結核分枝桿菌毒素-抗毒素系統(tǒng)與生物膜

趙繼利，劉微，王鐵鵬，袁俐

1. 石河子大學醫(yī)學院病原微生物與免疫學教研室，石河子832000； 2. 石河子大學醫(yī)學院生物化學教研室，石河子832000

結核分枝桿菌毒素-抗毒素系統(tǒng)與生物膜

趙繼利1，*，劉微1，*，王鐵鵬2，袁俐1

1. 石河子大學醫(yī)學院病原微生物與免疫學教研室，石河子832000； 2. 石河子大學醫(yī)學院生物化學教研室，石河子832000

結核分枝桿菌(Mycobacteriumtuberculosis)是引起結核病的病原菌。其處于持續(xù)生存的休眠狀態(tài)時，可導致長期無癥狀感染，稱為結核潛伏感染。研究顯示，結核分枝桿菌染色體中存在大量 “毒素-抗毒素系統(tǒng)”(toxin-antitoxin system，TAS)，某些TAS在潛伏感染中發(fā)揮作用，可調節(jié)細菌生長和誘導細菌進入休眠狀態(tài)；某些TAS參與生物膜形成和應激反應，但其影響生物膜形成的機制尚未闡明。生物膜中的結核分枝桿菌對多種抗結核藥物耐藥，且能抵抗宿主免疫系統(tǒng)防御；休眠狀態(tài)的結核分枝桿菌對抗結核藥物通常也是耐受的，給結核病治療帶來了巨大挑戰(zhàn)。本文就近年來結核分枝桿菌TAS與生物膜的研究及抗結核藥物對生物膜形成的影響進行綜述。

結核分枝桿菌；毒素-抗毒素系統(tǒng)；生物膜

結核分枝桿菌(Mycobacteriumtuberculosis，M.tuberculosis)可引起結核病，具有產生持續(xù)感染或潛伏感染(latent tuberculosis infection，LTBI)的能力。潛伏感染狀態(tài)中的結核分枝桿菌被認為處于休眠狀態(tài)，這對其進入人體后在壓力環(huán)境中的生存至關重要。休眠狀態(tài)下，結核分枝桿菌的生理功能發(fā)生明顯變化，生長減慢，對抗生素耐受，因為絕大多數抗生素作用于細菌繁殖的活動期[1]。潛伏感染狀態(tài)可持續(xù)數年、數十年之久，并不引起臨床癥狀。目前為止，結核分枝桿菌如何減慢或停止復制而轉為休眠狀態(tài)的分子轉換機制尚不清楚，但此過程與大腸埃希菌“毒素-抗毒素”(toxin-antitoxin，TA)引起的“準休眠”顯著一致[1-2]。結核分枝桿菌在感染過程中呈現顯著的非繁殖持續(xù)感染狀態(tài)或休眠狀態(tài)以及生物膜形成，對其致病性至關重要。其染色體中存在大量TA，與潛伏感染、生物膜形成和對抗環(huán)境壓力密切相關[2-5]。

1 TA復合物及其分類

絕大多數細菌和古生菌可編碼產生TA，也稱為毒素-抗毒素系統(tǒng)(toxin-antitoxin system，TAS)。該系統(tǒng)由毒素及其同源抗毒素組成，毒素破壞產生它的細菌，抗毒素則阻止毒素的破壞作用[6]。TAS并不分泌到細菌外，僅存在于菌體內，一旦激活，將從菌體內部使細菌遭到破壞。典型的一對TA基因由單一操縱子控制，基因轉錄與翻譯緊密耦合，以確保產量合適[6]。TA基因首次在質粒中被鑒定，后來發(fā)現染色體中也存在，也存在于其他移動遺傳因子中，包括前噬菌體、轉座子或超級整合子[6]。在細胞分裂期間，TAS參與保護和維持外源性DNA穩(wěn)定。TA基因缺失的細菌，因其抗毒素無法合成，被釋放至胞質內的外毒素所破壞、清除。微生物基因組綜合分析揭示，TAS在原核微生物中相當豐富，而在某些胞內寄生蟲中并不存在[7]。TAS通過降低細菌代謝，阻止細胞周期啟始，甚至介導利他型程序性細胞死亡來幫助細菌應付外界各種壓力[8-10]。不同的TAS可響應不同的環(huán)境壓力，但某些TAS的功能有重疊。比較基因組分析表明，流行菌株比非流行菌株編碼的TAS多得多。在宿主免疫系統(tǒng)力圖清除入侵的病原體時，病原體的TAS被激活，從而起到防御作用[11-12]。也有報道不支持此結論，因為有的病原體缺乏TAS，而有的非致病性立克次體則存在TAS[13]。因此，TAS可能具有物種特異性，而不僅僅反映細菌的生活方式與致病性的相關性。TAS中的毒素一般是蛋白，相對分子質量較小(<10 000)，毒素中心由數個片層緊密折疊成球狀；而抗毒素可為蛋白或起調節(jié)作用的小分子RNA[6]。不同TAS家族的毒素結構不同，作用方式也不相同。蛋白型抗毒素較少有共同結構，并缺乏合適的折疊，易被蛋白酶降解[6]。TAS的作用機制取決于病原菌在不同生活時期的生物學特性。毒素抵抗力強，比抗毒素壽命長，抗毒素易被細胞核酸酶或蛋白酶降解。受不同的環(huán)境或細胞內刺激后，毒素與抗毒素之間的平衡被打破，抵抗力強的毒素被激活，作用于胞內靶分子，引起抑菌或殺菌效應[6]。這些作用對細菌群體是有益的，面對外界壓力，TAS呈現抑菌活性，或誘導部分細菌利他型“自殺”。

根據抗毒素抑制毒素活性的機制，TAS可分成6個型[6]：Ⅰ型，反義RNA抗毒素和毒素mRNA形成異源雙鏈，阻止毒素翻譯。Ⅱ型，毒素與抗毒素均為蛋白，兩者結合在一起，形成穩(wěn)定復合物，抗毒素遮蓋了毒素的活性位點。Ⅲ型，抗毒素為小RNA，直接與毒素相互作用，阻礙毒素的活性。Ⅳ型，抗毒素直接與毒素的作用靶點相結合，保護該靶蛋白免受毒素作用。Ⅴ型，抗毒素作為毒素的特異性mRNA核酸酶，作用于毒素mRNA。Ⅵ型，為最近報道，抗毒素輔助ClpXP蛋白酶，執(zhí)行水解接頭蛋白的功能，介導ClpXP對其同源毒素的水解。此外，細菌限制性修飾系統(tǒng)及ppGpp-SpoT系統(tǒng)中此類代謝物(修飾產物)與酶的配對組合也具有某些TAS的特征，可認為它們屬于類TAS。TASⅠ型和Ⅱ型廣泛分布于原核細胞型微生物中，其他4型目前報道不多。不過，將生物信息分析技術與不斷改進的微生物基因組高通量篩選方法(如鳥槍法克隆)相結合，有望發(fā)現更多的TAS家族成員[14]。

2 結核分枝桿菌TAS及其作用

結核分枝桿菌染色體中有大量TAS模塊(>80)，大多屬于VapBC、MazEF、RelBE、ParDE、Ccdab或HigBA家族，比其他任何病原體都多[2,15]。已鑒定出H37Rv有79個TAS，其中67個屬Ⅱ型，包括50個VapBC系統(tǒng)、10個MazEF系統(tǒng)、2個RelBE系統(tǒng)、2個HigBA系統(tǒng)、2個ParDE系統(tǒng)和1個YefM-YoeB系統(tǒng)；1個屬受類似分子伴侶SecB控制的Ⅱ型；3個屬潛在的Ⅳ型；8個屬假定不典型TAS。這些TAS中，37個顯示有功能[16]。在結核分枝桿菌及其他人類病原菌中，TAS有助于細菌的致病性，包括增強細菌毒力，促進持續(xù)感染、細菌休眠、細菌生物膜形成、對抗生素抵抗及病原體傳播等[17-18]。結核分枝桿菌在感染過程中可能遭遇多種壓力如低氧[15,19]、DNA損傷[20]、營養(yǎng)缺乏[21-22]、被巨噬細胞吞噬[23-25]、熱休克[26]和抗生素[27-29]等，TAS如parDE2等被激活，通過降低細菌代謝活性，形成冬眠的持續(xù)感染(潛伏感染)狀態(tài)以適應宿主內的壓力環(huán)境[30]。在上述應激條件下，抗毒素被蛋白酶降解或消耗，毒素釋放后干擾或改變細菌DNA復制、ATP和細胞壁合成，介導細菌死亡或耐藥性形成[31]。結核分枝桿菌的許多外毒素是序列特異性切割mRNA的內切核糖核酸酶，抑制其轉錄。VapC則通過特異性切割結核分枝桿菌tRNA抑制其翻譯。大量證據也支持TAS在致病方面發(fā)揮作用。結核分枝桿菌編碼2個功能性TAS分子RelBE和YefM-YoeB，其中RelE和YoeB是毒素，而RelB和YefM為抗毒素。氮源缺乏和氧化應激時，RelBE和YefM-YoeB 操縱子上調；低氧時，則下調。這些現象與結核分枝桿菌的傳播及流行相關。低氧期間，VapBC和HigBA模塊表達增加。與此相似，結核分枝桿菌暴露于某些抗生素時，編碼RelE和 YoeB的基因表達明顯增加，促進細菌進入持留生存狀態(tài)，對抗生素不敏感[6]。結核分枝桿菌編碼10個MazEF系統(tǒng)，MazF是序列特異性內切核糖核酸酶，切割mRNA、rRNA或tRNA，可被其同源抗毒素MazE中和。模擬感染階段的壓力情景，包括營養(yǎng)耗竭、低氧、暴露于抗生素和進入不可培養(yǎng)階段等，MazF的表達上調，結核分枝桿菌形成持留狀態(tài)[6]。刪除3個MazF基因，可顯著減少豚鼠體內結核分枝桿菌數量，同時減輕肝、脾的病理損傷，推測與刪除基因的菌株傳播力降低有關[15]。TAS的轉錄和表達在不同壓力條件下呈現出不同變化，導致潛伏或持續(xù)感染、休眠、對抗生素不敏感、對壓力出現反應[32-35]和生物膜形成[6,36]等。

3 結核分枝桿菌生物膜的結構及作用

除蛋白、脂質和DNA外，多糖是結核分枝桿菌生物膜重要組成部分，纖維素則是多糖中的關鍵成分[36]。Trivedi等[36]研究表明，結核分枝桿菌面對巰基還原劑壓力時，無論振蕩還是靜置培養(yǎng)均能誘發(fā)生物膜形成。其生物膜由微小菌落與細胞外基質共同組成，細胞外基質包括蛋白、脂質、多糖和胞外DNA，作為細菌長期營養(yǎng)缺乏期間的營養(yǎng)來源。采用掃描電子顯微鏡研究結核分枝桿菌生物膜的結構，發(fā)現這些生物膜中含有大量毛孔和通道，借此促進營養(yǎng)成分分布于整個生物膜內的細菌中。生物膜內的細菌被緊緊包裹在細胞外基質中，類似多糖聚合物。Trivedi等采用轉錄組分析方法，證明胞內巰基還原劑壓力誘導編碼核糖體蛋白的基因顯著下調，抑制所有蛋白合成，從而抑制細菌增殖和促進生物膜形成等代謝變化。在該研究發(fā)表以前，自由真菌酸被認為是結核分枝桿菌生物膜細胞外物質的主要成分。但該研究的脂質染色顯示，脂質主要位于細菌的細胞局部，而不是細菌外間隙內，提示它們只是細胞外物質中較小的一部分，且生物膜形成期間編碼脂質生物合成的大量基因顯著下調。Trivedi等還發(fā)現，纖維素是結核分枝桿菌生物膜細胞外基質的主要成分。由于纖維素是各種細菌如沙門菌[37]和大腸埃希菌[38]生物膜的細胞外成分，而人類缺乏，或許它可作為生物標記，檢測人體內結核分枝桿菌生物膜。在給予結核分枝桿菌巰基還原劑壓力時，同時使用纖維素酶和蛋白酶，可抑制生物膜形成，表明纖維素和結構蛋白是結核分枝桿菌附著所需的基礎。在另一個結核分枝桿菌生物膜形成模型中，DNA降解導致生物膜解體[39]，表明DNA參與生物膜的結構，在銅綠假單胞菌生物膜中也觀察到此現象[40]。Trivedi等的研究還顯示，生物膜內駐扎著耐藥但新陳代謝活躍的結核分枝桿菌，與浮游細菌相比，生物膜內的細菌并未改變ATP/ADP、NAD+/NADH 和NADP+/NADPH水平，生物膜的形成需合成DNA、RNA和蛋白。轉錄分析表明，生物膜內結核分枝桿菌中只有7%的基因調節(jié)生存。

據估計，約80%的人類細菌性慢性炎癥和感染性疾病涉及細菌生物膜[41]。生物膜引起膜內細菌多重耐藥，逃避宿主免疫系統(tǒng)，其所致持續(xù)性感染難以治療[42]。生物膜的形成受多個TAS的影響，目前最深刻的來自大腸埃希菌的研究[36]。該研究結果顯示，與生物膜形成相關的TAS涉及MazFE、MqsRA、HipAB、Hha-TomB 和YafQ-DinJ。Ⅱ型TAS中的MqsRA與生物膜形成的調節(jié)網絡中，抗毒素MqsA除與毒素MqsR結合抑制其毒性外，還直接抑制主管壓力的RpoS表達，降低主要調節(jié)者CsgD的產生，而CsgD轉錄可激活菌毛基因及adrA基因表達，前者與細菌菌毛形成有關，后者導致合成c-di-GMP，產生纖維素。菌毛和纖維素均為生物膜的重要組成。此外，csgD基因在RNA聚合酶的作用下轉錄，該RNA聚合酶包含穩(wěn)定相σ亞基(RpoS)，可抑制FlhD的表達，而FlhD的編碼產物調節(jié)鞭毛生物合成。因此，缺乏壓力時，RpoS和CsgD 受到抑制，不利于細菌生物膜形成。在壓力條件下，抗毒素MqsA被Lon蛋白酶降解，導致RpoS和CsgD脫抑制。激活的RpoS使內部信使c-di-GMP濃度增高，纖維素生成，CsgD轉錄促使菌毛產生，FlhD受到抑制，鞭毛合成受限，這種調節(jié)網絡導致運動性降低，增加生物膜形成。HipBA可通過裂解細胞釋放DNA，致細胞外黏附加強，繼而影響生物膜形成。除TA基因外，還有某些基因與結核分枝桿菌生物膜形成相關。劉霞[43]等采用轉座子突變技術并結合生物信息學分析發(fā)現，在結核分枝桿菌中分離并鑒定與其生物膜形成相關的基因有MRA_3775(Rv3737)，其編碼保守的跨膜蛋白，缺失可導致H37Ra完全喪失形成生物膜的能力。成膜能力只有30%左右的生物膜缺陷株H37Ra所涉及的基因分別有MRA_0106(Rv0101)、MRA_1814(Rv1801)和MRA_1873(Rv1682)。其中MRA_0106(Rv0101)參與脂質代謝過程；MRA_1814是PE/PPE相關基因，表達產物為PPE家族的PPE29，系結核分枝桿菌特有，其結構特異，在結核分枝桿菌生存、增殖和致病方面起重要作用。王星等[44]研究顯示，編碼丙酮酸脫氫酶復合物輔酶E1的aceE是新發(fā)現的影響分枝桿菌生物膜形成的重要基因；mmaA4基因也是結核分枝桿菌的一個基因簇，編碼4個密切相關的甲基轉移酶，向分枝菌酸引入環(huán)丙烷和甲基分支，參與分枝菌酸合成，涉及結核分枝桿菌生物膜形成及毒力。Ojha等[45]報道，Rv1013基因編碼?；o酶A合成酶，影響生物膜成熟過程；Rv2454c-Rv2455c基因共同編碼2-酮戊二酸脫氫酶，有助于生物膜形成。Pang等[46]發(fā)現，Rv2946c基因也有助于結核分枝桿菌生物膜形成。

4 抗結核藥物對生物膜形成的影響

結核分枝桿菌可引起嚴重的長期肺部感染，治療不當會造成較高的死亡率。除逃避宿主免疫防御外，結核分枝桿菌部分亞群進入休眠狀態(tài)也是其誘導持久感染的主要原因之一。休眠菌或潛伏結核分枝桿菌的間歇性復蘇可引起結核病反復和復發(fā)[6]。細菌形成的生物膜，作為物理屏障可影響藥物進入細菌，并抵抗宿主免疫系統(tǒng)的防御，是許多慢性炎癥和感染性疾病(如結核病)難以治愈的重要原因。Dalton等[47]應用結核分枝桿菌BSG001，體外研究如何有效治療結核分枝桿菌生物膜的形成。結果發(fā)現，4種主要一線抗結核藥物及某些新的抗結核藥物可抑制生物膜形成，但治療生物膜內細菌比治療浮游菌的抗生素濃度高20～1 000倍以上，這是臨床治療中值得考慮的潛在重大問題。劉京銘等[48]進行體外實驗，研究結核分枝桿菌生物膜形成與結核病復治的關系，發(fā)現復治菌株較初治菌株有更強的成膜性。異煙肼和利福平對生物膜有抑制作用，對相應耐藥菌株的生物膜形成也有抑制作用。趙志輝等[49]研究利福平對結核分枝桿菌在不同植入材料界面黏附力及生物膜形成的影響，結果顯示利福平干預后，植入材料界面黏附的菌落顯著減少，聚乙烯界面生物膜呈不同程度的破壞，認為利福平能抑制結核分枝桿菌對不同植入材料界面的黏附及生物膜形成。

5 結語

TAS是壓力反應元件，參與抑制細菌生理，使結核分枝桿菌進入低代謝、休眠狀態(tài)，并對抗生素耐受。最近研究提示，結核分枝桿菌中許多TAS參與其生物膜形成[6,36]，雖然機制還不清楚，但進一步探究其調節(jié)生物膜形成的機制，有可能使其成為預防和治療結核病的新靶標。

[1] Schifano JM, Woychik NA. 23S rRNA as an a-Maz-ing new bacterial toxin target [J]. RNA Biol, 2014, 11(2): 101-105.

[2] Schifano JM, Cruz JW, Vvedenskaya IO, Edifor R, Ouyang M, Husson RN, Nickels BE, Woychik NA. tRNA is a new target for cleavage by a MazF toxin [J]. Nucleic Acids Res, 2016, 44(3): 1256-1270.

[3] Lewis K. Persister cells [J]. Annu Rev Microbiol, 2010, 64: 357-372.

[4] Maisonneuve E, Gerdes K. Molecular mechanisms underlying bacterial persisters [J]. Cell, 2014, 157(3): 539-548.

[5] Wang X, Wood TK. Toxin-antitoxin systems influence biofilm and persister cell formation and the general stress response [J]. Appl Environ Microbiol, 2011, 77(16): 5577-5583.

[6] Kedzierska B, Hayes F. Emerging roles of toxin-antitoxin modules in bacterial pathogenesis [J]. Molecules, 2016, 21(6): 790. doi: 10.3390/molecules21060790.

[7] Pandey DP, Gerdes K. Toxin-antitoxin loci are highly abundant in free-living but lost from host-associated prokaryotes [J]. Nucleic Acids Res, 2005, 33(3): 966-976.

[8] Engelberg-Kulka H, Hazan R, Amitai S. mazEF: a chromosomal toxin-antitoxin module that triggers programmed cell death in bacteria [J]. J Cell Sci, 2005, 118(Pt 19): 4327-4332.

[9] Gerdes K, Christensen SK, L?bner-Olesen A. Prokaryotic toxin-antitoxin stress response loci [J]. Nat Rev Microbiol, 2005, 3(5): 371-382.

[10] Buts L, Lah J, Dao-Thi MH, Wyns L, Loris R. Toxin-antitoxin modules as bacterial metabolic stress managers [J]. Trends Biochem Sci, 2005, 30(12): 672-679.

[11] Georgiades K, Raoult D. Genomes of the most dangerous epidemic bacteria have a virulence repertoire characterized by fewer genes but more toxin-antitoxin modules [J]. PLoS One, 2011, 6(3): e17962.

[12] Georgiades K. Genomics of epidemic pathogens [J]. Clin Microbiol Infect, 2012, 18(3): 213-217.

[13] Gillespie JJ, Kaur SJ, Rahman MS, Rennoll-Bankert K, Sears KT, Beier-Sexton M, Azad AF. Secretome of obligate intracellular Rickettsia [J]. FEMS Microbiol Rev, 2015, 39(1): 47-80.

[14] Hayes F, Kedzierska B. Regulating toxin-antitoxin expression: controlled detonation of intracellular molecular timebombs [J]. Toxins (Basel), 2014, 6(1): 337-358.

[15] Tiwari P, Arora G, Singh M, Kidwai S, Narayan OP, Singh R. MazF ribonucleases promote Mycobacterium tuberculosis drug tolerance and virulence in Guinea pigs [J]. Nat Commun, 2015, 6: 6059. doi: 10.1038/ncomms7059.

[16] Sala A, Bordes P, Genevaux P. Multiple toxin-antitoxin systems in Mycobacterium tuberculosis [J]. Toxins (Basel), 2014, 6(3): 1002-1020.

[17] Moritz EM, Hergenrother PJ. Toxin-antitoxin systems are ubiquitous and plasmid-encoded in vancomycin-resistant enterococci [J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2007, 104(1): 311-316.

[18] Hayes F. Toxins-antitoxins: plasmid maintenance, programmed cell death, and cell cycle arrest [J]. Science, 2003, 301(5639): 1496-1499.

[19] Rustad TR, Harrell MI, Liao R, Sherman DR. The enduring hypoxic response of Mycobacterium tuberculosis [J]. PLoS One, 2008, 3(1): e1502.

[20] Rand L, Hinds J, Springer B, Sander P, Buxton RS, Davis EO. The majority of inducible DNA repair genes in Mycobacterium tuberculosis are induced independently of RecA [J]. Mol Microbiol, 2003, 50(3): 1031-1042.

[21] Albrethsen J, Agner J, Piersma SR, H?jrup P, Pham TV, Weldingh K, Jimenez CR, Andersen P, Rosenkrands I. Proteomic profiling of Mycobacterium tuberculosis identifies nutrient-starvation-responsive toxin-antitoxin systems [J]. Mol Cell Proteomics, 2013, 12(5): 1180-1191.

[22] Betts JC, Lukey PT, Robb LC, Mcadam RA, Duncan K. Evaluation of a nutrient starvation model of Mycobacterium tuberculosis persistence by gene and protein expression profiling [J]. Mol Microbiol, 2002, 43(3): 717-731.

[23] Cappelli G, Volpe E, Grassi M, Liseo B, Colizzi V, Mariani F. Profiling of Mycobacterium tuberculosis gene expression during human macrophage infection: upregulation of the alternative sigma factor G, a group of transcriptional regulators, and proteins with unknown function [J]. Res Microbiol, 2006, 157(5): 445-455.

[24] Fontán P, Aris V, Ghanny S, Soteropoulos P, Smith I. Global transcriptional profile of Mycobacterium tuberculosis during THP-1 human macrophage infection [J]. Infect Immun, 2008, 76(2): 717-725.

[25] Korch SB, Contreras H, Clark-Curtiss JE. Three Mycobacterium tuberculosis Rel toxin-antitoxin modules inhibit mycobacterial growth and are expressed in infected human macrophages [J]. J Bacteriol, 2009, 191(5): 1618-1630.

[26] Stewart GR, Wernisch L, Stabler R, Mangan JA, Hinds J, Laing KG, Young DB, Butcher PD. Dissection of the heat-shock response in Mycobacterium tuberculosis using mutants and microarrays [J]. Microbiology, 2002, 148(Pt 10): 3129-3138.

[27] Denkin S, Byrne S, Jie C, Zhang Y. Gene expression profiling analysis of Mycobacterium tuberculosis genes in response to salicylate [J]. Arch Microbiol, 2005, 184(3): 152-157.

[28] Provvedi R, Boldrin F, Falciani F, Palù G, Manganelli R. Global transcriptional response to vancomycin in Mycobacterium tuberculosis [J]. Microbiology, 2009, 155(Pt 4): 1093-1102.

[29] Singh R, Barry CE 3rd, Boshoff HI. The three RelE homologs of Mycobacterium tuberculosis have individual, drug-specific effects on bacterial antibiotic tolerance [J]. J Bacteriol, 2010, 192(5): 1279-1291.

[30] Gupta M, Nayyar N, Chawla M, Sitaraman R, Bhatnagar R, Banerjee N. The chromosomal parDE2 toxin-antitoxin system of Mycobacterium tuberculosis H37Rv:genetic and functional characterization [J]. Front Microbiol, 2016, 7: 886.doi: 10.3389/fmicb.2016.00886.

[31] Schuster CF, Bertram R. Toxin-antitoxin systems are ubiquitous and versatile modulators of prokaryotic cell fate [J]. FEMS Microbiol Lett, 2013, 340(2): 73-85.

[32] Chao MC, Rubin EJ. Letting sleeping dos lie: does dormancy play a role in tuberculosis? [J]. Annu Rev Microbiol, 2010, 64: 293-311.

[33] Gengenbacher M, Kaufmann SH. Mycobacterium tuberculosis: success through dormancy [J]. FEMS Microbiol Rev, 2012, 36(3): 514-532.

[34] Gerdes K, Maisonneuve E. Bacterial persistence and toxin-antitoxin loci [J]. Annu Rev Microbiol, 2012, 66: 103-123.

[35] Keren I, Minami S, Rubin E, Lewis K. Characterization and transcriptome analysis of Mycobacterium tuberculosis persisters [J]. MBio, 2011, 2(3): 00100-11. doi: 10.1128/mBio.00100-11.

[36] Trivedi A, Mavi PS, Bhatt D, Kumar A. Thiol reductive stress induces cellulose-anchored biofilm formation in Mycobacterium tuberculosis [J]. Nat Commun, 2016, 7: 11392. doi: 10.1038/ncomms11392.

[37] Solano C, Garcia B, Valle J, Berasain C, Ghigo JM, Gamazo C, Lasa I. Genetic analysis of Salmonella enteritidis biofilm formation: critical role of cellulose [J]. Mol Microbiol, 2002, 43(3): 793-808.

[38] Da Re S, Ghigo JM. A CsgD-independent pathway for cellulose production and biofilm formation in Escherichia coli [J]. J Bacteriol, 2006, 188(8): 3073-3087.

[39] Ackart DF, Hascall-Dove L, Caceres SM, Kirk NM, Podell BK, Melander C, Orme IM, Leid JG, Nick JA, Basaraba RJ. Expression of antimicrobial drug tolerance by attached communities of Mycobacterium tuberculosis [J]. Pathog Dis, 2014, 70(3): 359-369.

[40] Gloag ES, Turnbull L, Huang A, Vallotton P, Wang H, Nolan LM, Mililli L, Hunt C, Lu J, Osvath SR, Monahan LG, Cavaliere R, Charles IG, Wand MP, Gee ML, Prabhakar R, Whitchurch CB. Self-organization of bacterial biofilms is facilitated by extracellular DNA [J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2013, 110(28): 11541-11546.

[41] Hall-Stoodley L, Costerton JW, Stoodley P. Bacterial biofilms: from the natural environment to infectious diseases [J]. Nat Rev Microbiol, 2004, 2(2): 95-108.

[42] Cos P, Toté K, Horemans T, Maes L. Biofilms: an extra hurdle for effective antimicrobial therapy [J]. Curr Pharm Des, 2010, 16(20): 2279-2295.

[43] 劉霞，郭慶龍，王若珺，王洪海，裴秀英，張雪蓮.結核分枝桿菌生物膜形成相關基因的篩選與鑒定 [J].中國生物工程雜志，2013，33(4)：15-21.

[44] 王星.表皮葡萄球菌和分枝桿菌生物膜相關基因的鑒定和功能研究[D].上海：復旦大學，2012.

[45] Ojha AK, Baughn AD, Sambandan D, Hsu T, Trivelli X, Guerardel Y, Alahari A, Kremer L, Jacobs WR Jr, Hatfull GF. Growth of Mycobacterium tuberculosis biofilms containing free mycolic acids and harbouring drug-tolerant bacteria [J]. Mol Microbiol, 2008, 69(1): 164-174.

[46] Pang JM, Layre E, Sweet L, Sherrid A, Moody DB, Ojha A, Sherman DR. The polyketide Pks1 contributes to biofilm formation in Mycobacterium tuberculosis [J]. J Bacteriol, 2012, 194(3): 715-721.

[47] Dalton JP, Uy B, Phummarin N, Copp BR, Denny WA, Swift S, Wiles S. Effect of common and experimental anti-tuberculosis treatments on Mycobacterium tuberculosis growing as biofilms [J]. PeerJ, 2016, 4: e2717.

[48] 劉京銘，孫照剛，張旭霞，李傳友，高孟秋.結核分枝桿菌生物膜形成與復治結核病治療的關系初探 [J].中華結核和呼吸雜志，2013，36(12)：980-981.

[49] 趙志輝，王永清，熊慶廣，畢紅賓，孫晉保，李毅.利福平對結核分枝桿菌在不同植入材料界面黏附力及生物膜形成的影響 [J].山東醫(yī)藥，2015，55(33)：21-24.

. YUAN Li, E-mail: yuanli832002@163.com

Toxin-antitoxinsystemsandbiofilmofMycobacteriumtuberculosis

ZHAO Jili1,*, LIU Wei1,*, WANG Tiepeng2, YUAN Li1

1.DepartmentofPathogenicBiologyandImmunology,MedicalSchoolofShiheziUniversity,Shihezi832000,China; 2.DepartmentofBiochemistry,MedicalSchoolofShiheziUniversity,Shihezi832000,China

Mycobacteriumtuberculosis(M.tuberculosis) is causative pathogen of tuberculosis, and could induce long-term asymptomatic infection, known as latent tuberculosis infection (LTBI), in which the bacteria are thought to persist in a dormant state. It is reported that there are pairs of toxin-antitoxin systems (TASs) in chromosomes ofM.tuberculosis. Some TASs play roles in the latent infection because they could not only regulate the bacterial growth, but also induce the bacteria to enter dormant state. Some TASs are suggested to be involved in the biofilm formation and stress reaction, but how they regulate biofilm formation has not yet been elucidated.M.tuberculosisin biofilm is resistant to many drugs and host immune protections.M.tuberculosisin dormant state is usually multidrug-resistant. These issues bring challenges for the treatment of tuberculosis. This review focuses on the research progress on TAS and biofilm formation ofM.tuberculosis, as well as the effect of anti-tuberculosis drugs on biofilm formation.

Mycobacteriumtuberculosis; Toxin-antitoxin system; Biofilm

國家自然科學基金(81560264)

袁俐

*同為第一作者

2016-12-07)