中圖分類號(hào):S432.45 文獻(xiàn)標(biāo)識(shí)碼:A 文章編號(hào):1006-060X(2025)05-0079-06
引用格式:于敬文,黃凌,趙俊麗,等.RNAi技術(shù)在植物寄生線蟲防控中的應(yīng)用研究進(jìn)展[J].湖南農(nóng)業(yè)科學(xué),2025(5):79-84.DOI:10.16498/j.cnki.hnnykx.2025.005.015
Abstract:Plant parasitic nematodes (PNs)have a wide hostrange,and seriouslyendanger therotsystem ofcrops,making theirpreventionandcontrolverydicult.RNAitechologycandown-regulatetheexpresioofkeytargetgenesofplantparasitic nematodes,whichhastheadvantagesofstrongspecificityandhighsafety.RNAi technologyhasbeen widelyused inthestudyof nematode-specificgene functionand preventionandcontroltechnologyinte processofplant-nematodeinteractions.Inthispaper, wereviewed theoriginandmechanismofRNAi techologytheselectionofRNAitarget genes inplantparasiticnematodes,andthe strategyof deliveringdsRNA topreventandcontrolplantparasitic nematodes,and exploredthe prospectofapplying RNAi inthe preventionandcontrolofplantparasiticnematodes,withtheaimofprovidinganewpreventionandcontrolstrategyofplantparasitic nematode diseases.
Key words:RNAi; plant parasitic nematodes; dsRNA delivery strategies; nematode-plant interactions; review
土壤是植物生長(zhǎng)的主要基質(zhì),提供農(nóng)業(yè)生產(chǎn)所需的基本營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)和水分[]。土傳病害是指土壤中的病原細(xì)菌、真菌、線蟲、病毒等在土壤環(huán)境條件適宜時(shí)侵染植物根部或莖部引發(fā)的病害。已有研究表明,土壤傳播的害蟲和病原體(線蟲、節(jié)肢動(dòng)物、真菌、卵菌、細(xì)菌等)是危害農(nóng)業(yè)生產(chǎn)的主要因素之一[2]。據(jù)統(tǒng)計(jì),在影響植物生長(zhǎng)發(fā)育的病蟲害中,每年因土傳病害造成的作物產(chǎn)量損失可達(dá) 10%~ 20%[3] 。土傳病害因?yàn)榫哂须[蔽性強(qiáng)、寄主范圍廣以及病原種類多等特點(diǎn),在生產(chǎn)實(shí)踐中治理十分艱難。
傳統(tǒng)的防治方法大多是利用單一的殺線蟲劑、殺菌劑以及防治病毒的藥劑來進(jìn)行防控,一方面難以達(dá)到理想的防治效果,另一方面會(huì)使病原物產(chǎn)生抗藥性。
植物寄生線蟲是一類在植物根部取食和繁殖的線蟲[4。目前,已經(jīng)鑒定出超4100種植物寄生線蟲[5]。根據(jù)植物寄生線蟲在根系中取食位點(diǎn)的不同,這些線蟲可以被分為定殖型和遷移型。定殖型寄生線蟲包括根結(jié)線蟲屬(Meloidogynespp.)和孢囊線蟲屬(Heterodera和Globodera spp.),嚴(yán)重影響農(nóng)業(yè)生產(chǎn),每年導(dǎo)致的產(chǎn)量損失高達(dá)1570億美元[6-]。其中,根結(jié)線蟲能夠侵染2000種以上植物,對(duì)全球作物產(chǎn)量造成 5% 的損失[8]。植物寄生線蟲引起的癥狀包括萎蔫、黃化和發(fā)育遲緩,且常常伴隨其他病原物復(fù)合侵染作物[]
植物寄生線蟲的分子防控策略制定得益于秀麗隱桿線蟲(Caenorhabditiselegans)的研究。秀麗隱桿線蟲作為首個(gè)實(shí)現(xiàn)基因組全序列測(cè)定及注釋的動(dòng)物,對(duì)科學(xué)研究作出了重要貢獻(xiàn)[9-10]。基于該線蟲的基因組學(xué)研究,學(xué)者們已揭示出眾多在動(dòng)物發(fā)育、免疫應(yīng)答、行為調(diào)控及神經(jīng)毒性反應(yīng)等方面發(fā)揮關(guān)鍵作用的保守信號(hào)通路[11-2]。這些保守信號(hào)通路的存在,使得秀麗隱桿線蟲與植物寄生線蟲之間存在廣泛的基因共享。因此,相比于秀麗隱桿線蟲,植物寄生線蟲中特有的基因可能具有獨(dú)特的功能,這為制定有效的防控策略提供了潛在的靶標(biāo)。
1RNAi技術(shù)及核心RNAi通路的激活機(jī)制
1.1 RNAi技術(shù)的起源
RNA干擾(RNAinterference,RNAi)是一種由雙鏈RNA(double-strandedRNA,dsRNA)介導(dǎo)的、高度保守的基因表達(dá)調(diào)控機(jī)制,通過特異性地切割靶標(biāo)信使RNA(messengerRNA,mRNA)或抑制其翻譯過程,在轉(zhuǎn)錄后水平實(shí)現(xiàn)對(duì)基因表達(dá)的精確調(diào)控。此機(jī)制廣泛存在于包括線蟲在內(nèi)的多種真核生物中,并表現(xiàn)出高度的保守性。RNAi現(xiàn)象最初于1928年在病毒感染后恢復(fù)生長(zhǎng)的煙草植株中被觀察到[13-14]。但直到 1998年,這一機(jī)制才在模式生物秀麗隱桿線蟲(C.elegans)中被明確解析。相比于傳統(tǒng)的防治方法,RNAi已被廣泛應(yīng)用于基因功能分析,在真菌[15]、病毒[16-17]、節(jié)肢動(dòng)物[18]以及線蟲[19]病害防治領(lǐng)域具有廣闊的應(yīng)用前景。此外,研究表明RNAi技術(shù)還能夠用于提高植物對(duì)鹽脅迫、干旱脅迫、重金屬等非生物脅迫的耐受性[20]。
1.2核心RNAi通路的激活機(jī)制
真核細(xì)胞中的雙鏈RNA(dsRNA)可能來自入侵的病毒、人工合成的RNA雙鏈,或者轉(zhuǎn)座子產(chǎn)生的異常轉(zhuǎn)錄物。研究表明,dsRNA的存在會(huì)激活一個(gè)高度保守的核心機(jī)制。首先,核糖核酸酶Dicer將dsRNA切割成長(zhǎng)度為21\~27個(gè)核苷酸的小片段RNA雙鏈。這些較短的RNA雙鏈可以分為2種類型:一類是RNA雙鏈完全互補(bǔ)且來源于原始dsRNA的小干擾RNA(SmallinterferingRNA,siRNA);另一類是由RNA雙鏈不匹配而形成的單鏈和發(fā)夾結(jié)構(gòu)的微小RNA(microRNA,miRNA)。隨后,siRNA或miRNA會(huì)與Argonaute(AGO)蛋白結(jié)合,進(jìn)而整合到RNA誘導(dǎo)的沉默復(fù)合體(RNA-inducedsilencingcomplex,RISC)中。AGO蛋白是一類龐大的蛋白家族,是組成RISCs復(fù)合物的主要成員,不僅可以結(jié)合siRNA和miRNA,還可以結(jié)合基因沉默過程中其他蛋白質(zhì)。在RISC復(fù)合體加工過程中,一條RNA鏈會(huì)與mRNA形成互補(bǔ)鏈,而另一條鏈將被降解。最后,RISC復(fù)合體切割與引導(dǎo)鏈互補(bǔ)的靶標(biāo)mRNA,并不斷降解同源的mRNA,從而阻礙靶標(biāo)基因的表達(dá)。研究表明,沉默反應(yīng)還可以通過RNA依賴的RNA聚合酶(RdRP)進(jìn)一步放大,將切割的mRNA轉(zhuǎn)化為次級(jí)dsRNA,并重復(fù)上述過程,這樣RNAi引起的基因沉默效應(yīng)便具有了持續(xù)性。
2 植物寄生線蟲的RNAi靶基因
線蟲中的RNAi靶基因可分為4大類:線蟲發(fā)育相關(guān)基因、線蟲繁殖相關(guān)基因、線蟲管家基因和線蟲寄生效應(yīng)蛋白基因[21]
2.1 線蟲發(fā)育相關(guān)基因
在線蟲中,某些對(duì)生長(zhǎng)發(fā)育至關(guān)重要的基因呈現(xiàn)出高度的保守特性,特別是在秀麗隱桿線蟲(C.elegans)中,這些基因能展現(xiàn)出RNAi表型。因此,在篩選植物寄生線蟲的RNAi靶標(biāo)基因時(shí),可優(yōu)先選擇秀麗隱桿線蟲中已知與胚胎發(fā)育、不育或運(yùn)動(dòng)障礙等表型相關(guān)的同源基因序列。
線蟲幾丁質(zhì)合成酶基因(chitinsynthase,CHS)是控制線蟲生長(zhǎng)發(fā)育的關(guān)鍵基因,參與線蟲幾丁質(zhì)的合成途徑。Kong等[22]利用寄主介導(dǎo)的基因沉默技術(shù)(HIGS)獲得了穩(wěn)定遺傳的大豆孢囊線蟲幾丁質(zhì)合成酶基因(SCN-CHS)沉默大豆株系,研究發(fā)現(xiàn)SCN-CHS沉默株系不僅能顯著降低根中孢囊和卵的數(shù)量,同時(shí)也顯著提高了大豆對(duì)根腐病病原菌尖鐮孢菌(Fusarium oxysporumf.sp.glycinces.Fo)的抗性。大豆孢囊線蟲Hg-cpn-1與秀麗隱桿線蟲胚胎發(fā)育相關(guān)基因高度同源,通過構(gòu)建Hg-cpn-1基因沉默株系,發(fā)現(xiàn)接種線蟲后根中卵的數(shù)量顯著降低[23]。Bakhetia等[24]利用RNAi技術(shù)對(duì)南方根結(jié)線蟲中參與角質(zhì)層生物合成途徑的雙氧化酶Mi-duox1進(jìn)行功能研究,發(fā)現(xiàn)沉默調(diào)控Mi-duox1的基因后,線蟲發(fā)育遲緩且根中雌蟲數(shù)量顯著減少。同樣地,通過病毒誘導(dǎo)的基因沉默(VIGS)技術(shù)對(duì)南方根結(jié)線蟲胚胎發(fā)育和移動(dòng)性相關(guān)的肌鈣蛋白C基因(Mi-tnc)進(jìn)行功能分析,發(fā)現(xiàn)沉默Mi-tnc顯著影響了線蟲的孵化,這可能與線蟲的肌肉伸縮相關(guān)[25]。
2.2 線蟲繁殖相關(guān)基因
植物寄生線蟲完成其生活史的過程中,線蟲繁殖相關(guān)基因往往發(fā)揮著關(guān)鍵作用。Lilley等[2通過RNAi技術(shù)抑制了大豆孢囊線蟲繁殖相關(guān)基因Hg-amp-1的轉(zhuǎn)錄水平,并且發(fā)現(xiàn)采用dsRNA浸泡法處理線蟲21d后,寄生在大豆根部的雌蟲數(shù)量減少了 61% ,表明Hg-amp-1在線蟲繁殖過程中發(fā)揮著重要作用。已有研究表明,大豆孢囊線蟲精子蛋白基因Hg-msp與線蟲繁殖高度相關(guān),利用Hg-msp的dsRNA處理二齡幼蟲后發(fā)現(xiàn)根內(nèi)線蟲數(shù)量沒有顯著變化,但根內(nèi)的雌蟲與雄蟲比例由 3:1 變?yōu)?1:1 。同時(shí),Steeves等[27]用含有甘氨酸的精子蛋白基因Hg-msp的RNAi表達(dá)載體轉(zhuǎn)化大豆,然后接種線蟲,發(fā)現(xiàn)侵染后根中大豆孢囊線蟲卵的數(shù)量減少了 68% 進(jìn)一步表明RNAi株系顯著降低了線蟲的繁殖能力。
2.3線蟲管家基因
線蟲管家基因通常是指一類在線蟲體內(nèi)持續(xù)表達(dá),負(fù)責(zé)維持其基本生命活動(dòng)和生理功能的基因。這些基因的表達(dá)水平較為穩(wěn)定,不會(huì)因線蟲的生長(zhǎng)階段、環(huán)境條件或組織類型差異而發(fā)生顯著波動(dòng)。它們對(duì)于線蟲的存活與繁衍具有關(guān)鍵作用,廣泛參與DNA復(fù)制、轉(zhuǎn)錄調(diào)控、蛋白質(zhì)翻譯、能量代謝、細(xì)胞增殖及細(xì)胞結(jié)構(gòu)維持等基本生命過程。Cao等[28]利用RNAi技術(shù)處理松材線蟲G蛋白偶聯(lián)受體基因Bx-srh-1后,發(fā)現(xiàn)線蟲在宿主中的取食速度減緩,繁殖率顯著降低。
組織蛋白酶B基因Rs-cb-1是香蕉穿孔線蟲(Radopholussimilis)中關(guān)鍵的管家基因,研究發(fā)現(xiàn),用體外RNAi技術(shù)下調(diào)Rs-cb-1的表達(dá)不僅顯著抑制了香蕉穿孔線蟲的發(fā)育和孵化,而且大大降低了其致病性。同時(shí)研究發(fā)現(xiàn),利用RNAi技術(shù)構(gòu)建轉(zhuǎn)Rs-cb-1基因的煙草植株,其對(duì)香蕉穿孔線蟲的抗性顯著提高。這些結(jié)果表明,Rs-cb-1在線蟲的發(fā)育、孵化以及致病過程中發(fā)揮關(guān)鍵作用[29]
線蟲中核糖體蛋白(ribosomalprotein)是參與mRNA代謝的關(guān)鍵性蛋白。Alkharouf等[30]利用RNAi技術(shù)分析了大豆孢囊線蟲核糖體蛋白基因Hg-rps-23的功能,發(fā)現(xiàn)線蟲Hg-rps-23基因沉默后二齡幼蟲的存活率顯著降低。同樣地,Klink等[3使用3種串聯(lián)反向重復(fù)序列構(gòu)建了含大豆孢囊線蟲核糖體蛋白基因Hg-rps-3a和Hg-rps-4以及大豆孢囊線蟲mRNA剪切蛋白Hg-spk-1基因沉默的轉(zhuǎn)基因大豆株系,接種線蟲后發(fā)現(xiàn)大豆根上發(fā)育的雌蟲減少了81%~93% 。
Dicer是將較長(zhǎng)的雙鏈RNA前體切割為較短的RNA片段(miRNA或siRNA)的一種酶,它在基因表達(dá)調(diào)控過程中發(fā)揮著重要功能。有研究表明,南方根結(jié)線蟲中編碼Dicer酶的基因Mi-dcr-1.1參與了線蟲的正常發(fā)育過程,沉默Mi-dcr-1.1后線蟲的侵染率減少了 71% ,侵染后期雌蟲的發(fā)育也受到了顯著抑制[32]
FMRF類酰胺神經(jīng)肽(FMRFamide-likeneuropep-tides,F(xiàn)LPs)是一類具有特定結(jié)構(gòu)和功能的神經(jīng)肽,參與調(diào)節(jié)線蟲多種生理和行為反應(yīng)。Kimber等[33]通過RNAi技術(shù)對(duì)馬鈴薯孢囊線蟲的FLPs基因( Gp flp-1、Gp-flp-6、Gp-flp-12、Gp-flp-14和Gp-flp-18)進(jìn)行系統(tǒng)分析,發(fā)現(xiàn)沉默F(xiàn)LPs基因后線蟲的移動(dòng)受到影響,其侵染能力也大大降低。同樣,通過構(gòu)建南方根結(jié)線蟲FLPs基因(Mi-flp-14和Mi-flp-18)沉默的轉(zhuǎn)基因煙草,接種線蟲后觀察到線蟲侵染數(shù)量顯著減少[34]
2.4線蟲寄生效應(yīng)蛋白基因
線蟲寄生效應(yīng)蛋白基因是一類在植物寄生線蟲食道腺中特異性表達(dá)的基因,其編碼的分泌蛋白在侵染早期高表達(dá),通過靶向調(diào)控宿主細(xì)胞免疫反應(yīng)(如活性氧穩(wěn)態(tài)、鈣信號(hào)通路)或參與取食位點(diǎn)建立,直接促進(jìn)線蟲寄生。該類基因常以多拷貝家族形式存在,功能具有時(shí)空特異性。Sindhu等[35]通過HIGS技術(shù)分別靶向4個(gè)甜菜孢囊線蟲寄生效應(yīng)蛋白基因(Hs-10A06、Hs-3B05、Hs-4G06和Hs-8H07),獲得了相應(yīng)的轉(zhuǎn)基因擬南芥植株,研究發(fā)現(xiàn)RNAi株系中雌蟲數(shù)量減少了 23%~64% 。Hada等[3利用RNAi技術(shù)同時(shí)沉默南方根結(jié)線蟲食道腺分泌的效應(yīng)蛋白基因(Mi-msp1、Mi-msp9、Mi-mspl6、Mi-msp40)和果膠裂解酶基因(Mi-pel1、Mi-pel2、Mi-pel3)木聚糖酶基因(Mi-xyl2)聚半乳糖醛酸酶基因(Mi-pg)以及絲氨酸蛋白酶基因(Mi-sp),體外RNAi結(jié)果表明,10個(gè)組合基因的沉默顯著影響南方根結(jié)線蟲的行為,可降低線蟲在番茄和紅豆中的吸引、侵入、發(fā)育和繁殖能力。此外,通過RNAi技術(shù)構(gòu)建10個(gè)基因沉默的轉(zhuǎn)基因番茄株系,接種南方根結(jié)線蟲后發(fā)現(xiàn)線蟲的繁殖率降低了 87% 。
β -1,4-內(nèi)切葡聚糖酶( β. -1,4-endoglucanase)是一種能夠特異性水解 β. -1,4-糖苷鍵的酶類。已有研究表明, β. -1,4-內(nèi)切葡聚糖酶基因能夠促進(jìn)線蟲在寄主根組織中的侵染和遷移[37]。Chen等[38]利用RNAi技術(shù)對(duì)馬鈴薯金線蟲中的 β. -1,4-內(nèi)切葡聚糖酶基因( Gr -eng-1)進(jìn)行功能研究,發(fā)現(xiàn)干擾后寄生在馬鈴薯根系中的線蟲數(shù)量顯著減少。值得注意的是,利用RNAi技術(shù)對(duì)大豆孢囊線蟲 β -1,4-內(nèi)切葡聚糖酶基因(Hg-eng-1)進(jìn)行沉默后,同樣發(fā)現(xiàn)大豆根系中線蟲數(shù)量顯著減少。這表明 β -1,4-內(nèi)切葡聚糖酶基因在不同植物寄生線蟲中的功能具有保守性[39]。Nsengimana等[40]利用21bp的siRNA對(duì)水稻根結(jié)線蟲寄生效應(yīng)蛋白基因Mg-pat-10和Mg-unc-87進(jìn)行了基因特異性沉默,發(fā)現(xiàn)體外siRNA浸泡后的線蟲在 12h 內(nèi)活性明顯減弱,其運(yùn)動(dòng)受到抑制。
3RNAi技術(shù)防控植物寄生線蟲的策略
3.1 傳統(tǒng)的dsRNA遞送
傳統(tǒng)的dsRNA遞送主要有4種策略:寄主誘導(dǎo)的基因沉默(HIGS)病毒誘導(dǎo)的基因沉默(VIGS)、細(xì)菌誘導(dǎo)的基因沉默(BIGS)以及通過葉面噴施或其他方法外源施用 dsRNA[41-42]。HIGS 技術(shù)是一種在植物中實(shí)施的策略,主要表達(dá)與病原體目的基因相匹配的RNA分子。這些RNA分子在植物細(xì)胞內(nèi)被進(jìn)一步加工為siRNA。一旦病原體侵染植物,siRNA能被傳遞到病原體細(xì)胞內(nèi),并精確識(shí)別及降解病原體目標(biāo)基因的mRNA,進(jìn)而阻礙目的基因的轉(zhuǎn)錄與翻譯過程,影響病原體的正常生長(zhǎng)與發(fā)育,最終抑制病害的發(fā)生與蔓延。例如,Dinh等[43]利用HIGS技術(shù)靶向南方根結(jié)線蟲(M.incognita)致病因子16D10,構(gòu)建能夠誘導(dǎo)RNAi的擬南芥轉(zhuǎn)基因植物,顯著提高植株對(duì)該線蟲的抗性。然而,鑒于轉(zhuǎn)基因作物需經(jīng)過嚴(yán)格的安全性評(píng)估,HIGS策略在實(shí)際生產(chǎn)應(yīng)用中面臨著較大的局限性。VIGS技術(shù)是一種基于植物病毒產(chǎn)生雙鏈RNA以快速、高效地誘導(dǎo)植物基因沉默的策略。煙草脆裂病毒(Tobacco rattlevirus,TRV)因其能在根結(jié)線蟲誘導(dǎo)的巨細(xì)胞內(nèi)增殖,而被用作遞送dsRNA防控線蟲的載體。Valentine等[44]研究發(fā)現(xiàn),用甜菜孢囊線蟲(Heteroderaschachtii)管家基因甘油醛-3-磷酸脫氫酶(Hs-GAPDH)的TRV載體構(gòu)建的轉(zhuǎn)基因擬南芥,能夠有效抑制線蟲侵染。然而,VIGS技術(shù)誘導(dǎo)的基因沉默時(shí)效性相對(duì)較短,這在一定程度上限制了其在長(zhǎng)期基因功能研究領(lǐng)域的深入應(yīng)用。BIGS技術(shù)和外施dsRNA控制線蟲的策略在田間施用過程中同樣存在上述缺陷。因此,亟需一種有效地將易降解的dsRNA分子遞送到土壤深處植株根部的策略[45]。
3.2 納米技術(shù)結(jié)合dsRNA的遞送
隨著納米技術(shù)的發(fā)展,dsRNA的生物遞送可通過納米材料實(shí)現(xiàn)。這些材料的結(jié)構(gòu)尺寸介于 1~100nm 之間,主要包括無機(jī)納米材料(黏土納米片、金屬氧化物納米顆粒)、有機(jī)/聚合物納米材料(殼聚糖納米顆粒、聚合物納米顆粒、樹狀聚合物)、碳基納米材料(碳納米管、石墨烯等)、功能化載體(脂質(zhì)體、量子點(diǎn)等)等[46-48]。研究表明,納米顆粒能有效促進(jìn)植物對(duì)dsRNA的吸收,進(jìn)而提升RNAi在抗病毒與抗昆蟲方面的效果。然而,dsRNA主要是傳遞給寄主植物,而非直接傳遞給目標(biāo)害蟲。鑒于線蟲能夠通過口針或表皮吸收dsRNA,因此采用納米技術(shù)直接靶向線蟲成為一項(xiàng)極具潛力的防控策略。
植物病毒衍生的納米材料為納米顆粒的合成提供了新途徑。這類材料在土壤中展現(xiàn)出良好的穩(wěn)定性,部分病毒甚至可以通過線蟲進(jìn)行傳播[49-50]。基于植物病毒與線蟲的相互作用,植物病毒或其納米顆??捎米髅浇閬矸揽刂参锛纳€蟲。例如,煙草輕型綠花葉病毒(Tobaccomild greenmosaicvirus,TMGMV)和紅三葉草壞死花葉病毒(Red clover necrotic mosaic virus,RCNMV)已經(jīng)被用作殺線蟲劑的載體,進(jìn)一步提升根部抵抗線蟲侵染的能力[51-52]。Peng等[53]利用一種陽離子星型聚合物(SPc)構(gòu)建了負(fù)載氟吡菌酰胺農(nóng)藥的納米劑型,體外浸泡象耳豆根結(jié)線蟲(Meloidogyneenterolobii)后,其氧化脅迫、琥珀酸脫氫酶活性以及ATP合成都受到消極影響,從而大大提升了氟吡菌酰胺對(duì)象耳豆根結(jié)線蟲的防效。此外,植物病毒納米顆粒還具有生產(chǎn)成本低、無毒和環(huán)境友好等優(yōu)點(diǎn)。研究人員開發(fā)了一種TMGMV納米顆粒,能夠向線蟲遞送dsRNA,進(jìn)而有效誘導(dǎo)靶標(biāo)基因沉默[54]。結(jié)合納米技術(shù)的dsRNA遞送策略有望為植物寄生線蟲病害防控提供新的解決思路。
4展望
隨著農(nóng)業(yè)生產(chǎn)的不斷發(fā)展,土傳病害尤其是植物寄生線蟲對(duì)農(nóng)作物產(chǎn)量的威脅日益加劇[2。傳統(tǒng)的化學(xué)防治方法不僅效果不佳,還易導(dǎo)致病原物產(chǎn)生抗藥性。因此,探索新型、高效且環(huán)保的防控策略顯得尤為重要。RNAi技術(shù)作為一種新興的基因表達(dá)調(diào)控手段,在植物寄生線蟲的防控中展現(xiàn)出巨大的應(yīng)用潛力[55]
RNAi技術(shù)通過特異性切割靶標(biāo)mRNA或抑制其翻譯過程,實(shí)現(xiàn)對(duì)基因表達(dá)的精確調(diào)控[5。這一機(jī)制在包括線蟲在內(nèi)的多種真核生物中高度保守,為利用RNAi技術(shù)防控植物寄生線蟲提供了理論依據(jù)。近年來,隨著對(duì)RNAi機(jī)制研究的不斷深入,以及納米技術(shù)等新型遞送策略的發(fā)展,RNAi技術(shù)在植物寄生線蟲防控中的應(yīng)用前景愈發(fā)廣闊。傳統(tǒng)的dsRNA遞送策略,如寄主誘導(dǎo)的基因沉默(HIGS)病毒誘導(dǎo)的基因沉默(VIGS)等,雖然在一定程度上實(shí)現(xiàn)了對(duì)植物寄生線蟲的防控,但存在轉(zhuǎn)基因作物安全性評(píng)估、基因沉默時(shí)效性短以及田間施用困難等局限性。因此,亟需開發(fā)一種高效、穩(wěn)定且易于施用的dsRNA遞送策略。結(jié)合納米技術(shù)的dsRNA遞送策略為這一問題提供了新的解決方案。納米材料因其獨(dú)特的物理和化學(xué)性質(zhì),在dsRNA遞送方面展現(xiàn)出顯著優(yōu)勢(shì)。通過納米技術(shù),可以將易降解的dsRNA分子穩(wěn)定地包裹在納米顆粒中,實(shí)現(xiàn)dsRNA在土壤深處的有效遞送[57]。此外,納米顆粒還能促進(jìn)植物對(duì)dsRNA的吸收,提高RNAi的防控效果。
納米技術(shù)介導(dǎo)的RNAi方法為植物寄生線蟲的防治開辟了新思路,但其伴隨的環(huán)境安全性問題同樣需要重視。在作物中瞬時(shí)表達(dá)或外源施加dsRNA時(shí),必須全面考慮其對(duì)有益昆蟲(如蜜蜂)、牲畜及人類的安全性,仍然需要對(duì)可能受到dsRNA暴露以及人體攝入的影響進(jìn)行科學(xué)評(píng)估[58]。隨著納米技術(shù)和RNAi技術(shù)的不斷發(fā)展,以及兩者在植物寄生線蟲防控中的深入應(yīng)用,相信RNAi技術(shù)將成為防控植物寄生線蟲的一種重要手段。通過不斷優(yōu)化dsRNA的遞送策略,提高RNAi的防控效果,有望為農(nóng)業(yè)生產(chǎn)提供更加安全、高效且環(huán)保的病害防控解決方案,為保障全球糧食安全作出重要貢獻(xiàn)。
參考文獻(xiàn):
[1]徐明崗,李建華.土壤-植物互作中的利用與保護(hù)[J/OL].植物 研究(2025-01-13)[2025-06-09]. http://kns.cnki.net/kcms/detail/23. 1480.S.20250110.1605.004.html.
[2]曹坳程,張大琪,方文生,等.土傳病害防治技術(shù)進(jìn)展及面臨的 挑戰(zhàn)[J].植物保護(hù),2023.49(5):260-269.
[3]李蘭若,馬飛,王露璐,等.生物炭協(xié)同生物措施防治土傳病害 的研究進(jìn)展[J].中國(guó)土壤與肥料,2024(10):249-259.
[4]彭德良.植物線蟲病害:我國(guó)糧食安全面臨的重大挑戰(zhàn)[J].生物 技術(shù)通報(bào),2021,37(07):1-2.
[5]陳璐瑩,鄭經(jīng)武,韓少杰.組學(xué)與基因編輯技術(shù)在植物-線蟲互 作研究中的應(yīng)用與進(jìn)展[J].植物保護(hù),2024,50(6):10-19,30.
[6]ABAD P,GOUZY J,AURY J M,et al. Genome sequence of themetazoanplant-parasitic nematode Meloidogyne incognita[J]. Nature Biotechnology,2008,26(8):909-915.
[7]JONESJT,HAEGEMANA,DANCHINEGJ,et al. Top 10 plant-parasitic nematodes in molecular plant pathology[J]. Molecular Plant Pathology,2013,14(9):946-961.
[8]劉銳,趙建龍,謝丙炎,等.根結(jié)線蟲誘導(dǎo)的巨型細(xì)胞及其形成 機(jī)制[J].生物技術(shù)通報(bào),2024,40(3):62-74.
[9]EMMONS SW,KLASSMR,HIRSHD.Analysisof the constancy of DNA sequences during development and evolution of the nematode Caenorhabditis elegans[J].Proceedings of the National Academy ofSciencesof theUnited StatesofAmerica,1979,76(3): 1333-1337.
[10]SULSTONJE,BRENNER S.The DNAof Caenorhabditis elegans[J].Genetics,1974,77(1):95-104.
[11]GIRARDLR,F(xiàn)IEDLERTJ,HARRISTW,et al.WormBook: theonline review ofCaenorhabditis elegans biology[J].Nucleic AcidsResearch,2007,35:D472-D475.
[12]ANKENYRA.The natural historyof Caenorhabditis elegans research[J].Nature Reviews Genetics,2001,2(6):474-479.
[13]BAULCOMBED.RNA silencingin plants[J].Nature,2004,431 (7006):356-363.
[14] WINGARD SA.Hosts and symptoms of ring spot,a virus disease of plants[J].Journal ofAgricultural Research,1928,37(3): 127-153.
[15]SANG H,KIMJI. Advanced strategies to control plant pathogenic fungi by host-induced gene silencing(HIGS)and spray-induced gene silencing(SIGS)[J].Plant Biotechnology Reports,2020,14 (1): 1-8.
[16] KUO Y W,F(xiàn)ALK B W. RNA interference approaches for plant disease control[J].BioTechniques,2020,69(6): 469-477.
[17] LIUJC,YUEJY,WANGHJ,et al. Strategies for engineering V irus resistance in potato[J].Plants,2023,12(9):1736.
[18] FLETCHER S J,REEVES PT,HOANG B T, et al. A perspective onRNAi-based biopesticides[J].Frontiers in Plant Science,2020, (20 11:51
[19]ROSSO MN,JONESJT,ABAD P.RNAiand functional genomics in plant parasitic nematodes[J]. Annual Review of Phytopathology,2009,47:207-232.
[20] ABDELLATEF E,KAMAL N M, TSUJIMOTO H. Tuning beforehand ∵ aforesight on RNA interference(RNAi) and in vitroderived dsRNAs to enhance crop resilience to biotic and abiotic stresses[J]. Intermational Journal of Molecular Sciences,2021,22 (14): 7687.
[21] URWIN PE,LILLEY CJ,ATKINSON H J. Ingestion of doublestranded RNA bypreparasitic juvenile cyst nematodesleadstoRNA interference[J].Molecular Plant-Microbe Interactions?,2002,15 (8): 747-752.
[22]KONGLG,SHI X,CHEND,etal.Host-induced silencing of a nematode chitin synthase gene enhances resistance of soybeans to both pathogenic Heterodera glycines and Fusarium oxysporum[J]. PlantBiotechnologyJournal,2022,20(5):809-811.
[23]LIJR,TODDTC,OAKLEYTR,etal.Host-derived suppression of nematode reproductive and fitness genes decreases fecundityofHeteroderaglycinesIchinohe[J].Planta,2010,232(3): 775-785.
[24]BAKHETIAM,CHARLTONW,ATKINSONHJ,etal.RNA interferenceofdual oxidasein theplant nematodeMeloidogyne incognita[J].Molecular Plant-Microbe Interactions?,2005,18(10): 1099-1106.
[25] DUBREUIL G,MAGLIANO M,DUBRANA MP,et al. Tobacco rattlevirusmediates gene silencinginaplant parasitic root-knot nematode[J]. Journal of Experimental Botany,2009,60(14): 4041-4050.
[26] LILLEY CJ,GOODCHILD SA,ATKINSON HJ, et al. Cloning and characterisation of a Heterodera glycines aminopeptidase cDNA[J].International Journal for Parasitology,20o5,35(14): 1577-1585.
[27] STEEVESRM,TODD TC,ESSIG JS,et al. Transgenic soybeans expressing siRNAs specific to a major sperm protein gene suppress Heterodera glycines reproduction[J]. Functional Plant Biology,2006,33(11):991.
[28]CAOYF,WANGXZ,WANGLF,etal.Molecular characterization and functional analysis of GPCR gene bx-srh-1 in pinewood nematode(Bursaphelenchus xylophilus)[J].Forests,2023,14(7): 1282.
[29]LIY,WANGK,XIE H,et al.CathepsinBcysteine proteinase is essential for the development and pathogenesis of the plant arasitic nematode Radopholus similis[J]. International Journal ofBiological Sciences,2015,11(9):1073-1087.
AIIIADAIEI V MATTIEHCD cation of Heterodera glycines(soybeancyst nematode,SCN) cDNA sequences with high identity to those of Caenorhabditis elegans having lethal mutant or RNAi phenotypes[J]. Experimental Parasitology,2007,115(3):247-258.
[31] KLINKVP,KIMKH,MARTINSV,etal.Acorrelation between host-mediated expression of parasite genes as tandem inverted repeatsand abrogation of development offemale Heterodera glycines cyst formation during infection of Glycine max[J].Planta, 2009,230(1): 53-71.
[32] IQBAL S, JONES M G K,F(xiàn)OSU-NYARKO J. RNA interference of an orthologue of Dicer of Meloidogyne incognita alludes to the gene's importance in nematode development[J]. Scientific Reports, 2021,11 :11156.
[33] KIMBER M J, MCKINNEY S,MCMASTER S,et al. flp gene disruption in a parasitic nematode reveals motor dysfunction and unusual neuronal sensitivity to RNA interference[J].TheFASEB Journal,2007,21(4):1233-1243.
[34] PAPOLU P K,GANTASALA NP,KAMARAJU D,et al. Utility of host delivered RNAi of two FMRF amide like peptides, flp-14 and flp-18,for the management of root knot nematode, Meloidogyne incognita[J].PLoS One,2013,8(11) : e80603.
[35]SINDHUAS,MAIER TR,MITCHUMMG,et al. Effective and specific in planta RNAi in cyst nematodes : expression interference of four parasitism genes reduces parasitic success[J]. Journal of Experimental Botany,2009,60(1):315-324.
[36] HADAA,SINGH D,BANAKAR P,et al. Host-delivered RNAimediated silencingusing fusion cassettesofdifferent functional groups of genes precludes Meloidogyne incognita multiplication in Nicotiana tabacum[J].Plant Cell Reports,2023,42(1):29-43.
[37] WANG X H,MEYERS D,YAN Y T,et al. In planta localization of a β -1, 4-endoglucanase secreted by Heterodera glycines[J]. Molecular Plant-Microbe Interactions?,1999,12(1):64-67.
[38] CHENQ,REHMAN S,SMANT G,et al. Functional analysis of pathogenicity proteins of the potato cyst nematode Globodera rostochiensis usingRNAi[J].Molecular Plant-Microbe Interactions?,2005,18 (7) : 621-625.
[39] BAKHETIA M, URWIN PE, ATKINSON H J. qPCR analysis and RNAi define pharyngeal gland cell-expressed genes of Heterodera glycinesrequired forinitial interactionswith thehost[J].Molecular Plant-Microbe Interactions?,2007,20(3):306-312.
[40] NSENGIMANAJ,BAUTERSL,HAEGEMANA,et al. Silencing ofMg-pat-10 and Mg-unc-87 in the plant parasitic nematode Meloidogyne graminicola using siRNAs[J]. Agriculture, 2013,3(3):567-578.
[41] KOLLIOPOULOUA,KONTOGIANNATOSD,SWEVERS L. The us of engineered plant viruses in a trans-Kingdom silencing strategy against their insect vectors[J].Frontiers in Plant Science,2020, 11:917.
[42] NINO-SANCHEZ J,CHENL H,DE SOUZAJT,et al. Targeted delivery of gene silencing in fungi using genetically engineered bacteria[J].Journal ofFungi,2021,7(2):125.
[43] DINHPT,ZHANGLH,MOJTAHEDI H,et al.Broad Meloidogyne resistance in potato based on RNA interterence ot effector gene 16D10[J]. Journal of Nematology,2015,47(1): 71-78.
[44] VALENTINE TA, RANDALL E, WYPIJEWSKI K, et al. Delivery of macromolecules to plant parasitic nematodes using a tobacco rattle virusvector[J].Plant Biotechnology Jourmal,2007,5(6):827-834.
[45]DUBELMAN S,F(xiàn)ISCHERJ,ZAPATAF,et al.Environmental fate of double-stranded RNA in agricultural soils[J]. PLoS One, 2014,9(3): e93155.
[46] ZHANG X,ZHANG J,ZHU K Y. Chitosan/double-stranded RNA nanoparticle-mediated RNA interference to silence chitin synthase genes through larval feeding in the African malaria mosquito (Anopheles gambiae)[J]. Insect Molecular Biology,2010,19(5): 683-693.
[47] NUMATA K,OHTANI M,YOSHIZUMI T,et al. Local gene silencing in plants via synthetic dsRNA and carrier peptide[J]. Plant Biotechnology Jourmal,2014,12(8): 1027-1034.
[48] CHRISTIAENS O,TARDAJOS MG,MARTINEZ REYNA ZL, etal.IncreasedRNAi efficacyinSpodopteraexiguaviathe formulation of dsRNA with guanylated polymers[J]. Frontiers in Physiology,2018,9:316.
[49] BROWN DJ,MACFARLANE SA.‘worms’that transmit viruses[J].Biologist(London),2001,48(1):35-40.
[50] GRAY S M. Plant virus proteins involved in natural vector transmission[J]. Trends in Microbiology,1996,4(7) : 259-264.
[51] CAPARCO AA,GONZALEZ-GAMBOAI,HAYS S S,et al. Delivery of nematicides using TMGMV-derived spherical nanoparticles[J].NanoLetters,2023,23(12):5785-5793.
[52] CAOJ,GUENTHERRH,SIT TL,etal.Development of abamectinloadedplantvirusnanoparticlesforefficaciousplant parasitic nematode control[J].ACS Applied Materialsamp; Interfaces, 2015,7(18):9546-9553.
[53] PENG H,JIANJZ,LONG HB,et al.Self-assembled nanonematicide induces adverse effects on oxidative stress, succinate dehydrogenase activity,and ATP generation[J].ACS Applied Materialsamp; Interfaces,2023,15(26):31173-31184.
[54]OPDENSTEINENP,CHARUDATTANR,HONGJC,etal. Biochemical and nanotechnological approaches to combat phytoparasitic nematodes[J].Plant Biotechnology Journal,2024, 22(9):2444-2460.
[55]馮家陽,李常凱,丁勝利,等.RNAi在農(nóng)業(yè)病蟲害防控中的應(yīng) 用研究進(jìn)展[J].農(nóng)藥學(xué)學(xué)報(bào),2022.24(6):1302-1313.
[56] 饒玉春,吳日成,劉富遠(yuǎn),等.RNAi在水稻病蟲害防控中的應(yīng) 用研究進(jìn)展[J].浙江師范大學(xué)學(xué)報(bào)(自然科學(xué)版),2024,47(4): 361-369.
[57]吳海媚.基于植物基因沉默技術(shù)(RNAi)的納米塑料核酸遞送 效應(yīng)研究[D].長(zhǎng)沙:中南林業(yè)科技大學(xué),2024.
[58]VELEZAM,JURZENSKIJ,MATZN,et al.Developing an in vivotoxicityassayforRNAi riskassessment inhoneybees,Apis mellifera L[J].Chemosphere,2016,144:1083-1090.
(責(zé)任編輯:成平)