干細(xì)胞治療急性呼吸窘迫綜合征的研究進(jìn)展

顏佳揚(yáng)，馮 耘，瞿介明

上海交通大學(xué)醫(yī)學(xué)院附屬瑞金醫(yī)院呼吸和危重癥醫(yī)學(xué)科，上海200025

急性呼吸窘迫綜合征（acute respiratory distress syndrome，ARDS）是常見的呼吸系統(tǒng)危重癥，主要臨床表現(xiàn)為呼吸困難和難治性低氧血癥。影像學(xué)檢查顯示雙肺片狀或不對稱浸潤。病理檢查可見彌漫性肺泡損傷，尤其是微血管內(nèi)皮細(xì)胞和肺泡上皮細(xì)胞廣泛受損，即肺泡毛細(xì)血管屏障通透性增強(qiáng)，出現(xiàn)肺泡腔內(nèi)炎癥細(xì)胞和紅細(xì)胞大量聚集、透明膜形成以及富含蛋白質(zhì)的水腫液蓄積［1］。引起ARDS 的因素非常多，如膿毒血癥、多發(fā)性創(chuàng)傷、大量輸血、吸入性肺炎、肺挫傷和體外循環(huán)等，其中膿毒血癥和嚴(yán)重的肺部感染是臨床上引起ARDS 最主要的病因。

自1967年首次提出ARDS后，對該疾病的探索從未中斷。大量的研究成果讓臨床工作者更好地了解該疾病的發(fā)病機(jī)制，并且為治療方案提供指導(dǎo)性的意見；但是，ARDS的發(fā)病率和病死率一直居高不下［2］，仍是重癥患者主要的死亡原因之一。統(tǒng)計資料［3］顯示，新型冠狀病毒肺炎重癥患者死亡率為61.5%，死亡患者中有81%發(fā)生過ARDS。至今為止，ARDS的治療還停留在支持治療層面上，臨床上可選擇的治療方法都有較大局限性。機(jī)械通氣治療使呼吸機(jī)相關(guān)性肺損傷（ventilator induced lung injury，VILI）發(fā)生風(fēng)險升高，而VILI反過來進(jìn)一步激活炎癥反應(yīng)，加重肺損傷［4-5］。體外膜肺氧合（extracorporeal membrane oxygenation，ECMO）可以使肺“休息”，但無法治療ARDS［6］。藥物治療如他汀類、阿司匹林、抗氧化劑、吸入性糖皮質(zhì)激素、肺泡表面活性劑和其他抗炎藥物等對于改善ARDS效果均不顯著［7］。因此，探索ARDS特異性治療方法迫在眉睫。

近年來，干細(xì)胞治療作為一種新型的治療方法受到廣泛關(guān)注，成為了醫(yī)學(xué)領(lǐng)域中熱門的研究方向。干細(xì)胞可以幫助受損肺組織結(jié)構(gòu)和功能修復(fù)，促進(jìn)細(xì)胞再生，調(diào)節(jié)免疫反應(yīng)以及抑制炎癥進(jìn)展。大量研究證實(shí)干細(xì)胞對ARDS 有良好的治療作用，因此理論上說，干細(xì)胞治療有望成為ARDS的一種理想治療方案。

1 不同類型干細(xì)胞對ARDS的治療效果

1.1 間充質(zhì)干細(xì)胞（mesenchymal stem cells，MSCs）

MSCs 是一種多能干細(xì)胞， 是當(dāng)前研究最廣泛且進(jìn)展最快的一種干細(xì)胞，具有很強(qiáng)的擴(kuò)增能力和歸巢特征，易于轉(zhuǎn)染，具有低免疫原性。這些生物學(xué)特征使其成為細(xì)胞治療的理想材料。

MSCs 治療ARDS 的作用機(jī)制主要可以總結(jié)為2 個方面。一方面，MSCs可以通過釋放旁分泌因子、胞外囊泡（extracellular vesicles，EVs）以及轉(zhuǎn)移線粒體來發(fā)揮治療作用［8］。MSCs的旁分泌作用可以抑制炎癥反應(yīng)、調(diào)節(jié)免疫功能、促進(jìn)血管形成、抑制纖維化、抑制細(xì)胞凋亡、殺菌以及增強(qiáng)組織修復(fù)能力［9］。值得一提的是，Li 等［10］將MSCs 與受損Ⅱ型肺泡上皮細(xì)胞（type Ⅱalveolar epithelia cells，AEC2）共培養(yǎng)發(fā)現(xiàn)，MSCs可以通過旁分泌角化上皮生長因子（keratinocyte growth factor，KGF）上調(diào)Na+-K+-ATP 酶表達(dá)，鈉鉀泵功能增強(qiáng)從而促進(jìn)肺水清除。 MSCs 旁分泌的成纖維細(xì)胞生長因子-10（fibroblast growth factor-10， FGF-10/KGF-2）對于ARDS的治療至關(guān)重要，KGF-2與AEC2表面的受體結(jié)合后啟動增殖、抑制凋亡，發(fā)揮保護(hù)肺泡上皮完整性、加快肺水清除、調(diào)節(jié)免疫和氧化應(yīng)激、抑制纖維化以及促進(jìn)損傷組織修復(fù)等作用。體內(nèi)外實(shí)驗(yàn)都發(fā)現(xiàn)MSCs旁分泌肝細(xì)胞生長因子（hepatocyte growth factor，HGF）可以降低肺微血管內(nèi)皮細(xì)胞通透性［11-12］。不僅如此，Lu 等［13］研究發(fā)現(xiàn)MSCs 還通過旁分泌HGF 誘導(dǎo)成熟樹突狀細(xì)胞分化為調(diào)節(jié)性樹突狀細(xì)胞，從而改善早期肺損傷。EVs包括外泌體、微囊泡（microvesicles，MVs）和凋亡小體［8］；在MSCs的治療作用方面，主要研究了前兩者。Xu等［14］發(fā)現(xiàn)MSCs來源的外泌體可以緩解光氣誘導(dǎo)的肺損傷，這可能與外泌體調(diào)節(jié)炎癥反應(yīng)、抑制基質(zhì)金屬蛋白酶-9（matrix metalloproteinase-9，MMP-9）合成和提高肺表面活性物質(zhì)相關(guān)蛋白C（surfactant-associated protein C，SPC）水平有關(guān)。瞿介明教授的研究團(tuán)隊(duì)［15］建立大腸桿菌內(nèi)毒素誘導(dǎo)肺損傷的小鼠模型，氣管內(nèi)給予小鼠MVs，結(jié)果顯示小鼠肺內(nèi)水腫情況明顯好轉(zhuǎn)，炎癥反應(yīng)被抑制，并發(fā)現(xiàn)MVs 中含有的血管生成素-1 （angiopoietin-1，Ang-1）是其發(fā)揮治療作用的關(guān)鍵。

另一方面，MSCs可遷移歸巢至受損的肺組織并且分化為肺上皮細(xì)胞。Cai 等［16］發(fā)現(xiàn)激活Wnt/β-catenin 信號通路后，MSCs遷移并在損傷肺組織中滯留明顯增加，促進(jìn)MSCs 向AEC2 分化，小鼠模型的肺損傷情況顯著好轉(zhuǎn)，認(rèn)為MSCs的治療作用與其在損傷組織定植和分化有關(guān)。但是，有些研究發(fā)現(xiàn)MSCs 移植后在肺內(nèi)定植率低，認(rèn)為MSCs 對于ARDS 的治療作用與定植分化無關(guān)。Gupta 等［17］將MSCs 注入到小鼠模型肺內(nèi)，結(jié)果顯示外源性MSCs治療方法可以減輕肺組織損傷，提高小鼠存活率；但是，注入MSCs 后24 和48 h 的定植率均<5%，也沒有觀察到MSCs在肺實(shí)質(zhì)內(nèi)形成細(xì)胞簇。因此，關(guān)于這方面的機(jī)制還存在爭議，需要更多實(shí)驗(yàn)進(jìn)一步驗(yàn)證和探索。

MSCs最早是從骨髓中分離出來的。但是，除了骨髓之外，它還存在于多種組織中，如脂肪、胎盤、臍帶血等，近年來還在一些非造血器官如肺、胰腺等中分離到。研究發(fā)現(xiàn)，其他組織來源的MSCs也可以產(chǎn)生與骨髓來源的MSCs（bone marrow-derived MSCs，BMSCs）相似的治療作用。Mao 等［18］在銅綠假單胞菌肺炎小鼠模型上發(fā)現(xiàn)，脂肪組織來源的MSCs（adipose tissue-derived MSCs，ASCs）可以通過抑制前列腺素E2的產(chǎn)生來減輕肺組織的損傷。Zhu 等［19］發(fā)現(xiàn)臍帶來源的MSCs（umbilical cordderived MSCs，UCMSCs）可以通過旁分泌作用和免疫調(diào)節(jié)來減輕脂多糖（lipopolysaccharide，LPS）誘導(dǎo)的肺損傷。Ji 等［20］在萘誘導(dǎo)呼吸道損傷動物模型上發(fā)現(xiàn)，絨毛膜來源的MSCs（chorionic villi-derived MSCs，CMSCs）可以歸巢定植在損傷部位并且促進(jìn)呼吸道上皮修復(fù)，但是其能力不如BMSCs。除了CMSCs之外，還發(fā)現(xiàn)肺內(nèi)源性MSCs（lung-resident MSCs，LR-MSCs）可以抑制炎癥反應(yīng)以及調(diào)節(jié)Treg 和Th17 細(xì)胞之間的平衡，從而促進(jìn)損傷肺組織的修復(fù)［21］?？紤]到實(shí)際應(yīng)用中BMSCs獲取途徑復(fù)雜，對個體造成的創(chuàng)傷大，因此這些MSCs也可以作為干細(xì)胞治療強(qiáng)有力的候選，但它們的治療機(jī)制和效果還需要進(jìn)一步探究。

1.2 其他類型干細(xì)胞

近年來，有研究證實(shí)內(nèi)皮祖細(xì)胞（endothelia progenitor cells，EPCs）、胚胎干細(xì)胞（embryonic stem cells， ESCs） 以 及 誘 導(dǎo) 多 功 能 干 細(xì) 胞（induced pluripotent stem cells，iPSCs）對包括ARDS 在內(nèi)的多種疾病有治療潛力；但是，當(dāng)前這3種干細(xì)胞移植治療技術(shù)仍停留在早期水平，想要將其應(yīng)用在臨床上困難重重。

有學(xué)者［22］認(rèn)為LR-MSCs 在替換和修復(fù)損傷肺組織時有優(yōu)勢，相較于其他類型干細(xì)胞而言，可能更適合治療肺部疾病。除了LR-MSCs 以外，值得一提的是，Kumar 等［23］發(fā)現(xiàn)在支氣管基底層存在一群表達(dá)p63 和keratin 5 的遠(yuǎn)端氣道干細(xì)胞（distal airway stem cells，DASCs），體外實(shí)驗(yàn)證明這群細(xì)胞與H1N1 流感病毒感染引起肺組織損傷后的修復(fù)有關(guān)。Zuo 等［24］進(jìn)一步建立了流感病毒感染的小鼠模型，發(fā)現(xiàn)肺內(nèi)固有的DASCp63/Ktr5擴(kuò)增并且聚集到發(fā)生炎癥反應(yīng)的肺間質(zhì)組織中的新生肺泡內(nèi)；選擇性去除DASCp63/Ktr5后，肺組織修復(fù)受到抑制并且肺功能無法恢復(fù)正常；將外源性DASCp63/Ktr5移植到受損肺組織后，觀察到其可以分化成Ⅰ、Ⅱ型肺泡上皮細(xì)胞和細(xì)支氣管分泌細(xì)胞，從而發(fā)揮保護(hù)組織和促進(jìn)修復(fù)的作用?？梢钥闯?，DASCp63/Ktr5為干細(xì)胞治療肺損傷提供了又一條可行的途徑。

2 干細(xì)胞治療在臨床上應(yīng)用的限制

當(dāng)前有不少已經(jīng)完成或者正在開展的相關(guān)臨床試驗(yàn)。Wilson 等［25］為9 例病情中度或重度的ARDS 患者靜脈輸注BMSCs 后，未觀察到與治療相關(guān)的不良事件發(fā)生。劉薇薇等［26］將13 例急性百草枯中毒導(dǎo)致肺損傷的患者分為觀察組（5例）和對照組（8例），所有患者均給予常規(guī)治療，觀察組患者同時給予靜脈輸注UCMSCs 的治療；結(jié)果顯示觀察組患者肺部損傷情況明顯改善，3 年內(nèi)5 例患者全部生存，在治療期間未見不良反應(yīng)。

然而，有的臨床試驗(yàn)結(jié)果顯示MSCs治療效果并不理想，使用MSCs治療的處理組與對照組相比，28 d死亡率反而更高，但組間差異無統(tǒng)計學(xué)意義［27］。在臨床應(yīng)用中，外源性干細(xì)胞遷移到損傷肺組織的數(shù)量少、在肺組織中存活率低［9］、肺組織微環(huán)境對于干細(xì)胞功能影響大等問題都會限制干細(xì)胞治療效果［28］。因此，如何提高干細(xì)胞的治療效果，成為了研究的新熱點(diǎn)。

3 改善干細(xì)胞治療ARDS效果的方法

3.1 基因修飾

大量研究從各種角度出發(fā)，提出了多種策略來提高干細(xì)胞治療效果。其中，運(yùn)用基因工程技術(shù)對干細(xì)胞基因進(jìn)行修飾的方法受到了很多關(guān)注，這種方法可以克服干細(xì)胞或基因單獨(dú)治療的一些局限性。在體外，將已知對ARDS 產(chǎn)生有益功能的目的基因轉(zhuǎn)移入干細(xì)胞，使干細(xì)胞攜帶目的基因定向運(yùn)載至損傷的肺組織，目的基因在肺組織內(nèi)選擇性、持久性地表達(dá)，可增強(qiáng)干細(xì)胞歸巢定植、抗炎、抗氧化、免疫調(diào)節(jié)、抗凋亡、促進(jìn)上皮和內(nèi)皮細(xì)胞修復(fù)、殺菌等功能。

就MSCs 而言，Xu 等［29］研究發(fā)現(xiàn)血管緊張素Ⅱ（angiotensin Ⅱ，Ang Ⅱ）與MSCs 細(xì)胞膜表面的血管緊張素2 型受體（Ang Ⅱtype 2 receptor，AT2R）結(jié)合后可以促進(jìn)MSCs 向受損肺組織遷移；因此，構(gòu)建高表達(dá)AT2R 的BMSCs，通過與普通BMSCs 比較，觀察到高表達(dá)AT2R 的BMSCs 向損傷肺組織遷移的能力明顯更強(qiáng)。Yang 等［30］發(fā)現(xiàn)，趨化性細(xì)胞因子受體4（chemotaxis cytokine receptor 4，CXCR4）基因修飾的BMSCs 可以促進(jìn)干細(xì)胞歸巢定植，抑制炎癥反應(yīng)，從而減輕肺損傷。Han 等［31］發(fā)現(xiàn)，高表達(dá)前列腺素E2（E-prostanoid 2，EP2）受體的BMSCs 不僅可以提高干細(xì)胞遷移能力，還可以改善肺組織的炎癥反應(yīng)和血管通透性；但是與普通BMSCs相比，小鼠生存率并沒有顯著差異。Min等［32］發(fā)現(xiàn)，攜帶血管緊張素轉(zhuǎn)換酶2 （angiotensin converting enzyme 2，ACE2）基因的UCMSCs 可以明顯改善博來霉素誘導(dǎo)的小鼠模型肺部損傷情況，減輕受損肺組織炎癥反應(yīng)、氧化應(yīng)激和纖維化程度。Zhang 等［33］發(fā)現(xiàn)轉(zhuǎn)染Nrf2基因的羊膜MSCs（amniotic MSCs，AMSCs）抗炎、抗纖維化作用增強(qiáng)，干細(xì)胞活力和移植存活率也增高。此外，HGF、KGF、Ang-1、血紅蛋白氧合酶（heme oxygenase-1， HO-1）、白介素-10 （interleukin-10， IL-10）等基因修飾MSCs也均被證實(shí)可以提高干細(xì)胞的治療效果［9］。

除了MSCs 外，近年來發(fā)現(xiàn)的DASCs 也受到許多關(guān)注。Zhou 等［34］通過慢病毒載體將LL-37 基因轉(zhuǎn)入小鼠DASCs（mouse DASCs， mDASCs）中，獲得可以穩(wěn)定且持續(xù)表達(dá)LL-37 抗菌肽的干細(xì)胞株（LL-37-mDASCs），其所釋放的LL-37抗菌肽能顯著抑制細(xì)菌生長；在銅綠假單胞菌感染小鼠模型上，接受了改良肺干細(xì)胞移植的肺組織能夠有效地抑制細(xì)菌感染，其肺功能恢復(fù)效率遠(yuǎn)高于普通對照組小鼠。通過進(jìn)一步研究，從人肺中分離得到人DASCs（human DASCs，hDASCs），建立內(nèi)源性表達(dá)LL-37抗菌肽的干細(xì)胞株（LL-37-hDASCs），運(yùn)用組織工程技術(shù)將其種植到脫細(xì)胞化處理的大鼠肺上皮細(xì)胞外基質(zhì)，初步再生出兼具呼吸功能和抗菌功能的肺泡結(jié)構(gòu)雛形。該研究對于肺干細(xì)胞再生醫(yī)學(xué)臨床轉(zhuǎn)化具有重要意義。

3.2 藥物聯(lián)合干細(xì)胞治療

基因修飾干細(xì)胞一般采用效率較高的病毒轉(zhuǎn)染法，但是使用病毒轉(zhuǎn)染干細(xì)胞存在致瘤風(fēng)險，降低了干細(xì)胞治療的安全性。雖然作為載體的病毒經(jīng)過特殊處理，但是仍然可能激活體內(nèi)的特異性免疫，影響干細(xì)胞的治療效果?；蛐揎椄杉?xì)胞過程復(fù)雜、對技術(shù)要求高、花費(fèi)時間長，因此部分研究是從藥物聯(lián)合干細(xì)胞治療角度進(jìn)行的。

有研究［35］表明，胰高血糖素樣肽-1（glucagon-like peptide-1，GLP-1）及其類似物通過與GLP-1受體（GLP-1 receptor，GLP-1R）結(jié)合，激活細(xì)胞內(nèi)數(shù)條信號通路，可以發(fā)揮抑制炎癥、抑制肺纖維化等作用。Feng等［36］將利拉魯肽（GLP-1R 激動劑）與CMSCs 共同處理LPS 誘導(dǎo)的肺損傷小鼠，發(fā)現(xiàn)利拉魯肽與GLP-1R 結(jié)合后激活cAMP/PKAc/β-catenin 信號通路，從而促進(jìn)干細(xì)胞增殖和旁分泌，研究結(jié)果顯示兩者聯(lián)合治療比單獨(dú)治療效果顯著。FTY720 在臨床上用于治療多發(fā)性硬化，是磷脂酸鞘氨醇（sphingosine-1-phosphate，S1P）的類似物。Zhang等［37］建立LPS 誘導(dǎo)肺損傷的小鼠模型，發(fā)現(xiàn)相較于單獨(dú)使用UCMSCs或FTY720，兩者共同使用可以更好地恢復(fù)肺組織功能，改善損傷情況。Chen 等［38］將ASCs 與預(yù)激活的、分散且發(fā)生形變的血小板聯(lián)合應(yīng)用于膿毒血癥引起的ARDS大鼠，發(fā)現(xiàn)兩者聯(lián)合治療效果更佳。

3.3 其他策略

除了基因修飾和藥物聯(lián)合以外，可以優(yōu)化干細(xì)胞治療ARDS 的策略還有預(yù)處理干細(xì)胞、選擇傳代培養(yǎng)不超過5 代的干細(xì)胞、調(diào)節(jié)肺部微環(huán)境等。Liu 等［39］建立肺缺血再灌注損傷的大鼠模型，發(fā)現(xiàn)缺氧預(yù)處理后的MSCs能夠更快地遷移到損傷肺組織，具有更強(qiáng)的抗氧化、抗炎癥和抗凋亡能力。使用ARDS 患者的血清、N-乙酰半胱氨酸、轉(zhuǎn)化生長因子-β1 等進(jìn)行預(yù)處理后，也觀察到干細(xì)胞治療效果增強(qiáng)。有研究［40］發(fā)現(xiàn)低劑量LPS 預(yù)處理UCMSCs 可以抑制高劑量LPS 引起的細(xì)胞凋亡作用，這為探究低劑量LPS 預(yù)處理是否可以強(qiáng)化干細(xì)胞治療作用提供了思路。

4 結(jié)語

ARDS的發(fā)病率和病死率較高，干細(xì)胞治療為其帶來了希望。這種新型治療方法在動物實(shí)驗(yàn)中已經(jīng)取得良好的療效，具有很好的發(fā)展前景。然而，干細(xì)胞治療ARDS的機(jī)制復(fù)雜，對其作用的了解不甚清楚，而且相關(guān)臨床試驗(yàn)顯示干細(xì)胞移植存在定植率低、治療效果不佳的問題。雖然近些年來已經(jīng)證實(shí)基因修飾、藥物聯(lián)合、缺氧預(yù)處理等措施可以有效提高干細(xì)胞治療效果，特別是在基因修飾DASCs 方面取得的成果為干細(xì)胞臨床轉(zhuǎn)化提供了很大幫助，但是，干細(xì)胞治療應(yīng)用于臨床這個目標(biāo)任重道遠(yuǎn)，還需要進(jìn)一步探索。

參·考·文·獻(xiàn)

[1] Fanelli V,Ranieri VM. Mechanisms and clinical consequences of acute lung injury[J]. Ann Am Thorac Soc,2015,12 Suppl 1:S3-S8.

[2] Bellani G, Laffey JG, Pham T, et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries[J]. JAMA,2016,315(8):788-800.

[3] Yang XB, Yu Y, Xu JQ, et al. Clinical course and outcomes of critically ill patients with SARS-CoV-2 pneumonia in Wuhan, China: a single-centered,retrospective, observational study[J]. Lancet Respir Med, 2020, 8(5):475-481.

[4] Curley GF, Laffey JG, Zhang HB, et al. Biotrauma and ventilator-induced lung injury:clinical implications[J]. Chest,2016,150(5):1109-1117.

[5] Albert RK,Smith B,Perlman CE,et al. Is progression of pulmonary fibrosis due to ventilation-induced lung injury?[J]. Am J Respir Crit Care Med,2019,200(2):140-151.

[6] Combes A, Pesenti A, Ranieri VM. Fifty years of research in ARDS. Is extracorporeal circulation the future of acute respiratory distress syndrome management?[J]. Am J Respir Crit Care Med,2017,195(9):1161-1170.

[7] Shaw TD, McAuley DF, O'Kane CM. Emerging drugs for treating the acute respiratory distress syndrome[J]. Expert Opin Emerg Drugs, 2019, 24(1):29-41.

[8] Liu A, Zhang XW, He H, et al. Therapeutic potential of mesenchymal stem/stromal cell-derived secretome and vesicles for lung injury and disease[J].Expert Opin Biol Ther,2020,20(2):125-140.

[9] Han JB, Li YM, Li YY. Strategies to enhance mesenchymal stem cell-based therapies for acute respiratory distress syndrome[J]. Stem Cells Int, 2019,2019:5432134.

[10] Li JW, Wu X. Mesenchymal stem cells ameliorate LPS-induced acute lung injury through KGF promoting alveolar fluid clearance of alveolar type II cells[J]. Eur Rev Med Pharmacol Sci,2015,19(13):2368-2378.

[11] Hu SL, Li JZ, Xu XP, et al. The hepatocyte growth factor-expressing character is required for mesenchymal stem cells to protect the lung injured by lipopolysaccharide in vivo[J]. Stem Cell Res Ther,2016,7(1):1-13.

[12] Yang Y, Chen QH, Liu AR, et al. Synergism of MSC-secreted HGF and VEGF in stabilising endothelial barrier function upon lipopolysaccharide stimulation via the Rac1 pathway[J]. Stem Cell Res Ther,2015,6(1):1-14.

[13] Lu ZH, Chang W, Meng SS, et al. Mesenchymal stem cells induce dendritic cell immune tolerance via paracrine hepatocyte growth factor to alleviate acute lung injury[J]. Stem Cell Res Ther,2019,10(1):372.

[14] Xu N, Shao Y, Ye KL, et al. Mesenchymal stem cell-derived exosomes attenuate phosgene-induced acute lung injury in rats[J]. Inhal Toxicol,2019,31(2):52-60.

[15] Tang XD, Shi L, Monsel A, et al. Mesenchymal stem cell microvesicles attenuate acute lung injury in mice partly mediated by Ang-1 mRNA[J].Stem Cells Dayt Ohio,2017,35(7):1849-1859.

[16] Cai SX, Liu AR, Chen S, et al. Activation of Wnt/β-catenin signalling promotes mesenchymal stem cells to repair injured alveolar epithelium induced by lipopolysaccharide in mice[J]. Stem Cell Res Ther,2015,6:65.

[17] Gupta N, Su X, Popov BV, et al. Intrapulmonary delivery of bone marrowderived mesenchymal stem cells improves survival and attenuates endotoxininduced acute lung injury in mice[J]. J Immunol,2007,179(3):1855-1863.

[18] Mao YX,Xu JF,Seeley EJ,et al. Adipose tissue-derived mesenchymal stem cells attenuate pulmonary infection caused by Pseudomonas aeruginosa via inhibiting overproduction of prostaglandin E2[J]. Stem Cells Dayt Ohio,2015,33(7):2331-2342.

[19] Zhu H,Xiong Y,Xia YQ,et al. Therapeutic effects of human umbilical cordderived mesenchymal stem cells in acute lung injury mice[J]. Sci Rep,2017,7:39889.

[20] Ji SM, Wu CM, Tong L, et al. Better therapeutic potential of bone marrowderived mesenchymal stem cells compared with chorionic villi-derived mesenchymal stem cells in airway injury model[J]. Regen Med, 2019, 14(3):165-177.

[21] Wang LL, Shi M, Tong L, et al. Lung-resident mesenchymal stem cells promote repair of LPS-induced acute lung injury via regulating the balance of regulatory T cells and Th17 cells[J]. Inflammation,2019,42(1):199-210.

[22] Horie S, Masterson C, Devaney J, et al. Stem cell therapy for acute respiratory distress syndrome: a promising future?[J]. Curr Opin Crit Care,2016,22(1):14-20.

[23] Kumar PA, Hu Y,Yamamoto Y, et al. Distal airway stem cells yield alveoli in vitro and during lung regeneration following H1N1 influenza infection[J]. Cell,2011,147(3):525-538.

[24] Zuo W, Zhang T, Wu DZ, et al. p63+Krt5+distal airway stem cells are essential for lung regeneration[J]. Nature,2015,517(7536):616-620.

[25] Wilson JG, Liu KD, Zhuo HJ, et al. Mesenchymal stem (stromal) cells for treatment of ARDS:a phase 1 clinical trial[J]. Lancet Respir Med,2015,3(1):24-32.

[26] 劉薇薇,余衛(wèi),陳嘉榆,等. 臍帶間充質(zhì)干細(xì)胞治療急性百草枯中毒致肺損傷臨床觀察[J]. 中華勞動衛(wèi)生職業(yè)病雜志,2012,30(11):811-815.

[27] Matthay MA, Calfee CS, Zhuo HJ, et al. Treatment with allogeneic mesenchymal stromal cells for moderate to severe acute respiratory distress syndrome (START study): a randomised phase 2a safety trial[J]. Lancet Respir Med,2019,7(2):154-162.

[28] Islam D, Huang YB, Fanelli V, et al. Identification and modulation of microenvironment is crucial for effective mesenchymal stromal cell therapy in acute lung injury[J]. Am J Respir Crit Care Med,2019,199(10):1214-1224.

[29] Xu XP,Huang LL,Hu SL,et al. Genetic modification of mesenchymal stem cells overexpressing angiotensin II type 2 receptor increases cell migration to injured lung in LPS-induced acute lung injury mice[J]. Stem Cells Transl Med,2018,7(10):721-730.

[30] Yang JX, Zhang N, Wang HW, et al. CXCR4 receptor overexpression in mesenchymal stem cells facilitates treatment of acute lung injury in rats[J].J Biol Chem,2015,290(4):1994-2006.

[31] Han JB, Lu XM, Zou LJ, et al. E-prostanoid 2 receptor overexpression promotes mesenchymal stem cell attenuated lung injury[J]. Hum Gene Ther,2016,27(8):621-630.

[32] Min F, Gao FY, Li Q, et al. Therapeutic effect of human umbilical cord mesenchymal stem cells modified by angiotensin-converting enzyme 2 gene on bleomycin-induced lung fibrosis injury[J]. Mol Med Rep, 2015, 11(4):2387-2396.

[33] Zhang SQ,Jiang W,Ma LJ,et al. Nrf2 transfection enhances the efficacy of human amniotic mesenchymal stem cells to repair lung injury induced by lipopolysaccharide[J]. J Cell Biochem,2018,119(2):1627-1636.

[34] Zhou YQ, Shi Y, Yang L, et al. Genetically engineered distal airway stem cell transplantation protects mice from pulmonary infection[J]. EMBO Mol Med,2020,12(1):e10233.

[35] Bu?dak ?, Machnik G, Bu?dak RJ, et al. Exenatide (a GLP-1 agonist)expresses anti-inflammatory properties in cultured human monocytes/macrophages in a protein kinase A and B/Akt manner[J]. Pharmacol Rep,2016,68(2):329-337.

[36] Feng Y, Wang LL, Ma XY, et al. Effect of hCMSCs and liraglutide combination in ALI through cAMP/PKAc/β-catenin signaling pathway[J].Stem Cell Res Ther,2020,11(1):2.

[37] Zhang ZL,Li WF,Heng ZZ,et al. Combination therapy of human umbilical cord mesenchymal stem cells and FTY720 attenuates acute lung injury induced by lipopolysaccharide in a murine model[J]. Oncotarget, 2017, 8(44):77407-77414.

[38] Chen C,Chen Y,Sung P,et al. Effective protection against acute respiratory distress syndrome/sepsis injury by combined adipose-derived mesenchymal stem cells and preactivated disaggregated platelets[J]. Oncotarget, 2017, 8(47):82415-82429.

[39] Liu YY, Chiang CH, Hung SC, et al. Hypoxia-preconditioned mesenchymal stem cells ameliorate ischemia/reperfusion-induced lung injury[J]. PLoS One,2017,12(11):e0187637.

[40] Hou YS, Liu LY, Chai JK, et al. Lipopolysaccharide pretreatment inhibits LPS-induced human umbilical cord mesenchymal stem cell apoptosis via upregulating the expression of cellular FLICE-inhibitory protein[J]. Mol Med Rep,2015,12(2):2521-2528.