波動(dòng)。

表2 正交試驗(yàn)設(shè)計(jì)分析結(jié)果Table 2 The analysis results of orthogonal experiment

2.3 黑豆種皮原花青素動(dòng)態(tài)吸附和解析研究

2.3.1 上樣液流速對(duì)動(dòng)態(tài)吸附的影響

圖2 上樣液流速對(duì)動(dòng)態(tài)吸附的影響Fig.2 Effects of different sampling velocities on the dynamic adsorption

由圖2上樣液流速對(duì)動(dòng)態(tài)吸附的影響曲線可知，不同流速的上樣液導(dǎo)致吸附效率不同。本試驗(yàn)每當(dāng)流出液體積到10 mL時(shí)測(cè)量吸光值，圖中雖然展示流出液體積相同情況下，流速較慢，吸光值越較快達(dá)到飽和。但是上樣液0.4 mL/min的流速需25 min才流出10 mL，而流速為1 mL/min的上樣液只需要10 min。圖中也顯示最后各流速吸光值飽和值相似且1.0 mL/min的流速飽和值略大，因此綜合考慮時(shí)間因素決定選用1.0 mL/min的上樣液流速以提高效率。

2.3.2 上樣液濃度對(duì)動(dòng)態(tài)吸附的影響

圖3 上樣液濃度對(duì)動(dòng)態(tài)吸附的影響Fig.3 Effects of different sampling concentrations on the dynamic adsorption

由圖3可知，一定范圍內(nèi)，吸附率隨著上樣液濃度增大而增大，到了0.6 mg/mL后呈下降趨勢(shì)，可能由于上樣液濃度過(guò)大，超出樹(shù)脂吸附限量。因此，選用上樣液濃度為0.6 mg/mL。

2.3.3 洗脫液流速對(duì)解析速度的影響

由圖4可知，不同的洗脫液流速進(jìn)行洗脫，洗脫的峰值較為集中，說(shuō)明洗脫流速對(duì)洗脫劑量影響不大，綜合考慮實(shí)驗(yàn)所耗時(shí)間，選擇速度稍快的1.5 mL/min作為最佳解析流速。

圖4 洗脫液流速對(duì)解析速度的影響Fig.4 Effects of different eluent velocities on the elution efficiency

本實(shí)驗(yàn)選取AB-8型大孔樹(shù)脂，張繼曼等純化黑豆花色苷時(shí)通過(guò)動(dòng)態(tài)和靜態(tài)試驗(yàn)最終也選取AB-8型大孔樹(shù)脂[16]，王少波等也通過(guò)比較發(fā)現(xiàn)AB-8型大孔樹(shù)脂吸附與解析率最高[17]。原因可能在于黑豆中原花青素物質(zhì)屬于弱極性化合物，AB-8型樹(shù)脂能較易吸附帶有一定的極性和親水性的物質(zhì)。

本實(shí)驗(yàn)最佳純化條件為：吸附平衡時(shí)間4 h，解析平衡時(shí)間3 h，上樣液濃度為0.6 mg/mL，流速1.0 mL/min，洗脫液乙醇濃度60%，洗脫液流速1.5 mL/min。

宋巖等[18]2013年對(duì)黑豆花色苷提取純化研究中，大孔樹(shù)脂吸附平衡與解析時(shí)間分別為40 min和70 min，比本實(shí)驗(yàn)時(shí)間短，原因可能為其靜態(tài)吸附使用了200 mL花色苷粗提樣，吸附迅速達(dá)到飽和，本試驗(yàn)僅用30 mL粗提液，所以時(shí)間較長(zhǎng)。于立梅等以馬尾松樹(shù)皮的原花青素為對(duì)象進(jìn)行純化研究中，通過(guò)LSA-10樹(shù)脂的上樣液與解析液流速與本實(shí)驗(yàn)相同，而上樣濃度為12.5 mg/mL[19]，部分原因可能是大孔樹(shù)脂型號(hào)不同導(dǎo)致吸附量不同。

2.3.4 原花青素提取物的紅外光譜分析

紅外光譜圖數(shù)據(jù)顯示，黑豆皮原花青素的粗提物、純化物和標(biāo)準(zhǔn)品的透過(guò)率(T%)逐步降低，說(shuō)明純化工藝奏效，純化物含有的吸光雜質(zhì)成分比粗提物少，因此透過(guò)率T值較低。由于提供的標(biāo)準(zhǔn)品為兒茶素，而原花青素除了含有兒茶素外，還有表兒茶素及其他多聚體，因此標(biāo)準(zhǔn)品的峰值較少。純化物出現(xiàn)與標(biāo)準(zhǔn)品相同情況的幾次尖峰、雙峰或肩峰，而粗提物卻無(wú)相似的特征峰出現(xiàn)。紅外光譜圖顯示，在1500～1600 cm-1間，出現(xiàn)苯環(huán)振動(dòng)的吸收峰，在3400 cm-1處峰為原花青素的羥基振動(dòng)。因此，紅外圖譜顯示本實(shí)驗(yàn)的純化工藝確實(shí)奏效，純化物含有純度更好的原花青素。

圖5 黑豆皮原花青素粗提物(a)、黑豆皮原花青素純化物(b)和兒茶素標(biāo)準(zhǔn)品(c)紅外光譜圖Fig.5 Infrared spectra of crude extract of procyanidins from black bean seed coats (a), purified substance of procyanidins from black bean seed coats (b), and catechins standard (c)

3 總結(jié)

使用超聲波輔助提取法粗提黑豆皮中原花青素的最佳條件為：乙醇濃度為60%、提取時(shí)間為50 min、料液比為1:20(m/V)、提取溫度為60 ℃為最優(yōu)提取條件。

確立了以AB-8型大孔樹(shù)脂吸附法純化粗提物最優(yōu)條件是0.6 mg/mL的原花青素粗提液為上樣液質(zhì)量濃度，流速為1.0 mL/min，吸附平衡時(shí)間為4 h，60%的乙醇溶液作為洗脫液，洗脫流速1.5 mL/min，解析時(shí)間為3 h。以上研究結(jié)果可為黑豆種皮中原花青素的工業(yè)化提取和純化生產(chǎn)提供一定的實(shí)踐指導(dǎo)。

[1] 徐亞維,趙楊,魏馨,等.黑豆皮原花青素提取工藝的優(yōu)化[J].貴州農(nóng)業(yè)科學(xué),2011,39(12):229-231

XU Ya-wei, ZHAO Yang, WEI Xin, et al. Optimization on extraction process of procyanidins from black soybean seed coat [J]. Guizhou Agricultural Science, 2011, 39(12):229-231

[2] 楊曉輝,葛云葉,汪嶺.“黑美人”馬鈴薯中原花青素的提取工藝優(yōu)化及穩(wěn)定性分析[J].安徽農(nóng)業(yè)科學(xué),2011, 39(29):18256-18257,18314

YANG Xiao-hui, GE Yun-ye, WANG Ling. Study on the optimization of extraction technique and stability of proanthocyanidins from ‘heimeiren’potatoes [J]. Anhui Agricultural Sciences, 2011, 39(29): 18256-18257, 18314

[3] 薛菲,陰新負(fù),彭效明,等.葡萄籽原花青素溶劑浸提工藝研究[J].農(nóng)業(yè)科學(xué)研究,2015,4:30-36

XUE Fei, YIN Xin-fu, PENG Xiao-ming, et al. Study on solvent extraction process of grape seed procyanidins [J].Agricultural Science Research, 2015, 4: 30-36

[4] 周中凱,徐晶晶,劉玉茜,等.鐵蛋白-原花青素的相互作用及原花青素穩(wěn)定性[J].食品科學(xué),2016,38(13):34-40

ZHOU Zhong-kai, XU Jing-jing, LIU Yu-qian, et al.Research on the interaction of apoferritin -proanthocyanidins and the stability of proanthocyanidins (PCs) [J]. Food Science, 2016, 38(13): 34-40

[5] 周瑋婧.荔枝皮原花青素的提取、純化以及抗氧化活性研究[D].武漢:華中農(nóng)業(yè)大學(xué),2010

ZHOU Wei-jing. Study on extraction, purification and antioxidant activity of procyanidins from litchi peel [D].Wuhan: Huazhong Agricultural University, 2010

[6] 宋巖,于國(guó)萍,吳昊,等.超聲波酶法復(fù)合提取黑豆皮中花色苷工藝優(yōu)化[J].食品工業(yè),2013,1:17-20

SONG Yan, YU Guo-ping, WU Hao, et al. Optimization of extraction process of anthocyanin from black soybean seed coat by ultrasonic enzyme method [J]. Food Industry, 2013, 1:17-20

[7] 劉曉麗,吳克剛,柴向華,等.大孔樹(shù)脂純化紫色甘薯皮原花青素的研究[C].中國(guó)農(nóng)業(yè)工程學(xué)會(huì)農(nóng)產(chǎn)品加工及貯藏工程分會(huì)學(xué)術(shù)年會(huì)暨華南地區(qū)農(nóng)產(chǎn)品加工產(chǎn)學(xué)研研討會(huì),2010

LIU Xiao-li, WU Ke-gang, CHAI Xiang-hua, et al.Purification of procyanidins from sweet potato skin by macroporous adsorbent aesins [C]. Chinese agricultural engineering society agricultural products processing and storage engineering branch academic year and southern china agricultural products processing industry research seminar,2010

[8] 李元元,李炳奇,劉紅,等.DM-2型大孔樹(shù)脂分離純化沙棗多糖的工藝研究[J].黑龍江畜牧獸醫(yī),2012,1:110-113

LI Yuan-yuan, LI Bing-qi, LIU Hong, et al. Technical study on the separation and purification of Elaeagnus angustifolia polysaccharide by using the DM-2 macroporous resins [J].Heilongjiang Animal Science and Veterinary Medicine, 2012,1: 110-113

[9] 李輝.葡萄籽中有效成分的提取、分離及工藝優(yōu)化[D].西安:西北大學(xué),2012

LI Hui. Extraction, separation and optimization of the effective components in grape seed [D]. Xi’an: Northwestern University, 2012

[10] 馬玉美.刺葡萄籽中原花青素的提取、分離純化研究[D].長(zhǎng)沙:湖南農(nóng)業(yè)大學(xué),2007

MA Yu-mei. Study on extraction and purification of procyanidins from vitis davidii seeds [D]. Changsha: Hunan Agricultural University, 2007

[11] 童錫迪,彭紅.正交試驗(yàn)法優(yōu)化蓮子殼中原花青素的提取工藝[J].食品研究與開(kāi)發(fā),2016,1:60-63

TONG Xi-di, PENG Hong. Study on the extraction technology of proanthocyanidins from lotus seed shell by orthogonal test [J]. Food Research and Development, 2016, 1:60-63

[12] 張海暉,李金鳳,段玉清,等.板栗殼原花青素提取及其穩(wěn)定性研究[J].食品科學(xué),2011,32(8):5-9

ZHANG Hai-hui, LI Jin-feng, DUAN Yu-qing, et al.Extraction and stability of procyanidins from chestnut shells[J]. Food Science, 2011, 32(8): 5-9

[13] 孫智達(dá),石翠芳,楊爾寧,等.沙棗果肉原花青素的提取、純化及清除·OH能力初探[J].食品工業(yè)科技,2006,9:88-90,93

SUN Zhi-da, SHI Cui-fang, YANG Er-ning, et al.Preliminary study on extraction of procyanidins from elaeagnus angustifolia, purification and scavenging ability of OH [J]. Science and Technology of Food Industry, 2006, 9:88-90, 93

[14] 姜霞.葡萄籽中分離提取原花青素的研究[J].科技創(chuàng)新與應(yīng)用,2016,1:34-35

JIANG Xia. Study on the isolation and extraction of procyanidins from grape seeds [J]. Technology Innovation and Application, 2016, 1: 34-35

[15] QIN Fei, ZHANG Ye. Ultrasonic assisted extraction of procyanidins from rhodiola rosea [J]. Medicinal Plant, 2012,8: 72-75

[16] 張繼曼.黑豆紅花色苷的優(yōu)化提取及其降血糖作用的研究[D].合肥:安徽農(nóng)業(yè)大學(xué),2010

ZHANG Ji-man. Study on optimum extraction of safflower anthocyanin from black bean and hypoglycemic effect [D].Hefei: Anhui Agriculture University, 2010

[17] 王少波.黑豆皮中花色苷的提取及純化研究[D].西安:西安理工大學(xué),2008

WANG Shao-bo. Extraction and Purification of Anthocyanins from Black Bean Seed Coats [D]. Xi’an: Xi’an University of Technology, 2008

[18] 宋巖.黑豆花色苷提取、純化及體內(nèi)外抗氧化研究[D].哈爾濱:東北農(nóng)業(yè)大學(xué), 2013

SONG Yan. Study on extraction and purification of anthocyanins from black bean and antioxidant activities in vitro and in vivo [D]. Harbin: Northeast Agricultural University, 2013

[19] 于立梅,曾曉房,陳海光,等.大孔樹(shù)脂對(duì)馬尾松樹(shù)皮原花青素的吸附分離特性[J].食品研究與開(kāi)發(fā),2010,31(9):15-19

YU Li-mei, ZENG Xiao-fang, CHEN Hai-guang, et al.Performance of adsozrption and separation of the macroreticular resin for procyanidins from pinus massoniana’s bark [J]. Food Research and Development,2010, 31(9): 15-19