3種方法制備的龜甲膠的理化與結(jié)構(gòu)特性比較

于夢潔，南海軍*，張業(yè)輝，趙甜甜，焦文娟，楊春麗，陳曉瑛

（1.廣東藥科大學(xué)中藥學(xué)院，廣東廣州 510006）（2.廣東省農(nóng)業(yè)科學(xué)院蠶業(yè)與農(nóng)產(chǎn)品加工研究所，農(nóng)業(yè)農(nóng)村部功能食品重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室，廣東省農(nóng)產(chǎn)品加工重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室，廣東廣州 510610）（3.嶺南現(xiàn)代農(nóng)業(yè)科學(xué)與技術(shù)廣東省實(shí)驗(yàn)室，廣東廣州 510642）（4.廣東省農(nóng)業(yè)科學(xué)院水產(chǎn)研究所，廣東廣州 510645）

明膠（Glutin）是一種通過水解動(dòng)物皮膚、軟骨骨骼和肌腱中膠原蛋白得到的水溶性天然高分子聚合物。明膠提取通常包括兩個(gè)步驟，即明膠化和熱提取，膠原明膠化是指通過一定的作用力破壞膠原穩(wěn)定的三螺旋結(jié)構(gòu)，明膠化程度對明膠的物理和化學(xué)結(jié)構(gòu)有很大的影響[1]。在膠原蛋白轉(zhuǎn)化為明膠時(shí)，膠原蛋白分子間和分子內(nèi)鍵、肽鍵被破壞，提取條件越劇烈，多肽鍵的水解度就越大[2]。明膠溶于熱水，冷卻后可形成凝膠，提取明膠的凝膠特性不同的原因是脯氨酸和羥脯氨酸含量的不同。我國明膠生產(chǎn)采用的主要方法有酸堿法和酶法。酸堿法需要排放大量廢水污染物，污染環(huán)境。于淑池等[3]利用酶法從金鯧魚魚骨中提取明膠，通過正交試驗(yàn)確定了最佳提取工藝，其中酶解溫度45 ℃、酶解pH值6.5、加酶量4.0%，此法提取率為21.87%。曾小芳等[4]利用超聲輔助酶法從豬骨中提取骨明膠，明膠得率顯著提高。膠原是一種結(jié)構(gòu)蛋白，只有高溫、酸、堿或膠原酶才能使膠原發(fā)生分子內(nèi)分解。膠原間的交聯(lián)都是在膠原分子末端的1/4處，而木瓜蛋白酶的作用位點(diǎn)也在這一位置[5]。

石金錢龜，又名黃喉擬水龜、黃板龜?shù)?，是傳統(tǒng)的藥用、食用品種，廣東省內(nèi)多地有養(yǎng)殖。龜甲，為龜?shù)母稍锔辜准氨臣?，是傳統(tǒng)的名貴中藥材，含有豐富的膠原蛋白。龜甲膠是一種類似于明膠的塊狀制品，由龜甲經(jīng)過前處理后，經(jīng)煎煮、過濾、濃縮和干燥后得到的膠塊，其主要成分也是膠原蛋白。龜甲膠性涼，味咸、甘，具有滋陰潛陽、益腎健骨、養(yǎng)血補(bǔ)心、補(bǔ)血活血的功效[6]。龜甲膠多用于食品，其傳統(tǒng)的提取工藝提取率低且耗時(shí)較長。一些研究改常壓提取為高溫高壓提取，有利于膠原蛋白的提取，出膠率高于傳統(tǒng)工藝[7]。龜甲膠的產(chǎn)品性質(zhì)和其他明膠相比有很大的差別，目前，關(guān)于龜甲膠的凝膠強(qiáng)度、流變學(xué)特性等方面也少有研究。因此，本研究從龜甲膠性質(zhì)出發(fā)，探究冷凝回流法、高溫高壓法、酶法聯(lián)合高溫高壓處理三種提取方式對龜甲膠蛋白含量、色澤、氨基酸組成、凝膠強(qiáng)度、流變學(xué)特性等理化性質(zhì)的影響，旨在為龜甲膠產(chǎn)業(yè)開發(fā)利用提供一定的理論參考。

1 材料與方法

1.1 原料與試劑

龜甲，購自于廣東云浮市完璧金錢龜養(yǎng)殖有限公司；木瓜蛋白酶（2 000 U/mg），購自于生工生物工程有限公司；硫酸、鹽酸等其他試劑均為國產(chǎn)分析純。

1.2 儀器與設(shè)備

Kjeltec 8400全自動(dòng)凱氏定氮儀，福斯（FOSS）分析儀器公司；AR-1500 EX流變儀，美國TA公司；TA-XT Plus物性分析儀，英國Stable Micro Systems公司；Nicolet IS50-Nicolet Continuum傅里葉變換紅外光譜儀，賽默飛世爾科技公司；S-3400N掃描電子顯微鏡，日本Hitachi公司；L-8900全自動(dòng)氨基酸分析儀，日本Hitachi公司；PB-10臺式pH計(jì)，德國Sartorius公司；Zeta電位儀（Zetasizer Nano ZSE），英國馬爾文帕納科公司；CR-400手持式色差儀，日本Konica-Minolta公司。

1.3 實(shí)驗(yàn)方法

1.3.1 龜甲膠的制備

1.3.1.1 高溫高壓煎煮制備

將粉碎后的龜甲精密稱取100 g，固定料液比為1:5（龜甲重量與水體積比為1:5），使用高壓鍋進(jìn)行煎煮，煎煮兩次，每次3 h，趁熱過濾分離，真空抽濾得到濾液，收集等待濃縮。將收集的濾液加熱濃縮，期間不斷攪拌，防止焦化，然后將膠液倒入事先稱重過的凝膠盤內(nèi)，在烘箱內(nèi)干燥24 h，溫度設(shè)為60 ℃，再于干燥器內(nèi)放置兩天，即得高溫高壓法制備的龜甲膠（Tortoise Shell Glue Prepared By High Temperature And High Pressure Method，HTSG）。

1.3.1.2 冷凝回流制備

將粉碎后的龜甲精密稱取100 g，固定料液比為1:5（龜甲質(zhì)量與水體積比為1:5），100 ℃加熱冷凝回流提取兩次，每次3 h，達(dá)到時(shí)間后停止加熱，倒出提取液，后續(xù)操作同1.3.1.1，即得回流法制備的龜甲膠（Tortoise Shell Glue Prepared By Condensation Reflux Method，RTSG）。

1.3.1.3 酶法聯(lián)合高溫高壓處理制備

將粉碎后的龜甲精密稱取100 g，根據(jù)4 000 U/g加入木瓜蛋白酶，固定料液比為1:5（龜甲質(zhì)量與水體積比為1:5），在50 ℃、pH值為7的條件下酶解1.5 h，然后將酶解產(chǎn)物轉(zhuǎn)入高壓鍋中進(jìn)行煎煮，煎煮兩次，每次3 h，趁熱過濾分離，后續(xù)操作同1.3.1.1，即得酶法制備的龜甲膠（Enzymatic Tortoise Shell Glue Prepared by the Combination of Enzymatic as Well as High Temperature and High Pressure Method，ETSG）。

1.3.2 龜甲膠得率及蛋白含量測定

龜甲膠得率計(jì)算見下式：

式中：

Y——龜甲膠得率，%；

m1——龜甲膠干質(zhì)量，g；

m0——龜甲粉質(zhì)量，g。

參考GB 5009.5-2016，膠原蛋白含量采用凱式定氮法測定，稱取固體樣品0.1 g至消化管中，依次加入10 mL硫酸、消化片，置于消化爐進(jìn)行消化，升溫至420 ℃后，消化2.5 h，待其冷卻于蛋白質(zhì)分析儀上測定。

1.3.3 龜甲膠氨基酸組成分析

參考GB 5009.124-2016，稱取20 mg龜甲膠樣品于水解管中，加入6 mol/L的鹽酸溶液5 mL，充氮后封管。在110 ℃油浴中水解22 h，拿出冷卻到室溫，過濾，取1 mL濾液60 ℃油浴脫酸，再加入1 mL超純水油浴蒸干兩次，加入緩沖液稀釋10倍，混合均勻后用針管吸取少量，經(jīng)0.22 μm有機(jī)濾膜過濾，全自動(dòng)氨基酸分析儀檢測。

1.3.4 龜甲膠色度的測定

配制6.67%（m/V）的龜甲膠溶液，使用手持式色差儀測定龜甲膠的色澤。

1.3.5 龜甲膠Zeta電位的測量

參考杜翰[8]的方法，每組分別制備5 mg/mL的龜甲膠溶液，并用蒸餾水稀釋至0.5 mg/mL，使用1 mol/L NaOH和1 mol/L HCl溶液將pH值調(diào)節(jié)為3.0、5.0、7.0和9.0，然后將樣品加到毛細(xì)管Zeta池中，使用Zeta電位儀測其Zeta電位。

1.3.6 龜甲膠凝膠強(qiáng)度測定

配制6.67%的龜甲膠溶液，在室溫下充分溶脹1 h，60 ℃水浴加熱30 min至完全溶解，冷卻后放入4 ℃冰箱，并在此溫度保持16～18 h，立即取出測定其凝膠強(qiáng)度。選用P05的探頭，觸發(fā)點(diǎn)負(fù)載為5 g，下壓速率1 mm/s，下壓距離4 mm，測后速率2 mm/s，測定三次，計(jì)算平均值。

1.3.7 龜甲膠流變性質(zhì)的測定

1.3.7.1 粘彈性

參考Abdelmalek等[9]的方法，配制質(zhì)量分?jǐn)?shù)為6.67%的龜甲膠溶液，使用40 mm平板夾具，在25 ℃，剪切速率0.1～100 rad/s，應(yīng)變0.5%的條件下進(jìn)行動(dòng)態(tài)頻率掃描。

1.3.7.2 表觀粘度

參考Huang等[10]的方法，使用40 mm平板夾具，在25 ℃，剪切速率為0.01～100 rad/s的條件下進(jìn)行表觀粘度的測定。

1.3.7.3 溫度掃描

參考Sha等[11]的方法，使用流變儀溫度掃描模式測定龜甲膠的膠凝溫度和熔化溫度。溫度變化分為三個(gè)部分，分別為降溫、恒溫和升溫，其中降溫階段為40～4 ℃，在4 ℃保持5 min，升溫階段為4～40 ℃，頻率為1 Hz，應(yīng)變?yōu)? Pa，冷卻和加熱速率為2 ℃/min。繪制儲能模量（G'）和損耗模量（G″）隨溫度變化的曲線。

1.3.8 傅里葉變換紅外光譜

取適量樣品，在干燥燈下與KBr充分研磨成粉末狀，在壓片機(jī)中手動(dòng)壓片，將壓片后樣品置于樣品室內(nèi)測定分析。掃描范圍為4 000～500 cm-1，分辨率為2 cm-1。

1.3.9 掃描電鏡觀察

將凍干后的龜甲膠樣品粘于導(dǎo)電膠上，二氧化碳干燥，離子噴射儀噴金，掃描電子顯微鏡在15 kV的加速電壓下觀察樣品微觀結(jié)構(gòu)。

1.3.10 數(shù)據(jù)分析

采用SPSS 24對數(shù)據(jù)進(jìn)行數(shù)據(jù)處理，結(jié)果以平均值±標(biāo)準(zhǔn)偏差的形式表示，采用Duncan多重檢驗(yàn)法進(jìn)行顯著性分析，使用Origin 2021進(jìn)行分析和繪圖。

2 結(jié)果與討論

2.1 不同提取方法對龜甲膠得率及蛋白含量的影響

如圖1所示，RTSG、HTSG和ETSG的得率分別為8.69%、12.28%和12.80%，蛋白含量分別為59.53%、74.45%和77.57%（wt%）。與RTSG相比，HTSG和ETSG的得率及蛋白含量顯著增大（P＜0.05），表明高溫高壓法比冷凝回流法得到的龜甲膠得率和蛋白含量高；與HTSG相比，ETSG蛋白含量也顯著增大（P＜0.05），這可能是由于膠原蛋白分子連接緊密，木瓜蛋白酶可以切除膠原分子末端肽，導(dǎo)致膠原蛋白的三螺旋結(jié)構(gòu)被破壞，有利于膠原蛋白的提取[12]。在鄭潔[13]的研究中，龜甲膠對照藥材的膠原蛋白含量為79.62%，HTSG、ETSG的蛋白含量與之接近，而RTSG偏低，這可能是由于回流法提取不徹底，可增加提取時(shí)間使龜甲膠提取完全。

圖1 不同提取方法對龜甲膠得率及蛋白含量的影響Fig.1 Effects of different extraction methods on the protein content and yield of tortoise shell glue

2.2 不同提取方法對龜甲膠水解氨基酸組成的影響

三種方法提取的龜甲膠氨基酸組成分析見表1。由表1可知，三種方法提取的龜甲膠有著極為相似的氨基酸組成，甘氨酸的含量最高，這是因?yàn)辇敿啄z來源于膠原蛋白，甘氨酸存在于其三螺旋結(jié)構(gòu)序列的每三個(gè)殘基[14]。此外龜甲膠的氨基酸組成有一個(gè)特點(diǎn)，即含有脯氨酸和羥脯氨酸（亞氨基酸），羥脯氨酸和脯氨酸是膠原蛋白獨(dú)有的[15]，脯氨酸是僅次于甘氨酸的第二豐富的氨基酸，羥脯氨酸經(jīng)鹽酸水解后轉(zhuǎn)變?yōu)楦彼?，因此結(jié)果中顯示的脯氨酸即為亞氨基酸含量[16]。高溫提取會導(dǎo)致膠原蛋白分子的部分氨基酸被水解，酶解也會切除膠原蛋白末端肽，導(dǎo)致亞氨基酸含量降低[17]。亞氨基酸含量較高的龜甲膠表現(xiàn)出更好的粘彈性和更強(qiáng)的凝膠結(jié)構(gòu)[18]。

2.3 不同提取方法對龜甲膠色澤的影響

龜甲膠的色度分析結(jié)果如表2所示，L*表示樣品亮度，a*表示紅綠色差，b*表示藍(lán)黃色差，RTSG與HTSG的L*值顯著高于ETSG（P＜0.05），表明與ETSG相比，RTSG和HTSG的顏色偏亮、偏白，ETSG相比RTSG和HTSG有更低的b*值，表明其顏色為偏黃[19]，與所測結(jié)果一致。

表2 不同方法提取對龜甲膠氨基酸的影響Table 2 Effects of different extraction methods on amino acids of tortoiseshell glue

2.4 不同提取方法對龜甲膠Zeta電位的影響

不同方法提取的龜甲膠的Zeta電位隨pH值的變化如圖2所示，龜甲膠溶液在其等電點(diǎn)處凈電荷為零[20]。由結(jié)果可知，RTSG、HTSG、ETSG的等電點(diǎn)分別為4.8、4.7、4.6。在低于等電點(diǎn)的pH值下，所有龜甲膠樣品都被質(zhì)子化，這導(dǎo)致龜甲膠產(chǎn)生凈正電荷，另一方面，龜甲膠分子去質(zhì)子化并在高于其等電點(diǎn)的pH值時(shí)帶負(fù)電[21]。RTSG、HTSG、ETSG的等電點(diǎn)處于酸性pH值，這可能是谷氨酸和天冬氨酸導(dǎo)致的，谷氨酸和天冬氨酸在高溫下由谷氨酰胺和天冬酰胺分別水解而來，所以等電點(diǎn)值降低[22]。

圖2 不同提取方法對龜甲膠Zeta電位的影響Fig.2 Effects of different extraction methods on Zeta potential of tortoise shell glue

2.5 不同提取方法對龜甲膠凝膠強(qiáng)度的影響

凝膠強(qiáng)度是評價(jià)明膠的重要指標(biāo)，提取溫度對明膠的凝膠強(qiáng)度有顯著影響，提取溫度越高，膠原亞基組分被分解，凝膠強(qiáng)度就會降低[23]。龜甲膠樣品的凝膠強(qiáng)度如圖3所示，RTSG凝膠強(qiáng)度達(dá)到最大值93.29 g，這可能是因?yàn)楦邷馗邏悍ū壤淠亓鞣ㄌ崛〉臏囟雀?，隨著溫度的升高，龜甲膠分子發(fā)生降解，分子鏈變短，所以HTSG、ETSG的凝膠體系內(nèi)部作用力變小，凝膠強(qiáng)度降低[24]。ETSG凝膠強(qiáng)度最低，這可能是由于木瓜蛋白酶破壞了膠原蛋白的非螺旋區(qū)，導(dǎo)致三螺旋結(jié)構(gòu)松散，小分子成分含量高，凝膠強(qiáng)度低[25]。

圖3 不同提取方法對龜甲膠凝膠強(qiáng)度的影響Fig.3 Effects of different extraction methods on the gel strength of tortoise shell glue

2.6 不同提取方法對龜甲膠流變學(xué)特性的影響

2.6.1 不同提取方法對龜甲膠粘彈性的影響

龜甲膠溶液具有一定的粘彈性，G'表示儲能模量，G″表示損耗模量。如圖4所示，隨著頻率的增大，三種龜甲膠的G'和G″都呈上升的趨勢，與HTSG、ETSG相比，RTSG的G'和G″較高，這可能是由于提取溫度高，反應(yīng)條件劇烈，導(dǎo)致凝膠網(wǎng)絡(luò)的內(nèi)部交聯(lián)度降低，G'和G″降低，所以HTSG和ETSG的G'和G″較低，說明龜甲膠的內(nèi)部交聯(lián)強(qiáng)，凝膠穩(wěn)定性好[26]。

圖4 不同提取方法對龜甲膠粘彈性的影響Fig.4 Effects of different extraction methods on the viscoelasticity of tortoise shell glue

2.6.2 不同提取方法對龜甲膠表觀粘度的影響

粘度是明膠的第二個(gè)重要的物理特性，受肽的分子量和分散性控制，較高的分子量會增加粘度[27]。粘度的變化反映了蛋白質(zhì)分子間力的變化，分子引力越大，蛋白質(zhì)的粘度越高。由圖5可知，三種樣品的粘度一直處于較低的狀態(tài)，這是典型的剪切稀化行為，說明該明膠體系為假塑性流體。與RTSG相比，HTSG和ETSG粘度較低，這可能是因?yàn)殡S著剪切頻率的變化，聚合物鏈將在剪切流的方向上對齊，含有低分子量肽的龜甲膠可以很容易地排列并表現(xiàn)出較低的粘度[28]，Jamilah[27]等的研究同樣表明粘度部分受肽的分子量和多分散性控制，較高的分子量會增加粘度。

圖5 不同提取方法對龜甲膠表觀粘度的影響Fig.5 Effects of different extraction methods on the apparent viscosity of tortoise shell glue

2.6.3 不同提取方法對龜甲膠降溫和升溫過程中G'和G″的影響

圖6中顯示了在加熱和冷卻過程中G'和G″的變化趨勢，G'和G″均在降溫過程中增大，在加熱過程中減小。這與Norziah等[29]的研究結(jié)果相同。隨著溫度的降低，G'和G″逐漸增加，這個(gè)過程表明凝膠正在形成。在升溫過程中，G'和G″逐漸降低，當(dāng)溫度升高至一定溫度時(shí)，G'和G″出現(xiàn)交點(diǎn)，凝膠開始融化。當(dāng)溫度較高時(shí)，龜甲膠的儲能模量低于損耗模量，此時(shí)龜甲膠處于液態(tài)，說明龜甲膠分子為單鏈。

圖6 不同提取方法對龜甲膠降溫和升溫過程中G'和G″的影響Fig.6 Effects of different extraction methods on G' and G''during cooling and heating of tortoiseshell gum

以上結(jié)果表明，龜甲膠為熱可逆凝膠，凝膠和溶膠的過程就是α鏈從單鏈組成螺旋結(jié)構(gòu)以及從螺旋結(jié)構(gòu)解旋成單鏈的過程[30]。我們通常把溫度變化過程中G'和G″的交點(diǎn)當(dāng)作凝膠點(diǎn)和融化點(diǎn)。如圖6所示，RTSG凝膠點(diǎn)為5.56 ℃，融化點(diǎn)14.86 ℃；HTSG凝膠點(diǎn)為4.76 ℃，融化點(diǎn)14.33 ℃；ETSG凝膠點(diǎn)為5.47 ℃，融化點(diǎn)14.71 ℃。與凝膠強(qiáng)度相似，膠凝溫度和熔化溫度同樣與亞氨基酸含量和分子質(zhì)量有關(guān)[31]，RTSG的膠凝點(diǎn)和融化點(diǎn)略高于HTSG和ETSG，但差異不顯著，這可能是由于RTSG的亞氨基酸組成較高，增加了亞氨基酸殘基和水分子結(jié)合形成的氫鍵，從而生成更穩(wěn)定的分子間結(jié)構(gòu)，更容易形成凝膠[15]。

2.7 不同提取方法對龜甲膠紅外光譜的影響

由圖7可知，三種方法提取的龜甲膠的光譜圖類似，但它們的峰值位置和幅度略有不同，都具有膠原蛋白的特征振動(dòng)模式。

圖7 不同提取方法對龜甲膠紅外光譜的影響Fig.7 Effect of different extraction methods on the infrared spectrum of tortoise shell glue

酰胺A是一個(gè)寬吸收帶，通常出現(xiàn)在3 400～3 440 cm-1之間，它是由N-H伸縮振動(dòng)產(chǎn)生的，當(dāng)酰胺A參與氫鍵的形成時(shí)，可能會往低波數(shù)移動(dòng)[32]。RTSG、HTSG、ETSG的酰胺A帶位置分別位于3 431、3 444和3 435 cm-1。隨著提取溫度升高，反應(yīng)條件劇烈，酰胺A帶發(fā)生藍(lán)移，說明提取溫度升高會在一定程度上破壞龜甲膠分子間的氫鍵[33]。酰胺B帶是由C-H的不對稱收縮振動(dòng)引起的。

一般而言，酰胺Ⅰ帶應(yīng)該出現(xiàn)在1 600～1 700 cm-1之間，主要與C=O的伸縮振動(dòng)有關(guān)[34]。它可能是反映龜甲膠二級結(jié)構(gòu)的主要區(qū)域，因?yàn)轷０发竦奈恢谜f明了氫鍵和蛋白質(zhì)的結(jié)構(gòu)構(gòu)象。酰胺Ⅰ帶與蛋白肽鏈骨架的有序程度密切相關(guān)，有序度越高，則酰胺Ⅰ帶的波數(shù)越大[35]。RTSG、HTSG、ETSG的酰胺Ⅰ帶位置分別位于1 641、1 639和1 639 cm-1，表明RTSG分子更加有序。酰胺Ⅱ帶由N-H和C-N基團(tuán)的伸縮振動(dòng)產(chǎn)生[22]，酰胺Ⅲ帶代表C-N伸縮振動(dòng)和N-H彎曲振動(dòng)，以及甘氨酸主鏈和脯氨酸側(cè)鏈的CH2振動(dòng)[32]。RTSG、HTSG、ETSG的酰胺Ⅲ帶分別位于1 242、1 249和1 244 cm-1，這說明與RTSG相比，HTSG、ETSG的三螺旋結(jié)構(gòu)被破壞更嚴(yán)重[36]。

2.8 不同提取方法對龜甲膠微觀結(jié)構(gòu)的影響

通過掃描電子顯微鏡觀察到三種龜甲膠的微觀結(jié)構(gòu)，結(jié)果如圖8所示。HTSG和ETSG都呈現(xiàn)多孔網(wǎng)絡(luò)狀結(jié)構(gòu)，ETSG孔徑較多，且大小不一呈不均勻分散，表明酶可能使膠原蛋白的部分結(jié)構(gòu)發(fā)生了變化，但網(wǎng)絡(luò)結(jié)構(gòu)還得以保持[37]。RTSG有更小和更少的空隙，也就是說具有較高凝膠強(qiáng)度的龜甲膠具有更小和更少的空隙，表明有更好的凝膠網(wǎng)絡(luò)[15]，類似的結(jié)果也被Kaewruang等[38]報(bào)道，他指出隨著提取溫度和時(shí)間的增加，明膠的凝膠網(wǎng)絡(luò)變得更粗糙，具有更大的空隙。

3 結(jié)論

本研究分析對比了不同提取方法對龜甲膠理化性質(zhì)的影響。RTSG具有較高的凝膠特性，氨基酸組成分析剛好與之對應(yīng)，龜甲膠中亞氨基酸含量較低，所以膠凝溫度和熔化溫度較低。紅外光譜圖顯示，不同方法提取的龜甲膠在酰胺區(qū)都具有膠原蛋白的特征振動(dòng)模式。三種方法提取的龜甲膠呈多孔網(wǎng)絡(luò)狀結(jié)構(gòu)，具有較高凝膠強(qiáng)度的RTSG有更小和更少的空隙，表明有更好的凝膠網(wǎng)絡(luò)。不同提取方法通過改變龜甲膠的蛋白含量及氨基酸的多少影響龜甲膠的內(nèi)部結(jié)構(gòu)，進(jìn)而影響龜甲膠的凝膠強(qiáng)度、流變學(xué)特性等理化性質(zhì)，綜上所述RTSG具有較好的性質(zhì)，本研究結(jié)果可為龜甲膠質(zhì)量標(biāo)準(zhǔn)控制提供參考。