一氧化氮在植物響應(yīng)重金屬脅迫中的作用

摘要：一氧化氮（Nitric oxide，NO）是一種具有擴(kuò)散性的氣體分子，在哺乳動(dòng)物中被鑒定為血管內(nèi)皮細(xì)胞舒張因子，是一種有效的內(nèi)源性血管舒張藥。植物也具有合成和釋放NO的能力，NO在植物中參與多種生理過程和脅迫響應(yīng)。因此，NO被認(rèn)為是植物及動(dòng)物體內(nèi)重要的氣體信號分子。近年來，由于各種人類活動(dòng)的影響導(dǎo)致重金屬對農(nóng)業(yè)生態(tài)環(huán)境造成了越來越嚴(yán)重的污染，威脅農(nóng)作物生產(chǎn)與食品安全。盡管重金屬影響植物生長發(fā)育的機(jī)制并不完全清楚，但越來越多的證據(jù)顯示NO是植物體內(nèi)響應(yīng)重金屬脅迫的重要成分之一。就目前重金屬脅迫對植物內(nèi)源NO的代謝以及外源NO對植物重金屬毒害的影響的研究進(jìn)展進(jìn)行了綜述。

關(guān)鍵詞：重金屬；一氧化氮；脅迫機(jī)制；植物

中圖分類號：S311；X71 文獻(xiàn)標(biāo)識碼：A 文章編號：0439-8114（2016）13-3269-07

DOI：10.14088/j.cnki.issn0439-8114.2016.13.002

近年來，隨著工業(yè)化、城鎮(zhèn)化的快速發(fā)展，重金屬污染問題日益突出。根據(jù)國土資源部的調(diào)查結(jié)果，中國受重金屬污染的耕地已達(dá)2×107 hm2，受重金屬污染的糧食每年多達(dá)1 200萬t，部分受污染的糧食流入市場，嚴(yán)重影響農(nóng)產(chǎn)品質(zhì)量安全。因?yàn)橹亟饘俨荒芟裼袡C(jī)污染物一樣被微生物降解或轉(zhuǎn)化，土壤一旦被重金屬污染，則往往很難被修復(fù)。土壤中重金屬通過食物鏈的生物富集作用嚴(yán)重威脅人類的身體健康[1]。盡管重金屬對植物毒害的機(jī)制并不完全清楚，但越來越多的證據(jù)表明氧化脅迫損傷是植物重金屬毒害的重要表型之一[2]。已有很多研究證明重金屬可以通過改變植物體內(nèi)抗氧化酶的活性或含量來導(dǎo)致氧化脅迫的產(chǎn)生[1]。在大約40種金屬和重金屬元素中，可以分為非氧化還原活性元素（如鋅、鎘等）和氧化還原活性元素（如鐵，銅等）。具有氧化還原活性的金屬元素在細(xì)胞內(nèi)能促進(jìn)芬頓反應(yīng)（Fenton reaction），導(dǎo)致活性氧自由基（Reactive oxygen species，ROS）的快速產(chǎn)生，從而造成細(xì)胞膜的損傷。非氧化還原活性元素雖然不能通過單電子反應(yīng)直接產(chǎn)生自由基，但是能通過擾亂植物體內(nèi)ROS產(chǎn)生與清除之間的平衡而間接觸發(fā)氧化脅迫。因此，幾乎所有重金屬元素都能誘導(dǎo)植物體內(nèi)ROS的產(chǎn)生。另外，一些重金屬元素通過與蛋白質(zhì)中巰基，組氨酰和羧基的親和性能直接結(jié)合到蛋白的結(jié)構(gòu)性位點(diǎn)、催化位點(diǎn)或轉(zhuǎn)運(yùn)位點(diǎn)，從而替代必需金屬元素與蛋白質(zhì)特異性位點(diǎn)結(jié)合，導(dǎo)致蛋白質(zhì)的功能失活。例如，在植物光系統(tǒng)Ⅱ（Photosystem II，PSII）反應(yīng)中心，鎘離子（Cd2+）能取代鈣離子（Ca2+），從而抑制PSII的光反應(yīng)活性[3]。

在重金屬對植物的影響中，植物體內(nèi)ROS的累積已經(jīng)被證明。大部分ROS以羥基自由基（·OH）的形式存在，羥基自由基能直接與生物膜反應(yīng)造成膜的脂質(zhì)過氧化作用。超氧自由基（O2-·）雖然不能穿透膜系統(tǒng)，但能減少三價(jià)鐵離子（Fe3+）和二價(jià)銅離子（Cu2+）等過渡金屬絡(luò)合物的形成，從而影響含金屬離子酶類的活性。過氧化氫（H2O2）具有生物膜通透性以及相對較長的半衰期，這使得H2O2可以作為一種信號分子存在于植物體內(nèi)。另外，H2O2也可能氧化一些酶類的巰基從而導(dǎo)致相關(guān)酶類的失活[4]。因此，除了ROS的毒性效應(yīng)之外，ROS在一些重金屬脅迫條件下也參與了信號轉(zhuǎn)導(dǎo)的作用[5]。

重金屬誘導(dǎo)的植物體內(nèi)活性氮（Reactive nitrogen species，RNS）積累也是一種植物重金屬毒性的表型。RNS如一氧化氮（Nitric oxide，NO），過氧亞硝基陰離子（ONOO-），三氧化二氮（N2O3）和S-亞硝基谷胱甘肽（S-Nitrosoglutathione，GSNO）能在不同脅迫條件下產(chǎn)生。細(xì)胞內(nèi)過量RNS誘導(dǎo)的亞硝基化能對DNA、膜脂類、蛋白質(zhì)以及碳水化合物造成損傷，從而影響細(xì)胞功能[6]。與活性氧相似，活性氮特別是NO能觸發(fā)信號傳導(dǎo)途徑誘導(dǎo)相關(guān)抗性基因的表達(dá)[7]。NO是一種擴(kuò)散性的氣體分子，在哺乳動(dòng)物中被鑒定為血管內(nèi)皮細(xì)胞舒張因子，是一種有效的內(nèi)源性血管舒張劑[8]。后來的研究證明NO是一種具有多功能的效應(yīng)因子參與多種生理過程，包括平滑肌松弛、抑制血小板聚集、神經(jīng)元通訊、免疫調(diào)節(jié)、細(xì)胞凋亡和癌癥等[9]。

動(dòng)物細(xì)胞主要通過一氧化氮合酶（NOS），在還原型輔酶NADPH和O2存在條件下將L-精氨酸催化生成L-瓜氨酸和NO[10]。植物體內(nèi)也能合成和釋放NO，NO參與了植物體內(nèi)多種生理過程，包括植物的生長與發(fā)育、過敏反應(yīng)、細(xì)胞程序性死亡以及對不同脅迫的響應(yīng)等，因此，NO也被認(rèn)為是植物細(xì)胞內(nèi)的一種通用信號分子[11]。早期的研究通過使用動(dòng)物源NOS的抑制劑和抗體在不同植物材料中進(jìn)行交叉反應(yīng)，實(shí)驗(yàn)證明了植物中存在一些NOS類的酶活性[12]。也有研究表明在擬南芥中表達(dá)大鼠神經(jīng)元型NOS能顯著增加擬南芥體內(nèi)NO的含量[13]。使用動(dòng)物源NOS抑制劑和抗體檢測植物中NOS的方法仍然存在一些爭議，例如，Butt等[14]通過蛋白質(zhì)組學(xué)的方法，使用動(dòng)物源NOS抗體在玉米中鑒定到了幾種NOS類似蛋白，然而這些蛋白序列與動(dòng)物源NOS序列的同源性并不高。早期研究在擬南芥中鑒定到一種NO合成酶基因（AtNOS1），其表達(dá)的酶蛋白與動(dòng)物中的類似酶蛋白在序列上也沒有相似性[15]。后來的研究證明擬南芥AtNOS1并不是NO合成酶，而是與NO相關(guān)的一種環(huán)狀排列的GTP酶，并且被重命名為AtNOA1[16]。另外，F(xiàn)oresi等[17]也從一種單細(xì)胞綠藻（Ostreococcus tauri）中鑒定及純化得到一種具有NOS酶活性的蛋白。

植物體內(nèi)通過NAD（P）H依賴的硝酸還原酶（Nitrite reductase，NR）酶促反應(yīng)催化二氧化氮（NO2）和亞硝酸鹽的還原產(chǎn)生NO被認(rèn)為是植物體內(nèi)NO的主要來源[18]。擬南芥NR突變體（nia1nia2）僅具有相當(dāng)于野生型1%的NR活性，而突變體植株表現(xiàn)出顯著減少的內(nèi)源NO水平，揭示了NR參與內(nèi)源NO合成的證據(jù)[19]。NO也能通過非酶促反應(yīng)在酸性及還原劑或抗氧化物存在的條件下通過亞硝酸鹽的還原產(chǎn)生，或者以氮氧化物與植物代謝物直接化學(xué)反應(yīng)的副產(chǎn)物形式產(chǎn)生[20]。盡管植物體內(nèi)NO的來源具有多樣性，目前已經(jīng)明確了不同脅迫響應(yīng)能迅速調(diào)控NO的合成，而且NO被認(rèn)為是一種重要的信號分子存在于植物體內(nèi)[7]。

1 重金屬脅迫下植物體內(nèi)NO的代謝

盡管NO響應(yīng)植物重金屬脅迫的分子機(jī)制仍不清楚，越來越多的研究表明在植物和藻類中重金屬的毒性與植物內(nèi)源NO水平存在因果聯(lián)系。很多研究在不同植物物種中揭示了不同重金屬元素對植物內(nèi)源NO含量的影響（表1）。懸浮細(xì)胞系統(tǒng)具有可重復(fù)性、易操作等優(yōu)點(diǎn)，是一種較為理想的研究細(xì)胞響應(yīng)外界脅迫的系統(tǒng)。用4或7 μmol/L鎘（Cd2+）處理大豆懸浮細(xì)胞72 h，懸浮細(xì)胞顯示出快速產(chǎn)生NO，且NO的含量隨Cd2+濃度的增加而升高，意味著NO起著信號分子的作用[21]。也有報(bào)道表明，300 μmol/L FeSO4處理擬南芥懸浮細(xì)胞可導(dǎo)致細(xì)胞內(nèi)快速產(chǎn)生大量的NO[22]。然而，通過使用NOS抑制劑和NR突變體，該研究發(fā)現(xiàn)NO的產(chǎn)生與RNS和NR活性并沒有顯著相關(guān)性[22]。也有研究發(fā)現(xiàn)50 μmol/L CdCl2處理擬南芥懸浮細(xì)胞并沒有對細(xì)胞產(chǎn)生明顯毒害，而100和150 μmol/L的CdCl2會(huì)導(dǎo)致細(xì)胞大量死亡，并伴隨快速的NO產(chǎn)生；使用NO清除劑處理細(xì)胞表明NO的產(chǎn)生是Cd誘導(dǎo)細(xì)胞死亡的重要原因[23]。在煙草BY-2細(xì)胞中也發(fā)現(xiàn)了相似的結(jié)果，在150 μmol/L CdCl2處理煙草BY-2細(xì)胞后，NO的含量顯著增加。進(jìn)一步的研究發(fā)現(xiàn)使用NOS抑制劑或清除NO都能減輕Cd2+對細(xì)胞的毒害，說明增加的NO導(dǎo)致了Cd2+對細(xì)胞的毒害[24]。在黃瓜懸浮細(xì)胞的研究中發(fā)現(xiàn)Cd處理顯著增加細(xì)胞內(nèi)NO，RNS和ROS的水平，且Cd誘導(dǎo)的NO主要在葉綠體產(chǎn)生，而活性氧ROS和RNS主要在胞質(zhì)產(chǎn)生[25]。

在重金屬污染環(huán)境中，植物根系系統(tǒng)是與重金屬離子接觸的主要部位，因此植物根系經(jīng)常被用來進(jìn)行內(nèi)源NO對重金屬脅迫響應(yīng)的研究。在超積累植物芥菜和豌豆的根系，100 μmol/L的Cd，Cu或Zn處理都能顯著增加內(nèi)源NO的產(chǎn)生。但不同的重金屬處理產(chǎn)生的NO水平并不一樣，Cd和Cu處理對內(nèi)源NO產(chǎn)生貢獻(xiàn)最大[27]。在長時(shí)間鎘處理（1 μmol/L Cd2+ 處理4周）和短時(shí)間鎘處理（10 μmol/L Cd2+ 處理3 h）下的小麥根系NO含量均顯著增加[29]。在100 μmol/L Cd2+ 處理5 d的小麥根系也檢測到NO的顯著增加[28]。也有研究表明在50 μmol/L CuSO4處理24 h后的人參不定根以及1 mmol/L Cd2+ 處理24 h的大麥根尖中NO均顯著增加，通過使用NOS抑制劑的研究證明在NO產(chǎn)生過程中存在NOS類酶活性[30，32]。更細(xì)致的研究表明大麥根系在短時(shí)間Cd脅迫下能產(chǎn)生大量NO，且NO產(chǎn)生的部位主要在根尖[33]。也有報(bào)道表明在短時(shí)間重金屬脅迫條件下，NO的產(chǎn)生主要是由于NR活性的增加[29]。在200 μmol/L Cd2+處理7 h和50 μmol/L Cd2+ 處理96 h的擬南芥根系和葉片中，都觀察到NO的大量增加，然而NO的增加上調(diào)了鐵吸收相關(guān)基因的表達(dá)量而促進(jìn)了鎘在根系的積累，導(dǎo)致了鎘對擬南芥毒性的增加[31]。在該研究中，通過使用突變體和抑制劑研究了NO產(chǎn)生的來源。在AtNOA1基因表達(dá)受影響的突變體atnoa1和NR1及NR2活性缺失的nia1nia2突變體中，鎘誘導(dǎo)的NO產(chǎn)生并沒有受到抑制，表明AtNOA1和NR都不能催化NO的合成。另外，在使用動(dòng)物源NOS抑制劑處理導(dǎo)致根系鎘誘導(dǎo)的NO產(chǎn)生顯著減少，說明在NO產(chǎn)生過程中可能存在NOS類酶活性[31]。在不同濃度CuSO4處理下的萊茵衣藻中也觀察到隨著處理時(shí)間和處理濃度的增加，NO的積累也增加，且與脯氨酸的合成存在顯著相關(guān)性[26]。

與以上研究結(jié)果相反，也有一些研究表明重金屬脅迫對NO的產(chǎn)生存在負(fù)調(diào)控效應(yīng)。例如，鋅超積累植物龍葵在Zn2+ 或Zn2+ 加Fe2+ 共同處理2 d，NOS抑制劑能完全抑制NO的積累，然而，NO的產(chǎn)生在接下來的8 d重金屬處理中顯著減少[34]。90 μmol/L Al處理擬南芥1 h就能顯著減少擬南芥根系NO的產(chǎn)生，100 μmol/L Al處理20 min能抑制秋葵幼苗根系中NO的產(chǎn)生，這些重金屬脅迫可能都是通過抑制NOS類酶活性而減少NO的合成[35，36]。另外的研究表明50 μmol/L Cd2+ 處理48 h可以顯著減少苜蓿根系NO的含量，50 μmol/L Cd2+ 處理14 d也能顯著減少豌豆根系和葉片中NO的含量[37，38]。Xiong 等[39]發(fā)現(xiàn)100 μmol/L Cd2+ 處理24 h能顯著減少7 d大小水稻幼苗冠根中NO的含量，而用0.2 mmol/L Cd2+ 處理4周大小的水稻苗，NO的含量在處理的前30 min內(nèi)顯著增加，之后NO含量卻顯著下降。

重金屬對植物體內(nèi)NO產(chǎn)生具有誘導(dǎo)和抑制的矛盾效應(yīng)很可能與NO在植物體內(nèi)具有保護(hù)和毒害兩種效應(yīng)相關(guān)，這可能與NO在植物體內(nèi)的濃度有關(guān)[40]?？傊?，這些重金屬對不同植物內(nèi)源NO含量的影響矛盾的報(bào)道目前依然存在爭論，一些可能的原因也被提出。例如，重金屬處理時(shí)間的長短會(huì)引起細(xì)胞不同的反應(yīng)，短時(shí)間重金屬處理導(dǎo)致NO的大量產(chǎn)生，而長時(shí)間處理直接或間接地減少了NO的產(chǎn)生[38]。另一種解釋可能與重金屬濃度、植物的大小以及不同植物組織有關(guān)[28，39]。另外，NO也能與氧發(fā)生反應(yīng)生成一些氮氧化物，因此，內(nèi)源NO水平依賴于其本身濃度、細(xì)胞內(nèi)氧化還原狀態(tài)以及目標(biāo)分子和重金屬對NO的利用情況之間復(fù)雜的平衡[41]。最后，對NO的檢測和定量上的技術(shù)問題也可能是重金屬對植物內(nèi)源NO含量的影響具有爭議的一種原因。到目前為止，已有多種方法用來檢測植物不同器官、植物細(xì)胞、純化的過氧化物酶以及線粒體中NO的產(chǎn)生，包括熒光成像、化學(xué)發(fā)光、電子自旋共振（ESR）、基于量子級聯(lián)激光器的光譜檢測、激光光聲成像檢測、NO電極和膜進(jìn)樣質(zhì)譜檢測（MIMS）等[42]。所有這些技術(shù)都有各自的優(yōu)缺點(diǎn)，對檢測結(jié)果也可能產(chǎn)生較大差異?？傊琋O濃度的變異和一些試驗(yàn)結(jié)果的矛盾可能是由于檢測方法的差異引起的，因此在同一試驗(yàn)條件下需要至少使用兩種以上的方法進(jìn)行檢測以確保NO檢測的準(zhǔn)確性[42]。

2 NO對植物重金屬毒害的保護(hù)作用

NO是一種擴(kuò)散性氣體信號分子，在植物中具有廣泛的生理作用。除了調(diào)控植物正常的生長發(fā)育，NO在不同生物和非生物脅迫響應(yīng)中也起著重要作用。NO在植物體內(nèi)可以通過消除超氧自由基以及形成低毒性的過氧亞硝酸鹽而起著抗氧化劑的作用[43]。另一方面，體內(nèi)高濃度NO對植物產(chǎn)生毒害，主要表現(xiàn)在對細(xì)胞膜的損傷，誘導(dǎo)DNA斷裂，抑制一些可能的抗氧化酶如過氧化氫酶的活性從而導(dǎo)致ROS的累積[7]。在過去的20年，對NO供體的研究快速增加暗示著外源施用NO能提供對植物重金屬毒害的保護(hù)，一些關(guān)于NO對特定重金屬如鋁和鎘毒害的保護(hù)作用也已經(jīng)被報(bào)道[44，45]。NO通過減少或區(qū)隔化重金屬累積或減弱重金屬誘導(dǎo)的氧化脅迫來保護(hù)植物細(xì)胞免受重金屬的毒害這一觀點(diǎn)現(xiàn)在已經(jīng)被廣泛接受。例如（表2），外源施加50 μmol/L硝普鈉（SNP）作為NO供體能通過清除水稻根系ROS保護(hù)水稻根系免受砷酸鹽的毒害，從而減少水稻根系細(xì)胞氧化損傷[46]。用10 μmol/L SNP處理黃羽扇豆幼苗24 h，可以顯著減輕 Pb2+和Cd2+對根系生長及形態(tài)發(fā)生的抑制。SNP能通過刺激超氧化物歧化酶（SOD）的活性和/或直接清除超氧化物陰離子而抵消重金屬對根系生長的抑制效應(yīng)[47]。50 μmol/L SNP處理能增加三葉草抗氧化系統(tǒng)活性，從而有效減輕重金屬鎘對三葉草的毒性[48]。100 μmol/L SNP預(yù)處理番茄幼苗能有效減輕重金屬銅對番茄的毒性，其主要是通過增加抗氧化酶如過氧化氫酶（CAT），超氧化物歧化酶（SOD）和抗壞血酸過氧化物酶（APX）的活性和增加金屬硫蛋白的積累[49]。10 μmol/L SNP處理能減輕酸柚幼苗鋁誘導(dǎo)的生長抑制和整個(gè)光合電子傳遞鏈的損傷，通過增加鋁誘導(dǎo)的根系蘋果酸和檸檬酸的分泌減弱根系鋁的的移動(dòng)性從而減少鋁在地上部的積累[50]。SNP也能通過增強(qiáng)小麥幼苗抗氧化酶如過氧化物酶（POD）、抗壞血酸過氧化物酶（APX）、超氧化物歧化酶（SOD）、谷胱甘肽還原酶（GR）和谷胱甘肽S-轉(zhuǎn)移酶（GST）的活性而顯著減輕鎳（Ni）對小麥幼苗生長的抑制[51]。另外，100 μmol/L SNP能通過調(diào)節(jié)植株體內(nèi)巰基的含量，增加還原性谷胱甘肽含量和SOD活性來減輕小麥和菜豆幼苗中鋅缺乏和毒性的不利影響[52]。最后，也有很多研究表明外源施加NO對多種植物在鎘脅迫下的保護(hù)作用是通過調(diào)節(jié)植物體內(nèi)抗氧化酶活性來實(shí)現(xiàn)的[45]。

盡管也有研究報(bào)道高濃度的外源NO反而會(huì)增加重金屬對植物毒性，單一高濃度外源NO處理也能抑制植物的生長[28，37，38]，然而大量的研究揭示了外源NO在保護(hù)植物免受重金屬的有害影響方面具有重要作用，也闡明了NO能幫助植物抵消重金屬脅迫的可能機(jī)制。首先，通過清除芬頓反應(yīng)產(chǎn)生的過氧自由基和對抗氧化酶的調(diào)節(jié)，NO能增加植物體內(nèi)抗氧化物含量以及抗氧化酶活性[7]。其次，NO通過影響細(xì)胞壁成分，如果膠、半纖維素和纖維素等，促使重金屬在根系細(xì)胞壁的累積，因此而減少植物地上部重金屬的積累[53]。第三，NO能通過轉(zhuǎn)錄激活耐性相關(guān)基因和對目標(biāo)蛋白翻譯后的修飾如對特異半胱氨酸位點(diǎn)的S-亞硝基化從而調(diào)控細(xì)胞反應(yīng)[54]。另外，NO通過調(diào)節(jié)吲哚-3-乙酸氧化酶的活性來維持體內(nèi)生長素的平衡從而減輕重金屬對植物的毒害[37]，同時(shí)通過調(diào)節(jié)一些蛋白激酶、Ca2+通道和轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白的活性增加細(xì)胞質(zhì)Ca2+濃度，或者動(dòng)員另外一些二級信號因子如環(huán)鳥苷酸（cGMP）和環(huán)腺苷二磷酸核糖（cADPR）參與信號級聯(lián)放大，從而調(diào)控相關(guān)基因表達(dá)[31]。

3 展望

NO作為植物和動(dòng)物中一種擴(kuò)散性氣體信號分子，具有廣泛的生理功能。除了調(diào)節(jié)植物正常生長和發(fā)育，NO在響應(yīng)不同生物與非生物脅迫過程中具有重要作用。不同重金屬對不同植物或同一植物不同組織間NO累積具有不同的影響，這些不同的影響可能是由于不同重金屬濃度的使用，不同植物物種和不同植物組織的選擇，不同植物大小和不同的處理時(shí)間造成的。

近來，越來越多的研究表明施用外源NO具有減輕重金屬對植物毒害的作用，NO的這種保護(hù)作用很可能是因?yàn)镹O具有增加植物體內(nèi)抗氧化物含量，抗氧化酶活性和調(diào)控脅迫相關(guān)基因的表達(dá)的能力。另一方面，重金屬誘導(dǎo)的NO積累也可能增加重金屬毒性。在NO與重金屬毒性的關(guān)系上存在的這些矛盾的結(jié)果，可能是由于不同重金屬對不同植物種類或同一植物不同組織間的NO含量的影響不同，也揭示了植物中NO的產(chǎn)生具有不同來源。另外，需要考慮的是外源施用NO供體可能不能精確反應(yīng)植物體內(nèi)NO信號的時(shí)空特征[40]。

重金屬脅迫與NO關(guān)系的大量不一致的文獻(xiàn)報(bào)道強(qiáng)有力地表明這種信號分子具有多種功能屬性，如氧化與抗氧化特征、有害與有益特征、抑制與誘導(dǎo)特征等。然而NO響應(yīng)植物重金屬脅迫的分子機(jī)制仍不清楚，有待進(jìn)一步深入研究。另外，發(fā)展更好的實(shí)驗(yàn)系統(tǒng)準(zhǔn)確監(jiān)測植物體內(nèi)NO的含量，對于理解植物響應(yīng)重金屬脅迫的復(fù)雜網(wǎng)絡(luò)和NO調(diào)控細(xì)胞響應(yīng)這些脅迫機(jī)制也是非常必要的。

參考文獻(xiàn)：

[1] SHARMA S S，DIETZ K J. The relationship between metal toxicity and cellular redox imbalance[J]. Trends in Plant Science，2009，14（1）：43-50.

[2] LASPINA N V， GROPPA M D， TOMARO M L， et al. Nitric oxide protects sunflower leaves against Cd-induced oxidative stress[J]. Plant Science，2005，169（2）：323-330.

[3] FALLER P K， KIENZLER K， KRIEGER L A. Mechanism of Cd2+ toxicity： Cd2+ inhibits photoactivation of photosystem II by competitive binding to the essential Ca2+ site[J]. Biochimica Et Biophysica Acta-Bioenergetics，2005，1706（1-2）：158-164.

[4] MAHALINGAM R， FEDOROFF N. Stress response， cell death and signalling： The many faces of reactive oxygen species[J]. Physiologia Plantarum，2003，119（1）：56-68.

[5] APEL K，HIRT H. Reactive oxygen species：Metabolism，oxidative stress， and signal transduction[J]. Annual Review of Plant Biology，2004，55：373-399.

[6] CORPAS F J，BARROSO J B，CARRERAS A，et al. Nitrosative stress in plants： A new approach to understand the role of NO in abiotic stress， in Nitric Oxide in Plant Growth， Development and Stress Physiology[M]. Berlin：Springer，2007，187-205.

[7] LEITNER M， VANDELLE E， GAUPELS F， et al. NO signals in the haze nitric oxide signalling in plant defence[J]. Current Opinion in Plant Biology，2009，12（4）：451-458.

[8] SCHMIDT H， WALTER U. NO at work[J]. Cell，1994，78（6）： 919-925.

[9] BRUNE B A， KNETHEN V， SANDAU K B. Nitric oxide and its role in apoptosis[J]. European Journal of Pharmacology， 1998，351（3）：261-272.

[10] GRIFFITH O W，STUEHR D J. Nitric oxide synthases： Properties and catalytic mechanism[J]. Annual Review of Physiology，1995，57（1）：707-734.

[11] DELLEDONNE M. NO news is good news for plants[J]. Current Opinion in Plant Biology，2005，8（4）：390-396.

[12] WENDEHENNE D，LAMOTTE O，RANJEVA R，et al.Crosstalks between intracellular calcium， ROS- and NO- signalling in tobacco cells challenged with the proteinaceous elicitor cryptogein[J].Free Radical Research，2003，37：5.

[13] SHI H T， LI R J， CAI W， et al. Increasing nitric oxide content in arabidopsis thaliana by expressing rat neuronal nitric oxide synthase resulted in enhanced stress tolerance[J]. Plant and Cell Physiology，2012，53（2）：344-357.

[14] BUTT Y K C， LUM J H K， LOS C L. Proteomic identification of plant proteins probed by mammalian nitric oxide synthase antibodies[J]. Planta，2003，216（5）：762-771.

[15] GUO F Q， OKAMOTO M，CRAWFORD N M. Identification of a plant nitric oxide synthase gene involved in hormonal signaling[J]. Science，2003，302（5642）：100-103.

[16] MOREAU M， LEE G I， WANG Y Z， et al. AtNOS/AtNOA1 is a functional Arabidopsis thaliana cGTPase and not a nitric-oxide synthase[J]. Journal of Biological Chemistry， 2008， 283（47）：32957-32967.

[17] FORESI N，CORREA A N， PARISI G， et al. Characterization of a nitric oxide synthase from the plant kingdom：No generation from the green alga ostreococcus tauri is light irradiance and growth phase dependent[J]. Plant Cell，2010，22（11）：3816-3830.

[18] XU Y C， ZHAO B L. The main origin of endogenous NO in higher non-leguminous plants[J]. Plant Physiology and Biochemistry，2003，41（9）：833-838.

[19] WILKINSON J Q，CRAWFORD N M. Identification and characterization of a chlorate-resistant mutant of Arabidopsis- thaliana with mutations in both nitrate reductase structural genes NIA1 and NIA2[J]. Molecular General Genetics，1993，239（1-2）：289-297.

[20] BETHKE P C， BADGER M R， JONES R L. Apoplastic synthesis of nitric oxide by plant tissues[J]. Plant Cell， 2004， 16（2）：332-341.

[21] KOPYRA M， STACHON-WILK M， GWOZDZ E A. Effects of exogenous nitric oxide on the antioxidant capacity of cadmium-treated soybean cell suspension[J]. Acta Physiologiae Plantarum，2006，28（6）：525-536.

[22] ARNAUD N，MURGIA I， BOUCHEREZ J， et al. An iron-induced nitric oxide burst precedes ubiquitin-dependent protein degradation for Arabidopsis AtFer1 ferritin gene expression[J].Journal of Biological Chemistry，2006，281（33）：23579-23588.

[23] DE MICHELE R，VURRO E，RIGO C，et al. Nitric oxide is involved in cadmium-induced programmed cell death in arabidopsis suspension cultures[J].Plant Physiology，2009，150（1）：217-228.

[24] MA W W，XU W Z，XU H，et al. Nitric oxide modulates cadmium influx during cadmium-induced programmed cell death in tobacco BY-2 cells[J]. Planta，2010，232（2）：325-335.

[25] ZHANG L P， MEHTA S K， LIU Z P， et al. Copper-induced proline synthesis is associated with nitric oxide generation in chlamydomonas reinhardtii[J]. Plant and Cell Physiology，2008，49（3）：411-419.

[26] PITERKOVA J， LUHOVA L， NAVRATILOVA B， et al. Early and long-term responses of cucumber cells to high cadmium concentration are modulated by nitric oxide and reactive oxygen species[J]. Acta Physiologiae Plantarum，2015，37（2）， DOI：10.1007/s11738-014-1756-9.

[27] BARTHA B， KOLBERT Z， ERDEI L. Nitrick oxide production induced by heavy metals in Brassica juncea L. Czern. and Pisum sativum L.[J]. Acta Biologica Szegediensis， 2005， 49（1-2）：9-12.

[28] GROPPA M D， ROSALES E P， LANNONE M F， et al. Nitric oxide， polyamines and Cd-induced phytotoxicity in wheat roots[J]. Phytochemistry，2008，69（14）：2609-2615.

[29] MAHMOOD T， GUPTA K J， KAISER W M. Cadmium stress stimulates nitric oxide production by wheat roots[J]. Pakistan Journal of Botany，2009，41（3）：1285-1290.

[30] TEWARI R K， HAHN E J， PAEK K Y. Modulation of copper toxicity-induced oxidative damage by nitric oxide supply in the adventitious roots of Panax ginseng[J]. Plant Cell Reports，2008，27（1）：171-181.

[31] BESSON-BARD A，GRAVOT A，RICHAUD P，et al. Nitric oxide contributes to cadmium toxicity in arabidopsis by promoting cadmium accumulation in roots and by up-regulating genes related to iron uptake[J].Plant Physiology，2009，149（3）：1302-1315.

[32] VALENTOVICOVA K， HALUSKOVA， L， HUTTOVA J， et al. Effect of cadmium on diaphorase activity and nitric oxide production in barley root tips[J]. Journal of Plant Physiology， 2010，167（1）：10-14.

[33] ALEMAYEHU A，ZELINOVA V，BOCOVA B，et al. Enhanced nitric oxide generation in root transition zone during the early stage of cadmium stress is required for maintaining root growth in barley[J].Plant and Soil，2015，390（1-2）：213-222.

[34] XU J， YIN H X， LI Y L， et al. Nitric oxide is associated with long-term zinc tolerance in Solanum nigrum[J]. Plant Physiology，2010，154（3）：1319-1334.

[35] TIAN Q Y，SUN D H，ZHAO M G， et al. Inhibition of nitric oxide synthase（NOS） underlies aluminum-induced inhibition of root elongation in Hibiscus moscheutos[J]. New Phytologist，2007，174（2）：322-331.

[36] ILLES P， SCHLICHT M， PAVLOVKIN J， et al. Aluminium toxicity in plants： Internalization of aluminium into cells of the transition zone in Arabidopsis root apices related to changes in plasma membrane potential， endosomal behaviour，and nitric oxide production[J].Journal of Experimental Botany，2006，57（15）：4201-4213.

[37] XU J， WANG W Y， YIN H X， et al. Exogenous nitric oxide improves antioxidative capacity and reduces auxin degradation in roots of Medicago truncatula seedlings under cadmium stress[J]. Plant and Soil，2010，326（1-2）：321-330.

[38] RODRIGUEZ-SERRANO M， ROMERO-PUERTAS M C， PAZMINO D M， et al. Cellular response of pea plants to cadmium toxicity： Cross talk between reactive oxygen species， nitric oxide， and calcium[J]. Plant Physiology，2009，150（1）： 229-243.

[39] XIONG J， LU H， LU K X， et al. Cadmium decreases crown root number by decreasing endogenous nitric oxide， which is indispensable for crown root primordia initiation in rice seedlings[J]. Planta，2009，230（4）：599-610.

[40] ARASIMOWICZ M， FLORYSZAK W J. Nitric oxide as a bioactive signalling molecule in plant stress responses[J]. Plant Science，2007，172（5）：876-887.

[41] LAMATTINA L， GARCIA M C， GRAZIANO M， et al. Nitric oxide：The versatility of an extensive signal molecule[J]. Annual Review of Plant Biology，2003，54：109-136.

[42] GUPTA K J，IGAMBERDIEV A U. Recommendations of using at least two different methods for measuring NO[J]. Frontiers in Plant Science，2013.DOI：10.3389/fpls.2013.00058.

[43] VANDELLE E， DELLEDONNE M. Peroxynitrite formation and function in plants[J]. Plant Science，2011，181（5）：534-539.

[44] HE H， ZHAN J， HE L F， et al. Nitric oxide signaling in aluminum stress in plants[J].Protoplasma，2012，249（3）：483-492.

[45] GILL S S，HASANUZZAMAN M， NAHAR K， et al. Importance of nitric oxide in cadmium stress tolerance in crop plants[J]. Plant Physiology and Biochemistry，2013，63：254-261.

[46] SINGH H P，KAUR S，BATISH D R，et al.Nitric oxide alleviates arsenic toxicity by reducing oxidative damage in the roots of Oryza sativa（rice）[J]. Nitric Oxide-Biology and Chemistry，2009，20（4）：289-297.

[47] KOPYRA M，GWOZDZ E A. Nitric oxide stimulates seed germination and counteracts the inhibitory effect of heavy metals and salinity on root growth of Lupinus luteus[J]. Plant Physiology and Biochemistry，2003，41（11-12）：1011-1017.

[48] LIU S， YANG R J， PAN Y Z， et al. Nitric oxide contributes to minerals absorption， proton pumps and hormone equilibrium under cadmium excess in Trifolium repens L. plants[J]. Ecotoxicology and Environmental Safety，2015，119： 35-46.

[49] WANG L， YANG L M， YANG F J， et al. Involvements of H2O2 and metallothionein in NO-mediated tomato tolerance to copper toxicity[J]. Journal of Plant Physiology，2010，167（15）： 1298-1306.

[50] YANG L T， QI Y P， CHEN L S， et al. Nitric oxide protects sour pummelo（Citrus grandis） seedlings against aluminum-induced inhibition of growth and photosynthesis[J]. Environmental and Experimental Botany，2012，82：1-13.

[51] WANG S H， ZHANG H， JIANG S J， et al. Effects of the nitric oxide donor sodium nitroprusside on antioxidant enzymes in wheat seedling roots under nickel stress[J].Russian Journal of Plant Physiology，2010，57（6）：833-839.

[52] ABDEL-KADER D. Role of nitric oxide， glutathione and sulfhydryl groups in zinc homeostasis in plants[J].Am J Plant Physiol，2007，2：59-75.

[53] XIONG J，AN L Y，LU H，et al. Exogenous nitric oxide enhances cadmium tolerance of rice by increasing pectin and hemicellulose contents in root cell wall[J]. Planta，2009， 230（4）：755-765.

[54] GRUN S，LINDERMAYR C，SELL S， et al. Nitric oxide and gene regulation in plants[J]. Journal of Experimental Botany， 2006，57（3）：507-516.

[55] SHUKLA P，SINGH S，DUBEY P，et al. Nitric oxide mediated amelioration of arsenic toxicity which alters the alternative oxidase（Aox1） gene expression in Hordeum vulgare L.[J]. Ecotoxicology and Environmental Safety，2015，120：59-65.