哺乳方式對豬生長、血清生化、腸道微生物及代謝物的影響

摘 要： 旨在闡明母乳和配方奶引起的豬腸道微生態(tài)差異。本研究選取12頭健康、體重基本一致的1日齡雌性榮昌仔豬，隨機分為兩組，每組6頭仔豬，分別進行母乳喂養(yǎng)（BF）和配方喂養(yǎng)（FF），30日齡斷奶后繼續(xù)飼喂至210日齡，測定體重和血清生化指標(biāo)，并利用16S rRNA測序和LC-MS技術(shù)分別檢測盲腸微生物和代謝物的組成。結(jié)果顯示：與FF豬相比，BF豬平均日增重、血清谷丙轉(zhuǎn)氨酶、谷氨酰氨基轉(zhuǎn)移酶、堿性磷酸酶、白蛋白、總膽固醇、高密度脂蛋白和低密度脂蛋白水平以及白蛋白/球蛋白比值均顯著升高（Plt;0.05），而肌酐水平和谷草轉(zhuǎn)氨酶/谷丙轉(zhuǎn)氨酶比值顯著降低（Plt;0.05）。腸道微生物方面，與FF豬相比，BF豬chao1、ace和simpson指數(shù)以及Actinobacteria、Bacteroidetes、Lactobacillus、Clostridium_XlVa、Streptococcus、Oscillibacter和Megasphaera相對豐度顯著升高（Plt;0.05），而shannon指數(shù)以及Clostridium_sensu_stricto、Turicibacter、Terrisporobacter和Mogibacterium相對豐度顯著降低（Plt;0.05）。并且，與FF豬相比，BF豬豐度下調(diào)的差異微生物富集于氨基酸代謝、輔助因子與維生素代謝、脂質(zhì)代謝及核苷酸代謝（Plt;0.05），BF豬豐度上調(diào)的差異微生物富集于碳水化合物代謝、聚糖生物合成與代謝及異種生物降解與代謝（Plt;0.05）。差異代謝物主要參與氨基酸代謝，比如組氨酸代謝、精氨酸和脯氨酸代謝以及色氨酸代謝，其次是嘧啶代謝和促乳素信號通路（Plt;0.05）。此外，屬水平豐度top 8的微生物絕大多數(shù)與特定代謝物之間均呈現(xiàn)顯著相關(guān)（Plt;0.05）。綜上所述，母乳在提高有益菌豐度和促進氨基酸代謝方面具有積極的作用，結(jié)果將為與仔豬哺乳方式相關(guān)的一些風(fēng)險和益處提供可能的解釋，并將為仔豬配方奶的開發(fā)提供理論指導(dǎo)。

關(guān)鍵詞： 豬；母乳；配方奶；腸道；微生物；代謝物

中圖分類號：S828.4

文獻標(biāo)志碼：A

文章編號：0366-6964（2024）11-5147-12

收稿日期：2024-02-27

基金項目：重慶市自然科學(xué)基金（cstc2019jcyjmsxm2342）；西南大學(xué)創(chuàng)新創(chuàng)業(yè)訓(xùn)練項目（S202310635355）

作者簡介：李常營（1983-），男，山東棗莊人，講師，博士，主要從事畜禽腸道微生物研究，E-mail： licy1983@163.com

*通信作者： 章 杰，主要從事畜禽腸道微生物研究，E-mail： zhangjie813@163.com；袁巖聰，主要從事畜禽腸道微生物研究，E-mail： y1400510152@163.com

Effect of Feeding Regimes on Growth， Serum Biochemistry， Gut Microbiota and Their Metabolites of Pigs

LI" Changying1， XU" Lanmeng1， HUANG" Yuzhi1， HE" Hang2， WAN" Kun1， YUAN" Yancong1，3*， ZHANG

Jie1*

（1.College of Animal Science and Technology， Southwest University， Chongqing 402460，" China;

2.College of Animal Science and Technology， Chongqing Three Gorges Vocational College， Chongqing

404155，" China;

3.Tangrenshen Group Ramp;D Center， Zhuzhou 412007，" China）

Abstract：" The aim of this study was to elucidate the differences in gut microecology of pigs induced by breast milk and formula. In this study， 12 healthy 1-day-old female Rongchang piglets with similar body weight were randomly divided into two groups （BF： breast-fed; FF： formula-fed）， with 6 piglets in each group. After weaning at 30 days of age， piglets were continued feeding until 210 days of age. Body weight and serum biochemical indicators were determined， and the composition of cecal microbiota and metabolites were detected by 16S rRNA sequencing and LC-MS technology. The results showed that the average daily weight gain， serum alanine aminotransferase， glutamyl aminotransferase， alkaline phosphatase， albumin， total cholesterol， high-density lipoprotein， low-density lipoprotein levels， and albumin/globulin ratio were significantly higher （Plt;0.05）， while creatinine levels and aspartate transaminase/glutamic pyruvic transaminase ratio were significantly lower in BF pigs compared with FF pigs （Plt;0.05）. Regarding gut microbiota， compared to FF pigs， BF pigs had significantly higher chao1， ace， and simpson indices as well as significantly higher Actinobacteria， Bacteroidetes， Lactobacillus， Clostrium_XlVa， Streptococcus， Oscillibacter and Megasphaera （Plt;0.05） in relative abundance， while the shannon index as well as the relative abundance of Clostridium_sensu_stricto， Turicibacter， Terrisporobacter and Mogibacterium were significantly lower （Plt;0.05）. Moreover， compared with FF pigs， the differential microbiota with down-regulated abundance were enriched in amino acid metabolism， cofactor and vitamin metabolism， lipid metabolism， and nucleotide metabolism in BF pigs （Plt;0.05）， and the differential microbiota with up-regulated abundance were enriched in carbohydrate metabolism， glycan biosynthesis and metabolism， and xenobiotic degradation and metabolism in BF pigs （Plt;0.05）. Differential metabolites were mainly involved in amino acid metabolism， such as histidine metabolism， arginine and proline metabolism， and tryptophan metabolism， followed by pyrimidine metabolism and prolactin signaling pathways （Plt;0.05）. In addition， most microbiota with genus level abundance top 8 showed significant correlation with specific metabolites （Plt;0.05）. In summary， the breast milk has a positive effect on increasing the abundance of beneficial bacteria and promoting amino acid metabolism. The results will provide possible explanations for some of the risks and benefits associated with piglet lactation practices， and will support theoretical guidance for the development of piglet formula.

Key words： pigs; breast milk; formula milk; gut; microbiota; metabolite

*Corresponding authors： ZHANG Jie，E-mail： zhangjie813@163.com；YUAN Yancong，E-mail： y1400510152@163.com

仔豬的免疫系統(tǒng)發(fā)育不成熟，主要依靠母乳提供的被動免疫來預(yù)防各種疾病。母乳富含各類免疫細胞，比如中性粒細胞、巨噬細胞、淋巴細胞和嗜酸粒細胞，其中T淋巴細胞對仔豬免疫能力的形成具有重要作用，并能通過吞噬作用直接對抗病原體。母乳作為仔豬最理想的食物，既能很好地滿足機體對營養(yǎng)和免疫的需要，又能使仔豬從味覺上得到滿足。同時，母乳中含有的生物活性成分可以調(diào)節(jié)仔豬的消化道微環(huán)境，促進仔豬的主動免疫能力［1-2］，從而影響胃腸道、免疫系統(tǒng)和大腦等的早期發(fā)育。因此，母乳對仔豬的存活率、后續(xù)生長發(fā)育、機體健康和福利等方面至關(guān)重要。隨著集約化養(yǎng)豬業(yè)的快速發(fā)展，產(chǎn)后母豬泌乳量的不足使仔豬難以獲得足夠的母乳，導(dǎo)致仔豬營養(yǎng)不良、生長緩慢，甚至死亡。為解決此問題，利用商業(yè)配方奶作為母乳的補充或替代品來飼喂仔豬已成為現(xiàn)代養(yǎng)豬業(yè)的重要手段之一?，F(xiàn)有研究證實，哺乳方式（母乳喂養(yǎng)：BF；配方喂養(yǎng)：FF）的差異對后代會造成不同的影響，比如BF與FF相比，前者提高了仔兔存活率［3］和仔豬空腸重量、密度以及腸道絨毛高度［4］，而后者則提高了豚鼠、兔子和大鼠的腸道通透性［5-7］。此外，哺乳方式對機體免疫性能及疾病的發(fā)生也有明顯影響。Dewey等［8］研究指出，BF與FF嬰兒相比，其腹瀉減少了一半。

哺乳期是腸道微生物定植的關(guān)鍵時期，飲食作為驅(qū)動腸道微生物形成的重要因素之一，其中哺乳方式的不同則引起仔豬盲腸微生物的差異。Poroyko等［9］對21日齡仔豬的研究指出，BF富含Prevotella，F(xiàn)F富含Bacteroides，且兩者參與氨基酸代謝（如精氨酸代謝）和氧化應(yīng)激反應(yīng)相關(guān)的酶豐度存在差異。Zhang等［10］研究顯示，30日齡的BF與FF斷奶仔豬相比，前者具有較低的多樣性，富含Lactobacillales和Spirochaetales，后者富含Erysipelotrichales，且兩者的碳水化合物和氨基酸代謝通路顯著不同。然而，哺乳方式的差異是否對后期生長及腸道微生態(tài)有影響目前還未知。因此，本研究比較了BF和FF對210日齡榮昌豬腸道微生物及其代謝物的影響，為闡明哺乳方式不同造成的后續(xù)生長發(fā)育差異提供可能的解釋，并為仔豬配方奶的開發(fā)提供理論指導(dǎo)。

1 材料與方法

1.1 試驗動物

試驗選用6頭健康的榮昌后備母豬，人工授精受孕后按常規(guī)程序進行飼養(yǎng)，從其自然分娩的仔豬中隨機選取12頭健康、體重基本一致（0.96±0.06 kg）的1日齡雌性仔豬，出生后48 h內(nèi)獲得初乳，隨機分為兩組（n=6）。BF組與母豬一起飼養(yǎng)并獲得母乳；FF組與母豬分開，從自動喂奶器獲得專門為仔豬配制的一種以牛奶為基礎(chǔ)的商業(yè)代乳粉，其具體營養(yǎng)成分見表1。代乳粉與溫水（約40℃）按1∶6的比例混合均勻，每天在6：00至21：00之間飼喂15次（1次·h-1）。所有仔豬均被飼養(yǎng)在相同環(huán)境條件下（溫度：31.5℃±2.45℃；相對濕度：65.16%±3.93%），自由飲水，不飼喂任何固體食物，按正常免疫程序要求接種疫苗。30日齡斷奶后繼續(xù)在相同環(huán)境條件（溫度、濕度和光照等）及管理模式（人員、飼料等）下飼喂至210日齡，期間自由采食和飲水。

1.2 樣品采集

210日齡時，使用真空采血管（不含抗凝劑）采集前腔靜脈血液15 mL，靜止10 min后3 500 r·min-1常溫離心10 min，取上清液待測。屠宰后，立即采集10 g盲腸內(nèi)容物放入滅菌的離心管中，錫箔紙包裹離心管放入液氮中極速冷凍，隨后于-80℃保存待用。

1.3 指標(biāo)測定

1.3.1 生長性能

仔豬出生后立即稱取初始重（BF：0.96±0.06 kg；FF：0.95±0.06 kg），并于210日齡時對其空腹（禁食12 h）稱取末重（BF：80.23±2.56 kg；FF：71.02±2.92 kg），然后計算平均日增重（ADG）。

1.3.2 血清代謝指標(biāo)

使用全自動生化分析儀測定血清谷丙轉(zhuǎn)氨酶（alanine transaminase， ALT）、谷草轉(zhuǎn)氨酶（aspartate transaminase， AST）、谷氨酰氨基轉(zhuǎn)移酶（glutamyl aminotransferase， GGT）、堿性磷酸酶（alkaline phosphatase， ALP）、總蛋白（total protein， TP）、白蛋白（albumin， ALB）、球蛋白（globulin， GLO）、肌酐（creatinine， CREA）、總膽固醇（total cholesterol， TC）、甘油三酯（triglycerides， TG）、高密度脂蛋白（high-density lipoprotein， HDL）、低密度脂蛋白（low-density lipoprotein， LDL）和葡萄糖（glucose， GLU）水平，并計算AST/ALT和ALB/GLO比值。

1.3.3 腸道微生物

取約200 mg盲腸內(nèi)容物至2 mL滅菌離心管中，利用糞便基因組DNA提取試劑盒提取微生物總DNA。取30 ng質(zhì)檢合格的DNA，配制相應(yīng)的融合引物反應(yīng)體系，并設(shè)置反應(yīng)程序進行PCR擴增16S rRNA V3-V4區(qū)（338F：5′-ACTCCTACGGGAGGCAGCAG-3′；806R：5′-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3′），其中引物338F的5′端帶條形碼標(biāo)記。使用Agencourt AMPure XP磁珠對PCR擴增產(chǎn)物進行純化并溶于Elution Buffer，完成建庫。利用Agilent 2100 Bioanalyzer檢測文庫的片段范圍及濃度，合格的文庫根據(jù)插入片段大小選擇HiSeq平臺進行測序。對原始序列數(shù)據(jù)進行拼接、篩選、質(zhì)控、過濾等一系列處理后，利用軟件USEARCH（v7.0）按照97%序列相似性聚類生成分類操作單元（OTU），通過RDP Classifer（v2.2）軟件將OTU代表序列與數(shù)據(jù)庫Silva比對進行物種注釋，置信度閾值設(shè)置為0.6，然后對注釋結(jié)果進行過濾。

1.3.4 代謝組

精確稱取25 mg盲腸內(nèi)容物至1.5 mL EP管中，加入800 μL預(yù)冷沉淀劑（甲醇：乙腈：純水=2∶2：1）；加入鋼珠研磨4 min，取出鋼珠后冰浴超聲10 min，-20 ℃靜置2 h；離心15 min（25 000×g，4 ℃），取上清液冷凍干燥，加入600 μL 10%甲醇溶液復(fù)溶，冰浴超聲處理10 min，離心15 min（25 000×g，4 ℃），取上清液即代謝物樣本。每個樣本取50 μL混合制成一個質(zhì)量控制樣本。采用ACQUITY UPLC HSS T3 column（100mm×2.1mm， 1.8 μm， Waters， UK）進行色譜分離，柱溫為50℃，流速0.4 mL·min-1，上樣5 μL以梯度程序洗脫：0～2 min，100%流動相A（水和0.1%甲酸）；2～11 min，0～100%流動相B（甲醇和0.1%甲酸）；11～13 min，100%流動相B；13～15 min，0～100%流動相A。然后，利用高分辨串聯(lián)質(zhì)譜Xevo G2-XS QTOF（Waters， UK）將洗脫下來的小分子分別進行正、負離子模式采集。正離子模式下，毛細管和錐孔電壓分別為3.0 kV和40.0 V；負離子模式下，毛細管和錐孔電壓分別為2.0 kV和40.0 V。采用MSE模式進行centroid數(shù)據(jù)采集，一級掃描范圍為50～1 200 u，掃描時間為0.2 s，對所有母離子按照20～40 eV的能量進行碎裂，每3 s對LE信號進行實時質(zhì)量校正。同時，每隔10個樣本采集1次QC樣本，評估儀器狀態(tài)的穩(wěn)定性。得到原始數(shù)據(jù)后，利用軟件Progenesis QI（v2.2）進行峰對齊、峰提取、歸一化、去卷積和化合物鑒定等，并基于QC樣本信息對真實樣本信號進行局部多項式回歸擬合信號校正。

1.4 數(shù)據(jù)分析

使用mothur（v.1.31.2）軟件進行微生物α多樣性分析，包括物種豐富度指數(shù)（chao1和ace）和多樣性指數(shù)（shannon和simpson）；QIIME（v1.80）軟件進行β多樣性分析，計算加權(quán)和非加權(quán)UniFrac距離矩陣，并通過主坐標(biāo)分析（PCoA）進行可視化；PICRUST2（v2.3.0-b）軟件進行菌群功能的預(yù)測。利用metaX軟件對代謝組數(shù)據(jù)進行單變量和多變量分析，包括參數(shù)檢驗和非參數(shù)檢驗、差異表達和PLS-DA分析等。統(tǒng)計分析使用SPSS 22.0（IBM，NY，USA）軟件進行Student’s t-test，以Plt;0.05作為差異顯著性判斷標(biāo)準(zhǔn)。數(shù)據(jù)以“平均值±標(biāo)準(zhǔn)差”表示。

2 結(jié) 果

2.1 哺乳方式對豬體重和血清代謝指標(biāo)的影響

如圖1所示，BF豬ADG、血清ALT、GGT、ALP、ALB、TC、HDL和LDL水平以及ALB/GLO比值均顯著高于FF豬（Plt;0.05），而CREA水平和AST/ALT比值顯著低于FF豬（Plt;0.05）。此外，血清AST、TP、GLO和TG水平在兩者之間差異不顯著（P＞0.05）。

2.2 哺乳方式對豬腸道微生物多樣性的影響

BF和FF豬測序文庫覆蓋率均達到了99.89%，共獲得308 749和335 394條Tag，比對鑒定出748和708個OTUs，其中共享OTU 674個（86.19%），F(xiàn)F和BF豬的特有OTU分別是34和74個（圖2A）。α多樣性分析顯示，BF豬chao1、ace和simpson指數(shù)顯著高于FF豬（Plt;0.05），而shannon指數(shù)顯著低于FF豬（Plt;0.05，圖2B）。加權(quán)與非加權(quán)PCoA分析均顯示，微生物結(jié)構(gòu)均根據(jù)哺乳方式明顯聚類，且組間在第一軸方向上顯著分離（Plt;0.05，圖2C）。

2.3 哺乳方式對豬腸道微生物組成及功能的影響

分類結(jié)果顯示，門水平上，豬腸道微生物主要由Firmicutes（BF： 82.29%；FF：84.21%）、Spirochaetes（BF： 9.15%；FF：8.32%）；Proteobacteria（BF： 1.41%；FF：1.62%）、Actinobacteria（BF： 1.90%；FF：1.54%）和Bacteroidetes（BF： 2.03%；FF：1.29%）等組成（圖3A），其中BF豬Actinobacteria和Bacteroidetes相對豐度顯著高于FF豬（Plt;0.05，圖3B）。屬水平上，豬腸道微生物相對豐度較高的是Treponema、Clostridium_sensu_stricto、Lactobacillus和Clostridium_ⅩⅣa、等（圖3C），其中BF豬Lactobacillus、Clostridium_ⅩⅣa、Streptococcus、Oscillibacter和Megasphaera顯著高于FF豬（Plt;0.05），而Clostridium_sensu_stricto、Turicibacter、Terrisporobacter和Mogibacterium顯著低于FF豬（Plt;0.05，圖3D）。差異微生物功能分析顯示，與BF豬相比，F(xiàn)F豬豐度上調(diào)的微生物富集于氨基酸代謝、輔助因子與維生素代謝、脂質(zhì)代謝及核苷酸代謝（Plt;0.05，圖3E），F(xiàn)F豬豐度下調(diào)的微生物富集于碳水化合物代謝、聚糖生物合成與代謝及異種生物降解與代謝（Plt;0.05，圖3E）。

2.4 哺乳方式對豬腸道代謝組的影響

代謝組分析在正、負離子模式下共鑒定出15 236個離子，過濾低質(zhì)量離子后相對偏差≤30%有14 085個（92.45%），其中一級鑒定2 944個，二級鑒定1 591個（圖4A）。PLS-DA分析清楚地將BF和FF組在第一軸方向上分離（PC1：41.89/47.74；PC2：12.31/6.85，圖4B），并且R2＞0.99（Plt;0.05）、Q2＞0.94（Plt;0.05）。差異分析共篩選出2 944個代謝物（正：1 461個；負：1 483個；圖4C）。進一步分析顯示，差異代謝物根據(jù)哺乳方式很好地聚類（圖4D）。功能分析顯示，差異代謝物主要參與氨基酸代謝，比如組氨酸代謝、精氨酸和脯氨酸代謝、色氨酸代謝，其次是嘧啶代謝和促乳素信號通路（Plt;0.05，圖4E）。

2.5 腸道微生物與代謝物的相關(guān)性

如圖5所示，除了雌二醇與Oscillibacter、5-甲氧基吲哚乙酸鹽與Oscillibacter、Turicibacter和Terrisporobacter不相關(guān)外，屬水平豐度top 8的微生物與特定代謝物之間均呈顯著的相關(guān)性，比如Lactobacillus、Clostridium_ⅩⅣa 與吲哚及其衍生物呈顯著正相關(guān)（Plt;0.05）。

3 討 論

3.1 哺乳方式對豬體重和血清代謝指標(biāo)的影響

母乳是哺乳動物為剛出生子代營養(yǎng)需求所分泌的乳汁，含有機體生長、大腦發(fā)育和免疫系統(tǒng)所需的各種營養(yǎng)成分，與配方奶相比具有明顯優(yōu)勢［11-12］。然而前人研究指出，BF嬰兒的體重增長速度要低于FF［13-15］，這種差異可能是因為BF嬰兒自我調(diào)節(jié)母乳攝食量，導(dǎo)致攝入量低于FF嬰兒，且配方奶含有較高的蛋白質(zhì)和能量［16］。同樣，Zhang等［10］研究指出，30日齡BF與FF豬的體重?zé)o顯著差異，這與前人研究結(jié)果不盡相同，但總體上母乳的優(yōu)勢并未顯現(xiàn)。哺乳期是仔豬腸道結(jié)構(gòu)和功能發(fā)育的關(guān)鍵時期，哺乳方式的不同必然引起腸道形態(tài)結(jié)構(gòu)［4，17］和上皮屏障功能［18-19］的差異，導(dǎo)致消化和吸收能力的不同，進而影響后續(xù)的生長發(fā)育。本研究證實了這點，210日齡BF豬體重顯著高于FF，表明后續(xù)生長發(fā)育的差異是基于哺乳方式對腸道發(fā)育的影響。因此，哺乳方式對后代的影響需要進行長期的跟蹤研究。

血清代謝指標(biāo)與肝代謝和機體健康狀況息息相關(guān)，受到食物、飲食方式、環(huán)境等多種因素影響。ALT是評價肝功能的重要指標(biāo)，當(dāng)肝細胞出現(xiàn)生長、衰老、凋亡或損傷等情況時釋放進入血液，引起血清中的含量升高［20］。本研究中，BF豬血清ALT水平顯著高于FF，主要原因是母乳所含促生長因子使豬具有良好的生長發(fā)育，其基礎(chǔ)則是較高的肝細胞活性。ALB與機體生長發(fā)育密切相關(guān)，反映了蛋白質(zhì)的合成和吸收能力［21］。本試驗中，BF豬ALB水平和ALB/GLO比值顯著高于FF，表明BF豬具有較強的蛋白質(zhì)合成和吸收能力，主要原因是母乳可促進豬腸道形態(tài)的良好發(fā)育。TC、HDL和LDL是評價脂質(zhì)轉(zhuǎn)化效率的重要參數(shù)［22］，不僅受到腸道對食物脂質(zhì)吸收能力的影響，還受到肝對脂質(zhì)代謝的影響。本研究中，BF豬血清TC、HDL和LDL水平顯著高于FF，類似研究也指出，BF嬰兒TC和LDL含量高于FF嬰兒［23］。首先，BF豬發(fā)育完善的腸道對脂質(zhì)的消化吸收能力強，且母乳富含膽固醇和長鏈飽和脂肪酸，而配方奶粉則比較缺乏；其次，母乳可促進肝的發(fā)育，提高其代謝水平，促進脂質(zhì)的合成和分泌。

3.2 哺乳方式對豬腸道微生物多樣性的影響

對于新生仔豬來說，哺乳期是腸道微生物構(gòu)建的關(guān)鍵時期，通常以單一液體形式喂養(yǎng)，如母乳或配方奶粉兌水，其中營養(yǎng)成分的差異則對腸道微生物的定植有很大影響，不僅與腸道發(fā)育、免疫調(diào)節(jié)、能量代謝等密切相關(guān)，甚至影響后續(xù)的生長發(fā)育及健康狀況［24］。本研究中，BF豬腸道微生物多樣性顯著高于FF，且兩者在第一軸上明顯分離，表明哺乳方式是影響豬腸道微生物組成的主要因素，其中BF對腸道微生物多樣性具有積極作用。隨著人們對母乳認識的深入，配方奶粉的基本營養(yǎng)成分及含量與母乳越來越相似，但仍缺乏生物活性成分，這可能是引起腸道微生物多樣性差異的主要原因之一。腸道微生物多樣性高意味著產(chǎn)生酶的種類多，營養(yǎng)物質(zhì)經(jīng)酶作用產(chǎn)生色氨酸、膽汁酸、短鏈脂肪酸等代謝產(chǎn)物抑制病原菌的生長，并維持腸上皮屏障的完整性及促進腸道免疫功能的成熟［25］。Tannock等［26］研究指出，BF健康嬰兒的糞便微生物多樣性在40日齡時低于FF，但在6月齡時顯著增加。早期腸道微生物低多樣性似乎是健康腸道的特征，特定的細菌被選擇來降解母乳中特定的寡糖。

3.3 哺乳方式對豬腸道微生物組成及功能的影響

腸道微生物組成由長期飲食習(xí)慣決定，但短期營養(yǎng)干預(yù)也會迅速影響腸道微生物豐度。本研究中，哺乳方式對豬腸道微生物組成無顯著影響，但其豐度所占比例發(fā)生了變化。Firmicutes和Bacteroidetes的比值（F/B）是反映腸道健康狀況的重要指標(biāo)，與機體代謝能力呈負相關(guān)。本研究中，F(xiàn)F豬F/B（65.28）高于BF（40.53），表明FF可能存在導(dǎo)致豬代謝能力降低的潛在風(fēng)險。Bacteroidetes可經(jīng)分娩過程傳遞給后代，是哺乳期腸道微生物的原始成員，對黏膜免疫系統(tǒng)的發(fā)育具有重要作用和特異性功能［27］。Bacteroidetes豐度對飲食變化高度敏感，與動物蛋白和飽和脂肪飲食有關(guān)，具有特定的碳水化合物酶，專門分解復(fù)雜的植物多糖產(chǎn)生乙酸、丙酸等短鏈脂肪酸，且還可通過吸收外部氨基酸維持細胞結(jié)構(gòu)并作為能量來源［28-29］。本研究中，BF豬Bacteroidetes豐度顯著高于FF，主要與母乳和配方奶粉的蛋白質(zhì)和飽和脂肪酸含量有關(guān)，并且在斷奶后引入固體食物對Bacteroidetes豐度的升高更明顯。此外，屬水平上如有益菌Lactobacillus、Clostridium_ⅩⅣa和Oscillibacter富集于BF豬，而有害菌Mogibacterium和Turicibacter富集于FF豬。Lactobacillus抑制病原菌的增殖，減少促炎細胞因子分泌來改善胃腸道屏障功能，與體重和平均日增重顯著正相關(guān)［30］。Clostridium_ⅩⅣa能通過發(fā)酵不可消化的膳食纖維來產(chǎn)生丁酸，為腸上皮細胞提供營養(yǎng)和能量，并維持腸道黏膜屏障的完整性和功能［31］。Oscillospira能利用葡萄糖酸鹽產(chǎn)生丁酸，并可發(fā)酵復(fù)雜的植物碳水化合物，被列為下一代益生菌的候選者［32］。Mogibacterium是正常的腸道菌，屬于條件致病菌，若大量繁殖并分泌毒素可引發(fā)感染，可能會導(dǎo)致腹瀉、腹痛、發(fā)熱以及偽膜性腸炎等癥狀［33］。Turicibacter是一種促炎菌，通常與腸道疾病相關(guān)。滾輪上奔跑小鼠的糞便Turicibacter豐度較低，而不運動或被逼迫運動的小鼠其Turicibacter豐度較高［34］。

本研究中，BF豬具有較高的碳水化合物代謝、聚糖生物合成與代謝以及異種生物降解能力。眾所周知，腸道微生物代謝產(chǎn)物在與宿主的細胞間通信中發(fā)揮作用，從而影響宿主的代謝［35］。體外研究顯示，母乳上調(diào)細胞轉(zhuǎn)酮酶的表達，從而促進碳水化合物代謝［36-37］。成熟、穩(wěn)定的腸道微生物表現(xiàn)為消化系統(tǒng)聚糖生物合成與代謝、維生素B生物合成能力的升高［38］。此外，BF豬的氨基酸代謝能力降低，意味著氨基酸積累增加，推測主要與BF豬Lactobacillus豐度較高有關(guān)。Lactobacillus是有效的γ-氨基丁酸生產(chǎn)者，γ-氨基丁酸是谷氨酸經(jīng)谷氨酸脫羧酶轉(zhuǎn)化的產(chǎn)物［39］。

3.4 哺乳方式對豬腸道代謝組的影響

研究表明，喂養(yǎng)方式顯著影響宿主腸道微生物組成，并與腸道代謝物密切相關(guān)。本研究中，差異代謝物主要富集于氨基酸代謝，比如色氨酸、精氨酸、脯氨酸和組氨酸代謝。色氨酸是一種大多數(shù)微生物及宿主代謝物生物合成前體所必需的氨基酸，其代謝主要受到腸道微生物的影響，而微生物極易受到飲食的影響，故飲食是影響色氨酸代謝的重要因素之一［40］。色氨酸被腸道微生物分解產(chǎn)生吲哚類物質(zhì)是腸道微生物系統(tǒng)細胞間的主要信號分子，可直接降低病原菌毒力及感染［41］。在斷奶仔豬飼料中添加色氨酸可激活芳香烴受體信號傳導(dǎo)，降低腸道炎癥因子表達，有效改善腸黏膜屏障功能［42］。本研究顯示，BF豬與色氨酸代謝過程相關(guān)的色氨酸、吲哚及5-甲氧基吲哚乙酸酯、乙酰吲哚酚等吲哚衍生物水平高于FF豬，表明母乳可通過調(diào)節(jié)色氨酸及其代謝物水平來改善腸道屏障功能，降低病原菌感染及炎癥因子表達，促進腸道健康。精氨酸和脯氨酸經(jīng)腸道微生物代謝產(chǎn)生的多胺是細胞許多合成和代謝過程高度依賴的物質(zhì)，參與了細胞增殖、存活、氧化應(yīng)激和核酸合成等關(guān)鍵過程，并可刺激細胞間閉合蛋白、密封蛋白、E-鈣黏蛋白等連接蛋白的產(chǎn)生，調(diào)節(jié)細胞間通透性并增強腸上皮屏障功能［43］。對大鼠幼崽的研究顯示，飼料中添加多胺會誘導(dǎo)小腸黏液的增加和分泌性IgA的產(chǎn)生，而多胺缺乏則會引起腸黏膜發(fā)育不全［44］。本研究中，與BF豬相比，F(xiàn)F豬精氨酸和脯氨酸代謝能力的下降可能會下調(diào)多胺類物質(zhì)含量，影響細胞核酸和蛋白質(zhì)合成效率，引起腸道發(fā)育的問題。組氨酸是一種從飲食獲得的必需氨基酸，其水平與部分促炎癥細胞因子（TNF-α、IL-1、IL-6）和炎癥生物標(biāo)志物CRP呈負相關(guān)［45］。Feng等［46］研究也指出，組氨酸水平與肥胖相關(guān)炎癥和氧化應(yīng)激呈負相關(guān)。本研究中，組氨酸代謝過程相關(guān)的代謝物如3-甲基組氨酸、咪唑丙酸和N-乙酰組胺在BF豬上調(diào)，表明BF豬可通過增強組氨酸代謝能力來上調(diào)腸道組氨酸水平，進而降低促炎癥因子的表達。

此外，本研究指出部分差異代謝物富集于嘧啶代謝過程。尿苷是RNA合成所必需的嘧啶核苷，與機體葡萄糖穩(wěn)態(tài)、脂質(zhì)代謝、氨基酸代謝等過程密切相關(guān)。研究表明，母體飲食中補充尿苷可調(diào)節(jié)仔豬細胞因子的分泌和腸黏膜屏障功能，有助于減少腹瀉發(fā)生［47］，并且在仔豬飲食中添加尿苷可刺激斷奶仔豬腸道發(fā)育，促進核苷酸轉(zhuǎn)運，改善生長性能，并調(diào)節(jié)脂質(zhì)代謝和脂肪酸組成［48］。同時，嘧啶代謝導(dǎo)致乳清酸積累會誘導(dǎo)細胞內(nèi)脂質(zhì)積累［49］。Cha等［50］研究指出，飼喂大鼠乳清酸可刺激脂質(zhì)合成，顯著提高TG含量。本研究中，BF豬乳清酸顯著上調(diào)，并且血清TG、TC、HDL和LDL含量也顯著上調(diào)，表明母乳有促進仔豬肝的脂肪合成和分泌能力。最后，乳清酸能被雙歧桿菌有效利用并作為厭氧梭狀芽孢桿菌的氮源，通過NADPH降解為二氫乳清酸，最終分解為天冬氨酸和氨，改善腸道厭氧菌的碳氮平衡［49］。

3.5 腸道微生物與代謝物的關(guān)系

眾所周知，腸道代謝物取決于微生物群的結(jié)構(gòu)與功能。腸道微生物將碳水化合物、蛋白質(zhì)、脂肪等分解為小分子糖類、短鏈脂肪酸、小肽等代謝物參與宿主新陳代謝、免疫調(diào)節(jié)及生長發(fā)育等過程。比如，Lactobacillus能將色氨酸轉(zhuǎn)化為吲哚及吲哚衍生物，參與色氨酸代謝所涉及的催化反應(yīng)，防止病原菌入侵和減少腸道炎癥性疾?。?1］。此外，Lactobacillus和Clostridium還可將吲哚-3-乙酸轉(zhuǎn)化為糞臭素，抑制Salmonella、Shigella和Escherichia等病原菌的生長與繁殖［52］。本研究中，BF豬富集的Lactobacillus、Clostridium_ⅩⅣa 與吲哚及其衍生物呈顯著正相關(guān)。吲哚通過抑制NF-κB通路關(guān)鍵蛋白和下游促炎基因的表達，并促進肝4β-羥基膽固醇相關(guān)基因的表達來預(yù)防LPS誘導(dǎo)的膽固醇代謝異常，進而緩解肝組織炎癥［53］。吲哚-3-乙酸則能通過誘導(dǎo)宿主結(jié)腸L細胞分泌GLP-1來促進胰腺β細胞分泌胰島素，調(diào)節(jié)新陳代謝［54］。同時，吲哚-3-乙酸還能通過增加黏膜黏蛋白（MUC2和MUC4）和杯狀細胞分泌產(chǎn)物（TFF3和RELMβ）來增強腸道黏液屏障［55］。以上表明，母乳可能通過“腸道有益菌-色氨酸代謝-吲哚及其衍生物”的調(diào)節(jié)途徑來緩解炎癥的發(fā)生，維持腸道穩(wěn)態(tài)，以及防止病原菌入侵及抑制病原菌增殖，進而影響豬的生長發(fā)育。

4 結(jié) 論

總之，母乳相較于配方奶，前者具有高豐度的Bacteroides、Bifidobacterium和Lactobacillus等有益菌，且其代謝物顯著富集于色氨酸代謝、組氨酸代謝、精氨酸和脯氨酸代謝以及嘧啶代謝等過程。本研究可能會為豬生產(chǎn)實踐中開發(fā)出更好的、接近于母乳，甚至完全替代母乳的配方奶提供理論指導(dǎo)。

參考文獻（References）：

［1］ ADKINS B，LECLERC C，MARSHALL-CLARKE S.Neonatal adaptive immunity comes of age［J］.Nat Rev Immunol，2004，4（7）：553-564.

［2］ BANDRICK M，ARIZA-NIETO C，BAIDOO S K，et al.Colostral antibody-mediated and cell-mediated immunity contributes to innate and antigen-specific immunity in piglets［J］.Dev Comp Immunol，2014，43（1）：114-120.

［3］ 楊 瑋.不同飼喂方式對初生仔兔腸道菌群及成活率的影響［D］.烏魯木齊市：新疆農(nóng)業(yè)大學(xué)，2021.

YANG W.Effects of different feeding methods on intestinal flora and survival rate of newborn rabbits［D］.Urumqi：Xinjiang Agricultural University，2021.（in Chinese）

［4］ BOUDRY G，MORISE A，SEVE B，et al.Effect of milk formula protein content on intestinal barrier function in a porcine model of LBW neonates［J］.Pediatr Res，2011，69（1）：5-9.

［5］ WEAVER L T，LAKER M F，NELSON R，et al.Milk feeding and changes in intestinal permeability and morphology in the newborn［J］.J Pediatr Gastroenterol Nutr，1987，6（3）：351-358.

［6］ UDALL J N，COLONY P，F(xiàn)RITZE L，et al.Development of gastrointestinal mucosal barrier.II.The effect of natural versus artificial feeding on intestinal permeability to macromolecules［J］.Pediatr Res，1981，15（3）：245-249.

［7］ TEICHBERG S，ISOLAURI E，WAPNIR R A，et al.Development of the neonatal rat small intestinal barrier to nonspecific macromolecular absorption：effect of early weaning to artificial diets［J］.Pediatr Res，1990，28（1）：31-32.

［8］ DEWEY K G，HEINIG M J，NOMMSEN-RIVERS L A.Differences in morbidity between breast-fed and formula-fed infants［J］.J Pediatr，1995，126（5）：696-702.

［9］ POROYKO V，WHITE J R，WANG M，et al.Gut microbial gene expression in mother-fed and formula-fed piglets［J］.PLoS One，2010，5（8）：e12459.

［10］ ZHANG J，LONG X，LIAO Q F，et al.Distinct gut microbiome induced by different feeding regimes in weaned piglets［J］.Genes （Basel），2022，14（1）：49.

［11］ LAWRENCE R M，PANE C A.Human breast milk：current concepts of immunology and infectious diseases［J］.Curr Probl Pediatr Adolesc Health Care，2007，37（1）：7-36.

［12］ PARAMASIVAM K，MICHIE C，OPARA E，et al.Human breast milk immunology：a review［J］.Int J Fertil Womens Med，2006，51（5）：208-217.

［13］ DEWEY K G，HEINIG M J，NOMMSEN L A，et al.Breast-fed infants are leaner than formula-fed infants at 1 y of age：the DARLING study［J］.Am J Clin Nutr，1993，57（2）：140-145.

［14］ RENDINA D N，LUBACH G R，PHILLIPS G J，et al.Maternal and breast milk influences on the infant gut microbiome，enteric health and growth outcomes of rhesus monkeys［J］.J Pediatr Gastroenterol Nutr，2019，69（3）：363-369.

［15］ HEINIG M J，NOMMSEN L A，PEERSON J M，et al.Energy and protein intakes of breast-fed and formula-fed infants during the first year of life and their association with growth velocity：the DARLING Study［J］.Am J Clin Nutr，1993，58（2）：152-161.

［16］ LE HUROU-LURON I，BLAT S，BOUDRY G.Breast-v. formula-feeding：impacts on the digestive tract and immediate and long-term health effects［J］.Nutr Res Rev，2010，23（1）：23-36.

［17］ ZABIELSKI R，GODLEWSKI M M，GUILLOTEAU P.Control of development of gastrointestinal system in neonates［J］.J Physiol Pharmacol，2008，59 Suppl 1：35-54.

［18］ CATASSI C，BONUCCI A，COPPA G V，et al.Intestinal permeability.Changes during the first month：effect of natural versus artificial feeding［J］.J Pediatr Gastroenterol Nutr，1995，21（4）：383-386.

［19］ TAYLOR S N，BASILE L A，EBELING M，et al.Intestinal permeability in preterm infants by feeding type：mother’s milk versus formula［J］.Breastfeed Med，2009，4（1）：11-15.

［20］ CAMPBELL T W.Chemical chemistry of mammals：laboratory animals and miscellaneous species［M］.USA：In Veterinary Hematology and Clinical Chemistry，2012：571-581.

［21］ KIM J S，INGALE S L，LEE S H，et al.Effects of energy levels of diet and β-mannanase supplementation on growth performance，apparent total tract digestibility and blood metabolites in growing pigs［J］.Anim Feed Sci Technol，2013，186（1-2）：64-70.

［22］ FUJITA H，OKADA T，INAMI I，et al.Low-density lipoprotein profile changes during the neonatal period［J］.J Perinatol，2008，28（5）：335-340.

［23］ OWEN C G，WHINCUP P H，KAYE S J，et al.Does initial breastfeeding lead to lower blood cholesterol in adult life？A quantitative review of the evidence［J］.Am J Clin Nutr，2008，88（2）：305-314.

［24］ RENZ H，BRANDTZAEG P，HORNEF M.The impact of perinatal immune development on mucosal homeostasis and chronic inflammation［J］.Nat Rev Immunol，2012，12（1）：9-23.

［25］ TAKIISHI T，F(xiàn)ENERO C I M，CAMARA N O S.Intestinal barrier and gut microbiota：shaping our immune responses throughout life［J］.Tissue Barriers，2017，5（4）：e1373208.

［26］ TANNOCK G W，LAWLEY B，MUNRO K，et al.Comparison of the compositions of the stool microbiotas of infants fed goat milk formula，cow milk-based formula，or breast milk［J］.Appl Environ Microbiol，2013，79（9）：3040-3048.

［27］ REID G.When microbe meets human［J］.Clin Infect Dis，2004，39（6）：827-830.

［28］ GORVITOVSKAIA A，HOLMES S P，HUSE S M.Interpreting prevotella and bacteroides as biomarkers of diet and lifestyle［J］.Microbiome，2016，4：15.

［29］ KOENIG J E，SPOR A，SCALFONE N，et al.Succession of microbial consortia in the developing infant gut microbiome［J］.Proc Natl Acad Sci U S A，2010，108（S1）：4578-4585.

［30］ OH J K，CHAE J P，PAJARILLO E A B，et al.Association between the body weight of growing pigs and the functional capacity of their gut microbiota［J］.Anim Sci J，2020，91（1）：e13418.

［31］ ZHU Z M，ZHU L Y，JIANG L.Dynamic regulation of gut Clostridium-derived short-chain fatty acids［J］.Trends Biotechnol，2022，40（3）：266-270.

［32］ KONIKOFF T，GOPHNA U.Oscillospira：a central，enigmatic component of the human gut microbiota［J］.Trends Microbiol，2016，24（7）：523-524.

［33］ CZEPIEL J，DRZ·DZ· M，PITUCH H，et al.Clostridium difficile infection：review［J］.Eur J Clin Microbiol Infect Dis，2019，38（7）：1211-1221.

［34］ WOODS J A，ALLEN J M，MILLER M E B，et al.Exercise alters the gut microbiome and microbial metabolites：implications for colorectal cancer and inflammatory bowel disease［J］.Brain Behav Immun，2015，49 Suppl：e7.

［35］ CANI P D，VAN HUL M，LEFORT C，et al.Microbial regulation of organismal energy homeostasis［J］.Nat Metab，2019，1（1）：34-46.

［36］ GONZALEZ R，KLAASSENS E S，MALINEN E，et al.Differential transcriptional response of Bifidobacterium longum to human milk，formula milk，and galactooligosaccharide［J］.Appl Environ Microbiol，2008，74（15）：4686-4694.

［37］ EIDELS L，OSBORN M J.Lipopolysaccharide and aldoheptose biosynthesis in transketolase mutants of Salmonella typhimurium［J］.Proc Natl Acad Sci U S A，1971，68（8）：1673-1677.

［38］ HU J，NIE Y F，CHEN J W，et al.Gradual changes of gut microbiota in weaned miniature piglets［J］.Front Microbiol，2016，7：1727.

［39］ BARRETT E，ROSS R P，O’TOOLE P W，et al.γ-aminobutyric acid production by culturable bacteria from the human intestine［J］.J Appl Microbiol，2012，113（2）：411-417.

［40］ ALKHALAF L M，RYAN K S.Biosynthetic manipulation of tryptophan in bacteria：pathways and mechanisms［J］.Chem Biol，2015，22（3）：317-328.

［41］ LEE J H，WOOD T K，LEE J.Roles of indole as an interspecies and interkingdom signaling molecule［J］.Trends Microbiol，2015，23（11）：707-718.

［42］ LIANG H W，DAI Z L，LIU N，et al.Dietary L-tryptophan modulates the structural and functional composition of the intestinal microbiome in weaned piglets［J］.Front Microbiol，2018，9：1736.

［43］ GERNER E W，MEYSKENS JR F L.Polyamines and cancer：old molecules，new understanding［J］.Nat Rev Cancer，2004，4（10）：781-792.

［44］ BUTS J P，DE KEYSER N，KOLANOWSKI J，et al.Maturation of villus and crypt cell functions in rat small intestine：role of dietary polyamines［J］.Dig Dis Sci，1993，38（6）：1091-1098.

［45］ MORO J，TOM D，SCHMIDELY P，et al.Histidine：a systematic review on metabolism and physiological effects in human and different animal species［J］.Nutrients，2020，12（5）：1414.

［46］ FENG R N，NIU Y C，SUN X W，et al.Histidine supplementation improves insulin resistance through suppressed inflammation in obese women with the metabolic syndrome：a randomised controlled trial［J］.Diabetologia，2013，56（5）：985-994.

［47］ WU X，GAO L M，LIU Y L，et al.Maternal dietary uridine supplementation reduces diarrhea incidence in piglets by regulating the intestinal mucosal barrier and cytokine profiles［J］.J Sci Food Agric，2020，100（9）：3709-3718.

［48］ XIE C Y，WANG Q H，LI G Y，et al.Dietary supplement with nucleotides in the form of uridine monophosphate or uridine stimulate intestinal development and promote nucleotide transport in weaned piglets［J］.J Sci Food Agric，2019，99（13）：6108-6113.

［49］ LFFLER M，CARREY E A，ZAMEITAT E.Orotic acid，more than just an intermediate of pyrimidine de novo synthesis［J］.J Genet Genomics，2015，42（5）：207-219.

［50］ CHA J Y，MAMEDA Y，YAMAMOTO K，et al.Association between hepatic triacylglycerol accumulation induced by administering orotic acid and enhanced phosphatidate phosphohydrolase activity in rats［J］.Biosci Biotechnol Biochem，1998，62（3）：508-513.

［51］ ZELANTE T，IANNITTI R G，CUNHA C，et al.Tryptophan catabolites from microbiota engage aryl hydrocarbon receptor and balance mucosal reactivity via interleukin-22［J］.Immunity，2013，39（2）：372-385.

［52］ COOK K L，ROTHROCK JR M J，LOUGHRIN J H，et al.Characterization of skatole-producing microbial populations in enriched swine lagoon slurry［J］.FEMS Microbiol Ecol，2007，60（2）：329-340.

［53］ BEAUMONT M，NEYRINCK A M，OLIVARES M，et al.The gut microbiota metabolite indole alleviates liver inflammation in mice［J］.FASEB J，2018，32（12）：6681-6693.

［54］ HENDRIKX T，SCHNABL B.Indoles：metabolites produced by intestinal bacteria capable of controlling liver disease manifestation［J］.J Intern Med，2019，286（1）：32-40.

［55］ LI J J，ZHANG L，WU T，et al.Indole-3-propionic acid improved the intestinal barrier by enhancing epithelial barrier and mucus barrier［J］.J Agric Food Chem，2021，69（5）：1487-1495.

（編輯 范子娟）