劉暢,李桂玲
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細(xì)菌外膜囊泡的研究及其在醫(yī)藥生物技術(shù)領(lǐng)域的應(yīng)用進(jìn)展
劉暢,李桂玲
100050 北京,中國醫(yī)學(xué)科學(xué)院北京協(xié)和醫(yī)學(xué)院醫(yī)藥生物技術(shù)研究所制劑室
細(xì)菌外膜囊泡(outer membrane vesicles,OMVs)是由革蘭陰性細(xì)菌以出芽的方式分離出來的直徑為 20 ~ 300 nm 的球形雙層納米結(jié)構(gòu)。細(xì)菌產(chǎn)生的膜囊泡保留了源細(xì)菌的理化特性,但不能再生和復(fù)制。
在最初發(fā)現(xiàn)的幾十年里,人們一直認(rèn)為 OMVs 是細(xì)菌生長的產(chǎn)物,然而后來證實(shí)它是原核細(xì)胞有目的產(chǎn)生的納米結(jié)構(gòu)。OMVs 的生物起源有多種機(jī)制,其生物起源伴隨著內(nèi)含物特異性富集和包被,是一個(gè)精細(xì)的、有選擇的過程,而不是隨機(jī)分泌的[1]。OMVs 從細(xì)菌分離后不影響細(xì)胞膜的完整性[2]。OMVs 在發(fā)病機(jī)制、細(xì)胞通訊、基因轉(zhuǎn)移等方面具有重要作用。比如,OMVs 可作為毒力因子的載體,使宿主感染細(xì)菌發(fā)病,并且 OMVs 可作為一種新型載體,通過遞送藥物達(dá)到治療癌癥或其他疾病的目的[3]。
本文將綜述 OMVs 近年來的研究進(jìn)展,包括 OMVs 的研究概況、結(jié)構(gòu)和成分、提取與純化、生物產(chǎn)生機(jī)制、免疫調(diào)節(jié)和發(fā)病機(jī)制及其應(yīng)用等。期望本文有助于增進(jìn)對 OMVs 生物學(xué)的了解,并為 OMVs 在醫(yī)藥及各種生物技術(shù)中的應(yīng)用提供新思路。
近 50 年前,有研究報(bào)道了一個(gè)專性厭氧腸桿菌周圍 OMVs 樣結(jié)構(gòu)的透射電鏡(TEM)照片[4]。隨后,首次報(bào)道了大腸桿菌賴氨酸突變體在缺少賴氨酸的培養(yǎng)基中,發(fā)現(xiàn)其表面有許多氣泡[5]。此后,越來越多的文獻(xiàn)描述了各種革蘭陰性細(xì)菌分泌類似 OMVs 的結(jié)構(gòu)[6-10]。至此,由這類細(xì)菌分泌 OMVs 被認(rèn)為是一種常見現(xiàn)象[11-12]。革蘭陽性細(xì)菌的單層膜結(jié)構(gòu)使研究者起初認(rèn)為 OMVs 只產(chǎn)生于革蘭陰性細(xì)菌,但革蘭陽性細(xì)菌和陰性細(xì)菌相似的程度,又讓研究者猜想革蘭陽性細(xì)菌會(huì)不會(huì)同樣產(chǎn)生 OMVs。隨著研究進(jìn)展,發(fā)現(xiàn)革蘭陽性細(xì)菌和古細(xì)菌也有分泌 OMVs 的現(xiàn)象[13-16]。因此,所有原核細(xì)胞均可形成 OMVs,表明其在生物產(chǎn)生和進(jìn)化的過程中起著關(guān)鍵的作用[17-19]。
OMVs 除了典型的球形結(jié)構(gòu)(圖 1),在古細(xì)菌和其他細(xì)菌中還發(fā)現(xiàn)了管形和莢狀囊泡等形狀結(jié)構(gòu)[20-21]。OMVs 主要包括細(xì)菌周質(zhì)、外膜的細(xì)胞成分,其中的物質(zhì)種類包括膜脂質(zhì)、分泌蛋白、膜蛋白、脂多糖、肽聚糖以及毒力因子等,也可能包含細(xì)胞內(nèi)成分,如胞內(nèi)蛋白、DNA、RNA 和酶等[22-23]。一些細(xì)菌產(chǎn)生的 OMVs 可包裹特定物質(zhì),比如,某些細(xì)菌的 OMVs 可根據(jù)電荷包裹特定蛋白質(zhì)[24-25],但這些物質(zhì)是如何進(jìn)入 OMVs 的確切機(jī)制尚不清楚。包含的成分被稱為“貨物”,OMVs 可將其在不需要接觸的情況下運(yùn)送到宿主的遠(yuǎn)端部位。
圖 1 OMVs 的典型球形結(jié)構(gòu)
通常,OMVs 從培養(yǎng)至對數(shù)生長期的菌株細(xì)胞中獲得,通過多次離心和過濾步驟純化制備,并且要確保完全消除污染物,如母體細(xì)菌碎片和游離內(nèi)毒素等。采用密度梯度超速離心法初步分離純化獲得粗 OMVs,收集離心后的上清液,并經(jīng) 0.22 μm 濾膜過濾以除去殘留的細(xì)菌,然后經(jīng)內(nèi)毒素清除柱去除游離內(nèi)毒素。隨后,將上述液體以超濾濃縮法離心,將離心后的包含 OMVs 的沉淀重新懸浮在 PBS(pH 7.6)中,采用 BCA 蛋白檢測試劑盒測定蛋白質(zhì)濃度。最后,為確保 OMVs 中沒有細(xì)菌,可在瓊脂生長板上孵育 OMVs,37 ℃過夜。若過夜后的瓊脂板上沒有細(xì)菌菌落,則證明 OMVs 制劑無菌[26-27]。
目前,OMVs 的具體生物產(chǎn)生機(jī)制仍不明確,根據(jù)可能的產(chǎn)生機(jī)制,研究者們將其分為幾種假說。
第一種假說:OMVs 的產(chǎn)生依賴于細(xì)胞生長和環(huán)境條件[28]。例如,改變粘質(zhì)沙雷菌[29]和大腸桿菌[30]生長的溫度,或假單胞菌在抗生素存在的情況下[31],都會(huì)使其產(chǎn)生 OMVs。鼠傷寒沙門菌 OMVs,在模擬細(xì)胞內(nèi)環(huán)境的有限營養(yǎng)條件下富含與營養(yǎng)轉(zhuǎn)運(yùn)有關(guān)的膜蛋白,但在營養(yǎng)豐富條件下富含參與翻譯和細(xì)胞代謝的胞漿蛋白[32]。還有研究發(fā)現(xiàn),脫氮作用會(huì)使銅綠假單胞菌產(chǎn)生大量 OMVs,并且在一氧化氮刺激下會(huì)產(chǎn)生細(xì)菌素和膿菌素。因此,研究人員認(rèn)為膿菌素的產(chǎn)生與 OMVs 產(chǎn)生的調(diào)控機(jī)制可能存在密切關(guān)系[33]。
第二種假說:減少外膜和其下層肽聚糖之間的交聯(lián)會(huì)使 OMVs 產(chǎn)生增加[34]。革蘭陰性細(xì)菌的細(xì)胞膜由外膜和內(nèi)膜組成,細(xì)胞質(zhì)周圍有一薄層肽聚糖連接著這兩種膜。Lpp 是一種豐富的外膜脂蛋白,共價(jià)交聯(lián)外膜和肽聚糖層。當(dāng) Lpp 被分解或合成的肽聚糖所破壞時(shí),外膜的一小部分就會(huì)從肽聚糖層解離并向細(xì)胞外凸起,形成類似球形的隔室,即為囊泡[35]。鮑曼不動(dòng)桿菌[36]和大腸桿菌[35]產(chǎn)生 OMVs 的情況就是如此。
第三種假說:周質(zhì)中錯(cuò)誤折疊的蛋白質(zhì)或異常的包膜成分累積會(huì)促進(jìn) OMVs 形成。異常累積的細(xì)胞成分在高壓環(huán)境下將降低包膜完整性,從而使肽聚糖層和外膜層分離,向外突出一部分形成 OMVs[37]。此外,還有理論認(rèn)為外膜生物物理特性的改變可能導(dǎo)致 OMVs 形成[38]。在外膜中加入特定修飾的脂多糖(LPS)、磷脂或其他誘導(dǎo)膜彎曲的分子,均會(huì)使膜的靈活性和流動(dòng)性發(fā)生變化,導(dǎo)致膜曲率增加,從而產(chǎn)生 OMVs[39]。并且,維持細(xì)菌膜完整性所必需的 Tol-Pal 系統(tǒng)也可以調(diào)節(jié) OMVs 的產(chǎn)生,如幽門螺桿菌[40]和波伊德志賀菌[41]就通過這種機(jī)制產(chǎn)生 OMVs。
雖然迄今為止所描述的大多數(shù) OMVs 的生物產(chǎn)生機(jī)制是物種特異性的,但基于高度保守磷脂轉(zhuǎn)運(yùn)體(VacJ/YrB ABC)的革蘭陰性細(xì)菌中 OMVs 生物合成的潛在普遍機(jī)制已被報(bào)道。VacJ/YrB ABC 表達(dá)減少會(huì)導(dǎo)致細(xì)菌外膜中誘導(dǎo)彎曲的磷脂聚集,從而外膜膨出、分離并產(chǎn)生 OMVs[42]。
OMVs 通過多重機(jī)制調(diào)節(jié)并作用于宿主的天然免疫反應(yīng),從而使宿主發(fā)病。早期許多發(fā)病機(jī)制的研究集中在 OMVs 與黏膜表面的上皮細(xì)胞之間的相互作用以及由此導(dǎo)致的上皮細(xì)胞完整性的破壞。眾所周知,OMVs 通過多種機(jī)制進(jìn)入黏膜上皮細(xì)胞,如幽門螺桿菌、牙齦卟啉單胞菌和銅綠假單胞菌等[43-45]。OMVs 均是通過富含膽固醇的脂筏進(jìn)入黏膜上皮細(xì)胞。人上皮細(xì)胞對多種病原體(如幽門螺桿菌、空腸彎曲桿菌、大腸桿菌)的 OMVs 作出響應(yīng),產(chǎn)生一系列促炎分子,包括白細(xì)胞介素-8(IL-8)[46-48]等,導(dǎo)致產(chǎn)生免疫調(diào)節(jié)及不良反應(yīng)[22]。最近有研究報(bào)道,OMVs與宿主細(xì)胞相互作用以介導(dǎo)炎癥和免疫的新機(jī)制,下文將對這些機(jī)制進(jìn)行討論。
OMVs 與上皮細(xì)胞之間的相互作用可以調(diào)節(jié)細(xì)胞增殖[49]、凋亡[50]和免疫反應(yīng)[51]。阪崎腸桿菌,一種能引起新生兒嚴(yán)重的腦膜炎和小腸結(jié)腸炎的病原體,它所產(chǎn)生的 OMVs 可被腸壁細(xì)胞內(nèi)吞,從而誘導(dǎo)細(xì)胞增殖、分泌 IL-8、使細(xì)菌持續(xù)生存[52]。而且,大腸桿菌、銅綠假單胞菌、牙齦卟啉桿菌、霍亂弧菌等產(chǎn)生的包含細(xì)菌 RNA的 OMVs 在上皮細(xì)胞中具有免疫刺激能力[53-56]。強(qiáng)毒力大腸桿菌產(chǎn)生的 OMVs 通過細(xì)胞內(nèi)吞作用進(jìn)入人腸上皮細(xì)胞,釋放 OMV 相關(guān)毒力因子,誘導(dǎo) caspase-9 介導(dǎo)細(xì)胞凋亡和免疫反應(yīng),尤其是 IL-8 的分泌[50]。
目前已有多項(xiàng)研究證實(shí),OMVs 可能在防止補(bǔ)體介導(dǎo)的殺滅細(xì)菌方面發(fā)揮重要作用,從而使病原體在宿主體內(nèi)存活。如霍亂弧菌 OMVs 含有的毒力因子 OmpU 可使血清敏感性霍亂弧菌在補(bǔ)體介導(dǎo)的殺滅中存活[57]。牙齦卟啉桿菌 OMVs 含有 PPAD 酶,它使補(bǔ)體因子 C5a 功能喪失,使牙齦卟啉桿菌免疫逃逸[58]。腦膜炎奈瑟菌 OMVs 與一種急性炎性糖蛋白長角蛋白 3 結(jié)合,該蛋白在調(diào)節(jié)補(bǔ)體活化、細(xì)菌性腦膜炎和膿毒癥的發(fā)病機(jī)制中起著重要作用[59]。
最初研究發(fā)現(xiàn),含有大量病原相關(guān)分子模式(PAMPs 如 RNA、DNA、LPS、脂蛋白和肽聚糖)的 OMVs 可以與宿主模式識(shí)別受體(PRRs)相互作用,從而誘導(dǎo)固有免疫反應(yīng)。例如,幽門螺桿菌、淋病奈瑟菌和銅綠假單胞菌產(chǎn)生的 OMVs 進(jìn)入宿主上皮細(xì)胞,隨后被胞質(zhì)免疫受體 NOD1 檢測,從而產(chǎn)生 NOD1 依賴的固有性和 OMV 特異性免疫應(yīng)答[45]。一旦 OMVs 被上皮細(xì)胞內(nèi)化,它們就會(huì)被宿主細(xì)胞內(nèi) NOD1 依賴的自噬降解方式降解,從而產(chǎn)生炎癥反應(yīng)[60]。大腸桿菌 OMVs 通過其毒力因子刺激宿主免疫系統(tǒng),使宿主巨噬細(xì)胞產(chǎn)生 IL-6 和 TNF-α,引起膿毒癥[61]。此外,OMVs 還能將 LPS 傳遞給宿主細(xì)胞胞漿,誘導(dǎo) caspase-11 非典型炎癥小體通路的激活,從而導(dǎo)致細(xì)胞死亡和 caspase-11 的激活,這可能是一種重要的抗細(xì)菌感染機(jī)制[62]。
OMVs 可以通過多種機(jī)制調(diào)節(jié)對細(xì)菌病原體的適應(yīng)性免疫反應(yīng),但 OMVs 激活或抑制免疫反應(yīng)的能力可能取決于它們攜帶的物質(zhì)及其細(xì)菌來源。例如,腦膜炎菌OMVs 既可以抑制人 CD4+T 細(xì)胞的活化和增殖以在感染部位周圍產(chǎn)生免疫抑制,又可以誘導(dǎo) CD4+T 細(xì)胞的增殖,這些結(jié)果的不同可能是由于細(xì)菌菌株的不同所致[63-64]。幽門螺桿菌 OMVs 通過刺激人單核細(xì)胞釋放促炎性(IL-6)和抗炎性(IL-10)細(xì)胞因子調(diào)節(jié)宿主免疫反應(yīng),從而抑制 CD4+T 細(xì)胞增殖、誘導(dǎo) T 細(xì)胞凋亡[65]。相反,卡他莫拉菌和流感嗜血桿菌 OMVs 具有激活人 B 細(xì)胞的作用[66-67]。
總之,細(xì)菌 OMVs 在啟動(dòng)和調(diào)控發(fā)病機(jī)制中的重要貢獻(xiàn)日益突顯。OMVs 作為致病性納米粒子,可以從黏膜外傳播到宿主體內(nèi)的遠(yuǎn)端部位,最終破壞宿主細(xì)胞,使細(xì)菌存活,導(dǎo)致宿主發(fā)病。未來研究 OMVs 生物發(fā)生及其組成的調(diào)控將促進(jìn)在調(diào)節(jié)發(fā)病機(jī)制和疾病狀態(tài)方面的研究。
OMVs 的包載和脫細(xì)胞特性使它們具有將源細(xì)菌中的生物物質(zhì)運(yùn)送到宿主遠(yuǎn)端位置的功能,從而實(shí)現(xiàn)細(xì)菌間或細(xì)菌與宿主間信息交流、物質(zhì)運(yùn)輸?shù)?。因此,可以?OMVs 設(shè)計(jì)成納米載體或藥物遞送載體用于呈遞抗原、抗癌藥物以及其他特定物質(zhì)。
OMVs 如同信號分子,具有傳遞物種內(nèi)或物種間信息的作用,如提供養(yǎng)分、降解競爭細(xì)菌和水平基因轉(zhuǎn)移等。因此,OMVs 可作為信息交流工具。它作為共同的資源,有益于共生細(xì)菌和源細(xì)菌。例如,含有清除酶(如蛋白酶或纖維素酶)的 OMVs 被傳遞到營養(yǎng)少的環(huán)境中有助于養(yǎng)分的獲取,從而為源細(xì)菌或共生細(xì)菌提供生存優(yōu)勢。攜帶菊粉降解酶的卵形擬桿菌 OMVs 在菊粉培養(yǎng)基中支持非利用菊粉的普通擬桿菌生長,證明OMVs 在擬桿菌的生態(tài)交流中發(fā)揮作用[68]。結(jié)核分枝桿菌 OMVs 攜帶鐵質(zhì)分枝菌素,這是一種鐵捕獲系統(tǒng),有助于在敵對的宿主環(huán)境中遠(yuǎn)距離捕獲鐵這種必需的營養(yǎng)物質(zhì)[69]。當(dāng)然,OMVs 的信息交流是一把雙刃劍。有些細(xì)菌通過 OMVs 將水解酶和蛋白水解酶傳遞給競爭細(xì)菌,將其殺滅并利用競爭細(xì)菌溶解后釋放的營養(yǎng)物質(zhì)供給自己[70]。
近幾年,有研究發(fā)現(xiàn) OMVs 在抗菌素耐藥性中起作用。含有 β-內(nèi)酰胺酶的 OMVs 不僅使產(chǎn)生菌具有抗藥性,而且使其他細(xì)菌也具有抗藥性,包括在感染部位與源細(xì)菌共存的致病菌[71-72]。胞質(zhì) DNA 與 OMVs 的結(jié)合使 DNA 交換成為可能[73],而這種 DNA 交換會(huì)導(dǎo)致抗生素耐藥性在細(xì)菌之間的轉(zhuǎn)移,如鮑曼不動(dòng)桿菌。OMVs 可以將雙鏈 DNA 轉(zhuǎn)移到同一物種或其他種屬細(xì)菌,如大腸桿菌中[74]。從食源性病原體大腸桿菌 O157:H7 分離的 OMVs 可以將毒力因子等遺傳物質(zhì)轉(zhuǎn)移給受體細(xì)菌,如腸內(nèi)沙門菌血清腸易激菌或大腸桿菌 JM109,從而使受體細(xì)菌對宿主細(xì)胞有更大的細(xì)胞毒性[75]。OMVs 介導(dǎo)的 DNA 轉(zhuǎn)移對從宿主細(xì)胞到混合微生物群落中的細(xì)菌進(jìn)化都具有重要作用。
由于 OMVs 中的膜相關(guān)蛋白和毒力因子可誘導(dǎo)細(xì)胞產(chǎn)生免疫反應(yīng),表明 OMVs 可以作為免疫原性物質(zhì)刺激細(xì)胞阻止病原體入侵[22]。因此,具有高免疫原性和非復(fù)制性的 OMVs 是疫苗的優(yōu)良候選者之一。第一個(gè)被報(bào)道的是腦膜炎奈瑟菌 OMVs[76]。目前,B 型腦膜炎奈瑟菌 OMVs 已被開發(fā)成一種疫苗,商品名為 Bexsero,由諾華公司研發(fā),于 2013 年 1 月由歐盟委員會(huì)批準(zhǔn)在歐洲上市。
目前,將 OMVs 經(jīng)基因工程改造用于疫苗的制備研究,展示了廣闊的應(yīng)用前景。研究發(fā)現(xiàn),表達(dá)外來抗原的工程細(xì)菌 OMVs 可設(shè)計(jì)成疫苗,提供對病毒或細(xì)菌攻擊的保護(hù)作用。例如,大腸桿菌基因工程 OMVs 表達(dá)外顯子結(jié)構(gòu)域基質(zhì)蛋白 2(甲型流感病毒保守的 23 個(gè)氨基酸序列),用這種 OMVs 作為疫苗進(jìn)行接種,可以保護(hù)動(dòng)物免受甲型 H1N1 流感病毒的攻擊[77]。此外,研究工作還集中在工程非致病菌上,使所產(chǎn)生的 OMVs 表達(dá)具有生物學(xué)作用的外來細(xì)菌的甘露聚糖。例如,使非致病性大腸桿菌 OMVs 表達(dá)肺炎鏈球菌的表面聚糖,這些 OMVs 則能夠產(chǎn)生與市售可得的肺炎鏈球菌疫苗相當(dāng)?shù)拿庖邞?yīng)答[78]。
此外,革蘭陽性細(xì)菌的 OMVs 也能誘導(dǎo)體內(nèi)產(chǎn)生保護(hù)性免疫反應(yīng)。結(jié)核分枝桿菌OMVs 對小鼠給藥,可產(chǎn)生保護(hù)性細(xì)胞免疫和體液免疫應(yīng)答[79]。金黃色葡萄球菌 OMVs 進(jìn)行疫苗接種,可以防御活躍的金黃色葡萄球菌的攻擊[80]。
脂多糖(LPS)是革蘭陰性細(xì)菌外膜的主要組成部分,可引起強(qiáng)烈的炎癥反應(yīng)并調(diào)節(jié)免疫應(yīng)答,刺激細(xì)胞產(chǎn)生抗多種抗原的抗體。因此,革蘭陰性細(xì)菌 OMVs 中的 LPS 是疫苗的良好佐劑[81]。LPS 由內(nèi)毒素脂質(zhì) A、核心多糖和 O 抗原組成,O 抗原是一種暴露在細(xì)菌外膜表面的多糖,它是細(xì)菌菌體抗原的抗原決定簇。但是,作為佐劑的 OMVs 需要適當(dāng)減弱 LPS 毒性,通過基因改造就可以達(dá)到減毒目的。
典型病原體(如大腸桿菌和沙門菌等)的脂質(zhì) A 有6 個(gè)脂肪酰基鏈,其中的 LpxL 基因是脂質(zhì) A 生物合成中的一種酰基轉(zhuǎn)移酶。有研究表明在腦膜炎奈瑟菌突變株中具有與典型病原體 LpxL 同源的突變基因 LpxL 1,該基因同樣參與脂質(zhì) A 的?;?,使突變株脂質(zhì) A 產(chǎn)生 5 個(gè)脂肪?;湺皇?6 個(gè)。因此,研究者通過基因工程構(gòu)建了腦膜炎奈瑟菌 LpxL 1 突變體,發(fā)現(xiàn)缺乏脂質(zhì) A 生物合成基因 LpxL 的腦膜炎奈瑟菌突變株在保持良好佐劑活性的同時(shí)毒性比野生型菌株低[82]。引入外源 LPS 修飾酶也可以改變 LPS 結(jié)構(gòu)。如在大腸桿菌中表達(dá)的幽門螺桿菌 Hp 0021(脂質(zhì) A-1-磷酸酶的結(jié)構(gòu)基因)可在其中合成單磷酸脂質(zhì) A,而不是天然二磷酸化形式,這很可能減少宿主固有免疫反應(yīng)的刺激[83]。
總之,基因工程改造后的 OMVs 有兩個(gè)優(yōu)點(diǎn):既可以發(fā)揮脂多糖在免疫過程中的佐劑作用,又可以通過基因操作使其融合靶蛋白,兩者均有助于增強(qiáng)免疫應(yīng)答。
雖然人工合成的納米材料載體(如脂質(zhì)體、聚合物膠束、金屬納米粒子等)被認(rèn)為是高效的藥物轉(zhuǎn)運(yùn)體,但是這些載體并不能進(jìn)行有效的細(xì)胞間相互作用[84]。OMVs 比這些藥物載體更有優(yōu)勢,由于其獨(dú)特的生理特性而成為高靶向的藥物遞送系統(tǒng)[85]。
有研究報(bào)道稱包含外源基因 siRNAs 的 OMVs 可以影響或控制靶細(xì)胞翻譯后水平的基因表達(dá)。從治療的角度看,OMVs 具有介導(dǎo)遺傳物質(zhì)向癌細(xì)胞轉(zhuǎn)移的能力,從而利用抗腫瘤 siRNAs 沉默靶基因的表達(dá)實(shí)現(xiàn)治療癌癥的目的。而且,miRNAs 也可用作 RNA 傳遞系統(tǒng)和 RNA 干擾機(jī)制的潛在治療工具。
研究者們將 OMVs 進(jìn)行基因和表面修飾使其以細(xì)胞特異性的方式靶向和殺傷癌細(xì)胞[86]。比如,將抗 HER2 親和體融合到生物工程細(xì)菌(大腸桿菌)OMVs 的 ClyA 上,從而把顯示抗 HER2 親和體的 OMVs 作為一種靶向配體[26]。然后將 OMVs 通過電穿孔負(fù)載小干擾 RNA(siRNA)靶向于運(yùn)動(dòng)素紡錘體蛋白。結(jié)果表明,給小鼠注射包載 siRNA 的 OMVs 可導(dǎo)致靶基因沉默并抑制 HER2 陽性腫瘤細(xì)胞生長,而且經(jīng)修飾的 OMVs 具有良好的耐受性且無明顯的毒副作用。
將 OMVs 和 miRNA 結(jié)合也可以治療癌癥(如腸癌),從自身腸道細(xì)菌中提取 OMVs,將其包裹抗腫瘤 miRNA 后,可以通過口服輸送到胃腸道的癌組織,OMVs 和 miRNA 的結(jié)合可有效抑制轉(zhuǎn)移性腫瘤細(xì)胞[83]??傊鳛橐环N天然載體系統(tǒng),OMVs 用于藥物遞送具有廣闊前景。
綜上所述,OMVs 的納米尺寸和雙層脂質(zhì)膜結(jié)構(gòu)使其成為一種新型的納米藥物遞送系統(tǒng)。本文討論了 OMVs 的三種可能形成機(jī)制,在形成過程中 OMVs 捕獲源細(xì)菌內(nèi)的“貨物”,并且不同“貨物”對其生物醫(yī)學(xué)應(yīng)用至關(guān)重要。此外,OMVs 可被抗原提呈細(xì)胞識(shí)別,從而激活宿主固有免疫和適應(yīng)性免疫應(yīng)答,并且可通過基因工程改造促進(jìn)其與腫瘤細(xì)胞表達(dá)的目標(biāo)受體結(jié)合,遞送抗腫瘤性“貨物”(如 siRNA、miRNA 和蛋白質(zhì)等)到靶細(xì)胞中,從而導(dǎo)致腫瘤細(xì)胞死亡。而且,OMVs 還具有促進(jìn)細(xì)胞間信息交流,具有獲取養(yǎng)分、降解競爭細(xì)菌和基因轉(zhuǎn)移等作用,使其可被應(yīng)用于疫苗、佐劑、藥物遞送系統(tǒng)等領(lǐng)域。
盡管 OMVs 的發(fā)展還存在一些障礙,如關(guān)于 OMVs 的生物發(fā)生和分泌的詳細(xì)機(jī)制以及“貨物”選擇性、被宿主細(xì)胞內(nèi)化的機(jī)制等很多問題尚不清楚,但它仍有許多值得深入研究的優(yōu)勢。今后,若能累積更多與 OMVs 相關(guān)的研究信息,充分發(fā)揮其潛力,OMVs 將成為一種高創(chuàng)新技術(shù),其應(yīng)用將發(fā)展得更廣泛、更新穎,這些在疾病治療和預(yù)防方面的應(yīng)用也將對人類的健康做出重要貢獻(xiàn)。
[1] Bonnington KE, Kuehn MJ. Protein selection and export via outer membrane vesicles. Biochim Biophys Acta, 2014, 1843(8):1612-1619.
[2] Gui MJ, Dashper SG, Slakeski N, et al. Spheres of influence: Porphyromonas gingivalis outer membrane vesicles. Mol Oral Microbiol, 2015, 31(5):365-378.
[3] Wang SJ, Huang WW, Li K, et al. Engineered outer membrane vesicle is potent to elicit HPV16E7-specific cellular immunity in a mouse model of TC-1 graft tumor. Int J Nanomedicine, 2017, 12:6813-6825.
[4] Bladen HA, Waters JF. Electron microscopic study of some strains of Bacteroides. J Bacteriol, 1963, 86:1339-1344.
[5] Knox KW, Vesk M, Work E. Relation between excreted lipopolysaccharide complexes and surface structures of a lysine-limited culture of Escherichia coli. J Bacteriol, 1966, 92(4): 1206-1217.
[6] Devoe IW, Gilchrist JE. Release of endotoxin in the form of cell wall blebs during in vitro growth of Neisseria meningitides. J Exp Med, 1973, 138(5):1156-1167.
[7] Hayashi J, Hamada N, Kuramitsu HK. The autolysin of Porphyromonas gingivalis is involved in outer membrane vesicle release. FEMS Microbiol Lett, 2002, 216(2):217-222.
[8] Hozbor D, Rodriguez ME, Fernández J, et al. Release of outer membrane vesicles from Bordetella pertussis. Curr Microbiol, 1999, 38(5):273-278.
[9] Kitagawa R, Takaya A, Ohya M, et al. Biogenesis of Salmonella enterica serovar typhimurium membrane vesicles provoked by induction of PagC. J Bacteriol, 2010, 192(21):5645-5656.
[10] Sabra W, Lünsdorf H, Zeng AP. Alterations in the formation of lipopolysaccharide and membrane vesicles on the surface of Pseudomonas aeruginosa PAO1 under oxygen stress conditions. Microbiology, 2003, 149(Pt 10):2789-2795.
[11] Beveridge TJ. Structures of gram-negative cell walls and their derived membrane vesicles. J Bacteriol, 1999, 181(16):4725-4733.
[12] Kulp A, Kuehn MJ. Biological functions and biogenesis of secreted bacterial outer membrane vesicles. Annu Rev Microbiol, 2010, 64: 163-184.
[13] Prangishvili D, Holz I, Stieger E, et al. Sulfolobicins, specific proteinaceous toxins produced by strains of the extremely thermophilic archaeal genus Sulfolobus. J Bacteriol, 2000, 182(10): 2985-2988.
[14] Deatherage BL, Cookson BT. Membrane vesicle release in bacteria, eukaryotes, and archaea: a conserved yet underappreciated aspect of microbial life. Infect Immun, 2012, 80(6):1948-1957.
[15] Gaudin M, Gauliard E, Schouten S. Hyperthermophilic archaea produce membrane vesicles that can transfer DNA. Environ Microbiol Rep, 2013, 5(1):109-116.
[16] Kim JH, Lee J, Park J, et al. Gram-negative and gram-positive bacterial extracellular vesicles. Semin Cell Dev Biol, 2015, 40:97-104.
[17] Ellis TN, Kuehn MJ. Virulence and immunomodulatory roles of bacterial outer membrane vesicles. Microbiol Mol Biol Rev, 2010, 74(1):81-94.
[18] Gy?rgy B, Szabó TG, Pásztói M, et al. Membrane vesicles, current state-of-the-art: emerging role of extracellular vesicles. Cell Mol Life Sci, 2011, 68(16):2667-2688.
[19] Baker JL, Chen L, Rosenthal JA, et al. Microbial biosynthesis of designer outer membrane vesicles. Curr Opin Biotechnol, 2014, 29: 76-84.
[20] Marguet E, Gaudin M, Gauliard E, et al. Membrane vesicles, nanopods and/or nanotubes produced by hyperthermophilic archaea of the genus Thermococcus. Biochem Soc Trans, 2013, 41(1):436-442.
[21] McCaiga WD, Kollerb A, Thanassia DG. Production of outer membrane vesicles and outer membrane tubes by Francisella novicida. J Bacteriol, 2013, 195(6):1120-1132.
[22] Kaparakis-Liaskos M, Ferrero RL. Immune modulation by bacterial outer membrane vesicles. Nat Rev Immunol, 2015, 15(6):375-387.
[23] Jan AT. Outer membrane vesicles (OMVs) of gram-negative Bacteria: a perspective update. Front Microbiol, 2017, 8:1053.
[24] Haurat MF, Aduse-Opoku J, Rangarajan M, et al. Selective sorting of cargo proteins into bacterial membrane vesicles. J Biol Chem, 2011, 286(2):1269-1276.
[25] Elhenawy W, Debelyy MO, Feldman MF. Preferential packing of acidic glycosidases and proteases into Bacteroides outer membrane vesicles. MBio, 2014, 5(2):e00909-e00914.
[26] Gujrati V, Kim S, Kim SH, et al. Bioengineered bacterial outer membrane vesicles as cell-specific drug-delivery vehicles for cancer
therapy. ACS Nano, 2014, 8(2):1525-1537.
[27] Zhang YJ, Lin H, Wang P, et al. Subcellular localisation of lipoproteins of Vibrio vulnificus by the identification of outer membrane vesicles components. Antonie Van Leeuwenhoek, 2018. [Epub ahead of print]
[28] Schwechheimer C, Sullivan CJ, Kuehn MJ. Envelope control of outer membrane vesicle production in Gram-negative bacteria. Biochemistry, 2013, 52(18):3031-3040.
[29] McMahon KJ, Castelli ME, Garcia Vescovi E, et al. Biogenesis of outer membrane vesicles in Serratia marcescens is thermoregulated and can be induced by activation of the Rcs phosphorelay system.
J Bacteriol, 2012, 194(12):3241-3249.
[30] McBroom AJ, Kuehn MJ. Release of outer membrane vesicles by Gram-negative bacteria is a novel envelope stress response. Mol Microbiol, 2007, 63(2):545-558.
[31] Kadurugamuwa JL, Beveridge TJ. Virulence factors are released from Pseudomonas aeruginosa in association with membrane vesicles during normal growth and exposure to gentamicin: a novel mechanism of enzyme secretion. J Bacteriol, 1995, 177(14):3998-4008.
[32] Bai J, Kim SI, Ryu S, et al. Identification and characterization of outer membrane vesicle-associated proteins in Salmonella enterica serovar Typhimurium. Infect Immun, 2014, 82(10):4001-4010.
[33] Toyofuku M, Zhou S, Sawada I, et al. Membrane vesicle formation is associated with pyocin production under denitrifying conditions in Pseudomonas aeruginosa PAO1. Environ Microbiol, 2014, 16(9): 2927-2938.
[34] Mashburn-Warren LM, Whiteley M. Special delivery: vesicle trafficking in prokaryotes. Mol Microbiol, 2006, 61(4):839-846.
[35] Schwechheimer C, Rodriguez DL, Kuehn MJ. NlpI-mediated modulation of outer membrane vesicle production through peptidoglycan dynamics in Escherichia coli. Microbiologyopen, 2015, 4(3):375-389.
[36] Moon DC, Choi CH, Lee JH, et al. Acinetobacter baumannii outer membrane protein A modulates the biogenesis of outer membrane vesicles. J Microbiol, 2012, 50(1):155-160.
[37] Schwechheimer C, Kulp A, Kuehn MJ. Modulation of bacterial outer membrane vesicle production by envelope structure and content. BMC Microbiol, 2014, 14:324.
[38] Schertzer Jeffrey W, Whiteley Marvin. A bilayer-couple model of bacterial outer membrane vesicle biogenesis. MBio, 2012, 3(2). pii: e00297-11.
[39] Mashburn LM, Whiteley M. Membrane vesicles traffic signals and facilitate group activities in a prokaryote. Nature, 2005, 437(7057): 422-425.
[40] Turner L, Praszkier J, Hutton ML, et al. Increased outer membrane vesicleformation in a Helicobacter pylori tolB mutant. Helicobacter, 2015, 20(4):269-283.
[41] Mitra S, Sinha R, Mitobe J, et al. Development of a cost-effective vaccine candidate with outer membrane vesicles of a tolA-disrupted Shigella boydii strain. Vaccine, 2016, 34(15):1839-1846.
[42] Roier S, Zingl FG, Cakar F, et al. A novel mechanism for the biogenesis of outer membrane vesicles in Gram-negative bacteria. Nat Commun, 2016, 7:10515.
[43] Bomberger JM, Maceachran DP, Coutermarsh BA, et al. Long-distance delivery of bacterial virulence factors by Pseudomonas aeruginosa outer membrane vesicles. PLoS Pathog, 2009, 5(4): e1000382.
[44] Furuta N, Tsuda K, Omori H, et al. Porphyromonas gingivalis outer membrane vesicles enter human epithelial cells via an endocytic pathway and are sorted to lysosomal compartments. Infect Immun, 2009, 77(10):4187-4196.
[45] Kaparakis M, Turnbull L, Carneiro L, et al. Bacterial membrane vesicles deliver peptidoglycan to NOD1 in epithelial cells. Cell Microbiol, 2010, 12(3):372-385.
[46] Ismail S, Hampton MB, Keenan JI. Helicobacter pylori outer membrane vesicles modulate proliferation and interleukin-8 production by gastric epithelial cells. Infect Immun, 2003, 71(10): 5670-5675.
[47] Elmi A, Watson E, Sandu P, et al. Campylobacter jejuni outer membrane vesicles play an important role in bacterial interactions with human intestinal epithelial cells. Infect Immun, 2012, 80(12): 4089-4098.
[48] Rolhion N, Barnich N, Bringer MA, et al. Abnormally expressed ER stress response chaperone Gp96 in CD favours adherent-invasive Escherichia coli invasion. Gut, 2010, 59(10):1355-1362.
[49] Li ZT, Zhang RL, Bi XG, et al. Outer membrane vesicles isolated from two clinical Acinetobacter baumannii strains exhibit different toxicity and proteome characteristics. Microb Pathog, 2015, 81:46-52.
[50] Kunsmann L, Rüter C, Bauwens A, et al. Virulence from vesicles: novel mechanisms of host cell injury by Escherichia coli O104:H4 outbreak strain. Sci Rep, 2015, 5:13252.
[51] Mondal A, Tapader R, Chatterjee NS, et al. Cytotoxic and inflammatory responses induced by outer membrane vesicle-associated biologically active proteases from Vibrio cholerae. Infect Immun, 2016, 84(5):1478-1490.
[52] Alzahrani H, Winter J, Boocock D, et al. Characterization of outer membrane vesicles from a neonatal meningitic strain of Cronobacter sakazakii. FEMS Microbiol Lett, 2015, 362(12):fnv085.
[53] Ghosal A, Upadhyaya BB, Fritz JV, et al. The extracellular RNA complement of Escherichia coli. Microbiologyopen, 2015, 4(2):252- 266.
[54] Koeppen K, Hampton TH, Jarek M, et al. A novel mechanism of host-pathogen interaction through sRNA in bacterial outer membrane vesicles. PLoS Pathog, 2016, 12(6):e1005672.
[55] Ho MH, Chen CH, Goodwin JS, et al. Functional advantages of Porphyromonas gingivalis vesicles. PLoS One, 2015, 10(4):e0123448.
[56] Sj?str?m AE, Sandblad L, Uhlin BE, et al. Membrane vesicle-mediated release of bacterial RNA. Scientific Reports, 2015, 5:15329.
[57] Aung KM, Sj?str?m AE, von Pawel-Rammingen U, et al. Naturally occurring IgG antibodies provide innate protection against Vibrio cholerae bacteremia by recognition of the outer membrane protein U. J Innate Immun, 2016, 8(3):269-283.
[58] Bielecka E, Scavenius C, Kantyka T, et al. Peptidyl arginine deiminase from Porphyromonas gingivalis abolishes anaphylatoxin C5a activity. J Biol Chem, 2014, 289(47):32481-32487.
[59] Bottazzi B, Santini L, Savino S, et al. Recognition of Neisseria meningitidis by the long pentraxin PTX3 and its role as an endogenous adjuvant. PLoS One, 2015, 10(3):e0120807.
[60] Irving AT, Mimuro H, Kufer TA, et al. The immune receptor NOD1 and kinasen RIP2 interact with bacterial peptidoglycan on early endosomes to promote autophagy and inflammatory signaling. Cell Host Microbe, 2014, 15(5):623-635.
[61] Kim JH, Lee J, Park KS, et al. Drug repositioning to alleviate
systemic inflammatory response syndrome caused by gram-negative bacterial outer membrane vesicles. Adv Healthc Mater, 2018, 7(13): e1701476.
[62] Vanaja SK, Russo AJ, Behl B, et al. Bacterial outer membrane vesicles mediate cytosolic localization of LPS and caspase-11 activation. Cell, 2016, 165(5):1106-1119.
[63] Lee HS, Boulton IC, Reddin K, et al. Neisserial outer membrane vesicles bind the coinhibitory receptor carcinoembryonic antigen-related cellular adhesion molecule 1 and suppress CD4+ T lymphocyte function. Infect Immun, 2007, 75(9):4449-4455.
[64] Jones C, Sadarangani M, Lewis S, et al. Characterisation of the immunomodulatory effects of meningococcal opa proteins on human peripheral blood mononuclear cells and CD4+ T cells. PLoS One, 2016, 11(4):e0154153.
[65] Winter J, Letley D, Rhead J, et al. Helicobacter pylori membrane vesicles stimulate innate pro- and anti-inflammatory responses and induce apoptosis in Jurkat T cells. Infect Immun, 2014, 82(4):1372- 1381.
[66] Deknuydt F, Nordstr?m T, Riesbeck K. Diversion of the host humoral response: A novel virulence mechanism of Haemophilus influenzae mediated via outer membrane vesicles. J Leukoc Biol, 2014, 95(6): 983-991.
[67] Vidakovics ML, Jendholm J, M?rgelin M, et al. B cell activation by outer membrane vesicles--a novel virulence mechanism. PLoS Pathog, 2010, 6(1):e1000724.
[68] Rakoff-Nahoum S, Coyne MJ, Comstock LE. An ecological network of polysaccharide utilization among human intestinal symbionts. Curr Biol, 2014, 24(1):40-49.
[69] Prados-Rosales R, Weinrick BC, Pique DG, et al. Role for Mycobacterium tuberculosis membrane vesicles in iron acquisition.
J Bacteriol, 2014, 196(6):1250-1256.
[70] Evans AG, Davey HM, Cookson A, et al. Predatory activity of Myxococcus xanthus outer-membrane vesicles and properties of their hydrolase cargo. Microbiology, 2012, 158(Pt 11):2742-2752.
[71] Schaar V, Uddback I, Nordstrom T, et al. Group A streptococci are protected from amoxicillin-mediated killing by vesicles containing beta-lactamase derived from Haemophilus influenzae. J Antimicrob Chemother, 2014, 69(1):117-120.
[72] Stentz R, Horn N, Cross K, et al. Cephalosporinases associated with outer membrane vesicles released by Bacteroides spp. Protect gut pathogens and commensals against beta-lactam antibiotics. J Antimicrob Chemother, 2015, 70(3):701-709.
[73] Velimirov B, Hagemann S. Mobilizable bacterial DNA packaged into membrane vesicles induces serial transduction. Mob Genet Elements, 2011, 1(1):80-81.
[74] Fulsundar S, Harms K, Flaten GE, et al. Gene transfer potential of outer membrane vesicles of Acinetobacter baylyi and effects of stress on vesiculation. Appl Environ Microbiol, 2014, 80(11):3469-3483.
[75] Yaron S, Kolling GL, Simon L, et al. Vesiclemediated transfer of virulence genes from Escherichia coli O157:H7 to other enteric bacteria. Appl Environ Microbiol, 2000, 66(10):4414-4420.
[76] Frasch CE. Production and control of Neisseria meningitidis vaccines. Adv Biotechnol Processes, 1990, 13:123-145.
[77] Rappazzo CG, Watkins HC, Guarino CM, et al. Recombinant M2e outer membrane vesicle vaccines protect against lethal influenza A challenge in BALB/c mice. Vaccine, 2016, 34(10):1252-1258.
[78] Price NL, Goyette-Desjardins G, Nothaft H, et al. Glycoengineered outer membrane vesicles: a novel platform for bacterial vaccines. Sci Rep, 2016, 6:24931.
[79] Prados-Rosales R, Carreno LJ, Batista-Gonzalez A, et al. Mycobacterial membrane vesicles administered systemically in mice induce a protective immune response to surface compartments of Mycobacterium tuberculosis. MBio, 2014, 5(5):e01921-14.
[80] Choi SJ, Kim MH, Jeon J, et al. Active Immunization with extracellular vesicles derived from Staphylococcus aureus effectively protects against staphylococcal lung infections, mainly via Th1 cell-mediated immunity. PLoS One, 2015, 10(9):e0136021.
[81] Tan K, Li R, Huang X, et al. Outer membrane vesicles: current status and future direction of these novel vaccine adjuvants. Front Microbiol, 2018, 9:783.
[82] van der Ley P, Steeghs L, Hamstra HJ, et al. Modification of lipid A biosynthesis in Neisseria meningitidis lpxL mutants: influence on lipopolysaccharide structure, toxicity, and adjuvant activity. Infect Immun, 2001, 69(10):5981-5990.
[83] Tran AX, Karbarz MJ, Wang X, et al. Periplasmic cleavage and modification of the 1-phosphate group of Helicobacter pylori lipid A. J Biol Chem, 2004, 279(53):55780-55791.
[84] Yoo JW, Irvine DJ, Discher DE, et al. Bio-inspired, bioengineered and biomimetic drug delivery carriers. Nat Rev Drug Discov, 2011, 10(7): 521-535.
[85] Wang S, Gao J, Wang Z. Outer membrane vesicles for vaccination and targeted drug delivery. Wiley Interdiscip Rev Nanomed Nanobiotechnol, 2018, 26:e1523.
[86] Daniele L, Sapino A. Anti-HER2 treatment and breast cancer: state of the art, recent patents, and new strategies. Recent Pat Anticancer Drug Discov, 2009, 4(1):9-18.
中國醫(yī)學(xué)科學(xué)院醫(yī)學(xué)與健康科技創(chuàng)新工程(2017-I2M-1-012)
李桂玲,Email:liguiling1999@163.com
2018-06-13
10.3969/j.issn.1673-713X.2018.05.012