北極王灣夏季海水中DMSP降解基因的豐度及分布調(diào)查

劉會軍 曾胤新 陸志波 俞勇

研究論文

北極王灣夏季海水中DMSP降解基因的豐度及分布調(diào)查

劉會軍1曾胤新2陸志波1俞勇2

(1同濟大學(xué)環(huán)境科學(xué)與工程學(xué)院, 上海 200092;2自然資源部中國極地研究中心, 上海 200136)

作為海洋中最豐富的有機含硫化合物之一, 二甲基巰基丙酸內(nèi)鹽(DMSP)不僅在浮游植物細胞內(nèi)具有重要的生理生化及生態(tài)功能, 同時也是海洋微生物的重要營養(yǎng)物, 其分解產(chǎn)物二甲基硫(DMS)還是海洋中最重要的還原態(tài)揮發(fā)性生源有機硫化物, 因此DMSP的代謝在全球硫循環(huán)中扮演著重要角色。細菌可通過脫甲基與裂解這兩條途徑降解海水中的DMSP, 從而決定硫元素是以含硫蛋白形式進入微生物食物網(wǎng)還是以DMS形式進入大氣。截至目前, 在高緯度北極海域開展的有關(guān)細菌降解DMSP的相關(guān)研究報道很少。本文采用熒光定量PCR技術(shù), 首次對北極王灣夏季(2015及2016年)海水中涉及細菌降解DMSP的兩條主要代謝途徑中的脫甲基酶基因及裂解酶基因的豐度及分布進行了檢測。結(jié)果顯示, 2015—2016年海水中DMSP降解酶基因(、)與細菌16S rRNA基因的豐度比值的平均值分別為0.25%±0.31%、0.32%±0.58%。2015年水樣中, 除K5站位的基因之外, 表層水中及的豐度相對值從灣口至灣內(nèi)均呈遞增趨勢。但2016年的結(jié)果卻顯示出很大差異: 灣口附近基因豐度相對值總體高于灣內(nèi); 表層水中的基因豐度相對值變化趨勢不明顯, 而深層水中基因豐度相對值從灣口到灣內(nèi)總體呈遞減趨勢。本次研究的結(jié)果初步表明, 含有DMSP降解基因的浮游細菌在王灣夏季水體中豐度很低, 而且參與不同代謝途徑的DMSP降解菌在海水中的時空分布存在很大變化。對于王灣水域中細菌參與DMSP分解代謝及其在當(dāng)?shù)亓蛟匮h(huán)中的生態(tài)地位的進一步認識, 尚待后續(xù)研究工作的深入開展。

熒光定量PCR技術(shù) 北極王灣基因基因

0 引言

二甲基巰基丙酸內(nèi)鹽(DMSP)為海洋生態(tài)系統(tǒng)中普遍存在的一種有機硫化合物, 每年由海洋浮游植物產(chǎn)生的DMSP超過10億噸[1]。Challenger等[2]在1948年最先從海洋紅藻中分離出DMSP, 其降解產(chǎn)生的丙烯酸能夠起到威懾捕食者的作用, 從而保護浮游植物免受原生動物跟浮游動物的傷害。DMSP在藻類細胞中含量較高, 具有滲透調(diào)節(jié)劑、抗冷凍保護劑及抗氧化劑的功能[3], 初步估計海洋中有多達10%的初級生產(chǎn)者可以合成DMSP[4]。DMSP也是海洋細菌重要的碳、硫來源。

微生物對海水中的DMSP的降解主要有兩條途徑: 一條途徑是通過脫甲基化反應(yīng), 生成甲硫醇(MeSH), 最后以含硫蛋白形式進入微生物食物網(wǎng)[5-6], 約有70%的DMSP通過這種途徑被降解[7]; 另一途徑則是在裂解酶的作用下生成丙烯酸鹽(或3-羥基丙酸輔酶A)和二甲基硫(DMS)[8]。每年釋放的DMS多達3億噸, 其中約10%來自于海水, 構(gòu)成了大氣中硫的最大自然排放源[9-10]。進入大氣的DMS可經(jīng)過一系列反應(yīng), 實現(xiàn)硫元素的海陸循環(huán)[11-12]。據(jù)統(tǒng)計, 約有三分之一的表層海洋細菌具有DMSP脫甲基酶及其同系物, 涉及脫甲基通路中第一步的脫甲基酶基因最先在玫瑰桿菌屬中被發(fā)現(xiàn), 隨后經(jīng)研究表明該基因廣泛存在于海洋細菌中[4,13]。在海洋細菌中發(fā)現(xiàn)的DMSP裂解酶, 大部分也是來源于玫瑰桿菌及其近緣菌[14-15]。目前在細菌中已發(fā)現(xiàn)了7種DMSP裂解酶基因, 分別為、、、、、和[10,16,17]。全球海洋采樣考察(GOS)調(diào)查發(fā)現(xiàn),和基因是海洋宏基因組中含量最豐富的DMSP裂解酶基因[18-19]。DMSP脫甲基酶基因大量存在于表層海水中, 而DMSP裂解酶基因、和在表層海水中豐度較低[4,15,20]。目前關(guān)于DMSP降解菌的研究工作多集中在中低緯度海域, 而高緯度地區(qū)的相關(guān)研究較少。已有研究表明, 北極王灣海水中存在、和基因, 而且均與玫瑰桿菌支系有關(guān)[12]。

王灣(Kongsfjorden)地處高緯(12oE, 79oN), 位于北極斯瓦爾巴群島(Svalbard)西北側(cè), 長26 km, 寬6—14 km, 內(nèi)灣相對較淺, 水深不足100 m。該峽灣不但受北大西洋暖水團和北極冷水團的影響, 還受到了陸地冰川融水的終年干擾[21]。由于王灣地理位置獨特, 已成為國際上重要的環(huán)境研究監(jiān)測站點。目前全球變暖趨勢明顯, 王灣地區(qū)冰川融化和大西洋水比重的增加等導(dǎo)致了該地區(qū)水溫鹽度不斷發(fā)生變化, 這對棲息于該地區(qū)的生物群落造成了一定影響[22]。

為了解王灣水體中DMSP降解菌的豐度及分布情況, 本研究首次采用熒光定量PCR(QPCR)方法, 對2015年和2016年夏季水體中的基因和基因的相對豐度進行了調(diào)查。結(jié)果初步表明, 王灣水體中存在參與DMSP脫甲基途徑及裂解途徑的海洋細菌, 但與中低緯度海域相比, 相關(guān)功能細菌的豐度極低, 并且存在較大的時空差異。

1 材料與方法

1.1 菌株

參考菌株DSS-3購自德國微生物與細胞保藏中心(DSMZ)。

1.2 樣品采集

分別于2015年和2016年黃河站度夏期間, 沿王灣灣口(K1站)至灣內(nèi)(K5站)采集表層及深層水樣(圖1)。其中2015年樣品來自K1、K3、K5這3個站位, 2016年樣品來自K1、K2、K3、K4、K5這5個站位。將500 mL海水樣品中的微生物收集到0.2 μm孔隙的濾膜上。濾膜放入2 mL無菌離心管中, 加入1.5 mL裂解緩沖液后, 置–80°C儲存, 運回國內(nèi)實驗室做進一步分析。

1.3 環(huán)境參數(shù)的測定

溫度、鹽度、含氧量、熒光值、密度等數(shù)據(jù)由現(xiàn)場采樣時配備的SAIV CTD SD-204獲取; 使用Whatman GF/F膜(47 mm)過濾2 L海水, 然后將濾膜用鋁箔包裹避光并于–80°C冷凍保存, 攜帶回國后采用Turner 10-AU熒光計測定Chl; 同時取60 mL過濾后的海水冷凍保存, 攜帶回國進行營養(yǎng)鹽分析, 其中NO2-N, PO4-P采用SkalarSan++營養(yǎng)鹽自動分析儀測定[23]。

1.4 樣品DNA提取

將含有菌體的濾膜放在無菌培養(yǎng)皿中, 參考董培艷[24]的方法提取樣品DNA。

1.5 熒光定量PCR(QPCR)

本次研究采用絕對定量方法, 利用已知標(biāo)準(zhǔn)曲線推算待測樣品中目標(biāo)基因的含量[25]。分別以基因表征參與DMSP脫甲基途徑的細菌、基因表征參與DMSP裂解途徑的細菌、16S rRNA基因表征總細菌; 同時, 分別計算DMSP降解基因(或)拷貝數(shù)與16S rRNA基因拷貝數(shù)的比值, 得到兩種DMSP降解基因在水體中的相對豐度值[26-28]。

1.5.1 標(biāo)準(zhǔn)品制備

參考菌株DSS-3含有及基因[16,29], 因此可作為陽性對照用于標(biāo)準(zhǔn)曲線的制備。課題組采用DNA提取試劑盒(OMEGA公司)提取菌株DSS-3的 DNA作為模板, 并分別采用引物對27F和1492R[26]、dmdA160F和591R[16]、dddP_277F和dddP_1112R[30]擴增該菌的16S rRNA基因(1498 bp)、基因(459 bp)以及基因(836 bp)。相應(yīng)目標(biāo)基因的片段經(jīng)割膠回收純化、連接至pMD18-T載體、轉(zhuǎn)化至DH5 α感受態(tài)細胞中, 最后涂布于含氨芐青霉素的LB平板上, 并對其中的陽性克隆進行測序驗證。經(jīng)測序驗證為目標(biāo)基因后, 采用質(zhì)粒提取試劑盒(天根生化科技有限公司)分別提取含16S rRNA基因、基因、基因的質(zhì)粒, 用于標(biāo)準(zhǔn)曲線制備。

圖1 北極王灣采樣點

Fig.1. Locations of sampling sites in Kongsfjorden, Arctic

1.5.2 標(biāo)準(zhǔn)曲線制備及待測樣品的目標(biāo)基因檢測

采用Invitrogen Qubit 3.0熒光定量儀測定含16S rRNA基因、基因、基因的質(zhì)粒濃度, 然后根據(jù)公式[31-32](6.02×1023)×(質(zhì)粒濃度ng·μL–1×10–9)/(DNA length×660)分別計算出含16S rRNA基因、基因、基因的質(zhì)?？截悢?shù): 6.31×109copy·μL–1、3.53×1010copy·μL–1、3.9×109copy·μL–1。將含有目的基因的DNA液分別做10倍系列稀釋(每種基因均做5個稀釋梯度)后, 用于后續(xù)目的基因標(biāo)準(zhǔn)曲線的制作。每次測試時均做2個平行樣品。

針對16S rRNA、和三種基因, 分別選用引物BACT1369F和PROK1492R[33]、dmdA160F和dmdA323R(5’-ACCGGATCRTTCA GCAT-3’)、dddP982F(5’-CGGCACGCGCATGAGC ATAT-3’)和dddP_1112R, 采用實時熒光定量 PCR 儀(美國ABI公司7500型)進行QPCR實驗反應(yīng)體系為20 μL, 包括10μL 2× SYBR premix Ex Taq, 0.4μL 50× ROX reference dye, 各為0.4μL、10 mM的引物(0.2 mM), 6.8 μL無菌水, 以及2 μL模板DNA。

16S rRNA基因QPCR反應(yīng)程序: 95°C預(yù)變性5 min; (95°C, 30 s→50°C, 30 s→72°C, 30 s)× 40 個循環(huán); 95°C延伸1 min; 50°C, 1 min?；騋PCR 的復(fù)性溫度為62°C,基因QPCR的復(fù)性溫度為55°C, 其余反應(yīng)條件同16S rRNA基因。

反應(yīng)結(jié)束后, 以陽性模板拷貝數(shù)的自然對數(shù)為橫坐標(biāo)、以PCR擴增反應(yīng)過程中的熒光信號Ct值為縱坐標(biāo), 分別繪制16S rRNA基因、基因及基因豐度的標(biāo)準(zhǔn)曲線。待測樣品中目標(biāo)基因的拷貝數(shù)量可根據(jù)相應(yīng)的標(biāo)準(zhǔn)曲線讀取出來。

1.6 數(shù)據(jù)分析

使用OriginPro 8.5軟件[34]制作基因豐度的柱狀圖, 以不同采樣點作為橫坐標(biāo), 以/16S rRNA或/16S rRNA的基因拷貝數(shù)比值作為縱坐標(biāo)。使用SPSS 22軟件[35-36]對不同站位基因豐度值與環(huán)境參數(shù)之間的關(guān)系進行分析。所得皮爾森相關(guān)系數(shù)(Pearson product-moment correlation coefficient)的值介于1和–1之間, 1代表兩個變量呈完全正相關(guān), 0代表兩者不相關(guān), –1則代表兩個變量呈完全負相關(guān)。

2 結(jié)果

2.1 2015年王灣DMSP降解基因的分布情況

2015年王灣K1、K3、K5站位樣品中的16S rRNA基因、基因和基因的QPCR標(biāo)準(zhǔn)曲線的2值分別為0.995、0.998和0.993。結(jié)果顯示(表1), 浮游DMSP降解基因在王灣水體中的豐度相對值極低。DMSP脫甲基酶基因的平均豐度相對值為0.46%±0.41%, 裂解酶基因的平均豐度相對值為0.83%±0.82%(未包括樣品K5A)。讓人意外的是, 站位K5的表層水體(K5A)中基因與16S rRNA 基因的拷貝數(shù)比值超過1。

表1 2015年北極王灣夏季海水中DMSP降解基因豐度相對值及環(huán)境參數(shù)

K1A、K3A、K5A為表層水體; K1B、K3B、K5B為深層水體

從DMSP降解基因的分布來看(圖2), 表層海水中的DMSP脫甲基酶基因和裂解酶基因從灣外(K1站)到灣內(nèi)(K5站)的豐度相對值都呈遞增趨勢, 而深層海水無明顯變化趨勢。此外, 在各個采樣點, 深層海水中DMSP降解基因的豐度相對值普遍高于表層海水, 而且的豐度相對值又高于(K1A和K3A除外)。

圖2 2015年王灣夏季海水中DMSP降解基因dmdA與dddP的分布

Fig.2. Geographical distribution ofandof DMSP degrading genes in the seawater from Kongsfjorden in the summer of 2015

基于SPSS 22軟件得到的相關(guān)性分析結(jié)果(表2)顯示, 表層水體中基因豐度相對值與海水鹽度、NO2-N有顯著的負相關(guān)關(guān)系(=–1.000,< 0.01)。

2.2 2016年王灣DMSP降解基因的分布情況

2016年王灣5個站位樣品中的16S rRNA基因、基因和基因QPCR標(biāo)準(zhǔn)曲線的2值依次為0.981、0.995和0.984。結(jié)果(表3)顯示, DMSP脫甲基酶基因的平均豐度相對值為0.12%±0.13%, 裂解酶基因為0.07%±0.11%, 兩種基因豐度的數(shù)量級與2015年結(jié)果相似, 表明王灣水域這兩類DMSP降解基因含量極少。

2016年北極王灣夏季海水中, 從灣外到灣內(nèi)(K3站位例外)表層海水和深層海水中的基因整體上都呈遞減趨勢(圖3)。與2015年相似, 2016年夏季各站點深層海水中DMSP降解基因的豐度相對值普遍高于表層海水。不同的是,基因的豐度相對值大多高于。但在灣口K1站位深層海水(樣品K1B)中, 檢測到異常高的基因豐度相對值。

相關(guān)性分析結(jié)果(表4)顯示, 在深層水體中的基因豐度相對值與海水溫度(=–0.966,<0.01)、熒光值(=–0.962,<0.01)呈顯著負相關(guān), 與海水鹽度(=0.911,<0.05)、密度(=0.929,< 0.05)呈顯著正相關(guān)。

表2 2015年北極王灣夏季水樣中dmdA、dddP基因與環(huán)境參數(shù)的相關(guān)性

KA: 表層水體; KB: 深層水體; r: 皮爾森(Pearson) 相關(guān)系數(shù); P: 顯著性(雙尾); N: 樣本個數(shù); *表示相關(guān)性在0.05層上顯著(雙尾); **表示相關(guān)性在0.01層上顯著(雙尾); a: 無法計算, 因為至少其中一個變數(shù)為常數(shù); -: 無數(shù)值

表3 2016年北極王灣夏季海水中DMSP降解基因豐度相對值及環(huán)境參數(shù)

K1A、K2A、K3A、K4A、K5A為表層水體; K1B、K2B、K3B、K4B、K5B為深層水體

圖3 2016年王灣夏季海水中DMSP降解基因dmdA與dddP的分布

Fig.3. Geographical distribution ofandof DMSP degrading genes in the seawater from Kongsfjorden in the summer of 2016

3 討論

在王灣夏季水樣中, 無論是基因還是基因, 總體而言深層水體中的豐度高于表層水體。這可能反映了陸地淡水輸入對水體中DMSP降解細菌的影響。夏季期間王灣表層水體受冰川融水等陸源性淡水輸入的影響明顯。淡水的輸入可以導(dǎo)致表層海水中浮游微生物群落結(jié)構(gòu)及其生態(tài)功能發(fā)生變化, 例如, 帶來陸源性微生物、影響海洋微生物生理代謝活動、導(dǎo)致灣內(nèi)浮游動植物減少等[37]。而浮游植物與微生物關(guān)系密切, 如浮游植物能提供細菌所需的碳源等營養(yǎng)物質(zhì), 而細菌可為浮游植物提供維生素。相對于表層水體, 王灣深層水體主要是受到外來洋流的影響(靠近陸地冰川的K5站位除外), 大西洋變異水會對200 m以深的水柱造成重要影響[38]。

表4 2016年北極王灣夏季水樣中dmdA、dddP基因與環(huán)境參數(shù)的相關(guān)性

KA: 表層水體; KB: 深層水體; r: 皮爾森(Pearson)相關(guān)系數(shù); P: 顯著性(雙尾); N: 樣本個數(shù); *表示相關(guān)性在0.05層上顯著(雙尾); **表示相關(guān)性在0.01層上顯著(雙尾); c: 無法計算, 因為至少其中一個變數(shù)為常數(shù); -: 無數(shù)值

在2015年夏季灣內(nèi)K5站位的表層水體中,基因的豐度相對值異常高。在不考慮采樣因素外(2015年樣品為他人代采), 課題組推測可能原因包括: 本次研究測定的16S rRNA基因只涵蓋細菌等原核生物, 而基因在真核生物中有發(fā)現(xiàn), 如子囊菌[14,39-41]。因此QPCR所檢測到的基因有可能部分來自真核生物。此外,基因可能在真菌中的拷貝數(shù)較多。同時, K5站位靠近陸地冰川, 夏季冰川融水的輸入會給該站點的環(huán)境帶來顯著影響, 進而又影響到浮游植物及浮游細菌的生長代謝等一系列生理生態(tài)狀況。該異常原因尚待進一步研究工作的開展。

比較2015年與2016年的結(jié)果, 可以看出王灣夏季海水中DMSP降解基因的分布具有較大的時空差異: 2015年表層海水中DMSP脫甲基酶基因從灣外到灣內(nèi), 其豐度呈遞增趨勢, 而在2016年卻呈現(xiàn)遞減趨勢。在2015年樣品中,的豐度普遍高于, 說明水體中DMSP的分解代謝是以裂解途徑占優(yōu)勢, 而在2016年樣品中基因的豐度普遍高于, 說明水體中DMSP的分解代謝是以脫甲基途徑占優(yōu)勢。相關(guān)性分析結(jié)果顯示, 不同年份、不同水深的樣品中DMSP降解基因的豐度相對值與同種環(huán)境因子之間的相關(guān)性差異明顯, 表明王灣夏季期間影響DMSP降解基因豐度及其分布的原因較為復(fù)雜。對中國東海DMSP降解菌的研究中表明[42],基因豐度與海水中的葉綠素含量呈正相關(guān), 在本文中2015年北極王灣表層水樣中基因豐度與葉綠素雖然呈正相關(guān)(=0.822), 但相關(guān)性并不顯著。對2013年夏季東海和黃海水域的研究結(jié)果顯示[43], 溫度、鹽度與DMSP降解菌豐度的相關(guān)性并不顯著, 而本文中除2016年王灣深層水體中的基因與溫度顯著負相關(guān)外, 兩年數(shù)據(jù)中的DMSP降解菌豐度與溫度相關(guān)性均不顯著, 結(jié)果較為相似。但與趙麗軍[43]的鹽度結(jié)果不同, 2015年王灣表層水體的基因與鹽度顯著負相關(guān), 2016年深層水體的基因與鹽度顯著正相關(guān)。營養(yǎng)鹽是影響海洋浮游植物DMSP合成的重要因素[44], 當(dāng)營養(yǎng)鹽充足時會促進浮游植物生長、加快代謝合成更多的DMSP。而焦念志等[45]的研究結(jié)果顯示, 海水中DMSP和氮鹽是兩段式關(guān)系, 氮鹽濃度低于閾值時兩者為正相關(guān), 高于閾值時兩者為負相關(guān), 該閾值因海區(qū)、浮游植物種類和季節(jié)等條件不同發(fā)生變化。本文2015年王灣表層水體中的基因與營養(yǎng)鹽中的氮鹽NO2-N呈顯著負相關(guān), 但由于缺乏海水DMSP數(shù)據(jù), 因此尚不明確其具體關(guān)系。

在熱帶和亞熱帶等太平洋地區(qū)的表層海水中, DMSP降解基因和的相對豐度為33%±12%[26]。而在我國東海地區(qū)表層海水中,基因相對豐度為19.53%±6.70%, 底層海水中為16.00%±8.73%[42]。這些地區(qū)的DMSP降解基因豐度均遠高于北極王灣。對2011年夏季樣品中DMSP降解基因多樣性的分析結(jié)果顯示, 王灣中及基因均與來自玫瑰桿菌支系(clade)細菌的相關(guān)基因具有親緣關(guān)系[16]。但基于高通量測序技術(shù)的浮游細菌群落組成分析表明, 2015年王灣水樣中以亞硫酸桿菌屬()為代表的玫瑰桿菌支系的相對豐度超過4%(數(shù)據(jù)未發(fā)表)。結(jié)合本次研究結(jié)果, 說明王灣海水中只有部分玫瑰桿菌支系細菌含有DMSP降解基因。不同海域中的細菌16S rRNA拷貝數(shù)的差異可能是原因之一。有相關(guān)研究發(fā)現(xiàn), 表層海水中細菌平均含有1.8個拷貝數(shù)的16S rRNA, 在開放海域是1.3個拷貝數(shù), 而在靠近海岸的地區(qū)則為2.8個拷貝數(shù)[46]。其次, 本次研究中所用擴增引物有別于文獻中采用的DMSP降解基因擴增引物對, 有可能因為特異性太高導(dǎo)致覆蓋范圍不夠廣、遺漏掉了其他亦含有或基因的細菌[47]。同時, 本次研究的樣品中DMSP降解基因豐度的確就是低也存在可能性。這些因素的疊加, 有可能就導(dǎo)致本次結(jié)果中DMSP降解基因的相對豐度遠遠低于溫帶、亞熱帶及熱帶海域的數(shù)據(jù)。具體原因還不明確, 尚待更多實驗的開展去探究。

本次研究通過QPCR方法首次對北極王灣夏季期間海水中DMSP降解基因和的相對豐度及分布進行了研究, 為認識北極高緯度海域中細菌參與海洋DMSP分解代謝及硫的生物地化循環(huán)提供了初步結(jié)果。在后續(xù)的研究工作中, 還需要考慮如下因素, 以便能對王灣海域細菌介導(dǎo)DMSP/DMS代謝并參與硫元素生物地化循環(huán)過程有更深入的認識: (1)包括海水DMSP/DMS濃度在內(nèi)的更多環(huán)境參數(shù)的獲取; (2)浮游植物、動物以及微生物的群落組成及相互關(guān)聯(lián); (3)具有DMSP代謝能力的模式菌株的獲取與研究。

致謝感謝自然資源部第二海洋研究所季仲強高級工程師提供王灣海水化學(xué)參數(shù)。感謝自然資源部中國極地研究中心曹叔楠博士采集2015年夏季水樣。

1 JOHNSTON A W, GREEN R T, TODD J D. Enzymatic breakage of dimethylsulfoniopropionate: a signature molecule for life at sea[J]. Current Opinion in Chemical Biology, 2016, 31: 58-65.

2 CHALLENGER F, SIMPSON M I. A precursor of the dimethyl sulphide evolved by Polysiphonia fastigiata; dimethyl-beta-propiothetine (dimethyl-beta-carboxythylsulphonium hydroxide) and its salts[J]. The Biochemical Journal, 1947, 41(3): xl.

3 BULLOCK H A, LUO H W, WHITMAN W B. Evolution of dimethylsulfoniopropionate metabolism in marine phytoplankton and bacteria[J]. Frontiers in Microbiology, 2017, 8: 637. doi:10.3389/fmicb.2017.00637.

4 HOWARD E C, HENRIKSEN J R, BUCHAN A, et al. Bacterial taxa that limit sulfur flux from the ocean[J]. Science, 2006, 314(5799): 649-652.

5 KIENE R P, LINN L J, GONZA?LEZ J, et al. Dimethylsulfoniopropionate and methanethiol are important precursors of methionine and protein-sulfur in marine bacterioplankton[J]. Applied and Environmental Microbiology, 1999, 65(10): 4549-4558.

6 SIMó R. Production of atmospheric sulfur by oceanic plankton: biogeochemical, ecological and evolutionary links[J]. Trends in Ecology & Evolution, 2001, 16(6): 287-294.

7 KIENE R P, LINN L J. The fate of Dissolved dimethylsulfoniopropionate (DMSP) in seawater: tracer studies using 35S-DMSP[J]. Geochimica et Cosmochimica Acta, 2000, 64(16): 2797-2810.

8 KIENE R P. Production of methanethiol from dimethylsulfoniopropionate in marine surface waters[J]. Marine Chemistry, 1996, 54(1/2): 69-83.

9 KIENE R P, LINN L J, BRUTON J A. New and important roles for DMSP in marine microbial communities[J]. Journal of Sea Research, 2000, 43(3/4): 209-224.

10 CURSON A R J, TODD J D, SULLIVAN M J, et al. Catabolism of dimethylsulphoniopropionate: microorganisms, enzymes and genes[J]. Nature Reviews Microbiology, 2011, 9(12): 849-859.

11 CHARLSON R J, LOVELOCK J E, ANDREAE M O, et al. Oceanic phytoplankton, atmospheric sulphur, cloud albedo and climate[J]. Nature, 1987, 326(6114): 655-661.

12 張曉華, 劉驥, 柳敬麗, 等. DMSP的生物合成與裂解及其在硫循環(huán)中的作用[J]. 中國科學(xué)基金, 2018, 32(5): 471-478.

13 FRADE P R, SCHWANINGER V, GLASL B, et al. Dimethylsulfoniopropionate in corals and its interrelations with bacterial assemblages in coral surface mucus[J]. Environmental Chemistry, 2016, 13(2): 252.

14 WANG P, CHEN X L, LI C Y, et al. Structural and molecular basis for the novel catalytic mechanism and evolution of DddP, an abundant peptidase-like bacterial Dimethylsulfoniopropionate lyase: a new enzyme from an old fold[J]. Molecular Microbiology, 2015, 98(2): 289-301.

15 HOWARD E C, SUN S L, BIERS E J, et al. Abundant and diverse bacteria involved in DMSP degradation in marine surface waters[J]. Environmental Microbiology, 2008, 10(9): 2397-2410.

16 ZENG Y X, QIAO Z Y, YU Y, et al. Diversity of bacterial dimethylsulfoniopropionate degradation genes in surface seawater of Arctic Kongsfjorden[J]. Scientific Reports, 2016, 6: 33031.

17 SUN J, TODD J D, THRASH J C, et al. The abundant marine bacterium Pelagibacter simultaneously catabolizes dimethylsulfoniopropionate to the gases dimethyl sulfide and methanethiol[J]. Nature Microbiology, 2016, 1(8): 16065.

18 RUSCH D B, HALPERN A L, SUTTON G, et al. The Sorcerer II Global Ocean Sampling Expedition: Northwest Atlantic through Eastern Tropical Pacific[J]. PLoS Biology, 2007, 5(3): e77.

19 TODD J D, CURSON A R J, KIRKWOOD M, et al. DddQ, a novel, cupin-containing, dimethylsulfoniopropionate lyase in marine roseobacters and in uncultured marine bacteria[J]. Environmental Microbiology, 2011, 13(2): 427-438.

20 TODD J D, CURSON A R J, DUPONT C L, et al. ThedddPgene, encoding a novel enzyme that converts dimethylsulfoniopropionate into dimethyl sulfide, is widespread in ocean metagenomes and marine bacteria and also occurs in some Ascomycete fungi[J]. Environmental Microbiology, 2009, 11(6): 1376-1385.

21 SVENDSEN H, BESZCZYNSKA-M?LLER A, HAGEN J O, et al. The physical environment of Kongsfjorden–Krossfjorden, an Arctic fjord system in Svalbard[J]. Polar Research, 2002, 21(1): 133-166.

22 BEUCHEL F, GULLIKSEN B, CARROLL M L. Long-term patterns of rocky bottom macrobenthic community structure in an Arctic fjord (Kongsfjorden, Svalbard) in relation to climate variability (1980–2003)[J]. Journal of Marine Systems, 2006, 63(1/2): 35-48.

23 高生泉, 陳建芳, 李宏亮, 等. 2008年夏季白令海營養(yǎng)鹽的分布及其結(jié)構(gòu)狀況[J]. 海洋學(xué)報(中文版), 2011, 33(2): 157-165.

24 董培艷. 北極王灣海域浮游細菌及攻瑰桿菌支系豐度及多樣性調(diào)查[D]. 廈門: 廈門大學(xué), 2013.

25 安鋼力. 實時熒光定量PCR技術(shù)的原理及其應(yīng)用[J].中國現(xiàn)代教育裝備, 2018, (21): 19-21.

26 CUI Y S, SUZUKI S, OMORI Y, et al. Abundance and distribution of dimethylsulfoniopropionate degradation genes and the corresponding bacterial community structure at dimethyl sulfide hot spots in the tropical and subtropical Pacific Ocean[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2015, 81(12): 4184-4194.

27 趙傳鵬, 浦躍樸, 尹立紅, 等. 實時熒光定量PCR法檢測環(huán)境假單胞菌屬細菌豐度[J]. 東南大學(xué)學(xué)報(自然科學(xué)版), 2006, 36(1): 143-146.

28 MCCANN C M, CHRISTGEN B, ROBERTS J A, et al. Understanding drivers of antibiotic resistance genes in High Arctic soil ecosystems[J]. Environment International, 2019, 125: 497-504.

29 GONZALEZ J M. Silicibacter pomeroyi sp. nov. and Roseovarius nubinhibens sp. nov., dimethylsulfoniopropionate-demethylating bacteria from marine environments[J]. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2003, 53(5): 1261-1269.

30 PENG M J, XIE Q Y, HU H, et al. Phylogenetic diversity of thedddPgene for dimethylsulfoniopropionate-dependent dimethyl sulfide synthesis in mangrove soils[J]. Canadian Journal of Microbiology, 2012, 58(4): 523-530.

31 FEY A, EICHLER S, FLAVIER S, et al. Establishment of a real-time PCR-based approach for accurate quantification of bacterial RNA targets in water, using salmonella as a model organism[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2004, 70(6): 3618-3623.

32 YAN W K, MA H M, SHI G T, et al. Independent shifts of abundant and rare bacterial populations across east Antarctica glacial foreland[J]. Frontiers in Microbiology, 2017, 8: 1534. doi:10.3389/fmicb.2017.01534.

33 SUZUKI M T, TAYLOR L T, DELONG E F. Quantitative analysis of small-subunit rRNA genes in mixed microbial populations via 5'-nuclease assays[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2000, 66(11): 4605-4614.

34 孫逸敏. 利用SPSS軟件分析變量間的相關(guān)性[J]. 新疆教育學(xué)院學(xué)報, 2007, 23(2): 120-123.

35 STEVENSON K J . Review of originpro 8.5[J]. J Am Chem Soc, 2015, 133(14): 5621-5621.

36 SRIDHAR K, CHARLES A L.antioxidant activity of Kyoho grape extracts in DPPH and ABTS assays: Estimation methods for EC50 using advanced statistical programs[J]. Food Chemistry, 2019, 275: 41-49.

37 HOP H, PEARSON T, HEGSETH E N, et al. The marine ecosystem of Kongsfjorden, Svalbard[J]. Polar Research, 2002, 21(1): 167-208.

38 季仲強, 高生泉, 金海燕, 等. 北極王灣2010年夏季水體營養(yǎng)鹽分布及影響因素[J]. 海洋學(xué)報(中文版), 2014, 36(10): 80-89.

39 TODD J D, CURSON A R J, DUPONT C L, et al. ThedddPgene, encoding a novel enzyme that converts dimethylsulfoniopropionate into dimethyl sulfide, is widespread in ocean metagenomes and marine bacteria and also occurs in some Ascomycete fungi[J]. Environmental Microbiology, 2009, 11(6): 1376-1385.

40 KIRKWOOD M, TODD J D, RYPIEN K L, et al. The opportunistic coral pathogen Aspergillus sydowii contains dddP and makes dimethyl sulfide from dimethylsulfoniopropionate[J]. The ISME Journal, 2010, 4(1): 147-150.

41 CURSON A R J, SULLIVAN M J, TODD J D, et al. DddY, a periplasmic dimethylsulfoniopropionate lyase found in taxonomically diverse species of Proteobacteria[J]. The ISME Journal, 2011, 5(7): 1191-1200.

42 LIU J L, LIU J, ZHANG S H, et al. Novel insights into bacterial dimethylsulfoniopropionate catabolism in the East China sea[J]. Frontiers in Microbiology, 2018, 9: 3206. doi:10.3389/fmicb.2018.03206.

43 趙麗軍. 東海和黃海海水中DMSP降解菌的分布、多樣性和降解特性的研究[D]. 青島: 中國海洋大學(xué), 2015.

44 SUNDA W G, HARDISON R, KIENE R P, et al. The effect of nitrogen limitation on cellular DMSP and DMS release in marine phytoplankton: climate feedback implications[J]. Aquatic Sciences, 2007, 69(3): 341-351.

45 焦念志, 柳承璋, 陳念紅. 東海二甲基硫丙酸的分布及其制約因素的初步研究[J]. 海洋與湖沼, 1999, 30(5): 525-531.

46 BIERS E J, SUN S, HOWARD E C. Prokaryotic genomes and diversity in surface ocean waters: interrogating the global ocean sampling metagenome[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2009, 75(7): 2221-2229.

47 VARALJAY V A, HOWARD E C, SUN S, et al. Deep sequencing of a dimethylsulfoniopropionate-degrading gene (dmdA) by using PCR primer pairs designed on the basis of marine metagenomic data[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2010, 76(2): 609-617.

ABUNDANCE AND DISTRIBUTION OF DIMETHYLSULFONIOPRO-PIONATE-DEGRADING GENES IN KONGSFJORDEN IN THE ARCTIC IN SUMMER

Liu Huijun1, Zeng Yinxin2, Lu Zhibo1, Yu Yong2

(1College of Environmental Science and Engineering, Tongji University, Shanghai 200092, China;2Ministry of Natural Resources, Polar Research Institute of China, Shanghai 200136, China)

As one of the most abundant organic sulfur compounds in the oceans, dimethylsulfoniopropionate (DMSP) has important physiological and ecological functions in phytoplankton cells and is also an important nutrient for marine microorganisms. Dimethyl sulfide (DMS) is produced during DMSP decomposition, and is also the most important source of volatile organic sulfide in a reduced state in the oceans. Therefore, the metabolism of DMSP plays an important role in the global sulfur cycle. Bacteria can degrade DMSP in seawater through demethylation and cleavage pathways, thus determining whether sulfur elements enter the microbial food web in the form of sulfur-containing proteins or enter the atmosphere as DMS. To date, there have been few reports on bacterial degradation of DMSP in high-latitude Arctic waters. Demethylase geneand lyase geneare involved in the two major pathways of DMSP degradation. We examined abundance and distribution of these two genes in the waters of Kongsfjorden in the Arctic in summer 2015 and 2016 using quantitative polymerase chain reaction (qPCR). Average abundance ratios of DMSP-degrading enzyme genes (and) to 16S rRNA genes in seawater were 0.25%±0.31%, 0.32%±0.58%, respectively. Measurements along transects from the outer to the inner fjord indicate that relative abundances ofandin surface waters were lower in the outer fjord and increased towards the inner fjord in 2015, with the exception of thegene at the K5 site. However, in 2016, there was no obvious trend of relative abundance ofgene in surface waters in the fjord; relative abundance ofgene in deep waters was higher in the outer fjord and decreased towards the inner fjord. Abundance of bacterioplankton containing DMSP degradation genes was very low in Kongsfjorden in summer. There were large spatial and temporal variations in the distribution of DMSP-degrading bacteria that are involved in different DMSP catabolism pathways. Further studies are needed to improve our understanding of bacterial DMSP degradation in Kongsfjorden and the ecological role of these bacteria in the local sulfur cycle.

quantitative fluorescence PCR, Arctic Kongsfjorden,,

2019年5月收到來稿, 2019年8月收到修改稿

國家自然科學(xué)基金(41476171)資助

劉會軍, 女, 1994年生。碩士, 主要從事極地微生物學(xué)研究。E-mail: liuhuijun@#edu.cn

俞勇, E-mail: yuyong@pric.org.cn

10. 研究論文13679/j.jdyj.20190028