提高植物營(yíng)養(yǎng)器官含油量的研究進(jìn)展

苗迎春+雷潔+牛蕾蕾

摘要：與油料種子相比，植物營(yíng)養(yǎng)器官含油量很低。在進(jìn)化過(guò)程中，葉演變?yōu)椤霸础逼鞴?，成為高度?zhuān)化的碳水化合物合成與輸出器官。關(guān)于能否運(yùn)用現(xiàn)代轉(zhuǎn)基因技術(shù)，快速改造營(yíng)養(yǎng)器官的功能，使之增強(qiáng)油合成與積累能力的問(wèn)題，最近一些研究表明，在營(yíng)養(yǎng)器官中異位表達(dá)參與種子油生產(chǎn)的關(guān)鍵基因能夠有效地提高營(yíng)養(yǎng)器官的含油量。本文擬就這一方面的最近研究進(jìn)展作一簡(jiǎn)要綜述，以供植物脂類(lèi)研究者參考。

關(guān)鍵詞：三酯甘油；脂肪酸；代謝途徑；營(yíng)養(yǎng)器官；碳流量；目標(biāo)基因

中圖分類(lèi)號(hào)：Q946.4 文獻(xiàn)標(biāo)志碼：A 文章編號(hào)：1002-1302（2017）01-0001-04

植物油用途廣泛，不僅是食用油的主要來(lái)源，而且可用于肥皂、表面活性劑、化妝品、涂料、潤(rùn)滑油以及生物柴油的生產(chǎn)。初步估計(jì)，食用油的消耗量在2030年之前將翻倍?；瘜W(xué)工業(yè)界還期望在20年后，植物油能取代40%的原油[1]，由此可見(jiàn)，植物油的需求量正在急劇增加。

種子、果實(shí)是植物油生產(chǎn)的主要場(chǎng)所，在過(guò)去的50年里，很多油料作物的產(chǎn)量得到了大幅度提高，年均遺傳增益達(dá)1%；同時(shí)，人們對(duì)種子中的油脂組分進(jìn)行了有效改良，使之適用于不同的用途[2-3]。然而，研究者普遍認(rèn)為，油料作物產(chǎn)油量的提高難以滿(mǎn)足植物油年需求量的增長(zhǎng)。因此，探索與構(gòu)建新型植物油生產(chǎn)的補(bǔ)充體系顯得十分必要。

在通常情況下，植物營(yíng)養(yǎng)組織中的含油量很低，不足種子中的百分之一。然而，在某些逆境條件下或植物衰老過(guò)程中，葉片或莖稈中的含油量呈顯著增加的趨勢(shì)。這些事實(shí)說(shuō)明，營(yíng)養(yǎng)器官中也存在“產(chǎn)油機(jī)器”，且在某些特定條件下，其運(yùn)轉(zhuǎn)效率可以得到加強(qiáng)。那么，能否將油料種子中的高效“產(chǎn)油機(jī)器”整合到植物營(yíng)養(yǎng)器官中從而提高其產(chǎn)油能力呢？已知種子中油的生產(chǎn)涉及3個(gè)關(guān)鍵要素：（1）將光合產(chǎn)物有效地轉(zhuǎn)化為脂肪酸；（2）將脂肪酸有效地?fù)饺氲礁视凸羌苌希唬?）降低脂肪酸的降解[4]。筆者將論述近年來(lái)在植物營(yíng)養(yǎng)器官中異位表達(dá)控制上述過(guò)程的關(guān)鍵基因增強(qiáng)其產(chǎn)油量的研究進(jìn)展。

1 提高用于脂肪酸合成的碳流量

在成熟葉片中，大約80%的光合產(chǎn)物以蔗糖的形式運(yùn)輸?shù)狡渌课唬峁┲参锷L(zhǎng)與發(fā)育所需的碳源與能量[5]。剩余的碳源，一部分在葉綠體中轉(zhuǎn)化為淀粉，而淀粉則在夜間轉(zhuǎn)化為可溶性糖，還有一部分光合產(chǎn)物用于脂肪酸、極性甘油脂的合成[6-7]。

已有研究表明，在營(yíng)養(yǎng)組織中過(guò)表達(dá)脂肪酸合成途徑中的關(guān)鍵酶基因或轉(zhuǎn)錄因子，能加速光合產(chǎn)物向脂肪酸的轉(zhuǎn)化以及油脂的合成[8]。丙二酰輔酶A是脂肪酸合成的重要前體，Klaus等發(fā)現(xiàn)，丙二酰輔酶A合成途徑中的限速酶——乙酰輔酶A羧化酶（ACCase）的過(guò)表達(dá)可使馬鈴薯（Solanum tuberosum）塊莖積累中性的三酰甘油（TAG）[9]。隨后，Mendoza等在擬南芥中過(guò)表達(dá)參與種子成熟和油脂積累調(diào)控過(guò)程的轉(zhuǎn)錄因子LEAFY COTYLEDON2（LEC2），發(fā)現(xiàn)在營(yíng)養(yǎng)組織中積累了種子特異的mRNA，并且儲(chǔ)存性三酰甘油含量明顯增加[10]。與此一致的是，異位表達(dá)由35S強(qiáng)啟動(dòng)子驅(qū)動(dòng)的LEC2基因，可以有效提升擬南芥和煙草營(yíng)養(yǎng)組織中的含油量[11]。但與此同時(shí)，幼苗出現(xiàn)體細(xì)胞胚胎發(fā)生（somatic embryogenesis）現(xiàn)象，且組織扭曲變形，影響轉(zhuǎn)基因植株的正常生長(zhǎng)[12-13]。為解決這個(gè)問(wèn)題，Kim等最近嘗試通過(guò)衰老誘導(dǎo)表達(dá)的方式，在擬南芥葉片中過(guò)表達(dá)LEC2基因，其結(jié)果是與野生型相比，轉(zhuǎn)基因植株的TAG含量增加了3倍，但未出現(xiàn)明顯的生長(zhǎng)異常[14]。這充分說(shuō)明，關(guān)鍵基因與合適啟動(dòng)子的有機(jī)結(jié)合對(duì)操控植物營(yíng)養(yǎng)組織中油脂的合成和積累至關(guān)重要。

與LEC2不同，WRINKLED1（WRI1）是主要參與調(diào)控脂肪酸及其前體合成的轉(zhuǎn)錄因子。WRI1在擬南芥、煙草葉片中過(guò)表達(dá)可顯著提高它們的TAG含量，且在葉片中積累種子特有的二十碳、二十二碳脂肪酸[15-16]。最近，Grimberg等利用轉(zhuǎn)錄組測(cè)序技術(shù)，在轉(zhuǎn)錄水平上比較分析了分別含有擬南芥、馬鈴薯（Solanum tuberosum）、楊樹(shù)（Populus trichocarpa）、燕麥（Avena sativa）和油莎草（Cyperus esculentus）WRI1基因的轉(zhuǎn)基因煙草，結(jié)果發(fā)現(xiàn)在上述煙草中，與磷酸烯醇式丙酮酸鹽、脂肪酸和TAG合成以及淀粉降解有關(guān)的基因的表達(dá)呈上調(diào)趨勢(shì)，而與光合作用、淀粉合成相關(guān)的基因表達(dá)呈下調(diào)趨勢(shì)。燕麥WRI1（AsWRI1）在煙草葉片中的過(guò)表達(dá)可使TAG含量達(dá)到71 nmol/mg[17]（圖1）。在單子葉禾本科模式植物二穗短柄草（Brachypodium distachyon）中過(guò)表達(dá)BdWRI1，可上調(diào)葉片中與糖酵解和脂肪酸合成有關(guān)的基因表達(dá)，同時(shí)使TAG含量增至對(duì)照的32.5倍[18]。

轉(zhuǎn)錄因子，可以有效改變碳水化合物的代謝流向，促使更多的光合產(chǎn)物轉(zhuǎn)化為油脂。相應(yīng)地，通過(guò)抑制ADP-葡萄糖焦磷酸酶（AGPase）活性降低淀粉的合成可增強(qiáng)碳水化合物向脂肪酸的轉(zhuǎn)化[15]。此外，突變TGD1或RNAiMGD1，阻止脂肪酸轉(zhuǎn)運(yùn)進(jìn)入葉綠體用于類(lèi)囊體膜脂構(gòu)建，也能夠驅(qū)動(dòng)營(yíng)養(yǎng)器官內(nèi)的TAG合成[19]。盡管這些間接手段也在一定程度上提升了營(yíng)養(yǎng)組織內(nèi)的油脂含量，但卻是以犧牲葉綠體功能作為代價(jià)的，因而在生產(chǎn)實(shí)踐中還有待進(jìn)一步完善[20]。

2 提高營(yíng)養(yǎng)組織中脂肪酸組裝到甘油骨架上的能力

種子中TAG的合成在內(nèi)質(zhì)網(wǎng)上進(jìn)行，其合成能力與脂肪酸摻入到甘油骨架的效率相關(guān)[21]。在經(jīng)典的Kennedy途徑中，3-磷酸甘油?；D(zhuǎn)移酶（GPAT）、溶血磷脂酸?；D(zhuǎn)移酶（LPAAT）和Acyl-CoA：二酰甘油?；D(zhuǎn)移酶（DGAT）分別將脂肪酸組裝到甘油的sn-1、sn-2和sn-3位置上。DGAT被公認(rèn)為參與種子油脂合成的關(guān)鍵限速酶[22]，且發(fā)現(xiàn)衰老葉片中，此酶參與了TAG的合成[23]。因此，為了剖析營(yíng)養(yǎng)組織中脂肪酸組裝到甘油骨架上的機(jī)制，一些研究致力于調(diào)查DGAT基因在組成型表達(dá)的啟動(dòng)子（如35S）調(diào)控下對(duì)植物營(yíng)養(yǎng)器官中油合成的影響。結(jié)果顯示，AtDGAT1基因在煙草幼苗中的過(guò)表達(dá)可使其TAG含量增至野生型的5.9倍[24]；而在轉(zhuǎn)基因葉片中，TAG含量高達(dá)野生型的7倍[25]。同時(shí)發(fā)現(xiàn)，AtDGAT1基因在煙草中的過(guò)表達(dá)可使莖稈中的TAG含量達(dá)到干質(zhì)量的2.1%[12]（圖2）。另外，DGAT活性的增加促進(jìn)了超長(zhǎng)鏈脂肪酸在營(yíng)養(yǎng)組織中的積累。當(dāng)將萊茵衣藻（Chlamydomonas reinhardtii）的DGAT2基因在擬南芥中異源表達(dá)時(shí)，可發(fā)現(xiàn)轉(zhuǎn)基因擬南芥的葉片中產(chǎn)生的TAG含有二十二碳單烯酸、二十四碳酸等超長(zhǎng)鏈脂肪酸[26]。

近10年的研究發(fā)現(xiàn)，磷脂：二酰甘油?；D(zhuǎn)移酶（PDAT）在TAG的合成中亦起著重要作用[27-28]。當(dāng)源于葉綠體的脂肪酸被轉(zhuǎn)運(yùn)到細(xì)胞質(zhì)并經(jīng)活化生成?；?CoA后，大部分用于磷脂酰膽堿（PC）、磷脂酰乙醇胺（PE）等磷脂的合成，它們可成為PDAT酶的底物，其中的脂肪?；杀晦D(zhuǎn)移到二酰甘油分子中形成TAG[26，29]。雖然在早前的研究中并未發(fā)現(xiàn)PDAT基因的敲除或過(guò)表達(dá)對(duì)擬南芥種子中的油脂含量和脂肪酸組分產(chǎn)生明顯的影響[30-31]，但是Fan的研究團(tuán)隊(duì)最近發(fā)現(xiàn)，PDAT1基因在葉片中的脂肪酸合成和脂肪酸在“葉綠體-內(nèi)質(zhì)網(wǎng)”的分配調(diào)節(jié)中起到重要作用。PDAT1、Lipins和SUGAR-DEPENDENT1（SDP1）脂酶可協(xié)同促進(jìn)脂肪酸的β-氧化，在維持膜脂的動(dòng)態(tài)平衡中起著重要作用[19-20，32]。相應(yīng)地，在sdp1突變體擬南芥中過(guò)表達(dá)PDAT1，可使葉片中TAG含量達(dá)到干質(zhì)量的2.5%[19]（圖2）。

最近還有研究發(fā)現(xiàn)，源自小鼠（Mus musculus）的單酰甘油酰基轉(zhuǎn)移酶（MGAT）也可以用來(lái)改造植物營(yíng)養(yǎng)組織中油脂的合成能力。在煙草幼苗中異源表達(dá)MmMGAT1和MmMGAT2基因，可使TAG含量達(dá)到野生型煙草的6～9倍[24]。

需要指出的是，一些脂肪?；D(zhuǎn)移酶（譬如PDAT）在營(yíng)養(yǎng)組織中的作用在一定程度上有別于其在種子中的功能。因此，提高營(yíng)養(yǎng)組織中油脂的合成，需要了解營(yíng)養(yǎng)組織中脂肪酸組裝的特殊機(jī)制。同時(shí)，探究更多物種中?；D(zhuǎn)移酶基因的功能，對(duì)提高植物營(yíng)養(yǎng)組織中油脂的合成能力并改善油脂的品質(zhì)有重要的作用。

3 降低脂肪酸和TAG的降解

內(nèi)質(zhì)網(wǎng)上合成的TAG，經(jīng)油體蛋白和單磷脂層的包裝，形成脂質(zhì)體（lipid body）[33]。在植物細(xì)胞中，脂質(zhì)體的形成與降解保持著動(dòng)態(tài)平衡。在脂酶作用下脂質(zhì)體中的TAG發(fā)生降解，釋放出游離脂肪酸，進(jìn)入過(guò)氧化物酶體發(fā)生β-氧化[32]。抑制脂酶的活性，預(yù)計(jì)可以降低TAG的降解。在擬南芥的幼苗、根、莖中，編碼SDP1脂酶基因的敲除導(dǎo)致TAG含量增加10倍以上（與野生型擬南芥相比）[34]。

類(lèi)似的，抑制與β-氧化相關(guān)的脂肪酸轉(zhuǎn)運(yùn)過(guò)程可以提高營(yíng)養(yǎng)器官中TAG的含量。已知哺乳動(dòng)物中的COMPARATIVE GENE IDENTIFICATION-58 （CGI-58）可與過(guò)氧化物酶體的PEROXISOMAL ABC-TRANSPORTER1（PXA1）蛋白發(fā)生互作[35-36]。在擬南芥CGI58同源基因的突變體葉片中，TAG的含量增至干質(zhì)量的0.03%～0.22%，同時(shí)亞油酸、亞麻酸等多不飽和脂肪酸含量升高[35，37]。而在擬南芥pxa1突變體中，葉片TAG含量增至干質(zhì)量的0.03%～095%[34-35，38]。不過(guò)，CGI58、PXA1基因的功能同時(shí)喪失并不能進(jìn)一步增加TAG含量[35]。另外，參與脂肪酸降解過(guò)程的CTS2、ACX1/2基因的突變亦可導(dǎo)致擬南芥葉片和幼苗中TAG含量升高[38-39]（圖3）。

4 多基因改造策略

植物體內(nèi)某一代謝流的大小，通常不是由單一的酶促反應(yīng)決定，而是取決于相關(guān)通路中的多個(gè)酶促反應(yīng)的共同作用[5，40]。因此，要大幅提高營(yíng)養(yǎng)組織的含油量，需要在植物營(yíng)養(yǎng)器官中進(jìn)行多基因的改造[21，41-43]。以模式植物擬南芥為例，在sdp1單突變體的根中，TAG含量約為根干質(zhì)量的 0.32%；而在sdp1中過(guò)表達(dá)AtDGAT1可使根中TAG含量升至2.2%；若在其中共表達(dá)AtWRI1、AtDGAT1基因，TAG含量可達(dá)到干質(zhì)量的8%[34]。類(lèi)似的，在sdp1中共表達(dá)AtPDAT1、OLEOSIN1可使擬南芥葉片中TAG含量達(dá)到干質(zhì)量的6.4%。而在tgd1突變體中共表達(dá)這2個(gè)基因，可使葉片TAG含量達(dá)到干質(zhì)量的8.6%。令人驚訝的是，在擬南芥tgd1/sdp1雙突變體中，葉片TAG含量甚至可達(dá)干質(zhì)量的 8.8%，相當(dāng)于野生型對(duì)照的100倍[34]（圖4）。

與上述擬南芥營(yíng)養(yǎng)器官中的多基因改造研究結(jié)果一致，在煙草中，運(yùn)用RNAi手段抑制MGD1的功能，同時(shí)過(guò)表達(dá)AtDGAT1，可使葉片中的TAG含量達(dá)到葉干質(zhì)量的1%[44]。2013年，在Vanhercke的實(shí)驗(yàn)室，共表達(dá)AtDGAT1、AtWRI1基因使煙草葉片TAG含量增至干質(zhì)量的2.5%[16]。2014年，他們的研究顯示，AtDGAT1、AtWRI1、OLEOSIN基因的共表達(dá)可以進(jìn)一步提高煙草葉片的含油量，使TAG含量達(dá)到干質(zhì)量的15.8%，這相當(dāng)于相同種植面積下油菜產(chǎn)油量的10倍[45]。以上分析表明，對(duì)油合成、積累和降解過(guò)程中的關(guān)鍵調(diào)控基因進(jìn)行協(xié)同改造，將會(huì)更有效地提高營(yíng)養(yǎng)器官中的含油量，其效果明顯優(yōu)于單基因改造。因此，在今后研究中，在考慮目的基因選擇和啟動(dòng)子搭配的同時(shí)，應(yīng)當(dāng)注重基因組合的選擇[46]。

5 展望

由于植物油需求量的增加，提高營(yíng)養(yǎng)器官含油量的探索性研究引起了廣泛關(guān)注，然而其可行性有待進(jìn)一步調(diào)查。人們對(duì)葉片中光合產(chǎn)物流向和分配的改變而促進(jìn)TAG合成所產(chǎn)生的后果，看法不一。目前的研究尚無(wú)法明確回答營(yíng)養(yǎng)器官中TAG含量的大幅提高是否會(huì)嚴(yán)重影響植物的正常生長(zhǎng)與發(fā)育。上述的探索性研究均是在實(shí)驗(yàn)室條件下進(jìn)行的，在田間環(huán)境條件下，上述試驗(yàn)結(jié)果能否重現(xiàn)尚不得而知。還有，哪些關(guān)鍵基因組合、在何種啟動(dòng)子調(diào)控下，一方面能促使?fàn)I養(yǎng)器官含油量提高，另一方面又不會(huì)影響植物的正常生長(zhǎng)發(fā)育？綜上所述，要使?fàn)I養(yǎng)器官成為植物油生產(chǎn)的一個(gè)補(bǔ)充體系，尚有很多問(wèn)題需要解決。不過(guò)，近年來(lái)國(guó)際上在這一領(lǐng)域的研究愈來(lái)愈多。我們不能排除這種可能性，即在將來(lái)人們可以實(shí)現(xiàn)利用營(yíng)養(yǎng)器官生產(chǎn)植物油的目標(biāo)。

參考文獻(xiàn)：

[1]Carlsson A S，Yilmaz J L，Green A G，et al. Replacing fossil oil with fresh oil-with what and for what？[J]. European Journal of Lipid Science and Technology，2011，113（7）：812-831.

[2]Thelen J J，Ohlrogge J B. Metabolic engineering of fatty acid biosynthesis in plants[J]. Metabolic Engineering，2002，4（1）：12-21.

[3]Napier J A. The production of unusual fatty acids in transgenic plants[J]. Plant Biology，2007，58（58）：295-319.

[4]Bates P D，Stymne S，Ohlrogge J. Biochemical pathways in seed oil synthesis[J]. Current Opinion in Plant Biology，2013，16（3）：358-364.

[5]Tjellstrm H，Strawsine M，Ohlrogge J B. Tracking synthesis and turnover of triacylglycerol in leaves[J]. Journal of Experimental Botany，2015，66（5）：1453-1461.

[6]Hurlock A K，Roston R L，Wang K，et al. Lipid trafficking in plant cells[J]. Traffic，2014，15（9）：915-932.

[7]Xu C C，F(xiàn)an J L，Cornish A J，et al. Lipid trafficking between the endoplasmic reticulum and the plastid in Arabidopsis requires the extraplastidic TGD4 protein[J]. The Plant Cell，2008，20（8）：2190-2204.

[8]Mu J Y，Tan H L，Zheng Q，et al. LEAFY COTYLEDON1 is a key regulator of fatty acid biosynthesis in Arabidopsis[J]. Plant Physiology，2008，148（2）：1042-1054.

[9]Klaus D，Ohlrogge J B，Neuhaus H E，et al. Increased fatty acid production in potato by engineering of acetyl-CoA carboxylase[J]. Planta，2004，219（3）：389-396.

[10]Mendoza M S，Dubreucq B，Miquel M，et al. LEAFY COTYLEDON 2 activation is sufficient to trigger the accumulation of oil and seed specific mRNAs in Arabidopsis leaves[J]. FEBS Letters，2005，579（21）：4666-4670.

[11]Kim H U，Jung S J，Lee K R，et al. Ectopic overexpression of castor bean LEAFY COTYLEDON2 （LEC2） in Arabidopsis triggers the expression of genes that encode regulators of seed maturation and oil body proteins in vegetative tissues[J]. FEBS Open Bio，2013，4（1）：25-32.

[12]Nookaraju A，Pandey S K，F(xiàn)ujino T，et al. Enhanced accumulation of fatty acids and triacylglycerols in transgenic tobacco stems for enhanced bioenergy production[J]. Plant Cell Reports，2014，33（7）：1041-1052.

[13]Andrianov V，Borisjuk N，Pogrebnyak N，et al. Tobacco as a production platform for biofuel：overexpression of Arabidopsis DGAT and LEC2 genes increases accumulation and shifts the composition of lipids in green biomass[J]. Plant Biotechnology Journal，2010，8（3）：277-287.

[14]Kim H U，Lee K R，Jung S J，et al. Senescence-inducible LEC2 enhances triacylglycerol accumulation in leaves without negatively affecting plant growth[J]. Plant Biotechnology Journal，2015，13（9）：1346-1359.

[15]Sanjaya，Durrett T P，Weise S E，et al. Increasing the energy density of vegetative tissues by diverting carbon from starch to oil biosynthesis in transgenic Arabidopsis[J]. Plant Biotechnology Journal，2011，9（8）：874-883.

[16]Vanhercke T，El Tahchy A，Shrestha P，et al. Synergistic effect of WRI1 and DGAT1 coexpression on triacylglycerol biosynthesis in plants[J]. FEBS Letters，2013，587（4）：364-369.

[17]Grimberg ，Carlsson A S，Marttila S，et al. Transcriptional transitions in Nicotiana benthamiana leaves upon induction of oil synthesis by WRINKLED1 homologs from diverse species and tissues[J]. BMC Plant Biology，2015，15（1）：1-17.

[18]Yang Y，Munz J，Cass C，et al. Ectopic expression of WRINKLED1 affects fatty acid homeostasis in brachypodium distachyon vegetative tissues[J]. Plant Physiology，2015，169（3）：1836-1847.

[19]Fan J L，Yan C S，Zhang X E，et al. Dual role for phospholipid：diacylglycerol acyltransferase：enhancing fatty acid synthesis and diverting fatty acids from membrane lipids to triacylglycerol in Arabidopsis leaves[J]. The Plant Cell，2013，25（9）：3506-3518.

[20]Fan J，Yan C，Roston R，et al. Arabidopsis lipins，PDAT1 acyltransferase，and SDP1 triacylglycerol lipase synergistically direct fatty acids toward bioxidation，thereby maintaining membrane lipid homeostasis[J]. Plant Cell，2014，26（10）：4119-4134.

[21]Napier J A，Haslam R P，Beaudoin F，et al. Understanding and manipulating plant lipid composition：metabolic engineering leads the way[J]. Current Opinion in Plant Biology，2014，19（100）：68-75.

[22]Jako C，Kumar A，Wei Y D，et al. Seed-specific over-expression of an Arabidopsis cDNA encoding a diacylglycerol acyltransferase enhances seed oil content and seed weight[J]. Plant Physiology，2001，126（2）：861-874.

[23]Chapman K D，Dyer J M，Mullen R T. Commentary：Why dont plant leaves get fat？[J]. Plant Science，2013，207：128-134.

[24]Petrie J R，Vanhercke T，Shrestha P，et al. Recruiting a new substrate for triacylglycerol synthesis in plants：the monoacylglycerol acyltransferase pathway[J]. PLoS One，2012，7（4）：e35214.

[25]Bouvier-Navé P，Benveniste P，Oelkers P，et al. Expression in yeast and tobacco of plant cDNAs encoding acyl CoA：diacylglycerol acyltransferase[J]. European Journal of Biochemistry，2000，267（1）：85-96.

[26]Sanjaya，Miller R，Durrett T P，et al. Altered lipid composition and enhanced nutritional value of Arabidopsis leaves following introduction of an algal diacylglycerol acyltransferase 2[J]. The Plant Cell，2013，25（2）：677-693.

[27]Xu J，Carlsson A S，F(xiàn)rancis T，et al. Triacylglycerol synthesis by PDAT1 in the absence of DGAT1 activity is dependent on re-acylation of LPC by LPCAT2[J]. BMC Plant Biology，2012，12（1）：1-22.

[28]Bates P D，Ohlrogge J B，Pollard M. Incorporation of newly synthesized fatty acids into cytosolic glycerolipids in pea leaves occurs via acyl editing[J]. Journal of Biological Chemistry，2007，282（43）：31206-31216.

[29]Bates P D，F(xiàn)atihi A，Snapp A R，et al. Acyl editing and headgroup exchange are the major mechanisms that direct polyunsaturated fatty acid flux into triacylglycerols[J]. Plant Physiology，2012，160（3）：1530-1539.

[30]Stahl U，Carlsson A S，Lenman M，et al. Cloning and functional characterization of a phospholipid：diacylglycerol acyltransferase from Arabidopsis[J]. Plant Physiology，2004，135（3）：1324-1335.

[31]Mhaske V，Beldjilali K，OHLROGGE J，et al. Isolation and characterization of an Arabidopsis thaliana knockout line for phospholipid：diacylglycerol transacylase gene （At5g13640）[J]. Plant Physiology and Biochemistry，2005，43（4）：413-417.

[32]Fan J L，Yan C S，Xu C C. Phospholipid：diacylglycerol acyltransferase-mediated triacylglycerol biosynthesis is crucial for protection against fatty acid-induced cell death in growing tissues of Arabidopsis[J]. Plant Journal，2013，76（6）：930-942.

[33]Chapman K D，Dyer J M，Mullen R T. Biogenesis and functions of lipid droplets in plants[J]. Journal of Lipid Research，2012，53（2）：215-226.

[34]Kelly A A，van Erp H，Quettier A L，et al. The SUGAR-DEPENDENT1 lipase limits triacylglycerol accumulation in vegetative tissues of Arabidopsis[J]. Plant Physiology，2013，162（3）：1282-1289.

[35]Park S，Gidda S K，James C N，et al. The α/β hydrolase CGI-58 and peroxisomal transport protein PXA1 coregulate lipid homeostasis and signaling in Arabidopsis[J]. Plant Cell，2013，25（5）：1726-1739.

[36]Yamaguchi T，Omatsu N，Morimoto E，et al. CGI-58 facilitates lipolysis on lipid droplets but is not involved in the vesiculation of lipid droplets caused by hormonal stimulation[J]. Journal of Lipid Research，2007，48（5）：1078-1089.

[37]James C N，Horn P J，Case C R，et al. Disruption of the Arabidopsis CGI-58 homologue produces Chanarin-Dorfman-like lipid droplet accumulation in plants[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America，2010，107（41）：17833-17838.

[38]Slocombe S P，Cornah J，Pinfield-Wells H，et al. Oil accumulation in leaves directed by modification of fatty acid breakdown and lipid synthesis pathways[J]. Plant Biotechnology Journal，2009，7（7）：694-703.

[39]Hernández M L，Whitehead L，He Z，et al. A cytosolic acyltransferase contributes to triacylglycerol synthesis in sucrose-rescued Arabidopsis seed oil catabolism mutants[J]. Plant Physiology，2012，160（1）：215-225.

[40]Fell D A. Understanding the control of metabolism[M]. London：Portland Press，1997.

[41]Van Erp H，Kelly A A，Menard G，et al. Multigene engineering of triacylglycerol metabolism boosts seed oil content in Arabidopsis[J]. Plant Physiology，2014，165（1）：30-36.

[42]Xu C，Shanklin J. Triacylglycerol metabolism，function，and accumulation in plant vegetative tissues[J]. Plant Biology，2016，67（67）：1311-1328.

[43]Vanhercke T，Petrie J R，Singh S P. Energy densification in vegetative biomass through metabolic engineering[J]. Biocatalysis and Agricultural Biotechnology，2014，3（1）：75-80.

[44]Wu H Y，Liu C，Li M C，et al. Effects of monogalactoglycerolipid deficiency and diacylglycerol acyltransferase overexpression on oil accumulation in transgenic tobacco[J]. Plant Molecular Biology Reporter，2013，31（5）：1077-1088.

[45]Vanhercke T，El Tahchy A，Liu Q，et al. Metabolic engineering of biomass for high energy density：oilseed-like triacylglycerol yields from plant leaves[J]. Plant Biotechnology Journal，2014，12（2）：231-239.

[46]Zale J，Jung J H，Kim J Y，et al. Metabolic engineering of sugarcane to accumulate energy-dense triacylglycerols in vegetative biomass[J]. Plant Biotechnology Journal，2016，14（2）：661-669.