紅曲霉菌絲體多糖結(jié)構(gòu)及抗氧化活性的研究

DOI：10.3969/j.issn.1000-9973.2025.07.009

中圖分類號：TS201.3 文獻標志碼：A 文章編號：1000-9973（2025）07-0061-09

Study on Structure and Antioxidant Activity of Polysaccharides from Monascus Mycelium

WEN Zi-yan1，LI Shou-hui1，WANG Xu-feng1，DING Cheng-fang1， ZHENG Ying1 ， HU Wen-lin2，GUO Qing-bin1，3*，WANG Chang-lu1，3 * （1. College of Food Science and Engineering，Tianjin University of Science and Technology， Tianjin 3OO457， China； 2.Guangdong Tianyi Biotechnology Co.，Ltd.，Zhanjiang 524300， China；3. State Key Laboratory of Food Nutrition and Safety Co-constructed by Province and Ministry of Education，Tianjin University of Science and Technology，Tianjin 300457，China）

Abstract： During the industrial production of Monascus pigments using liquid-state fermentation，a large amount of byproducts such as Monascus mycelium will be produced.In order to improve the utilization value of mycelium residue，in this study，using Monascus mycelium as the raw material，the diferences in structure and antioxidant activity between polysaccarides extracted by alkali solution method （NMPS） and polysaccharides extracted by ultrasonic-assisted compound enzyme method （EMPS） are investigated.The results show that three components are extracted from EMPS by graded alcohol precipitation， which are

EMPS-1，EMPS-2 and EMPS-3 respectively，while four components are extracted from NMPS by alcohol precipitation，which are NMPS-1，NMPS-2，NMPS-3 and NMPS-4 respectively. Among them，EMPS-1， EMPS-2，EMPS-3，NMPS-3 and NMPS-4 are all composed of monosaccharides such as xylose，arabinose， glucose，mannose and galactose. NMPS-1 and NMPS-2 are composed of three monosaccharides such as mannose，galactose and glucose. According to the analysis of functional groups，monosaccharide composition and glycosidic bond types，it is found that EMPS-1 and NMPS-3 have similar structures， with main chains composed of mannose and galactose. The glycosidic bonds of EMPS-1 are mainly 2，6-α -D-Manp， 2- β -D-Man p and 3，5-β- -D Galf ，while NMPS-1 is mainly connected by glycosidic bonds such as 5- ?β -D-Galf， T- α -D Man? ，2，6 ?β? -D-Gal f and 3，5- β -D-Galf. The results of antioxidant activity indicate that EMPS has good scavenging capacity on hydroxyl radicals， ABTS cation radicals and reducing power，with the scavenging rates of 85.35% ， 74.43% and 61.88% respectively. DPPH radical scavenging ability （50.46% ）of NMPS is significantly better than that of EMPS （40.62%） . Comprehensive analysis shows that the molar ratio of monosaccharide composition and glycosidic bond connection ways in polysaccharides are affected by extraction methods.Due to the changes in polysaccharide structure，there are significant differences in the antioxidant activity of polysaccharides.This study can provide references for the application of Monascus mycelium polysaccharides in food，medicine and cosmetics.

Key words：Monascus ;mycelium polysaccharide； structural characterization；antioxidation

紅曲霉（Monascusssp.）廣泛分布于自然界中，是重要的食用和藥用真菌[]。紅曲霉液態(tài)發(fā)酵可產(chǎn)生紅曲色素、紅曲多糖、莫納可林K等多種具有生物活性的代謝產(chǎn)物，可用于食品、醫(yī)藥和化妝品等領域[2]。研究表明，紅曲霉次級代謝產(chǎn)物具有抗炎、抗腫瘤、提高免疫力、抗氧化等生物活性 [3-4]。

紅曲色素是現(xiàn)階段應用范圍極為廣泛的次級代謝產(chǎn)物，其液態(tài)發(fā)酵方式不僅簡化了操作過程，而且顯著縮短了生產(chǎn)周期。但生產(chǎn)紅曲色素會產(chǎn)生大量發(fā)酵液和紅曲霉菌絲體，造成資源浪費和環(huán)境污染。研究表明，液態(tài)發(fā)酵產(chǎn)生的紅曲霉菌絲體副產(chǎn)物中含有多種微量元素和營養(yǎng)物質(zhì)，其中蛋白質(zhì)含量為 36% ，多糖含量為 5%～7% ，膳食纖維含量約為 35%^[5] ，該結(jié)果為紅曲霉菌絲體的利用提供了參考依據(jù)。

紅曲多糖作為一種重要的次級代謝產(chǎn)物，結(jié)構(gòu)比較復雜，長久以來未得到應有的關(guān)注。田軍等[在紅曲發(fā)酵液中檢測到了大量的紅曲多糖，但紅曲霉菌絲體多糖含量較少，且提取工藝復雜，對其結(jié)構(gòu)和功能活性的研究較少。Wang等研究表明，紅曲霉菌絲體多糖為一種結(jié)構(gòu)復雜的半乳甘露聚糖，表現(xiàn)出顯著的免疫調(diào)節(jié)活性。此外，紅曲多糖還具有抗氧化和抗腫瘤等多種功能活性[8-9]。隨著對紅曲多糖認識的加深，其在藥品、食品等領域的應用價值有望逐漸得到挖掘和利用。

本研究以紅曲霉菌絲體為原料，分別采用堿法和超聲波輔助復合酶法提取紅曲霉菌絲體多糖（MPS），對提取的粗多糖進行分離純化，研究不同提取方式得到的多糖的分子結(jié)構(gòu)抗氧化活性以及多糖結(jié)構(gòu)對抗氧化活性的影響。本研究結(jié)果不僅實現(xiàn)了資源利用的合理化，進一步拓展了紅曲霉液態(tài)發(fā)酵的產(chǎn)業(yè)鏈長度，而且為紅曲霉深加工和紅曲霉菌絲體多糖在食品、藥品、化妝品等領域的應用提供了參考。

1材料與方法

1. 1 材料與試劑

紅曲霉菌絲體：；纖維素酶（比活力 50 000U/g） 、堿性蛋白酶（比活力 4000U/g） ：上海源葉生物科技有限公司；其他試劑：均為市售分析純。

1. 2 儀器與設備

LPVortexMixer磁力攪拌器、ICS-5000+離子色譜儀賽默飛世爾科技公司；Infinite 200Pro 酶標儀 瑞士Tecan公司;iS50傅里葉變換紅外光譜儀廣州尼高力科學儀器有限公司；SB-2512-DTD超聲清洗機寧波新芝生物科技股份有限公司；SU800掃描電子顯微鏡日本日立公司。

1.3 實驗方法

1.3.1紅曲霉菌絲體多糖提取

1. 3.1.1 堿提

將紅曲霉菌絲體粉與 2mol/L 的 ΔNaOH 按料液比為 1：20 混合，超聲波破碎 ，用磁力攪拌器在 49°C 恒溫攪拌 ^2h ，以 4000r/min 離心 20min ，收集上清液。上清液經(jīng)旋蒸儀濃縮為原體積的 1/4 ，加人4倍體積的95% 乙醇，于 4^°C 沉淀 24h ，收集粗多糖沉淀并用適量蒸餾水復溶，用三氯乙酸（TCA）調(diào)節(jié) pH 值至等電點，除去殘留蛋白質(zhì)，以 4000r/min 離心 20min 收集上清液。上清液透析 48h ，冷凍干燥后，獲得堿提多糖（NMPS）。

1.3.1.2 酶提

將紅曲霉菌絲體粉與水按料液比為 1：20 混勻，超聲波破碎 ，調(diào)節(jié) pH 值為10.00，加入纖維素酶（比活力 50 000U/g） 和堿性蛋白酶（比活力 4000U/g） ！50^°C 反應 2h，100^°C 滅酶 10min ，以 4000r/min 離心 20min ，收集上清液。上清液經(jīng)旋蒸儀濃縮為原體積的 1/4 ，加人4倍體積的 95% 乙醇，于 4°C 沉淀 24h 收集粗多糖沉淀并用適量蒸餾水復溶，用蒸餾水透析^48h ，透析液經(jīng)冷凍干燥，獲得復合酶提多糖（EMPS）。

1.3.1.3紅曲霉菌絲體多糖的分級醇沉

參考Zhang等[10]的方法，采用 95% 乙醇分級純化紅曲霉菌絲體多糖。不斷緩慢加入 95% 的乙醇，EMPS在乙醇濃度分別為 55%.60%.80% 時，于 4^°C 冰箱中放置 24h ，以 8000r/min 離心 10min ，得到的沉淀溶于蒸餾水中并凍干，定義為EMPS-1、EMPS-2和EMPS-3。NMPS在乙醇濃度分別為 50%.55%.70%.80% 時，于4^°C 冰箱中放置 24h ，以 8 000r/min 離心 10min ，得到的沉淀溶于蒸餾水中并凍干，定義為NMPS-1、NMPS-2、NMPS-3和NMPS-4。

1.3.2紅曲霉菌絲體渣膳食纖維結(jié)構(gòu)和性質(zhì)測定

1.3.2.1紅曲霉菌絲體多糖的分子量測定

紅曲霉菌絲體多糖的分子量分布采用示差高效液相色譜法進行測定[]。具體條件：色譜柱：UltrahydrogelTMLinear 7.8mm×300mmColumn ；保護柱：UltrahydrogelTMDPGuard Column;柱溫： 40°C ；流動相： 0.1mol/L 硝酸鈉溶液；流速： 0.6mL/min ；進樣量： 20μL 。使用不同分子量 （10，40，70，500，2 000kDa） 的標準葡聚糖對分子量進行校準。標準曲線校準方程見公式（1）：

y=14.14-0.85x 。

式中： y 為 lgM_w：x 為出峰時間， min 。

1.3.2.2紅曲霉菌絲體多糖的單糖組成測定

采用I CS^-5000+ 離子色譜儀（賽默飛世爾科技公司）進行單糖組分測定。以鼠李糖、阿拉伯糖、半乳糖、葡萄糖、甘露糖、半乳糖醛酸、葡萄糖醛酸為標準品，建立標準曲線。參考Wang等12的方法處理多糖樣品。

色譜條件：色譜柱：DionexTMCarboPacTMPA200 3mm× 150mm， 陰離子交換柱；柱溫： 30^°C ；流動相：A相為超純水，B相為 200mmol/L 氫氧化鈉溶液，C相為 100mmol/L 醋酸鈉溶液；流速： 0.40mL/min ；進樣量： 1mL 。

1.3.2.3紅曲霉菌絲體多糖的化學鍵測定

利用傅里葉變換紅外光譜儀檢測多糖的官能團。將 1.50mg 樣品放入研缽中，加入 150.00mg 干燥KBr粉末，快速充分研磨，直至形成細膩無顆粒的粉末。用壓片機壓15s制成薄片后，在 400～4000cm^-1 范圍內(nèi)掃描，以 4cm^-1 的分辨率掃描16次。

1.3.2.4紅曲霉菌絲體多糖的甲基化測定

采用氣相色譜-質(zhì)譜（GC-MS）儀檢測紅曲霉菌絲體多糖的糖苷鍵連接方式，具體操作參考賈格格[13]的方法并稍作修改。具體方法如下：

溶解和甲基化：取 2.00mg 多糖樣品加入 0.50mL DMSO溶解（用氮氣封瓶）。先加入 20.00mg 氫氧化鈉，攪拌 ^2h ，再加人 0.30mL 碘甲烷，攪拌 2.5h ，然后用1～2mL 二氯甲烷洗3次，再加入 3～5mL 去離子水，萃取，去掉水層，重復3次。過無水硫酸鈉柱，再用 0.50mL 二氯甲烷洗柱子2次，用氮氣吹干。

水解和還原：先加入 0.50mL4mol/LTFA，100^°C 水解 6h ，用氮氣吹干，再加入 1～5mg 硼氘化鈉、1滴 5% NH₃?H₂O 和 0.30mL H₂ O，于磁力攪拌器中室溫攪拌至少 12h 。

乙酰化：加入冰乙酸，用氮氣吹干；加入 0.50mL 含5% 醋酸的甲醇，用氮氣吹干，重復3次；加入 0.50mL 乙酸酐， 100°C 加熱 2h ，冷卻；加幾滴乙醇（破壞乙酸酐），然后用氮氣吹干；加入 0.50mL 二氯甲烷，溶解，過無水硫酸鈉柱。將衍生物過 0.25μm 有機膜后進行氣質(zhì)檢測。

色譜條件：色譜柱： 5% 苯基 95% 甲基聚硅氧烷毛細管色譜柱；檢測器：火焰離子檢測器；色譜柱程序升溫：120°C 保持 3min ，以 3^°C/min 的速度升溫至 210°C ，保持 4min ；色譜柱流速： .10mL/min ；進樣口溫度： 280°C ；進樣體積： 2μL;N₂ 流速： ：25mL/min;H₂ 流速： 30mL/min 空氣流速： 400mL/min 。

1.3.2.5紅曲霉菌絲體多糖的核磁共振測定

采用高頻核磁共振光譜儀檢測紅曲霉菌絲體多糖的糖苷鍵順序類型，具體操作參考Ma等[14]的方法并稍作修改，具體方法如下：

多糖先在室溫下溶解于 D₂O 中，用磁力攪拌器攪拌2h ，冷凍干燥，該操作重復3次。使用高分辨率Bruker核磁共振波譜儀進行檢測。 ¹H 頻率為 500.13MHz ，工作溫度為 60°C ，使用 5mm¹H 探頭。

1.3.2.6紅曲霉菌絲體多糖的微觀形態(tài)測定

采用SU800掃描電子顯微鏡觀察多糖表面微觀結(jié)構(gòu)，將樣品均勻地分散在樣品臺的導電膠帶上并用金進行濺射鍍膜。隨后，將制備好的樣品通過SEM進行觀察并拍照。對于每個樣品，以 5kV 的加速電壓分別放大 ¹_1000，5 000，15 000 倍捕獲數(shù)字圖像。

1.3.3紅曲霉菌絲體多糖的抗氧化活性測定

1.3.3.1DPPH自由基清除能力測定

根據(jù)Huang等[15]的方法并稍作修改。向96孔板中加入 50μL 質(zhì)量濃度為 0.25～5.00mg/mL 的MPS溶液，加人 200μL DPPH樣液，在黑暗環(huán)境下室溫反應 30min ，于 517nm 處測定吸光度，陽性對照為 v_c 空白對照為去離子水。DPPH自由基清除率計算公式如下：

DPPH自由基清除率 （2）式中： A₁ 為樣品組與DPPH溶液混合后的吸光度； A₂ 為樣品組與無水甲醇溶液混合后的吸光度； A₀為空白組與DPPH溶液混合后的吸光度。

1.3.3.2ABTS陽離子自由基清除能力測定

參照魏晨業(yè)等[16的方法并稍作修改。向96孔板中加入 20μL 質(zhì)量濃度為 0.25～5.00mg/mL 的MPS和IDF溶液，加入 200μL ABTS樣液，在黑暗環(huán)境下常溫反應 ^1h ，于 734nm 處測定吸光度。陽性對照為 v_c ：空白對照為去離子水。ABTS陽離子自由基清除率計算公式如下：

ABTS 陽離子自由基清除率

式中： A₁ 為樣品組與ABTS陽離子溶液混合后的吸光度； A₂ 為樣品組與無水乙醇溶液混合后的吸光度；A₀ 為空白組與ABTS陽離子溶液混合后的吸光度。

1.3.3.3 羥基自由基清除能力測定

參照王忠合等[17]的方法并稍作修改。向96孔板中加入 50μL 質(zhì)量濃度為 0～2.00mg/mL 的MPS，加人 50μL FeSO₄ （204 9mmol，50μL 水楊酸（乙醇） 9mmol 和50μL （204 H₂O₂8.8mmol ，混勻，在 37^°C 下反應 60min ，在517nm 處測定吸光度；陽性對照為 v_c ；空白對照為去離子水。羥基自由基清除率計算公式如下：

羥基自由基清除率 （204

式中： A₁ 為樣品組與標準溶液混合后的吸光度；A₂ 為樣品組與水楊酸溶液混合后的吸光度； A₀ 為空白組與標準溶液混合后的吸光度。

1.3.3.4 還原力測定

參照Ziyad等[18]的方法并稍作修改，向酶標板中加人 50μL 不同質(zhì)量濃度 的MPS和 IDF 樣液，加入 50μL PBS和 K₃Fe（CN）₆ ，在 50^°C 下振蕩混勻，反應 20min ，冰上冷卻 5min 后，再加入 50μL 三氯乙酸和 30μL （204號 FeCl₃ ，于 700nm 處測定吸光度，陽性對照為 v_c ；空白對照為去離子水。還原力計算公式如下：

還原力 （%）=（A₁-A₀）×100% 0

式中： A₁ 為樣品組與反應溶液的吸光度； A_o 為空白組與反應溶液的吸光度。

1.4數(shù)據(jù)處理與統(tǒng)計分析

所有實驗均平行測定3次，數(shù)據(jù)結(jié)果以平均值 ± 標準偏差表示；采用Origin2024軟件繪圖。

2 結(jié)果與分析

2.1提取方法對紅曲霉菌絲體多糖結(jié)構(gòu)特性的影響

2.1.1紅曲霉菌絲體多糖分離純化和分子量分析

按照1.3.2.1中的方法分離純化紅曲霉菌絲體多糖，采用示差高效液相色譜法測定各多糖組分的分子量，并對兩種方法制備的MPS的分子量進行計算。

注：a為EMPS;b為NMPS，下圖同。

由圖1可知，EMPS-1、EMPS-2、EMPS-3的分子量分別為 82，74，70kDa 。NMPS-1、NMPS-2、NMPS-3、NMPS-4的分子量分別為 78，70，22，27kDa 。采用超聲波輔助復合酶法從提取的EMPS中分離純化得到的多糖分子量相近，而采用堿法從提取的NMPS中分離出的多糖分子量相差較大。

2.1.2 紅曲霉菌絲體單糖組成分析

按照1.3.2.2中的方法研究MPS的單糖組成，結(jié)果見圖2。采用不同提取方法得到的紅曲霉菌絲體多糖中的單糖含量不同，但兩者的主要單糖組成相同，主要由半乳糖、葡萄糖和甘露糖組成。

EMPS分離的3種組分具有相似的單糖成分，主要由半乳糖、葡萄糖和甘露糖組成，EMPS3的摩爾比為 1：1.09：20.99：15.35：10.58 。NMPS-1和NMPS-2均由半乳糖、葡萄糖和甘露糖組成，摩爾比分別為 5.36： 1：1.79 和 4.14：1：2.28;NMPS-3 和NMPS-4均由鼠李糖、阿拉伯糖、半乳糖、葡萄糖和甘露糖組成，摩爾比分別為 4.52：1：19.39：14.94：32.6 和 6.72：1：13.44： 11.40：23.31；EMPS-3和NMPS-3的單糖組成與蔣汶[19]提取的紅曲霉菌絲體多糖的單糖組成相同，其由半乳糖、葡萄糖、甘露糖組成，摩爾比為 0.50：0.32：0.18 。NMPS-1的單糖組成與賈格格[13]提取的紅曲霉菌絲體多糖一致。結(jié)果表明，兩種方法提取的多糖中單糖組成相同，但小分子量的NMPS-3和NMPS-4單糖組成主要以甘露糖為主，分子量較大的EMPS-1、EMPS-2、EMPS-3、NMPS-1和NMPS-2單糖組成主要由半乳糖為主。

2.1.3紅曲霉菌絲體多糖紅外光譜分析

采用傅里葉變換紅外光譜儀分析多糖中的原子官能團。按照1.3.2.3中的方法研究MPS的官能團，結(jié)果見圖3。

由圖3可知， 3397.00cm^-1 處存在一個寬闊且強度顯著的吸收峰，這一特征峰通?？蓺w因于樣品中存在的分子間氫鍵作用以及分子內(nèi)O—H（氧-氫）的伸縮振動。此處的強烈吸收表示多糖中含氧氫基團，如羥基（一OH），在紅外光照射下發(fā)生了強烈的振動響應，尤其是在形成氫鍵的情況下，會顯著增強該區(qū)域的吸收信號，從而表現(xiàn)為一個較寬的峰[20]。 2 929.11cm^-1 處的峰對應甲基（一 CH₃ ）基團中C—H的伸縮振動特征[21]。而 1413cm^-1 處的吸收峰揭示了糖鏈上 C=C 的伸縮振動模式。 1050.00cm^-1 處的顯著吸收峰為吡喃糖環(huán)的特征吸收峰，它包含糖苷鍵上連接的C—O—C伸縮振動吸收峰和羥基的C—O—H變角振動信息[22]。此外，在919.16cm^-1 和 809.47cm^-1 處出現(xiàn)的吸收峰進一步證實了 α 型糖苷鍵的存在。而在 800～1200cm^-1 區(qū)間內(nèi)存在一系列強吸收峰，通常被稱為“指紋區(qū)”，綜合反映了糖環(huán)的振動特性，通過對比不同樣品在此區(qū)域的光譜差異，可以揭示多糖結(jié)構(gòu)的獨特性[23]。由圖3可知，EMPS和NMPS各純化組分之間相對峰強度不同，表明它們之間一些多糖殘基的摩爾比不同。

2.1.4 紅曲霉菌絲體多糖甲基化分析

甲基化反應是指多糖中游離的羥基被甲基所取代的化學反應，通過甲基化可以確定多糖糖苷鍵的連接方式。按照1.3.2.4中的方法研究MPS的糖苷鍵，采用GC-MS測定和解析EMPS-1、EMPS-2、EMPS-3、NMPS-1和NMPS-3各醇沉組分的糖苷鍵種類和數(shù)量，結(jié)果見圖4。

由表2可知，這5種組分均有13種糖苷鍵，在NMPS-1中，糖殘基的連接方式主要包括 T?Galf（14.06mol%） 、2，3-Glc_P 0 10.54mol% ） 5Galf （29. 11mol% 和 2-Man? （8.15mol%） 。而在NMPS-3中，主要的糖殘基連接方式包括 T?Man? （21. 08mol% ） 2?Man? （16 .79mol% ） 5-Galf （12.21mol% 和 6-Glc_P （11 .52mol% ），與單糖結(jié)果相比，各組分單糖摩爾比結(jié)果一致，EMPS-1糖殘基的主要連接方式是 5-Galf（29.32mol%）…2，3-Glc?（10.41mol%） 和T-Manp（ 12.20mol%） 。EMPS-2糖殘基的主要連接方式是 2，3-Glc?（7.93mol%） ） .T-Manp（10.59mol%） 和5-Galf（32.18mol%） 。EMPS-3糖殘基的主要連接方式是 6–Glc?（9.34mol%） ） T-Man? （ 13.07mol% 和5-Galf（29.48mol%） ，且EMPS-1、EMPS-2和EMPS-3的半乳糖、甘露糖和葡萄糖的摩爾比與單糖分析結(jié)果一致，表明EMPS和NMPS均是半乳甘露聚糖，且主要由 T-Man? 和 5-Galf 連接。

2.1.5紅曲霉菌絲體多糖核磁共振分析

通過分析單糖殘基的 ¹H 化學位移可以判斷糖苷鍵的連接方式和序列，從而推斷多糖結(jié)構(gòu)。按照1.3.2.5中的方法研究多糖結(jié)構(gòu)，結(jié)果見圖5。

由圖5可知，EMPS-1分別在5.31，5.19，5.11，5.06，5，4.97，4.94ppm處，顯示7個異頭質(zhì)子信號。NMPS-1分別在5.15，5.12，5.07，5.03，4.98，4.96，4.94，4.88 ppm處，顯示出8個異頭質(zhì)子信號；NMPS-3分別在5.15，5.11，5.08，5.06，4.7ppm處顯示5個異頭質(zhì)子信號。通過文獻中類似的糖殘基化學位移數(shù)據(jù)與本研究數(shù)據(jù)進行比較[]，EMPS-1分別在5.05，4.97，4.94 ppm處存在明顯信號峰，這些位移可能分別對應 2，6-α -D-Man p （D）、2-β-D-Manp（F）、3，5-β-D-Galf（G）;NMPS-1分別在5.15，5.12，5.07，4.94ppm處出現(xiàn)的強信號，可能歸因于 5-β- D-Galf（A）、T ?α -D Man_P （B） ?2，6-β-D?Galf（C），3，5-β- D-Galf（G）;NMPS-3分別在5.15，5.11，5.07ppm處的化學位移可能為 5-β -D-Galf（A）、 T-β. D-Galf（B）、2，6-β-D-Galf（C） ；以上分析與甲基化所得糖苷鍵類型保持一致。與真菌多糖的結(jié)構(gòu)進行對比，真菌多糖的支鏈中通常都存在半乳甘露聚糖和甘露聚糖[24]。EMPS-H和NMPS-1的化學位移偏差可能是由不同的提取方式造成的，或與糖殘基的取代不同相關(guān)。

2.1.6紅曲霉菌絲體多糖的掃描電鏡分析掃描電鏡（SEM）分析可以直觀地展示多糖的表

面形貌特征。按照1.3.2.6中的方法研究MPS的表面微觀形態(tài)，結(jié)果見圖6。

由圖6中a可知，EMPS1形狀更為碎片化，呈現(xiàn)不規(guī)則的片狀和棒狀物交織的形貌，表面有較大的孔隙，可能有較好的吸附能力。由圖6中b可知，NMPS1呈現(xiàn)大而厚的褶皺片狀結(jié)構(gòu)，表面有不透過孔洞。由圖6中c可知，NMPS-3的表面形態(tài)與EMPS-1的表面形態(tài)相似，呈現(xiàn)不規(guī)則的片狀和棒狀物交織的形貌，但其表面光滑，孔隙較小。

2.2不同提取方法得到的紅曲霉菌絲體多糖的抗氧化活性比較

研究表明，多糖的官能團中自由羥基可通過釋放電子將自由基轉(zhuǎn)化為更穩(wěn)定的形態(tài)，或者通過直接與自由基發(fā)生反應，可以有效阻斷自由基連鎖反應，進一步發(fā)揮其抗氧化作用[25]。以濃度為橫坐標、自由基清除率為縱坐標，得到紅曲霉菌絲體多糖濃度與自由基清除率的相關(guān)關(guān)系，見圖7。

由圖7中a可知，在 0～2. 00mg/mL 濃度范圍內(nèi)，2種多糖的羥基自由基清除率隨著濃度的升高而增大，但在 0.50mg/mL 時，EMPS的羥基自由基清除率已經(jīng)達到 56.60% ，此時 v_c 的羥基自由基清除率為 84.77% ，說明MPS本身具有很強的羥基自由基清除能力。

由圖7中b可知，總還原能力隨著多糖濃度的增加而增大，多糖的總還原能力在濃度為 3.00mg/mL 后緩慢增加，EMPS和NMPS表現(xiàn)出更強的總還原能力，當質(zhì)量濃度為 5.00mg/mL 時，總還原能力達到最高，分別為 61.88% 和 54.21% 。

由圖7中c可知，在 0.25～5.00mg/mL 濃度范圍內(nèi)，其DPPH自由基清除率均呈緩慢增加趨勢，說明多糖本身DPPH自由基清除能力不強。當濃度達到 5，00mg/mL 后，NMPS和EMPS的DPPH自由基清除率分別為50% 和 40.62% 。在清除自由基反應中，多糖作為電子供體或氫供體參與反應[26]，而堿液處理導致NMPS中含有小分子量多糖，使其成為更好的電子或氫的供體，NMPS表現(xiàn)出更強的DPPH自由基清除能力。

由圖7中d可知，NMPS和EMPS對ABTS陽離子自由基的清除能力與多糖濃度成正比，當多糖濃度達到5.00mg/mL 時，NMPS和EMPS的ABTS陽離子自由基清除率分別為 47.21% 和 74.43% ，EMPS的ABTS陰離子自由基清除能力更好，其清除率更接近 v_c 的ABTS陽離子自由基清除率 （97.06%） 。

由以上結(jié)果可知，EMPS具有良好的抗氧化活性，且隨著濃度的升高，其羥基自由基、ABTS陽離子自由基和還原力均優(yōu)于NMPS，但NMPS因含有小分子量多糖，其DPPH自由基清除能力顯著優(yōu)于EMPS。

3結(jié)論

本研究以液態(tài)發(fā)酵紅曲色素的副產(chǎn)物紅曲霉菌絲體為研究對象，通過不同提取方式得到菌絲體多糖。對兩種方法得到的紅曲霉菌絲體多糖進一步分離醇沉，采用超聲波復合酶法提取的EMPS得到3個組分EMPS-1、EMPS-2和EMPS-3，采用堿法提取的NMPS得到4個組分NMPS-1NMPS-2、NMPS-3和NMPS-4。結(jié)合紅外、單糖、甲基化和核磁的分析數(shù)據(jù)可知，紅曲霉菌絲體多糖結(jié)構(gòu)是一種結(jié)構(gòu)較復雜的半乳甘露聚糖。EMPS-1和NMPS-1的結(jié)構(gòu)相似，主鏈均由甘露糖和半乳糖組成。EMPS具有良好的抗氧化活性，且隨著濃度的升高，其羥基自由基、ABTS陽離子自由基和還原力均優(yōu)于NMPS，但是NMPS因含有小分子量多糖，其DPPH自由基清除能力顯著優(yōu)于EMPS。結(jié)合兩種方法提取的多糖結(jié)構(gòu)表征和其抗氧化活性分析可知，EMPS醇沉后均為分子量較大的多糖，而NMPS中含有小分子量多糖，雖然兩種多糖單糖組成相似，但含量、糖昔鍵類型不同，故表現(xiàn)出的抗氧化活性也有差異?？偟膩碚f，EMPS具有更穩(wěn)定的多糖結(jié)構(gòu)和較強的抗氧化活性，故在今后的紅曲霉菌絲體多糖生產(chǎn)中，應該多推廣超聲輔助復合酶法的應用，同時，應該進一步研究該方法在體內(nèi)的生物活性和構(gòu)效關(guān)系。

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