姜黃素對(duì)心臟停搏/心肺復(fù)蘇大鼠腸黏膜損傷的抑制作用

王立峰，陳俊杰，李永寧，王 玲，王 磊，李雪嬌

大連醫(yī)科大學(xué)附屬第一醫(yī)院急診科，大連 116011

隨著心肺復(fù)蘇（cardiopulmonary resuscitation，CPR）理論的發(fā)展及醫(yī)療水平的提高，心臟停搏（cardiac arrest，CA）的復(fù)蘇成功率逐年上升，但多數(shù)患者恢復(fù)自主循環(huán)后仍死于心臟停搏后綜合征（post-cardiac arrest syndrome，PCAS），即心臟停搏復(fù)蘇后發(fā)生全身組織缺血/再灌注（ischemia/reperfusion，I/R）損傷，出現(xiàn)多臟器功能障礙綜合征（multiple organ dysfunction syndrome，MODS）的病理生理過程，其中小腸往往成為心臟停搏后復(fù)蘇最早發(fā)生I/R 損傷和MODS 的始動(dòng)器官。CPR 后嚴(yán)重的胃腸道I/R損傷，可導(dǎo)致腸內(nèi)細(xì)菌發(fā)生易位，引發(fā)腸源性膿毒癥，甚至出現(xiàn)多臟器功能衰竭，導(dǎo)致患者病死率增加[1-2]。當(dāng)前，PCAS 的治療是臨床上的一大難題，如何在早期改善腸道缺血及菌群易位已成為治療PCAS 的關(guān)鍵因素[3-4]。姜黃素（curcumin）作為一種中藥成分，具有抗炎、抗氧化、抗腫瘤、清除自由基等多種功效[5-7]，但對(duì)CPR 后的腸道黏膜是否具有保護(hù)作用未見報(bào)道。為此本實(shí)驗(yàn)建立CA/CPR大鼠模型，研究姜黃素對(duì)腸黏膜組織的保護(hù)機(jī)制。

1 材料與方法

1.1 主要試劑和儀器

姜黃素、胱天蛋白酶3（caspase-3）抗體、缺氧誘導(dǎo)因子-1α（hypoxia-inducible factor-1α，HIF-1α）抗體、甘油醛-3-磷酸脫氫酶（glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase，GAPDH）抗體、辣根過氧化物酶（HRP）標(biāo)記的兔抗山羊IgG 二抗（Sigma 公司，美國），二甲基亞砜（天津博迪化工股份有限公司），血清腫瘤壞死因子-α（tumor necrosis factor-α，TNF-α）和白介素-6（interleukin-6，IL-6）的ELISA 試劑盒（R&D 公司，美國），超氧化物歧化酶（superoxide dismutase，SOD）活力檢測試劑盒、丙二醛（malondialdehyde，MDA）檢測試劑盒、還原型谷胱甘肽（glutathione，GSH）檢測試劑盒（武漢博士德生物工程有限公司），TUNEL 法細(xì)胞凋亡檢測試劑盒（Roche 公司，瑞士）。動(dòng)物呼吸機(jī)（Harvard 儀器公司，美國），透射電子顯微鏡（TEM，Hitachi 公司，日本）。

1.2 動(dòng)物分組

SPF 級(jí) 雄 性Sprague-Dawley 大 鼠24 只， 體 質(zhì) 量（320.6±20.5）g，由大連醫(yī)科大學(xué)動(dòng)物中心提供，飼養(yǎng)于大連醫(yī)科大學(xué)附屬第一醫(yī)院中心實(shí)驗(yàn)室SPF 級(jí)動(dòng)物房。實(shí)驗(yàn)動(dòng)物生產(chǎn)許可證號(hào)為SCXK（遼）2020-0001，實(shí)驗(yàn)動(dòng)物使用許可證號(hào)為SYXK（遼）2018-0007。大鼠隨機(jī)分為4 組，即對(duì)照組（Sham 組）、姜黃素組（Cur 組）、CPR后腸I/R 損傷組（I/R 組）、姜黃素+CPR 后腸I/R 損傷組（Cur+I/R 組），每組6 只。Sham 組、Cur 組麻醉后行氣管插管，股動(dòng)脈、股靜脈置管，不進(jìn)行窒息和CPR 操作；I/R 組和Cur+I/R 組構(gòu)建CA/CPR 模型；Cur+I/R 組于CPR 開始前1 min 腹腔注射姜黃素（二甲基亞砜作為溶劑）100 mg/kg，同一時(shí)間Cur 組腹腔注射相同劑量姜黃素，Sham 組、I/R 組注射相同體積的二甲基亞砜。所有實(shí)驗(yàn)動(dòng)物相關(guān)操作均獲得大連醫(yī)科大學(xué)附屬第一醫(yī)院實(shí)驗(yàn)動(dòng)物使用和管理委員會(huì)批準(zhǔn)。

1.3 CA/CPR 模型的構(gòu)建

采用窒息法建立大鼠CA/CPR 模型。術(shù)前12 h 禁食（不禁水），10%水合氯醛按0.3 mL/100 g 腹腔注射麻醉，將大鼠固定于手術(shù)臺(tái)上后給予氣管切開置管，接呼吸機(jī)。24G 留置針行股動(dòng)脈、股靜脈插管監(jiān)測血壓，建立靜脈通路，心電監(jiān)護(hù)描記Ⅱ?qū)?lián)心電圖，待大鼠血壓和心率穩(wěn)定后，于呼吸末夾閉氣管插管至心搏驟停。心臟停搏判定標(biāo)準(zhǔn)：心電圖呈心室纖顫（室顫）、停搏或無脈性電活動(dòng)（PEA）波形，收縮壓<25 mmHg（1 mmHg=0.133 kPa）[8]。心臟停搏5 min 后開放氣道，呼吸機(jī)機(jī)械通氣（通氣頻率80 次/min，潮氣量6 mL/kg，吸入氧濃度21%），并同時(shí)給予人工胸外按壓（按壓深度為胸廓前后徑的1/3，頻率為160 次/min），股靜脈快速推注腎上腺素（0.02 mg/kg）和5%碳酸氫鈉（1 mg/kg）， 持續(xù)監(jiān)測并記錄心電圖直至自主循環(huán)恢復(fù)（restoration of spontaneous circulation，ROSC）。ROSC 標(biāo)準(zhǔn)：心電圖出現(xiàn)正常QRS 波群；心前區(qū)觸及心臟搏動(dòng)；平均動(dòng)脈壓（mean arterial pressure，MAP） >60 mmHg，并且至少維持5 min 以上。ROSC 后停止按壓，記錄時(shí)間，采集參數(shù)，大鼠血液循環(huán)穩(wěn)定后撤呼吸機(jī)，大鼠改為吸氧，連續(xù)監(jiān)測血流動(dòng)力學(xué)。CPR 持續(xù)6 min 無效者放棄復(fù)蘇。

1.4 標(biāo)本采集

ROSC 后6、12、24 h 尾靜脈采血1 mL，同時(shí)腹腔注射等體積生理鹽水，805×g 離心20 min，取上清液，保存于-80 ℃冰箱備用。ROSC 后24 h 處死大鼠，切取大鼠回腸2.5 cm（距回腸末端約8 cm），4 ℃生理鹽水中清洗后備用。

1.5 各項(xiàng)指標(biāo)檢測方法

1.5.1 大鼠血清中TNF-α、IL-6 質(zhì)量濃度的測定 取大鼠血清于4 ℃復(fù)融，檢測血清TNF-α、IL-6 的質(zhì)量濃度，按照ELISA 試劑盒說明書操作。

1.5.2 大鼠腸組織MDA、GSH 含量及SOD 活力測定 取腸組織約100 mg 進(jìn)行研磨，取組織勻漿，805×g離心20 min，取上清液，按照試劑盒說明，測定MDA、GSH 含量及SOD 活力。每個(gè)樣本重復(fù)3 次。

1.5.3 大鼠腸組織病理學(xué)分析 將腸組織于10%中性多聚甲醛溶液中固定，經(jīng)過逐級(jí)乙醇脫水，二甲苯透明，浸蠟，石蠟包埋后，將組織塊切成4 μm 薄片，經(jīng)脫蠟、水化、蒸餾水沖洗等，行蘇木精-伊紅（hematoxylin-eosin，H-E）染色，在顯微鏡下觀察腸黏膜組織形態(tài)學(xué)變化情況。

1.5.4 腸黏膜上皮細(xì)胞凋亡檢測 取石蠟包埋腸組織切取3 μm 厚度的切片6 張，經(jīng)二甲苯脫蠟，梯度乙醇脫水，PBS 沖洗，每片加25 μL TUNEL 反應(yīng)液于37 ℃溫箱中孵育60 min。經(jīng)PBS 沖洗，每片加25 μL 堿性磷酸酶抗體，于37 ℃溫箱中孵育10 ～30 min，再次PBS 沖洗，每片加1 ～2 滴底物顯色液BCIP/NBT，室溫下孵育30 min，PBS 沖洗。經(jīng)蘇木精復(fù)染，鹽酸乙醇分化，中性樹膠封片后在光學(xué)顯微鏡下觀察凋亡蛋白表達(dá)情況（凋亡細(xì)胞核呈棕色或棕黃色），于200 倍鏡下隨機(jī)選取5 個(gè)視野，計(jì)數(shù)每個(gè)視野中凋亡細(xì)胞數(shù)和總細(xì)胞數(shù)，以凋亡細(xì)胞數(shù)占總細(xì)胞數(shù)的百分比為凋亡指數(shù)（apoptotic index）。

1.5.5 Western blotting 檢測caspase-3 和HIF-1α 的表達(dá) 取 腸組織用裂解液RIPA 裂解，高速離心后提取回腸組織總蛋白。應(yīng)用十二烷基硫酸鈉-聚丙烯酰胺凝膠電泳（SDSPAGE）進(jìn)行蛋白質(zhì)分離，上樣后在12%聚丙烯酰胺凝膠中進(jìn)行電泳，以電轉(zhuǎn)膜方法將蛋白質(zhì)轉(zhuǎn)移至醋酸纖維素膜上，5%脫脂奶粉封閉2 h，加入山羊抗大鼠caspase-3 和抗HIF-1α 的一抗（均1:200 稀釋）進(jìn)行雜交，再用兔抗山羊HRP-IgG 二抗（1:500）標(biāo)記，DAB 顯色。結(jié)果在圖像分析系統(tǒng)中進(jìn)行分析。

1.5.6 腸黏膜上皮超微結(jié)構(gòu)的觀察 取回腸標(biāo)本（約1 mm3）固定于3%戊二醛的緩沖液中，PBS 沖洗后于1%四氧化鋨酸固定1 ～2 h。組織逐級(jí)乙醇脫水，樹脂包埋，常規(guī)超薄切片（厚度70 nm），用4%醋酸雙氧鈾和0.4%檸檬酸鉛固定，通過TEM 觀察黏膜上皮細(xì)胞及細(xì)胞間緊密連接的情況。

1.6 統(tǒng)計(jì)學(xué)分析

2 結(jié)果

2.1 大鼠一般生存狀態(tài)和復(fù)蘇后相關(guān)指標(biāo)

4 組大鼠的術(shù)前呼吸頻率、心率、MAP 之間差異不明顯，均無統(tǒng)計(jì)學(xué)意義（均P>0.05）。Cur+I/R 組與I/R組在模型構(gòu)建過程中的窒息時(shí)間、腎上腺素用量、CPR至ROSC 時(shí)間相比較，差異無統(tǒng)計(jì)學(xué)意義（均P>0.05）。Sham 組和Cur 組大鼠全部存活至術(shù)后24 h；I/R 組和Cur+I/R 組大鼠均復(fù)蘇成功，ROSC 后24 h 均僅各存活 5 只。4 組存活率之間差異無統(tǒng)計(jì)學(xué)意義（P>0.05，表1）。

表1 各組大鼠的基線特征及模型構(gòu)建過程中的相關(guān)指標(biāo)Tab 1 Baseline characteristics of rats in each group and related indexes during model construction

2.2 血清中炎癥因子TNF-α、IL-6 的濃度

在ROSC 后6 h、12 h、24 h 檢 測 炎 癥 因 子TNF-α、IL-6 的濃度發(fā)現(xiàn)，Sham 組與Cur 組幾乎無變化，且2 組間 無 明 顯 差 異。Cur+I/R 組 和I/R 組 在6 h 時(shí)TNF-α 和IL-6 均處于高表達(dá)水平，隨著時(shí)間推移表達(dá)水平逐漸降低，但仍顯著高于Sham 組（均P<0.01）；Cur+I/R 組的TNF-α和IL-6 與I/R 組比較，均顯著降低（均P<0.05，圖1）。

圖1 大鼠ROSC 后不同時(shí)間血清中炎癥因子TNF-α 和IL-6 的濃度Fig 1 Concentrations of inflammatory factors TNF-α and IL-6 in rats serum in different periods after ROSC

2.3 腸組織中MDA、GSH 濃度及SOD 活力水平

通過檢測腸組織中MDA 濃度發(fā)現(xiàn)，Cur+I/R 組顯著低于I/R 組（P<0.05），但顯著高于Sham 組（P<0.01）；而Cur+I/R 組的SOD 活力和GSH 濃度顯著高于I/R 組（均P<0.05），低于Sham 組（均P<0.01，圖2）。

圖2 大鼠ROSC 后24 h 腸組織中MDA 和GSH 濃度及SOD 活力水平Fig 2 MDA and GSH concentrations and SOD activity 24 h after ROSC in intestinal tissues of rats

2.4 腸黏膜組織病理學(xué)變化

大鼠腸組織經(jīng)H-E 染色后在鏡下觀察發(fā)現(xiàn)，I/R 組可見腸黏膜水腫，炎癥細(xì)胞浸潤，絨毛頂端上皮脫落、粘連，中央乳糜管擴(kuò)張，固有層裸露、破潰；而Cur+I/R 組腸黏膜出現(xiàn)少量絨毛頂端上皮脫落，固有層輕度水腫，較I/R 組明顯減輕。Sham 組和Cur 組腸各層結(jié)構(gòu)清晰，黏膜表層完整，腺體排列整齊（圖3）。

圖3 大鼠ROSC 后24 h 腸組織H-E 染色（×200）Fig 3 H-E staining results of intestinal tissues of rats 24 h after ROSC (×200)

2.5 腸黏膜上皮細(xì)胞凋亡情況

TUNEL 法檢測大鼠回腸黏膜顯示，Cur+I/R 組腸黏膜凋亡細(xì)胞多集中于缺血、缺氧敏感的腸絨毛的頂部， I/R 組腸黏膜上皮凋亡細(xì)胞呈棕褐色，在腸絨毛表面均有分布；Cur+I/R 組的凋亡指數(shù)較I/R 組顯著降低（P<0.05），但仍較Sham 組顯著升高（P<0.01）。Sham 組和Cur 組腸黏膜凋亡細(xì)胞較少（圖4）。

圖4 TUNEL 法檢測大鼠ROSC 后24 h 腸黏膜上皮細(xì)胞凋亡情況與凋亡指數(shù)（×200）Fig 4 TUNEL detection of intestinal mucosal epithelial cell apoptosis and apoptotic indexes of rats 24 h after ROSC (×200)

2.6 腸組織中caspase-3 和HIF-1α 的表達(dá)

Sham 組和Cur 組caspase-3 蛋白表達(dá)較低；Cur+I/R組caspase-3 蛋白表達(dá)顯著低于I/R 組（P<0.05），高于Sham 組（P<0.01）。Sham 組和Cur 組HIF-1α 蛋白表達(dá)較低；Cur+I/R 組HIF-1α 蛋白表達(dá)顯著高于I/R 組和Sham組（均P<0.05，圖5）。

圖5 Western blotting 檢測大鼠ROSC 后24 h 腸組織中caspase-3 和HIF-1α 蛋白表達(dá)Fig 5 Detection of caspase-3 protein expression in intestinal tissues of rats 24 h after ROSC by Western blotting

2.7 腸組織超微結(jié)構(gòu)變化

TEM 下觀察，Sham 組腸黏膜上皮細(xì)胞排列緊密，細(xì)胞表面微絨毛豐富，排列有序，下方橋粒結(jié)構(gòu)清晰，連接緊密，游離面細(xì)胞器豐富，有大量線粒體分布，細(xì)胞側(cè)面連接復(fù)合體結(jié)構(gòu)完整；Cur 組上皮細(xì)胞呈高柱狀，表面微絨毛排列規(guī)則，橋粒結(jié)構(gòu)清晰，特點(diǎn)與Sham 組相似；Cur+I/R 組腸黏膜上皮細(xì)胞微絨毛排列密集、有序，結(jié)構(gòu)清晰，細(xì)胞間的連接復(fù)合體完整，細(xì)胞器形態(tài)大致正常；I/R 組腸黏膜上皮細(xì)胞微絨毛排列稀疏，欠規(guī)則，絨毛倒伏，彼此緊密連接的腸黏膜上皮結(jié)構(gòu)被破壞，出現(xiàn)內(nèi)質(zhì)網(wǎng)脫顆?，F(xiàn)象，線粒體空化、嵴斷裂（圖6）。

圖6 TEM 下大鼠ROSC 后24 h 腸組織超微結(jié)構(gòu)（×20 000）Fig 6 Ultrastructure of intestinal tissues of rats 24 h after ROSC under TEM (×20 000)

3 討論

臨床上CPR 的成功率近年來逐漸升高，但復(fù)蘇后的I/R 損傷及感染仍是死亡的主要原因，其中機(jī)制與腸道菌群失調(diào)、易位，炎癥因子、氧自由基及內(nèi)毒素釋放導(dǎo)致腸黏膜上皮細(xì)胞凋亡及自主神經(jīng)功能紊亂等密不可分[9-11]。CPR 后腸黏膜處于缺血再灌注狀態(tài)，絨毛頂端最敏感、易受損傷，可出現(xiàn)絨毛脫落、細(xì)胞變性壞死及黏膜損傷出血，腸道通透性增加，繼而細(xì)菌及其毒素移位至血液循環(huán)誘發(fā)膿毒癥甚至多臟器功能衰竭[12-14]。姜黃素是從姜科植物的根莖中提取的一種天然化合物，它可以抑制炎癥反應(yīng)、降低活性氧簇、抑制巨噬細(xì)胞活性和蛋白激酶的表達(dá)，對(duì)機(jī)體組織炎癥損傷有著顯著的治療作用[15-19]。本實(shí)驗(yàn)發(fā)現(xiàn)，ROCS 后I/R 組大鼠回腸黏膜水腫，炎癥細(xì)胞浸潤，絨毛頂端上皮脫落、粘連，上皮細(xì)胞結(jié)構(gòu)損傷明顯，而Cur+I/R 組腸黏膜出現(xiàn)少量絨毛頂端上皮脫落，固有層輕度水腫，較I/R 組明顯減輕，說明姜黃素對(duì)大鼠CA/CPR 后腸上皮細(xì)胞具有一定保護(hù)作用。

TNF-α 是由單核巨噬細(xì)胞和活化的T 淋巴細(xì)胞分泌的早期炎癥因子和免疫調(diào)節(jié)因子，在腸道損傷炎癥級(jí)聯(lián)反應(yīng)中起核心作用；IL-6 是二級(jí)炎癥反應(yīng)介質(zhì)的誘導(dǎo)物，能反映感染的嚴(yán)重程度及預(yù)后[20]。相關(guān)研究[8]表明，CPR后1 ～3 d，心、腦等重要器官功能逐步得到改善，而腸黏膜屏障損傷及血清中促炎介質(zhì)TNF-α、IL-6、IL-8 等表達(dá)卻明顯增加，易繼發(fā)全身炎癥反應(yīng)綜合征（systemic inflammatory response syndrome，SIRS）， 進(jìn) 而 出 現(xiàn)MODS。本實(shí)驗(yàn)發(fā)現(xiàn)，CPR 后I/R 組6、12、24 h 血清中TNF-α 和IL-6 均呈高表達(dá)，提示受損腸黏膜存在持續(xù)炎癥反應(yīng)，而Cur+I/R 組中TNF-α、IL-6 的水平明顯降低，表明姜黃素可抑制促炎因子的釋放。

在ROSC 后，微循環(huán)再灌注過程中產(chǎn)生大量氧自由基是器官損傷的重要環(huán)節(jié)。本研究顯示，I/R 組脂質(zhì)過氧化產(chǎn)物MDA 含量顯著升高，而抗氧化應(yīng)激相關(guān)的SOD 活力和GSH 含量明顯降低，說明ROSC 后腸黏膜上皮細(xì)胞存在著顯著的脂質(zhì)過氧化現(xiàn)象，且清除氧自由基的能力明顯不足。而在姜黃素干預(yù)下CPR 后大鼠腸黏膜組織中MDA 含量下降，SOD 活力上升、GSH 含量上調(diào)，證實(shí)了姜黃素可通過清除氧自由基，抑制腸黏膜組織氧化應(yīng)激反應(yīng)，改善細(xì)胞內(nèi)氧化還原狀態(tài)，從而保護(hù)腸黏膜免受過度氧化應(yīng)激引起的損傷。

腸黏膜上皮細(xì)胞凋亡是ROSC 后腸道I/R 損傷的另一個(gè)重要因素[21-22]。本實(shí)驗(yàn)發(fā)現(xiàn)，I/R 組TUNEL 染色后腸黏膜上皮和固有層細(xì)胞凋亡明顯增加，凋亡指數(shù)升高，以及凋亡蛋白caspase-3 的表達(dá)上調(diào)，均提示腸上皮細(xì)胞發(fā)生凋亡；而且TEM 下可見I/R 組腸上皮細(xì)胞內(nèi)線粒體空化、嵴斷裂，以及脫顆?，F(xiàn)象。有研究[23-24]證實(shí)，姜黃素能通過上調(diào)腸上皮細(xì)胞中抗凋亡基因B 淋巴細(xì)胞瘤-2（B-cell lymphoma-2，Bcl-2）的表達(dá)，抑制caspase-3 的活化，從而減輕腸上皮細(xì)胞的凋亡程度。本研究結(jié)果顯示，Cur+I/R 組凋亡細(xì)胞數(shù)量減少，caspase-3 蛋白表達(dá)水平低于I/R 組，TEM 下可見腸黏膜上皮細(xì)胞損傷程度較I/R 組明顯減輕，說明姜黃素具有抑制CA/CPR 后腸上皮細(xì)胞凋亡、保護(hù)腸黏膜屏障的作用。

在CPR 過程中，腸黏膜作為缺氧敏感器官，往往是心臟停搏后缺血性損傷最早受累的部位。近年來，研究[25]表明，HIF-1α 作為低氧適應(yīng)和病理反應(yīng)中的一種特異性中介因子，在腸黏膜缺氧狀態(tài)下持續(xù)激活，其表達(dá)上調(diào)可產(chǎn)生一系列病理生理變化，從而修復(fù)和維持腸黏膜屏障功能。姜黃素在缺氧條件下可調(diào)節(jié)HIF-1α 活性[26-27]。在本實(shí)驗(yàn)中Cur+I/R 組HIF-1α 活性明顯高于I/R 組，說明姜黃素可在ROSC 后24 h 的腸道內(nèi)促HIF-1α 表達(dá)上升，對(duì)CPR后腸黏膜缺血給予保護(hù)性作用，而其中的機(jī)制尚未可知，需要在今后工作中進(jìn)一步探索。

本實(shí)驗(yàn)研究表明，姜黃素能有效減輕CA/CPR 后大鼠腸黏膜損傷，通過抑制炎癥介質(zhì)釋放、清除氧自由基、抑制腸上皮細(xì)胞凋亡、上調(diào)HIF-1α 表達(dá)等方面對(duì)腸黏膜起保護(hù)作用，有望成為臨床上CPR 后患者保護(hù)腸道屏障功能的潛在藥物。但本研究樣本數(shù)量偏少，檢測炎癥及凋亡指標(biāo)有限，這有待于下一步的研究中完善。

參·考·文·獻(xiàn)

[1] Li X, Ling YH, Cao ZM, et al. Targeting intestinal epithelial cell-programmed necrosis alleviates tissue injury after intestinal ischemia/reperfusion in rats[J]. J Surg Res, 2018, 225: 108-117.

[2] Bertoni S, Ballabeni V, Barocelli E, et al. Mesenteric ischemia-reperfusion: an overview of preclinical drug strategies[J]. Drug Discov Today, 2018, 23(7): 1416-1425.

[3] Ueda T, Takagi T, Katada K, et al. The protective effect of orally administered redox nanoparticle on intestinal ischemia-reperfusion injury in mice[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2018, 495(2): 2044-2049.

[4] Cagin YF, Atayan Y, Sahin N, et al. Beneficial effects of dexpanthenol on mesenteric ischemia and reperfusion injury in experimental rat model[J]. Free Radic Res, 2016, 50(3): 354-365.

[5] Yucel AF, Kanter M, Pergel A, et al. The role of curcumin on intestinal oxidative stress, cell proliferation and apoptosis after ischemia/reperfusion injury in rats[J]. J Mol Histol, 2011, 42(6): 579-587.

[6] Bereswill S, Mu?oz M, Fischer A, et al. Anti-inflammatory effects of resveratrol, curcumin and simvastatin in acute small intestinal inflammation[J]. PLoS One, 2010, 5(12): e15099.

[7] Larmonier CB, Midura-Kiela MT, Ramalingam R, et al. Modulation of neutrophil motility by curcumin: implications for inflammatory bowel disease[J]. Inflamm Bowel Dis, 2011, 17(2): 503-515.

[8] Pan H, Chen D, Liu BB, et al. Effects of sodium hydrosulfide on intestinal mucosal injury in a rat model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation[J]. Life Sci, 2013, 93(1): 24-29.

[9] Wang GZ, Yao JH, Li ZL, et al. miR-34a-5p inhibition alleviates intestinal ischemia/reperfusion-induced reactive oxygen species accumulation and apoptosis via activation of SIRT1 signaling[J]. Antioxid Redox Signal, 2016, 24(17): 961-973.

[10] Xing JH, Lu J. HIF-1α activation attenuates IL-6 and TNF-α pathways in hippocampus of rats following transient global ischemia[J]. Cell Physiol Biochem, 2016, 39(2): 511-520.

[11] Kocael A, Inal BB, Guntas G, et al. Evaluation of matrix metalloproteinase, myeloperoxidase, and oxidative damage in mesenteric ischemia-reperfusion injury[J]. Hum Exp Toxicol, 2016, 35(8): 851-860.

[12] Nadatani Y, Watanabe T, Shimada S, et al. Microbiome and intestinal ischemia/reperfusion injury[J]. J Clin Biochem Nutr, 2018, 63(1): 26-32.

[13] Santos CH, Aydos RD, Nogueira Neto E, et al. Evaluation of pulmonary reperfusion injury in rats undergoing mesenteric ischemia and reperfusion and protective effect of postconditioning on this process[J]. Braz J Cardiovasc Surg, 2015, 30(5): 533-537.

[14] He XM, Zheng YQ, Liu SZ, et al. MiR-146a protects small intestine against ischemia/reperfusion injury by down-regulating TLR4/TRAF6/NF-κB pathway[J]. J Cell Physiol, 2018, 233(3): 2476-2488.

[15] Onder A, Kapan M, Gümü? M, et al. The protective effects of curcumin on intestine and remote organs against mesenteric ischemia/reperfusion injury[J]. Turk J Gastroenterol, 2012, 23(2): 141-147.

[16] Nurullahoglu-Atalik KE, Okudan N, Belviranli M, et al. Role of curcumin in mesenteric ischemia-reperfusion injury in rats[J]. Bratisl Lek Listy, 2012, 113(8): 465-470.

[17] Zu G, Zhou TT, Che NW, et al. Salvianolic acid A protects against oxidative stress and apoptosis induced by intestinal ischemia-reperfusion injury through activation of Nrf2/HO-1 pathways[J]. Cell Physiol Biochem, 2018, 49(6): 2320-2332.

[18] McFadden RM, Larmonier CB, Shehab KW, et al. The role of curcumin in modulating colonic microbiota during colitis and colon cancer prevention[J]. Inflamm Bowel Dis, 2015, 21(11): 2483-2494.

[19] Meng Z, Yan C, Deng Q, et al. Curcumin inhibits LPS-induced inflammation in rat vascular smooth muscle cells in vitro via ROS-relative TLR4-MAPK/NF-κB pathways[J]. Acta Pharmacol Sin, 2013, 34(7): 901-911.

[20] Yang Z, Zhang XR, Zhao Q, et al. Knockdown of TNF-α alleviates acute lung injury in rats with intestinal ischemia and reperfusion injury by upregulating IL-10 expression[J]. Int J Mol Med, 2018, 42(2): 926-934.

[21] Hu QY, Ren HJ, Ren JN, et al. Released mitochondrial DNA following intestinal ischemia reperfusion induces the inflammatory response and gut barrier dysfunction[J]. Sci Rep, 2018, 8(1): 7350.

[22] Yang K, Luo Y, Lu S, et al. Salvianolic acid B and ginsenoside Re synergistically protect against Ox-LDL-induced endothelial apoptosis through the antioxidative and antiinflammatory mechanisms[J]. Front Pharmacol, 2018, 9: 662.

[23] Song WB, Wang YY, Meng FS, et al. Curcumin protects intestinal mucosal barrier function of rat enteritis via activation of MKP-1 and attenuation of p38 and NF-κB activation[J]. PLoS One, 2010, 5(9): e12969.

[24] Jia ZZ, Lian WS, Shi HF, et al. Ischemic postconditioning protects against intestinal ischemia/reperfusion injury via the HIF-1α/miR-21 axis[J]. Sci Rep, 2017, 7(1): 16190.

[25] Shi YH, Fang WG. Hypoxia-inducible factor-1 in tumour angiogenesis[J]. World J Gastroenterol, 2004, 10(8): 1082-1087.

[26] Kannan KB, Colorado I, Reino D, et al. Hypoxia-inducible factor plays a gut-injurious role in intestinal ischemia reperfusion injury[J]. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol, 2011, 300(5): G853-G861.

[27] Kai S, Tanaka T, Daijo H, et al. Hydrogen sulfide inhibits hypoxia- but not anoxia-induced hypoxia-inducible factor 1 activation in a von hippel-lindau-and mitochondria-dependent manner[J]. Antioxid Redox Signal, 2012, 16(3): 203-216.