連潔,楊宇
(哈爾濱醫(yī)科大學附屬第二醫(yī)院腫瘤內科,哈爾濱 150001)
近年來,惡性腫瘤的發(fā)病率和死亡率呈逐年上升的趨勢,成為威脅人類生命的重要原因之一。由于大多數晚期惡性腫瘤具有難以治愈的特點,臨床治療目標為改善生活質量、延緩腫瘤進展以及延長生存時間?!熬S持治療”理念的提出正是契合了這樣的診療現狀和需要。2003年美國臨床腫瘤學會指南中指出,一線誘導化療方案不宜>6個周期。6個周期后繼續(xù)使用該方案不但不能延長患者生存時間,反而易造成毒性積累以及生存質量的下降[1]。因此,行一線治療4~6周期后達到最大緩解療效但仍不能行手術切除的患者,將進入維持治療階段,直至疾病出現復發(fā)及進展時再行二線治療。如果能及時評價維持治療療效,就能針對患者選擇最優(yōu)治療方案,以延長患者生存期。但如何精準確定終止維持治療的時機目前尚無統(tǒng)一標準,臨床上通常使用腫瘤標志物、影像學檢查及患者臨床表現來評估腫瘤進展,進而更換二線治療方案。及早預測及判斷維持治療期間疾病進展,及時更換治療方案,對于延長晚期腫瘤患者生存期有重要意義。
近年來,循環(huán)腫瘤細胞(circulating tumor cells,CTC)以其良好的敏感性、特異性、創(chuàng)傷小、取材方便及可重復性,受到臨床醫(yī)師的青睞。CTC是指由實體瘤或轉移灶脫落進入血液循環(huán)的腫瘤細胞,是腫瘤患者出現術后復發(fā)和遠處轉移的重要原因[2]。CTC在腫瘤診斷、病程分期、預測疾病進展及評估化療療效等方面的作用已經得到驗證。那么維持治療期間使用CTC檢測,是否可以更早地預測及判斷疾病進展,從而精準確定開始二線治療的時機?本文就此問題作以下綜述。
CTC主要有2大類分離技術,分別是形態(tài)學方法和抗原抗體方法。形態(tài)學方法分為過濾法和梯度離心法。過濾法的原理是根據腫瘤細胞的體積大于白細胞體積分離CTC。梯度離心法是根據腫瘤細胞與白細胞密度不同,通過梯度離心分離CTC??乖贵w方法分為陽性捕獲法(免疫磁性分離)、陰性富集法(免疫磁性分離)以及負向篩選法。陽性捕獲法的原理是采用抗上皮細胞黏附分子(epithelial cell adhesion molecule,EpCAM)結合免疫磁珠捕獲EpCAM陽性CTC。陰性富集法的原理是利用CD45磁珠抗體吸附白細胞,在磁場作用下去除白細胞,CTC被富集沉淀。負向篩選是基于免疫磁珠技術的富集原理,采用去除血液中腫瘤細胞之外的其他干擾成分(紅細胞、白細胞、血漿蛋白等)的實驗方法,達到富集CTC目的。此方法不依賴于腫瘤細胞大小及特異性抗原,所有種類的CTC、循環(huán)腫瘤微栓子(circulating tumour microemboli,CTM)等異常細胞都會被富集,是一種理想的CTC富集技術,異常細胞回收率高,可去除>99.99%的白細胞,腫瘤細胞回收率>80%,為進一步鑒定提供技術保障。
CTC的檢測方法主要有實時熒光定量PCR[3]方法、微型芯片技術[4]和單細胞測序技術。其中單細胞測序技術為第3代檢測技術。第3代測序技術不需要PCR擴增即可直接對單個分子進行測序;樣品制備簡單,測序成本進一步降低;可直接讀取RNA的序列和包括甲基化在內的DNA修飾。這些優(yōu)勢可大大改善臨床基因測序的成本、速度和質量等。Leung等[5]研究發(fā)現,1例患者通過單細胞測序發(fā)現腫瘤細胞在肝轉移前出現大量突變,而且肝轉移病灶惡性程度很高。在另一例患者的CTC和單細胞測序結果中,發(fā)現腫瘤細胞具有多克隆的種子,其中肝轉移的2個克隆細胞與原發(fā)灶基因圖譜完全不同,單個細胞的數據亦揭示了獨立的腫瘤基因譜系;另外,數據還揭示了2例結直腸癌(colorectal cancer,CRC)患者轉移的晚期傳播模型,但當前CTC在檢測方法上仍存在一定不足,需要更多大型的前瞻性試驗研究。
受限于CTC的提取方法,以往的研究認為,只有晚期腫瘤患者才可以檢測CTC。Jin等[6]在早期肺腺癌患者血液中檢測到了CTC的存在,Chen等[7]亦研究了CTC對肺癌早期診斷的意義。
在腫瘤細胞中,Ki67指數是細胞增殖的生物標志物。有研究認為,CTC計數和Ki67指數具有潛在診斷CRC的價值。Yang等[8]在2017年研究中共納入105例CRC手術患者,分別進行CTC計數和Ki67的表達免疫組織化學檢查。結果發(fā)現,CTC計數和Ki67指數可作為CRC診斷的生物標志物,且獨立于患者的性別、年齡、腫瘤大小和部位及腫瘤進展。有趣的是,Ki67指數被證明與腫瘤分化呈負相關。此外,CTC計數亦可作為CRC一種轉移性相關的生物標志物,獨立于Ki67指數。因此,使用CTC可對易感人群進行篩查,從而及早發(fā)現腫瘤的存在,以達到早期診斷、早期治療的目的。
CTC高表達于部分腫瘤分期較早的腫瘤患者外周血中,可導致腫瘤的快速轉移和復發(fā),且CTC數值與腫瘤分期相關[9]。Sastre等[10]將每7.5 ml 外周血中≥2個CTC定為陽性,通過檢測外周血中CTC的數量,發(fā)現CTC陽性率與結腸癌分期相關。
CTC可用于檢測腫瘤治療相關的基因突變或蛋白,獲取患者基因信息,從而指導患者個體化治療[11]。隨著基因檢測技術迅速發(fā)展,人們發(fā)現針對靶向基因的藥物可獲得很好的療效。Maheswaran等[11]在接受吉非替尼治療的非小細胞肺癌患者CTC中,檢測到表皮生長因子受體(epidermal growth factor receptor,EGFR)T790M突變,且結果與腫瘤組織檢測保持一致。He等[12]分別檢測了CTC、循環(huán)腫瘤DNA(circulating tumor DNA,CTDNA)以及組織活檢中EGFR突變的情況,得到95%的一致率。可見在難以獲得病理標本的患者中,可考慮利用CTC檢測替代組織活檢判斷患者基因突變情況。但受限于CTC分離等技術上的難題,目前臨床上仍未廣泛應用CTC來指導靶向治療。
CTC是一種反應腫瘤負荷的獨立指標。研究顯示,觀察患者治療前及治療過程中外周血CTC數目的變化,有助于評估腫瘤進展及藥物治療療效。有研究發(fā)現[13],在非轉移性三陰性乳腺癌患者中,每7.5 ml血液中CTC>2個的患者無進展生存期和總生存期較CTC<2個者短。Rahbari等[14]研究發(fā)現,CRC患者的預后與CTC數量有關。CTC數量越多,患者5年生存率越低,預后越差。另有研究表明,檢測CTC可預測轉移性前列腺癌的總生存期以及多西他賽的治療效果[15]。因此,檢測CTC的數量多少并記錄化療前后的數量變化,可反映腫瘤的預后及化療療效。
維持治療作為由一線到二線的過渡治療,其益處已經得到廣泛的認可。維持治療的停藥指征為出現疾病進展或不可耐受的不良反應。盡早發(fā)現維持治療期間的疾病進展以便調整治療方案,可改善并延緩病情進展。臨床醫(yī)師大多利用腫瘤標志物、影像學檢查的實體瘤療效評價標準(1.1版)[16]及患者臨床表現來評估腫瘤進展,以判斷終止維持治療的時機。這種方法有一定局限性。(1)腫瘤標志物只能用于協(xié)助判斷;(2)局部的影像學檢查不能完全判斷全身情況;(3)臨床表現有極大的主觀性。因而使用以上方法不能及時地反映腫瘤進展。在這種情況下,是否會錯誤判斷維持治療的終點,從而延誤開始二線化療的時機呢?研究者開始嘗試其他檢測腫瘤進展的方法。近年來研究發(fā)現CTC可以比影像學檢查更早發(fā)現化療過程中出現的疾病進展[17]。
研究者針對人EGFR2陰性的胃癌患者,制定了貝伐單抗、卡培他濱、奧沙利鉑及多西他賽聯合治療6周期后,再用卡培他濱聯合貝伐單抗維持治療的方案。其結果為,CTC陽性(CTC≥2個)患者無進展生存期 7.9個月,CTC陰性患者14.4個月;總生存期分別為10.2個月和21.5個月[18]。另有研究者對Ⅳ期黑色素瘤使用生物化學治療(順鉑、達卡巴嗪、長春新堿、干擾素、粒細胞-巨噬細胞集落刺激因子)及生物化學維持治療(白細胞介素-2和粒細胞-巨噬細胞集落刺激因子),并應用CTC判斷療效[19]。以上2項試驗證實了使用CTC判斷維持治療療效的可行性。
總之,在維持治療期間盡早發(fā)現疾病進展,及早使用二線化療,可提高患者生存期。如前文所述,CTC檢測作為腫瘤患者化療療效的動態(tài)監(jiān)測手段已經為人們認可。盡管還沒有試驗直接驗證CTC檢測在維持治療中的應用,但是基于CTC在判斷化療療效、預測疾病進展等方面的優(yōu)勢,考慮利用CTC檢測比現有檢測方法能更早、更準確地判斷終止維持治療并開始二線治療的時機。這一點有待更多臨床研究的證實。
【參考文獻】
[1] Westeel V, Quoix E, Moro-Sibilot D,etal. Randomized study of maintenance vinorelbine in responders with advanced non-small-cell lung cancer[J]. J Natl Cancer Inst, 2005, 97(7): 499-506. DOI: 10.1093/jnci/dji096.
[2] Cheung KJ, Ewald AJ. A collective route to metastasis: seeding by tumor cell clusters[J]. Science, 2016, 352(6282): 167-169. DOI: 10.1126/science.aaf6546.
[3] Guo M, Li X, Zhang S,etal. Real-time quantitative RT-PCR detection of circulating tumor cells from breast cancer patients[J].Int J Oncol, 2015, 46(1): 281-289. DOI: 10.3892/ijo.2014.2732.
[4] Chen J, Li J, Sun Y. Microfluidic approaches for cancer cell detection, characterization and separation[J].Lab Chip, 2012, 12(10): 1753-1767. DOI: 10.1039/c2lc21273k.
[5] Leung ML, Davis A, Gao R,etal. Single-cell DNA sequencing reveals a late-dissemination model in metastatic colorectal cancer[J]. Genome Res, 2017, 27(8): 1287-1299. DOI: 10.1101/gr.209973.116.
[6] Jin XR, Zhu LY, Qian K,etal. Circulating tumor cells in early stage lung adenocarcinoma: a case series report and literature review[J]. Oncotarget, 2017, 8(14): 23130-23141. DOI: 10.18632/oncotarget.15506.
[7] Chen YY, Xu GB. Effect of circulating tumor cells combined with negative enrichment and CD45-FISH identification in diagnosis, therapy monitoring and prognosis of primary lung cancer[J]. Med Oncol, 2014, 31(12): 240-240. DOI: 10.1007/s12032-014-0240-0.
[8] Yang Y, Li J, Jin L,etal. Independent correlation between Ki67 index and circulating tumor cells in the diagnosis of colorectal cancer[J]. Anticancer Res, 2017, 37(8): 4693-4700. DOI: 10.21873/anticanres.11874.
[9] Hou JM, Greystoke A, Lancashire L. Evaluation of circulating tumor cells and serological cell death biomarkers in small cell lung cancer patients undergoing chemotherapy[J]. Am J Pathol, 2009, 175(2): 808-816. DOI: 10.2353/ajpath.2009.090078.
[10] Sastre J, Maestro ML, Puente J,etal. Circulating tumor cells in colorectal cancer: correlation with clinical and pathological variables[J]. Ann Oncol, 2008, 19(5): 935-938. DOI: 10.1093/annonc/mdm583.
[11] Maheswaran S, Sequist LV, Nagrath S,etal. Detection of mutations in EGFR in circulating lung-cancer cells[J]. N Engl J Med, 2008, 359(4): 366-377. DOI: 10.1056/NEJMoa0800668.
[12] He J, Tan W, Ma J. Circulating tumor cells and DNA for real-time EGFR detection and monitoring of non-small-cell lung cancer[J]. Future Oncol, 2017, 13(9): 787-797. DOI: 10.2217/fon-2016-0427.
[13] Karhade M, Hall C, Mishra P,etal. Circulating tumor cells in non-metastatic triple-negative breast cancer[J].Breast Cancer Res Treat, 2014, 147(2): 325-333. DOI: 10.1007/s10549-014-3103-7.
[14] Rahbari NN, Aigner M, Thorlund K,etal. Meta-analysis shows that detection of circulating tumor cells indicates poor prognosis in patients with colorectal cancer[J]. Gastroenterology, 2010, 138(5): 1714-1726. DOI: 10.1053/j.gastro.2010.01.008.
[15] Chang K, Kong YY, Dai B,etal. Combination of circulating tumor cell enumeration and tumor marker detection in predicting prognosis and treatment effect in metastatic castration-resistant prostate cancer[J]. Oncotarget, 2015, 6(39): 41825-41836. DOI: 10.18632/oncotarget.6167.
[16] Eisenhauer EA, Therasse P, Bogaerts J,etal. New response evaluation criteria in solid tumours: revised RECIST guideline (version 1.1)[J]. Eur J Cancer, 2009, 45(2): 228-247.
[17] Souza E Silva V, Chinen LT, Abdallah EA,etal. Early detection of poor outcome in patients with metastatic colorectal cancer: tumor kinetics evaluated by circulating tumor cells[J]. Onco Targets Ther, 2016, 9: 7503-7513. DOI: 10.2147/OTT.S115268.
[18] Meulendijks D, de Groot JW, Los M,etal. Bevacizumab combined with docetaxel, oxaliplatin, and capecitabine, followed by maintenance with capecitabine and bevacizumab, as first-line treatment of patients with advanced HER2-negative gastric cancer: a multicenter phase 2 study[J]. Cancer, 2016, 122(9): 1434-1443. DOI: 10.1002/cncr.29864.
[19] Koyanagi K, O′Day SJ, Boasberg P,etal. Serial monitoring of circulating tumor cells predicts outcome of induction biochemo-therapy plus maintenance biotherapy for metastatic melanoma[J]. Clin Cancer Res, 2010, 16(8): 2402-2408. DOI: 10.1158/1078-0432.CCR-10-0037.