水稻S-腺苷甲硫氨酸合成酶基因響應(yīng)病原菌及外源激素的表達(dá)分析

劉茹燕，魏炳崢，占昭宏，等. 水稻S-腺苷甲硫氨酸合成酶基因響應(yīng)病原菌及外源激素的表達(dá)分析［J］. 江蘇農(nóng)業(yè)科學(xué)，2025，53（4）：64-72.

doi：10.15889/j.issn.1002-1302.2025.04.008

水稻S-腺苷甲硫氨酸合成酶基因響應(yīng)病原菌及外源激素的表達(dá)分析

劉茹燕， 魏炳崢， 占昭宏，

（海南大學(xué)熱帶農(nóng)林學(xué)院/海南省熱帶生物資源可持續(xù)利用重點(diǎn)實驗室，海南?？?570228）

摘要：為了解S-腺苷甲硫氨酸合成酶（SAMS）在水稻逆境響應(yīng)過程中的作用，首先分析了水稻中SAMS的家族成員SAM2（ZBS2）、SAM1、METK3、ZBS2L和SAM5的同源性及理化性質(zhì)，其次分析了它們在水稻原生質(zhì)體中的定位，最后分析了這些基因響應(yīng)病原菌和植物激素的表達(dá)情況。試驗結(jié)果表明，SAMS蛋白具有高度同源性，在水稻細(xì)胞質(zhì)、細(xì)胞膜和細(xì)胞核中均有表達(dá)。水稻白葉枯病菌侵染下調(diào)ZBS2、SAM5表達(dá)，增強(qiáng)METK3、SAM1、ZBS2L表達(dá)。外源激素處理也影響SAMS表達(dá)：其中乙烯下調(diào)所有SAMS表達(dá)；赤霉素增強(qiáng)METK3表達(dá)，但減弱SAM1、SAM5表達(dá)；水楊酸誘導(dǎo)METK3表達(dá)，但抑制ZBS2、SAM1、ZBS2L和SAM5表達(dá)；脫落酸抑制ZBS2、METK3表達(dá)。因此，SAMS家族成員可能調(diào)控水稻的抗性反應(yīng)，但功能和機(jī)制存在差異。

關(guān)鍵詞：S-腺苷甲硫氨酸合成酶（SAMS）基因家族；水稻；抗病響應(yīng)；白葉枯病菌；外源激素；基因表達(dá)

中圖分類號：S435.111；S511.01" 文獻(xiàn)標(biāo)志碼：A

文章編號：1002-1302（2025）04-0064-09

收稿日期：2025-01-07

基金項目：國家自然科學(xué)基金（編號：32460643）。

作者簡介：劉茹燕（1999—），女，江西撫州人，碩士研究生，主要從事植物與病原互作機(jī)制研究。E-mail：ruyanliu325@163.com。

通信作者：陶 均，博士，教授，主要從事植物與病原互作機(jī)制研究。E-mail：taoj2015@126.com。

作為世界主要糧食之一，水稻（Oryza sativa L.） 長期遭受生物和非生物脅迫。由水稻白葉枯病菌（Xanthomonas oryzae pv. oryzae，Xoo）引起的白葉枯病是嚴(yán)重的水稻病害［1］。在感知到病原體入侵時，植物會迅速激活一個復(fù)雜的植物激素信號網(wǎng)絡(luò)來進(jìn)行防御。水楊酸 （SA） 介導(dǎo)植物對生物營養(yǎng)和半生物營養(yǎng)病原體的抗性，而茉莉酸 （JA） 則作用于對抗腐生性病原菌［1-2］。然而脫落酸 （ABA） 參與植物的防御機(jī)制尚未完全探究清楚，有研究表明，JA或ABA單一處理均可增強(qiáng)植物的抗性，但JA和ABA共處理下植物對于病原菌的防御效果不如JA或ABA單一處理有效［3-4］。乙烯 （ET） 在病原菌與植物的相互作用中具有雙重功能：一方面，它能夠促進(jìn)病原菌的侵染；另一方面，ET也是高等植物抗病反應(yīng)中的重要信號化合物，能夠調(diào)控植物的防御反應(yīng)［5］。在高等植物中，ET合成以甲硫氨酸為前體，通過S-腺苷甲硫氨酸合成酶 （SAMS） 合成 S-腺苷甲硫氨酸 （SAM），然后轉(zhuǎn)化為1-氨基環(huán)丙基-1-羧酸 （ACC），最終通過ACC合成ET［6］。其中，S-腺苷甲硫氨酸合成酶 （SAMS） 負(fù)責(zé)S-腺苷甲硫氨酸的合成，在植物響應(yīng)外界脅迫過程中發(fā)揮重要作用。

SAM廣泛存在于生物體中，并參與多個生理生化過程。它不僅是ET和木質(zhì)素的合成前體，還能夠響應(yīng)環(huán)境脅迫［7-8］。SAM也可作為植物鐵載體的前體，參與植物體內(nèi)鐵物質(zhì)的運(yùn)輸［9］。此外，經(jīng)脫羧和轉(zhuǎn)氨丙基的作用下，SAM可生成亞精胺、精胺等多胺，參與細(xì)胞生長、凋亡等生理過程［10-12］。在植物受到病原體入侵時，部分多胺被多胺氧化酶 （PAO） 氧化分解，引起下游相關(guān)抗病基因和細(xì)胞死亡相關(guān)基因的表達(dá)，進(jìn)而響應(yīng)生物脅迫［13］。

SAMS也參與植物對外界脅迫的響應(yīng)。外施ABA可降低番茄SAMS基因的表達(dá)［14］。野生大豆GsSAMS轉(zhuǎn)入水稻后，可提高水稻過氧化氫酶活性，進(jìn)而增強(qiáng)水稻的耐鹽性［15］。缺鐵條件下可誘導(dǎo)擬南芥（Arabidopsis thaliana）根部2個SAMS基因AtSAM1和AtSAM2表達(dá)，導(dǎo)致ET產(chǎn)量增加［16］。此外，其他蛋白也可調(diào)控SAMS，影響SAM和ET含量［17-18］。在水稻中，F(xiàn)-box蛋白OsFBK12靶向降解OsSAMS1，影響ACC合成，進(jìn)而調(diào)節(jié)葉片衰老和種子大?。?9］。在不同植物中，SAMS的生理生化功能有所差異，如大麥HvSAM3可增強(qiáng)植物耐鹽性和耐旱性，擬南芥AtSAM3可促進(jìn)花粉管的生長［20-21］。

在抗病方面，如SA、JA和ET等防御相關(guān)植物激素的生物合成可調(diào)控植物的抗病響應(yīng)［22］。作為植物激素ET生物合成的副產(chǎn)物，氰化物可通過限制植物組織中病原菌的生長，進(jìn)而增強(qiáng)植物對稻瘟病菌的抗性［23］。SAM1不僅通過多胺和H2O2增強(qiáng)番茄對堿脅迫的耐受性，也可增加ET含量，提高水稻抗稻瘟病的能力［24-25］。然而，不同物種所具有的SAMS基因種數(shù)有所不同，Ahmadizadeh等認(rèn)為，水稻有6個SAMS基因［26］。但是，目前對于水稻中SAMS基因家族是否受外源激素調(diào)控、是否參與抗水稻白葉枯病仍不清楚。因此，本研究通過生信分析、水稻原生質(zhì)體亞細(xì)胞定位、基因差異表達(dá)等分析探究水稻SAMS基因家族成員在水稻抗病及激素響應(yīng)中的作用，為深入揭示該基因家族的調(diào)控功能奠定基礎(chǔ)。

1 材料與方法

1.1 試驗材料

1.1.1 植物材料、菌株和質(zhì)粒 試驗于2024年8—12月在海南大學(xué)海南省熱帶生物資源可持續(xù)利用重點(diǎn)實驗室中進(jìn)行。水稻TP309和ZH11為筆者所在實驗室種植并保存，水稻白葉枯病菌 PXO99A由筆者所在實驗室保存［27］，大腸桿菌DH5α購買于北京博邁德公司。本研究中所用質(zhì)粒包括pRTVnGFP、ZBS2-GFP、SAM1-GFP、METK3-GFP、ZBS2L-GFP、SAM5-GFP。

1.1.2 引物 本研究所用引物由生工生物科技有限公司合成，如表1所示。

1.2 試驗方法

1.2.1 水稻原生質(zhì)體亞細(xì)胞定位 利用引物92osBifcF/R、SAMS1BiFcF/R、SAMS3BiFcF/R和SAMSlikeBiFcF/R分別擴(kuò)增并純化回收目的基因ZBS2、SAM1、METK3、ZBS2L和SAM5。通過無縫克隆技術(shù)，將目的片段連接在KpnⅠ酶切后的水稻原生質(zhì)體亞細(xì)胞定位相關(guān)載體pRTVnGFP上，獲得正確的重組載體菌株ZBS2-GFP、SAM1-GFP、METK3-GFP、ZBS2L-GFP和SAM5-GFP。利用天根生化科技（北京）有限公司的無內(nèi)毒素質(zhì)粒大提試劑盒提取重組質(zhì)粒ZBS2-GFP、SAM1-GFP、METK3-GFP、ZBS2L-GFP和SAM5-GFP，并置于-20 ℃保存。

以水稻TP309幼苗為材料，參照PEG法制備水稻原生質(zhì)體，并進(jìn)行適當(dāng)修改［28］。將剝殼消毒的水稻TP309種子置于1/2MS固體培養(yǎng)基（2.15 g/L MS、10 g/L蔗糖、8 g/L 瓊脂，pH值=5.8）中，暗培養(yǎng)12～14 d。將水稻莖切片后，先置于109.302 g/L 甘露醇中平衡10 min，然后浸于酶解液（109.3 g/L 甘露醇、1.9 g/L 2-嗎啉乙磺酸、3 g/L 纖維素酶RS、7.5 g/L 離析酶 R10、1 g/L 牛血清白蛋白、0.147 g/L CaCl2·2H2O和0.03% β-巰基乙醇） 50 r/min 下酶解3.5 h。利用篩網(wǎng)過濾溶液，獲得濾液，室溫下100 g離心5 min，棄上清。加入10 mL W5（0.391 g/L 2-嗎啉乙磺酸、 0.373 g/L KCl、 9 g/L NaCl和18.4 g/L CaCl2·2H2O）潤洗沉淀，再次離心去上清。最后加入2 mL MMG（109.302 g/L 甘露醇、3.05 g/L MgCl2·6H2O和0.781 g/L 2-嗎啉乙磺酸），重懸原生質(zhì)體，并置于室溫暗處保存。

向100 μL原生質(zhì)體懸浮液中加入10 μL的 0.5 g/L 質(zhì)?；旌弦海? ∶1混合），輕搖混勻。然后，加入110 μL PEG-CaCl2溶液（145.748 g/L 甘露醇，0.4 g/L 聚乙二醇4000和0.781 g/L CaCl2·2H2O），輕彈混勻，室溫暗處轉(zhuǎn)化15 min。加入440 μL

W5溶液，上下緩慢顛倒2次，室溫下100 g離心 5 min，棄上清。加入400 μL WI 溶液（109.302 g/L 甘露醇，0.298 g/L KCl和14.702 g/L 2-嗎啉乙磺酸），重懸原生質(zhì)體，室溫培養(yǎng)12～16 h，置于激光共聚焦顯微鏡觀察。

1.2.2 野生型水稻ZH11接種PXO99A 從-80 ℃冰箱中取出菌株P(guān)XO99A，并在PSA固體培養(yǎng)基（10 g/L 胰蛋白胨，10 g/L 蔗糖，1 g/L 谷氨酸鈉，15 g/L 瓊脂）上活化，28 ℃倒置培養(yǎng)2 d。用無菌槍頭挑取單克隆菌落接種于 5 mL PSA液體培養(yǎng)基（10 g/L 胰蛋白胨、10 g/L 蔗糖、1 g/L 谷氨酸鈉）中，28 ℃、200 r/min過夜培養(yǎng)。用滅菌ddH2O將菌液濃度調(diào)至D600 nm=1.0，通過剪葉法接種ddH2O、PXO99A于生長30 d且長勢一致的野生型水稻ZH11葉片上。接種0、1、8、48 h后分別剪取5 cm水稻葉片，裝于10 mL離心管中，液氮速凍，置于 -80 ℃ 保存。

1.2.3 野生型水稻ZH11激素處理 選取生長 30 d 且長勢一致的野生型水稻ZH11，分別噴施 150 mL/盆等體積的ddH2O、0.014 47 g/L乙烯利 （ETH）、0.034 64 g/L赤霉素 （GA）、0.013 81 g/L SA和0.026 43 g/L ABA 于水稻葉片上。為使激素附著于水稻葉片上，噴施液中各加入75 μL Silwet L-77。0、1、3 h后分別剪取5 cm水稻葉片，裝于10 mL離心管中，液氮速凍，置于-80 ℃保存。

1.2.4 RT-qPCR 利用購于艾科瑞公司的SteadyPure RNA提取試劑盒提取植物總RNA，并使用賽默飛世爾科技公司的RevertAid第1鏈cDNA合成試劑盒反轉(zhuǎn)錄獲取cDNA。然后，使用諾唯贊公司的模板示蹤型染料法定量PCR檢測試劑盒配制qPCR反應(yīng)體系（所用引物見表1），分裝于96孔板中，封板并離心。置于美國伯樂公司的CFX Opus 96實時熒光定量PCR儀進(jìn)行檢測分析，反應(yīng)條件為：95 ℃ 預(yù)變性30 s；95 ℃變性10 s，60 ℃退火 30 s，循環(huán)40次。待擴(kuò)增循環(huán)結(jié)束后，進(jìn)入熔解曲線，即先升溫至95 ℃，15 s，再降溫至60 ℃，1 min，最后加熱升溫至95 ℃，15 s。最后，采用循環(huán)閾值法（CT值法，即2-ΔΔCT法）分析基因在不同處理下的相對表達(dá)水平。

1.2.5 水稻中SAMS的同源性分析 使用NCBI（https：//www.ncbi.nlm.nih.gov/）搜索并下載日本晴 （Oryza sativa Japonica Group） 中SAMS家族成員序列，運(yùn)用DNAMAN軟件對它們進(jìn)行氨基酸序列比對分析。借助MEGA 6 軟件對SAMS進(jìn)行同源分析，構(gòu)建進(jìn)化樹。

2 結(jié)果與分析

2.1 構(gòu)建SAMS家族進(jìn)化樹

SAMS對植物生長發(fā)育至關(guān)重要。本研究以水稻ZBS2的氨基酸序列為參考，發(fā)現(xiàn)水稻有多個SAMS基因，日本晴共有ZBS2、SAM1、METK3、ZBS2L、SAM5等5個SAMS基因。該結(jié)果與Ahmadizadeh等的研究結(jié)果［26］相似，區(qū)別在于本研究所鑒定的SAMS以SAM合成結(jié)構(gòu)域為基本結(jié)構(gòu)，不含此結(jié)構(gòu)域的被排除在外。序列比對發(fā)現(xiàn)它們具有高度相似性，其高度保守區(qū)間位于N端（圖 1-A）。進(jìn)化樹分析結(jié)果顯示，這5個蛋白大體分為2類：Ⅰ類包括 SAM1和METK3；Ⅱ類包括ZBS2、ZBS2L與SAM5（圖1-B）。

水稻SAMS的分子量在17.8～43.31 ku之間，等電點(diǎn) （pI） 小于7，說明SAMS蛋白為酸性蛋白。此外，這5種蛋白的親疏水性均為負(fù)值且脂肪族指數(shù)偏高，說明它們具有親水性、可接受溫度范圍較寬。SAM5不穩(wěn)定性指數(shù)Ⅱ為42.34，表明該蛋白不穩(wěn)定（Ⅱ≥40），而其余蛋白均具有較好的穩(wěn)定性（表2）。

2.2 SAMS蛋白定位位置

為確定SAMS蛋白在水稻細(xì)胞內(nèi)的定位，筆者將目的片段ZBS2、SAM1、METK3、ZBS2L、SAM5與gfp序列融合的瞬時表達(dá)載體，轉(zhuǎn)化水稻原生質(zhì)體，用激光共聚焦顯微鏡觀察綠色熒光信號。結(jié)果顯示，在轉(zhuǎn)入空載GFP的水稻細(xì)胞中，綠色熒光分布于整個細(xì)胞上。重組質(zhì)粒ZBS2-GFP、SAM1-GFP、METK3-GFP、ZBS2L-GFP和SAM5-GFP轉(zhuǎn)入水稻細(xì)胞內(nèi)，綠色熒光分布與空載GFP沒有明顯差異，表明這5種SAMS蛋白在水稻細(xì)胞中無特異性定位，均存在于細(xì)胞質(zhì)、細(xì)胞膜和細(xì)胞核中（圖2），與其他生物中的SAMS定位相似［25，29］。

2.3 Xoo侵染改變水稻葉片SAMS基因的表達(dá)水平

利用Xoo菌株P(guān)XO99A侵染野生型水稻ZH11，分別于0、1、8、48 h后取樣，提取RNA，然后RT-qPCR分析SAMS基因表達(dá)變化（圖3）。與對照（接種水）相比，Xoo侵染顯著抑制了ZBS2基因的表達(dá)（圖3-A）。Xoo侵染1 h后幾乎檢測不到ZBS2的mRNA，8 h后雖然有所回升，但仍處于較低狀態(tài)，且一直低于對照。SAM1的mRNA水平僅在接種后 1 h 極顯著低于水處理，8 h與水處理相近，但在接

種后期極顯著高于水處理。這暗示Xoo侵染先抑制水稻SAM1表達(dá)，然后在侵染后期誘導(dǎo)該基因表達(dá)（圖3-B）。在0～48 h期間，Xoo侵染明顯上調(diào)了METK3表達(dá)（圖3-C）。ZBS2L的表達(dá)量顯著高于對照，僅在侵染8 h無顯著差異（圖3-D），說明Xoo侵染可誘導(dǎo)該基因表達(dá)。SAM5的RNA水平在侵染后均顯著低于對照，但隨著侵染時間的增加，差異性逐漸縮小，說明該基因表達(dá)受Xoo負(fù)調(diào)控。綜上所述，水稻中5個SAMS基因可能均參與水稻抗病響應(yīng)，但各個基因的具體作用可能是不一樣的，有的可能正調(diào)控水稻抗性（如METK3、ZBS2L），有的可能負(fù)調(diào)控水稻抗性（如ZBS2、SAM5）。

2.4 ETH、GA、SA和ABA調(diào)控水稻SAMS基因表達(dá)

外源激素可通過調(diào)控植物體內(nèi)部分基因的表達(dá)，進(jìn)而影響酶活性，達(dá)到調(diào)節(jié)植物生長、耐受性等目的［30-31］。本研究采用同一濃度的ETH、GA、SA和ABA處理野生型水稻ZH11葉片，并通過 RT-qPCR 檢測了處理后不同時間點(diǎn)水稻葉片中SAMS基因表達(dá)的變化情況。

由圖4-A可知，在不同激素處理下ZBS2基因的表達(dá)變化表現(xiàn)出明顯的差異性。與水處理相比，ETH、SA和ABA處理降低了ZBS2的表達(dá)量。具體而言，ETH和ABA處理后ZBS2表達(dá)量隨著處理時間的推移而逐漸降低。但SA處理后ZBS2表達(dá)量變化不是特別明顯。GA處理后ZBS2轉(zhuǎn)錄水平呈現(xiàn)先增加后降低的特征。這表明ETH和ABA對ZBS2基因表達(dá)具有顯著的抑制作用，而GA可能在處理早期快速促進(jìn)ZBS2的表達(dá)。ETH、GA和SA處理后SAM1表達(dá)量均顯著低于水處理，說明這些激素抑制了該基因的表達(dá)。但ABA處理下，SAM1基因在1 h表現(xiàn)出較高的表達(dá)量，隨后表達(dá)量逐漸下降，并顯著低于水處理組（圖4-B）。這一變化表明，ABA在調(diào)控SAM1基因的表達(dá)上可能具有一定的時效性。ETH和ABA處理顯著抑制了METK3表達(dá)，而GA和SA處理則顯著上調(diào)METK3表達(dá)（圖4-C）。該結(jié)果暗示，ETH和ABA可能通過抑制METK3的表達(dá)，干擾其相關(guān)的代謝途徑，而GA和SA則可能通過激活該基因的表達(dá)，促進(jìn)其代謝產(chǎn)物的合成。由圖4-D分析可知，ETH和SA處理后ZBS2L基因的表達(dá)量明顯低于水處理；ABA處理后1 h該基因表達(dá)量顯著高于對照，隨后才逐漸降低；GA處理后ZBS2L的表達(dá)水平在初期顯著低于水處理，隨后逐漸上升，與ABA作用效果正好相反。ETH、GA和SA處理后SAM5基因表達(dá)量均顯著低于水處理。與水處理相比，在ABA處理后1 h時SAM5表達(dá)量較低，而在3 h后顯著高于水處理（圖4-E）。這表明ABA可顯著促進(jìn)SAM5的表達(dá)，但響應(yīng)速度較慢。綜上所述，不同外源激素（ETH、GA、SA、ABA）對水稻SAMS基因的表達(dá)均具有顯著的調(diào)控作用。

3 討論與結(jié)論

SAM在植物中參與多種重要生物途徑，包括ET和多胺等的生物合成、甲硫氨酸代謝、轉(zhuǎn)甲基化和轉(zhuǎn)硫化等［21，32］。作為植物體內(nèi)合成SAM的關(guān)鍵酶，SAMS由一個多基因家族編碼，不同植物中的SAMS基因具有不同的表達(dá)模式，且其生理功能也存在差異。氨基酸多序列比對和系統(tǒng)進(jìn)化樹分析（圖1）表明，水稻的ZBS2、SAM1、METK3、ZBS2L、SAM5蛋白具有高度的同源性，可能具有相似的生理生化功能。此外，這5種蛋白具有相似的理化性質(zhì)，包括酸性、親水性強(qiáng)，以及較寬的適用溫度范圍等（表2）。ZBS2、SAM1、METK3、ZBS2L和SAM5在水稻細(xì)胞中并未表現(xiàn)出特異性定位，均存在于細(xì)胞質(zhì)、細(xì)胞膜和細(xì)胞核中（圖2），這表明SAMS可能在細(xì)胞內(nèi)的多個部位發(fā)揮著功能。

有研究表明，植物SAMS受外界脅迫因子調(diào)控，并在植物免疫反應(yīng)中發(fā)揮作用。水稻矮縮?。╮ice dwarf virus，RDV） 侵染可誘導(dǎo)水稻SAM1基因的表達(dá)，增加SAM1蛋白含量，從而誘導(dǎo)誘導(dǎo)ET的合成，增強(qiáng)水稻感病性［33］。因此，ET通常被認(rèn)為是促進(jìn)植物感病性或加劇病害的信號分子。但是，針對不同病原物，同一個基因在免疫應(yīng)答中的功能可能不同。例如，SAM1基因缺失同樣會削弱水稻對稻瘟病的抗性，但能增強(qiáng)水稻對矮縮病的抗性［25，33］。本試驗發(fā)現(xiàn)，接種Xoo后水稻ZBS2和SAM5基因的表達(dá)量明顯下調(diào)，METK3和ZBS2L的表達(dá)量明顯上調(diào)，SAM1表達(dá)量則先下調(diào)后上調(diào)（圖3）。這與RDV處理的結(jié)果較為一致，這表明ZBS2和SAM5可能通過激活與免疫反應(yīng)相關(guān)的基因，增強(qiáng)水稻的免疫能力，而SAM1、METK3和ZBS2L則可能通過抑制免疫相關(guān)通路，削弱水稻的免疫能力，從而增加Xoo的侵染率。

作為植物免疫的重要調(diào)節(jié)因子，植物激素水平變化能夠調(diào)節(jié)免疫系統(tǒng)，保護(hù)植物免受病原菌侵害。病原菌與植物互作方式不同，導(dǎo)致不同激素對植物抗病性的影響也存在差異。在小麥中，ET的生物合成能夠增強(qiáng)其對小麥白粉病菌（Blumeria graminis）的抗性［34］。然而，OsEDR1基因的過表達(dá)雖然正調(diào)控ET合成，但會降低水稻對Xoo的防御能力［35］。此外，GA失活酶EUI負(fù)調(diào)控GA水平和水稻抗病性，說明GA可能抑制水稻抗病力［36］。SA通過上調(diào)煙草PR1a、PAL等抗病相關(guān)基因表達(dá)，從而增強(qiáng)煙草對煙草花葉病毒的抗性［37］。同時，SA激活的WRKY轉(zhuǎn)錄因子正調(diào)控植物對丁香假單胞桿菌的抗性，但負(fù)調(diào)控植物對灰霉菌（Botrytis cinerea）的抗性［38］。在擬南芥中，VQ1過表達(dá)提高植物ABA水平，增強(qiáng)植物抗病性［39］。然而，ABA的信號傳導(dǎo)也可負(fù)調(diào)控擬南芥的防御基因表達(dá)，削弱植物對黃瓜萎蔫菌的抗性，其中許多防御基因也受ET調(diào)控［40］。不同植物激素信號之間相互作用，介導(dǎo)植物脅迫反應(yīng)。例如，GA通過降解DELLA蛋白來影響ET信號通路，SA可通過降低ACC和ACC合成

酶活性來減少植物ET的合成，ABA則可以抑制擬南芥ACS4和ACS8的轉(zhuǎn)錄來抑制ET的合成［41-45］。本研究發(fā)現(xiàn)，外源激素ET、SA和ABA能夠下調(diào)ZBS2的表達(dá)（圖4-A），表明這3種激素可能通過抑制ZBS2的表達(dá)，影響ET的合成。作為ET合成的正調(diào)控因子，SAM1的表達(dá)受到ET、GA和SA的負(fù)調(diào)控（圖4-B），這暗示ET、GA和SA可能通過抑制ET的合成，進(jìn)而影響植物的抗病性［25］。此外，ET和ABA可負(fù)調(diào)控METK3的轉(zhuǎn)錄水平，而GA和SA則表現(xiàn)出相反的調(diào)控作用（圖4-C），這表明ET、ABA與GA、SA之間可能存在拮抗作用。同時，ET和SA通過抑制ZBS2L和SAM5的表達(dá)，從而影響植物的抗病性。

總之，外源激素能夠調(diào)控水稻SAMS基因的表達(dá)，影響植物ET的合成和抗病性。盡管這些結(jié)果為理解SAMS在水稻中的作用提供了重要的研究依據(jù)，但外源激素是否通過調(diào)控SAMS基因的表達(dá)來影響植物的免疫反應(yīng)，仍需進(jìn)一步的研究。

參考文獻(xiàn)：

［1］Zhou J M，Zhang Y L. Plant immunity：danger perception and signaling［J］. Cell，2020，181（5）：978-989.

［2］Mur L A J，Kenton P，Atzorn R，et al. The outcomes of concentration-specific interactions between salicylate and jasmonate signaling include synergy，antagonism，and oxidative stress leading to cell death［J］. Plant Physiology，2006，140（1）：249-262.

［3］Zheng L J，Yang P，Niu Z J，et al. Dissecting in vivo responses of phytohormones to Alternaria solani infection reveals orchestration of JA-and ABA-mediated antifungal defenses in potato［J］. Horticulture Research，2022，9：uhac188.

［4］Thomas-Sharma S，Abdurahman A，Ali S，et al. Seed degeneration in potato：the need for an integrated seed health strategy to mitigate the problem in developing countries［J］. Plant Pathology，2016，65（1）：3-16.

［5］Ha S T T，Kim Y T，Yeam I，et al. Molecular dissection of rose and Botrytis cinerea pathosystems affected by ethylene［J］. Postharvest Biology amp; Technology，2022，194：112104.

［6］夏 婧，饒玉春，曹丹蕓，等. 水稻中乙烯生物合成關(guān)鍵酶OsACS和OsACO調(diào)控機(jī)制研究進(jìn)展［J］. 植物學(xué)報，2024，59（2）：291-301.

［7］Fontecave M，Atta M，Mulliez E. S-adenosylmethionine：nothing goes to waste［J］. Trends in Biochemical Sciences，2004，29（5）：243-249.

［8］Shen B J，Li C J，Tarczynski M C. High free-methionine and decreased lignin content result from a mutation in the Arabidopsis S-adenosyl-L-methionine synthetase 3 gene［J］. The Plant Journal，2002，29（3）：371-380.

［9］Roje S. S-adenosyl-L-methionine：beyond the universal methyl group donor［J］. Phytochemistry，2006，67（15）：1686-1698.

［10］Bistulfi G，Diegelman P，F(xiàn)oster B A，et al. Polyamine biosynthesis impacts cellular folate requirements necessary to maintain S-adenosylmethionine and nucleotide pools［J］. The FASEB Journal，2009，23（9）：2888-2897.

［11］Corpas F J，del Río L A，Palma J M. Plant peroxisomes at the crossroad of NO and H2O2 metabolism［J］. Journal of Integrative Plant Biology，2019，61（7）：803-816.

［12］Agudelo-Romero P，Bortolloti C，Pais M S，et al. Study of polyamines during grape ripening indicate an important role of polyamine catabolism［J］. Plant Physiology and Biochemistry，2013，67：105-119.

［13］Gholizadeh F，Mirzaghaderi G. Genome-wide analysis of the polyamine oxidase gene family in wheat （Triticum aestivum L.） reveals involvement in temperature stress response［J］. PLoS One，2020，15（8）：e0236226.

［14］Heidari P，Mazloomi F，Nussbaumer T，et al. Insights into the SAM synthetase gene family and its roles in tomato seedlings under abiotic stresses and hormone treatments［J］. Plants，2020，9（5）：586.

［15］才曉溪，沈 陽，胡冰霜，等. 過表達(dá)野生大豆S-腺苷甲硫氨酸合成酶基因GsSAMS提高水稻耐鹽堿性［J］. 核農(nóng)學(xué)報，2022，36（1）：50-56.

［16］García M J，Lucena C，Romera F J，et al. Ethylene and nitric oxide involvement in the up-regulation of key genes related to iron acquisition and homeostasis in Arabidopsis［J］. Journal of Experimental Botany，2010，61（14）：3885-3899.

［17］Ji D C，Cui X M，Qin G Z，et al. SlFERL interacts with S-adenosylmethionine synthetase to regulate fruit ripening［J］. Plant Physiology，2020，184（4）：2168-2181.

［18］Mao D D，Yu F，Li J，et al. FERONIA receptor kinase interacts with S-adenosylmethionine synthetase and suppresses S-adenosylmethionine production and ethylene biosynthesis in Arabidopsis［J］. Plant，Cell amp; Environment，2015，38（12）：2566-2574.

［19］Chen Y，Xu Y Y，Luo W，et al. The F-box protein OsFBK12 targets OsSAMS1 for degradation and affects pleiotropic phenotypes，including leaf senescence，in rice［J］. Plant Physiology，2013，163（4）：1673-1685.

［20］Ahmed I M，Nadira U A，Qiu C W，et al. The barley S-adenosylmethionine synthetase 3 gene HvSAMS3 positively regulates the tolerance to combined drought and salinity stress in Tibetan wild barley［J］. Cells，2020，9（6）：1530.

［21］Chen Y，Zou T，McCormick S. S-adenosylmethionine synthetase 3 is important for pollen tube growth［J］. Plant Physiology，2016，172（1）：244-253.

［22］Lajeunesse G，Roussin-Léveillée C，Boutin S，et al. Light prevents pathogen-induced aqueous microenvironments via potentiation of salicylic acid signaling［J］. Nature Communications，2023，14（1）：713.

［23］Seo S，Mitsuhara I，F(xiàn)eng J，et al. Cyanide，a coproduct of plant hormone ethylene biosynthesis，contributes to the resistance of rice to blast fungus （Article）［J］. Plant Physiology，2011，155（1）：502-514.

［24］Seong E S，Jeon M R，Choi J H，et al. Overexpression of S-adenosylmethionine synthetase enhances tolerance to cold stress in tobacco［J］. Russian Journal of Plant Physiology，2020，67（2）：242-249.

［25］楊德衛(wèi)，王 勛，鄭星星，等. OsSAMS1在水稻稻瘟病抗性中的功能研究［J］. 作物學(xué)報，2022，48（5）：1119-1128.

［26］Ahmadizadeh M，Chen J T，Hasanzadeh S，et al. Insights into the genes involved in the ethylene biosynthesis pathway in Arabidopsis thaliana and Oryza sativa［J］. Journal of Genetic Engineering and Biotechnology，2020，18（1）：62.

［27］Hopkins C M，White F F，Choi S H，et al. Identification of a family of avirulence genes from Xanthomonas oryzae pv. oryzae［J］. Molecular Plant-Microbe Interactions，1992，5（6）：451-459.

［28］賴葉林，賀瑩，李欣欣，等. 一種植物原生質(zhì)體分離與瞬時轉(zhuǎn)化的方法［J］. 植物生理學(xué)報，2020，56（4）：895-903.

［29］Musabyimana J P，Distler U，Sassmannshausen J，et al. Plasmodium falciparum S-adenosylmethionine synthetase is essential for parasite survival through a complex interaction network with cytoplasmic and nuclear proteins［J］. Microorganisms，2022，10（7）：1419.

［30］Wang C，Zhang J，Li J，et al. Exogenous methyl jasmonate regulates endogenous hormone synthesis of soilless cultivated Chinese chive to promote growth physiology and photosynthesis［J］. Scientia Horticulturae，2024，327：112861.

［31］Shyu C，Brutnell T P. Growth-defence balance in grass biomass production：the role of jasmonates［J］. Journal of Experimental Botany，2015，66（14）：4165-4176.

［32］Sauter M，Moffatt B，Saechao M C，et al. Methionine salvage and S-adenosylmethionine：essential links between sulfur，ethylene and polyamine biosynthesis［J］. Biochemical Journal，2013，451（2）：145-154.

［33］Zhao S S，Hong W，Wu J G，et al. A viral protein promotes host SAMS1 activity and ethylene production for the benefit of virus infection［J］. eLife，2017，6：e27529.

［34］Zheng H Y，Dong L L，Han X Y，et al. The TuMYB46L-TuACO3 module regulates ethylene biosynthesis in einkorn wheat defense to powdery mildew［J］. The New Phytologist，2020，225（6）：2526-2541.

［35］Shen X L，Liu H B，Yuan B，et al. OsEDR1 negatively regulates rice bacterial resistance via activation of ethylene biosynthesis［J］. Plant，Cell amp; Environment，2011，34（2）：179-191.

［36］Yang D L，Li Q，Deng Y W，et al. Altered disease development in the eui mutants and Eui overexpressors indicates that gibberellins negatively regulate rice basal disease resistance［J］. Molecular Plant，2008，1（3）：528-537.

［37］Basit A，F(xiàn)arhan M，Mo W D，et al. Enhancement of resistance by poultry manure and plant hormones （salicylic acid amp; citric acid） against tobacco mosaic virus［J］. Saudi Journal of Biological Sciences，2021，28（6）：3526-3533.

［38］Kim C Y，Song H，Lee Y H. Ambivalent response in pathogen defense：a double-edged sword？［J］. Plant Communications，2022，3（6）：100415.

［39］Liu S F，Wang Z C，Wu J，et al. The poplar VQ1 gene confers salt tolerance and pathogen resistance in transgenic Arabidopsis plants via changes in hormonal signaling［J］. G3 （Genes Genomes Genetics），2022，12（4）：jkac004.

［40］Sánchez-Vallet A，López G，Ramos B，et al. Disruption of abscisic acid signaling constitutively activates Arabidopsis resistance to the necrotrophic fungus Plectosphaerella cucumerina［J］. Plant Physiology，2012，160（4）：2109-2124.

［41］Achard P，Vriezen W H，van der Straeten D，et al. Ethylene regulates Arabidopsis development via the modulation of DELLA protein growth repressor function［J］. The Plant Cell，2003，15（12）：2816-2825.

［42］Achard P，Cheng H，De Grauwe L，et al. Integration of plant responses to environmentally activated phytohormonal signals［J］. Science，2006，311（5757）：91-94.

［43］Khan I R M，F(xiàn)atma M，Per T S，et al. Salicylic acid-induced abiotic stress tolerance and underlying mechanisms in plants［J］. Frontiers in Plant Science，2015，6（6）：462.

［44］Dong Z J，Yu Y W，Li S H，et al. Abscisic acid antagonizes ethylene production through the ABI4-mediated transcriptional repression of ACS4 and ACS8 in Arabidopsis ［J］. Molecular Plant，2016，9（1）：126-135.

［45］Khan S，Alvi A F，Saify S，et al. The ethylene biosynthetic enzymes，1-aminocyclopropane-1-carboxylate （ACC） synthase （ACS） and ACC oxidase （ACO）：the less explored players in abiotic stress tolerance［J］. Biomolecules，2024，14（1）：90.