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    產γ -氨基丁酸乳酸菌的高密度培養(yǎng)條件優(yōu)化

    2023-01-05 14:39:06徐啟民宋洪寧曾思恒王風青
    農產品加工 2022年22期
    關鍵詞:酵母粉凍干菌液

    徐啟民,宋洪寧,曾思恒,何 娟,劉 軍,李 麗,王風青

    (1.四川輕化工大學生物工程學院,四川宜賓 644000;2.山東泰山生力源集團股份有限公司,山東泰安 271000)

    GABA 作為重要的抑制性神經遞質在中樞神經系統(tǒng)中發(fā)揮著重要作用,被用于治療各種神經系統(tǒng)疾病,如癲癇、精神分裂癥和焦慮癥等,GABA 還具有降壓、利尿和鎮(zhèn)靜作用[1],此外,口服GABA 可有效降低高血壓患者的血壓[2]。

    目前生產γ -氨基丁酸的方法分為3 種:化學合成法、植物富集法和微生物發(fā)酵法[3]。其中,化學合成法是最早用于生產GABA 的方法,化學合成法生產過程中反應條件劇烈、能耗大、副產物多,采用的試劑多具有毒性、腐蝕性[4],不符合綠色環(huán)保和可持續(xù)發(fā)展理念,特別是通過化學法合成的GABA不能應用于醫(yī)藥、食品、飼料等行業(yè),因此化學法必將被取代。植物富集法植物在逆境的脅迫下體內GABA 含量會顯著上升,可以在植物富集一定量的GABA。植物富集法安全環(huán)保,可以提高原材料的營養(yǎng)價值,但是生產效率低,所以分離提純非常困難,不足滿足市場的需求。例如,經過富集處理的GABA茶中GABA 的含量約為0.4%[5],而自然發(fā)芽的糙米種子中GABA 含量不到0.05%[6],因此植物富集法不適合大規(guī)模生產GABA,只適合用于GABA 富集農產品的生產。微生物合成是最為環(huán)保經濟的合成途徑,相較于其他方法更有優(yōu)勢[7]。微生物合成GABA,在研究和生產中常選擇使用大腸桿菌、乳酸菌、酵母菌等微生物進行產GABA 的發(fā)酵。其中,乳酸菌是大量存在于人體腸道對人體有益無害的菌種,是常用的食品微生物,現在已經非常廣泛地應用在生物制品和各種食品的發(fā)酵生產中,是用于生產富含GABA 發(fā)酵食品的最優(yōu)菌種之一[8-9]。所以試驗致力于通過單因素試驗及響應面設計優(yōu)化產GABA 植物乳桿菌LP-YX-1 培養(yǎng)基及培養(yǎng)條件,實現菌體高密度培養(yǎng),添加合適凍干保護劑[10]凍干制備直投式發(fā)酵劑。

    1 材料與方法

    1.1 材料與儀器

    1.1.1 試驗材料

    植物乳桿菌YX-1,實驗室分離純化并保存。

    蛋白胨(發(fā)酵級),北京鴻潤寶順科技有限公司提供;吐溫80(分析純),成都市科隆化學品有限公司提供;γ -氨基丁酸(分析純),酷爾化學科技北京有限公司提供;奶粉(食用級),澳大利亞施普特乳制品私有公司提供。

    1.1.2 試驗儀器

    UV752N 型紫外可見分光光度計,上海諾科儀器儀表有限公司產品;H10-50133 型生化培養(yǎng)箱,天津宏諾儀器有限公司產品;R1-TGC-N50 型高速離心機,無錫市瑞江分析儀器有限公司產品。

    1.1.3 培養(yǎng)基

    基礎培養(yǎng)基及培養(yǎng)條件:葡萄糖20 g/L,蛋白胨10 g/L,酵母粉5 g/L,乙酸鈉5 g/L,檸檬酸三銨2 g/L,磷酸二氫鉀2 g/L,聚山梨酯-80 1 g/L,硫酸鎂0.2 g/L,硫酸錳0.05 g/L(pH 值調節(jié)至6.0~6.4),接種量2%(V/V),于37 ℃下靜置恒溫培養(yǎng)24 h。

    1.2 試驗方法

    1.2.1 種子液制備

    用接種環(huán)挑取斜面保藏菌種,接入50 mL 基礎培養(yǎng)基中,37 ℃下恒溫箱中靜置培養(yǎng)16 h,得到活化后的種子液。

    1.2.2 生長曲線的測定

    將種子液以2%接種量接種于50 mL 基礎培養(yǎng)基中,于37 ℃恒溫箱中靜置培養(yǎng),每隔2 h 搖勻后取4 mL 菌液稀釋至適宜倍數測定其OD600nm值,以培養(yǎng)時間和OD600nm值關系得到植物乳桿菌YX-1 的生長曲線[11]。

    1.2.3 發(fā)酵培養(yǎng)基及培養(yǎng)條件的優(yōu)化

    (1)單因素試驗。基于試驗菌株高密度培養(yǎng)的需求,對于基礎培養(yǎng)基中的碳氮源種類、濃度和培養(yǎng)條件進行單因素試驗,試驗中均以菌體濃度(OD600nm值)為衡量指標,具體單因素試驗設計如下:

    植物乳桿菌YX-1 最適碳源的確定:分別選用蔗糖、乳糖、果糖、豆渣粉代替基礎培養(yǎng)基中的葡萄糖,將種子液以2%接種量接種到裝有10 mL 不同碳源基礎培養(yǎng)基的試管中,置于37 ℃培養(yǎng)箱中靜置培養(yǎng)24 h,保持其他件不變,進行單因素試驗[12]確定最佳碳源后,分別調整碳源質量濃度為15,20,25,30,35 g/L,以考查碳源質量濃度對菌體增殖的影響[13];

    植物乳桿菌YX-1 最適氮源的確定:分別選用尿素、氯化銨、硫酸銨、豆餅粉代替基礎培養(yǎng)基中的蛋白胨,保持其他條件不變,進行單因素試驗[14],以考查氮源種類對菌體增殖的影響;

    植物乳桿菌YX-1 增殖最適酵母粉[15]質量濃度的確定:分別調整基本培養(yǎng)基中酵母粉質量濃度為3,6,9,12,15 g/L,進行單因素試驗,以考查酵母浸粉對菌體增殖的影響;

    植物乳桿菌YX-1 最適pH 值的確定:使用鹽酸和氫氧化鈉溶液分別調整培養(yǎng)基初始pH 值至6.5,7.0,7.5,8.0,8.5,其他成分質量濃度和培養(yǎng)條件不變,進行單因素試驗以確定菌體增殖最適初始pH 值;

    植物乳桿菌YX-1 最適接種量的確定:分別調整接種量為1%,2%,3%,4%,5%,其他成分質量濃度和培養(yǎng)條件不變,進行單因素試驗,以確定菌體增殖最佳接種量;

    植物乳桿菌YX-1 最適培養(yǎng)時間的確定:保持培養(yǎng)基的其他成分質量濃度和培養(yǎng)條件不變的情況下,分別培養(yǎng)12,24,36,48,60 h,以確定最佳培養(yǎng)時間。

    (2)Plackett-Burman 設計。利用軟件Minitab 19選擇N=12 的Plackett-Burman 設計進行試驗,共考查6 個因素:氮源濃度、碳源質量濃度、酵母粉質量濃度、接種量、pH 值和培養(yǎng)時間。每個因素取低水平和高水平,高水平質量濃度取值為低水平的1.5~2.0 倍,以培養(yǎng)液OD600nm為響應值。選擇置信度大于95%(p<0.05)的因素進行下一步試驗。

    (3)最陡爬坡試驗。根據Plackett-Burman 設計的試驗結果,可以確定顯著因子的正負效應,在后續(xù)的爬坡試驗中,正效應的因子取高水平以一定步長增大濃度,負效應的因子取低水平以一定步長降低濃度。設置適宜步長后可得爬坡試驗設計,以培養(yǎng)液菌體濃度為響應值,菌體濃度最大的一組確定為中心點,隨后進行下一步試驗。

    (4)響應面設計。根據最陡爬坡試驗確定的中心點,利用軟件Minitab 19 設計三因素三水平的響應面試驗,通過試驗結果可以擬合出描述自變量(各顯著因子)和響應值(OD 值)關系的多項式回歸方程,對擬合方程進行分析,即可得到響應值(OD600nm值)最大時各顯著因素的水平。

    1.2.4 植物乳桿菌YX-1 凍干菌粉的制備

    利用上述試驗得出的最佳條件培養(yǎng)得到菌液,將菌液分裝至50 mL 離心管中常溫下以轉速6 000 r/min離心20 min。倒出上清液,加入適量無菌生理鹽水振蕩洗劑后,相同條件下再次離心得到菌泥。凍干保護劑和菌泥以3∶1 的比例充分混勻后得到菌懸液,將上述菌懸液平鋪于潔凈平板上用保鮮膜封口(每100 mL 菌液所得菌泥制作一個平板),放置在-20 ℃冰箱中預凍12 h,再將平板放置在真空冷凍干燥機中凍干24 h 得到干燥菌粉。保護劑配方為奶粉15 g/L,蔗糖20 g/L,糊精25 g/L,甘油3 mL/L。

    1.3 檢測方法

    1.3.1 菌體密度測定

    菌體密度測定利用分光光度計法,一定濃度的植物乳桿菌YX-1 發(fā)酵菌液在600 nm 下有一定的吸光度,發(fā)酵菌液菌體含量和吸光度呈正比關系,用紫外分光光度計作為檢測工具,檢測未知濃度菌液的OD 值,通過比較OD 值的大小就可以判斷該菌液中的菌體濃度大小。所以在培養(yǎng)完成后,將培養(yǎng)液稀釋合適的倍數(使得OD 值為0.2~0.8),測定其在600 nm[16]處的OD 值,每個樣品重復測定3 次,計算平均值與標準偏差,即可判斷該培養(yǎng)液中植物乳桿菌YX-1 的菌體濃度大小。

    1.3.2 活菌計數

    活菌計數利用稀釋涂布平板法[17],步驟如下:

    (1)稀釋。用移液槍移取1 mL 菌液至9 mL 無菌生理鹽水中,充分振蕩后得到稀釋倍數為101的稀釋液,再從上一稀釋液中移取1 mL 菌液至9 mL 無菌生理鹽水中,得到102稀釋液。依次類推得到103,104,105,106,107,108稀釋倍數的系列稀釋菌液。

    (2)平板涂布。選取適宜稀釋倍數的菌液,用移液槍移取100 uL 的稀釋菌液,轉移至準備好的固體培養(yǎng)基中,用潔凈無菌的涂布器將稀釋菌液均勻涂布(3 組對照),再將涂布好的平板倒置于適宜培養(yǎng)條件下培養(yǎng)。

    (3)菌落計數。①計數要求,計數要挑選菌落數在30~300 個的平板且菌落清晰分明,每個稀釋倍數的菌落數為各平板菌落數的平均值。②計算方法,如果只有一個平板上的菌落數符合計數要求,就用該平板菌落數乘以稀釋倍數,作為該樣品g(mL)的活菌總數;如果2 個稀釋梯度的平板菌落數都符合計數要求,則根據公式(1)計算:

    式中:n——樣品的活菌數;

    c——符合計數要求的平板中菌落數;

    X1——低稀釋倍數的平板個數;

    X2——高稀釋倍數的平板個數;

    d——低稀釋倍數。

    每毫升菌液活菌數N=n×10 CFU/mL,凍干后菌粉加入凍干前等量無菌生理鹽水進行稀釋涂布平板法計數。凍干前后存活率根據公式(2)計算:

    式中:N1——凍干后每毫升菌懸液的活菌數;

    N2——凍干前每毫升菌液的活菌數。

    每個樣品凍干后對凍干樣品進行精確稱重,而每個平板的樣品對應100 mL 發(fā)酵液,所以凍干后每克菌粉活菌數根據公式(3)計算:

    式中:N1——凍干后每毫升菌懸液的活菌數;

    N3——凍干后每克菌粉活菌數;

    m——每100 mL 菌液對應凍干菌粉質量。

    1.4 數據分析

    所有單因素試驗都進行3 組平行試驗并重復3 次,數據的處理及作圖用Office excel 工作表完成;響應面試驗設計及數據分析,采用Minitab19 與Design Expert10 軟件完成。

    2 結果與分析

    2.1 植物乳桿菌YX-1 生長曲線

    植物乳桿菌YX-1 生長曲線見圖1。

    圖1 植物乳桿菌YX-1 生長曲線

    種子液的菌齡對微生物高密度培養(yǎng)的收獲量有著一定的影響[18],由圖1 可知植物乳桿菌YX-1 從8 h開始進入對數期,在約22 h 時進入穩(wěn)定期。因此作為種子液的最佳靜止培養(yǎng)時間可以在18~22 h。

    2.2 單因素試驗

    2.2.1 不同碳源種類和濃度對菌體增殖的影響

    不同碳源下植物乳桿菌YX-1 培養(yǎng)液吸光度見圖2。

    由圖2 可知,乳酸菌對單糖的利用效率更高,豆渣粉中碳源主要為纖維素不易被利用,所以菌體濃度低,以葡萄糖為碳源時OD600nm值最大,確定使用葡萄糖作為碳源進行后續(xù)試驗。

    圖2 不同碳源下植物乳桿菌YX-1 培養(yǎng)液吸光度

    不同葡萄糖質量濃度下植物乳桿菌YX-1 培養(yǎng)液吸光度見圖3。

    圖3 不同葡萄糖質量濃度下植物乳桿菌YX-1 培養(yǎng)液吸光度

    由圖3 可知,當葡萄糖質量濃度為25g/L 時,菌體OD600nm最大。楊加懷[19]研究植物乳桿菌299(L.pla-ntarum 299)優(yōu)化培養(yǎng)基中葡萄糖最佳質量分數為2.5%,陳百瑩等人[20]研究植物乳桿菌ZJ316(Lactobacillus plantarum ZJ316)優(yōu)化培養(yǎng)基中葡萄糖最佳質量分數為2%。與該試驗結果相差不大。因此最適葡萄糖質量濃度為25 g/L。

    2.2.2 不同氮源種類和濃度對菌體增殖的影響

    不同氮源下植物乳桿菌YX-1 培養(yǎng)液吸光度見圖4,不同氮源質量濃度下植物乳桿菌YX-1 培養(yǎng)液吸光度見圖5。

    圖4 不同氮源下植物乳桿菌YX-1 培養(yǎng)液吸光度

    由圖4 可知,蛋白胨為氮源時OD600nm值最大,確定使用蛋白胨作為氮源進行后續(xù)試驗。由圖5 可知,OD600nm值隨蛋白胨質量濃度升高呈現先上升后趨于平穩(wěn),當蛋白胨質量濃度為35 g/L 時,OD 值最大,確定蛋白胨的最適質量濃度為35 g/L。

    圖5 不同氮源質量濃度下植物乳桿菌YX-1 培養(yǎng)液吸光度

    2.2.3 不同酵母粉質量濃度對菌體增殖的影響

    不同酵母粉質量濃度下植物乳桿菌YX-1 培養(yǎng)液吸光度見圖6。

    圖6 不同酵母粉質量濃度下植物乳桿菌YX-1 培養(yǎng)液吸光度

    由于乳酸菌的生理結構及細胞內酶體系較為簡單,許多氨基酸不能自身合成,因此為滿足乳酸菌自身生長代謝需要從外界吸收氮源[21]。所以添加一種補充氮源很有必要。由圖6 可知,當酵母粉質量濃度為6 g/L 時,OD 值最大,確定植物乳桿菌YX-1高密度培養(yǎng)酵母粉的最適質量濃度為6 g/L。

    2.2.4 不同初始pH 值對菌體增殖的影響

    不同初始pH 值下植物乳桿菌YX-1 培養(yǎng)液吸光度見圖7。

    由圖7 可知,培養(yǎng)液OD600nm值隨著初始pH 值升高呈現先上升后下降的趨勢,當pH 值為8.0 時,OD600nm值最大,確定植物乳桿菌YX-1 高密度培養(yǎng)最適初始pH 值為8.0。

    2.2.5 不同接種量對菌體增殖的影響

    不同接種量下乳酸菌YX-1 培養(yǎng)液吸光度見圖8。

    圖8 不同接種量下乳酸菌YX-1 培養(yǎng)液吸光度

    接種量較低時,菌體生長繁殖空間相對較大,菌體密度較低。接種量過大,菌體在前期大量生長,產生乳酸,使pH 值迅速下降,從而抑制了菌體的生長增殖[22]。由圖8 可知,接種量為1%~5%時,植物乳桿菌YX-1 的OD600nm值隨接種量升高呈現先上升后下降的趨勢,在接種量為3%時達到最大OD600nm值,而后隨著接種量的增加其OD600nm值呈下降趨勢。因此,植物乳桿菌YX-1 高密度培養(yǎng)的接種量為3%。

    2.2.6 不同培養(yǎng)時間對菌體增殖的影響

    不同培養(yǎng)時間下植物乳桿菌YX-1 培養(yǎng)液吸光度見圖9。

    圖9 不同培養(yǎng)時間下植物乳桿菌YX-1 培養(yǎng)液吸光度

    由圖9 可知,12~24 h 菌體快速增殖,OD600nm在24 h 達到最大,而24 h 后菌體OD600nm快速下降菌體衰亡速度較快,所以植物乳桿菌YX-1 最佳收獲期為24 h,這一結果也與生長曲線規(guī)律一致。

    2.3 Plackett-burman 設計篩選對植物乳桿菌YX-1增殖有顯著影響的因素

    為了進一步篩選出對植物乳桿菌YX-1 菌體增殖影響最顯著的因子,試驗利用軟件Minitab 19 選擇N=12 的Plackett-Burman 設計,共考查6 個影響因素:碳源質量濃度(A)、氮源濃度(B)、酵母粉質量濃度(C)、pH 值(D),種子液接種量(E)和發(fā)酵時間(F)。每個因素取低水平和高水平,高水平濃度取低水平的1.5~2.0 倍,以培養(yǎng)液OD600nm值為響應值,得出試驗數據后,通過軟件分析各個因素的效應,選擇置信度滿足條件(p<0.05)的因子作為顯著因子進一步試驗。

    Plackett-burman 設 計 結果(N=12)見 表1,Plackett-burman 設計的各因素的系數的估計及效應評價(α=0.05,置信度95%)見表2。

    表1 Plackett-burman 設計結果(N=12)

    表2 Plackett-burman 設計的各因素的系數的估計及效應評價(α=0.05,置信度95%)

    由表2 可知,對植物乳桿菌YX-1 增殖有顯著影響(置信度>95%)的因子有葡萄糖質量濃度、蛋白胨質量濃度和酵母粉質量濃度,這3 個因素效應值均為正值即為正效應,其中葡萄糖質量濃度正效應十分顯著。由圖10 可知,各種因子對植物乳桿菌YX-1 生長影響的顯著程度。

    標準化效應的Pareto 圖見圖10。

    圖10 標準化效應的Pareto 圖

    2.4 最陡爬坡試驗確定中心點

    根據Plackett-Burman 設計試驗結果[23],確定了著因子的正負效應,由表2 可知3 個影響顯著的因素都呈現正效應,呈正效應的因素應取高水平且逐步增大,3 個因子分別設置步長:+5、+5、+3 以菌液OD600nm為響應值,確定中心點。

    最陡爬坡試驗設計及結果見表3。

    由表3 可知,最大的OD 值出現在試驗5,所以試驗5 的試驗條件就是響應面設計的中心點,即為葡萄糖質量濃度45 g/L,蛋白胨質量濃度55 g/L,酵母粉質量濃度18 g/L。

    表3 最陡爬坡試驗設計及結果

    2.5 響應面設計確定最顯著因素的最優(yōu)水平

    利用Minitab 19 軟件分別以葡萄糖、蛋白胨、酵母粉3 種培養(yǎng)基成分的質量濃度這3 個因素作為自變量,菌液OD600nm為響應值,根據最陡爬坡試驗確定的中心點,進行響應面設計選用15 組試驗的Boxbehnken 試驗設計。利用Design Expert 8.0 對試驗結果進行二次回歸分析[24],擬合回歸方程如下:

    Box-behnken 試驗設計及結果見表4,響應值的方差分析見表5。

    表4 Box-behnken 試驗設計及結果

    由表5 可知,一次項C,二次項A2、B2、C2對結果影響極顯著(p<0.01)、交互項AC 對結果影響為顯著(p<0.05)。該回歸模型的p=0.004(<0.01),說明模型合理,可信度高;并且失擬誤差p=0.404(>0.05),失擬誤差置信度低,說明模型選擇恰當。模型的確定系數R2=0.964 0,校正系數R2Adj=0.899 3,說明模型的預測值與實際值契合度高,調整后的(R2)=89.93%,表明89.93%的菌體質量分數變化可以根據此模型解釋。

    表5 響應值的方差分析

    葡萄糖質量濃度和酵母粉質量濃度的響應圖及等高線圖見圖11,葡萄糖質量濃度和蛋白胨質量濃度的響應圖及等高線圖見圖12,酵母粉質量濃度和蛋白胨質量濃度的響應圖及等高線圖見圖13。

    圖11 葡萄糖質量濃度和酵母粉質量濃度的響應圖及等高線圖

    圖12 葡萄糖質量濃度和蛋白胨質量濃度的響應圖及等高線圖

    圖13 酵母粉質量濃度和蛋白胨質量濃度的響應圖及等高線圖

    由響應方程可以看出,響應方程的二次項系數均為負數,所以響應圖拋物面開口向下,響應方程有最大值。利用Design Expert 8.0 分析計算得出,當葡萄糖質量濃度為45.44 g/L,蛋白胨質量濃度為54.46 g/L,酵母粉質量濃度為17.37 g/L 時,最大吸光度OD600nm為11.384 4??紤]實際操作可行性,將上述最優(yōu)條件修正為葡萄糖質量濃度45 g/L,蛋白胨質量濃度54 g/L,酵母粉質量濃度17 g/L。以這個最優(yōu)條件進行了3 次重復試驗,測得發(fā)酵液吸光度OD600nm平均值為11.953 7,與預測擬合度達到95%,表明優(yōu)化模型可靠;培養(yǎng)液活菌計數達到3×109CFU/mL,而初始培養(yǎng)基的培養(yǎng)液活菌數為1.29×109CFU/mL,通過優(yōu)化使得單位體積發(fā)酵液活菌數增大了2.325 倍。陳百瑩等人[20]在對植物乳桿菌ZJ316(Lactobacillus plantarum ZJ316)的培養(yǎng)基配方優(yōu)化中,優(yōu)化后菌體數為9.28×109CFU/mL,數據與試驗結果在同一數量級,說明數據可靠。

    2.6 植物乳桿菌YX-1 凍干菌粉的制備

    利用以上系列試驗獲得的最佳培養(yǎng)基質量濃度和培養(yǎng)條件,對植物乳桿菌YX-1 進行培養(yǎng),將培養(yǎng)液分裝至50 mL 離心管中,以轉速6 000 r/min 離心20 min,棄去上清液,加入20 mL 無菌生理鹽水振蕩洗滌,相同條件下再次離心得到菌泥。將凍干保護劑和菌泥以3∶1 的比例充分混勻后得到菌懸液。將菌懸液裝入潔凈平板保鮮膜封口,置于-20 ℃冰箱中預凍12 h,再轉移至真空冷凍干燥機中凍干24 h得到干燥菌粉。再對凍干的菌粉進行稀釋涂布,對凍干后菌粉進行活菌計數,凍干菌粉活菌數達到9.74×1011CFU/g,楊加懷[19]在植物乳桿菌299(L.plantarum 299)的高密度培養(yǎng)及冷凍干燥保護的研究中,凍干菌粉中的活菌數為2.11×1011CFU/g,數據與試驗結果在同一數量級,說明數據可靠。凍干后菌體存活率達到83.33%,復合保護劑的凍干保護效果較好。

    凍干菌粉見圖14。

    圖14 凍干菌粉

    3 結論

    通過單因素試驗確定了單個因素的最佳條件,再通過Plackett-Burman 設計,得出對植物乳桿菌YX-1 增殖影響最顯著的3 個因子分別為葡萄糖質量濃度、酵母粉質量濃度和蛋白胨質量濃度。通過響應面設計,對3 個最顯著因子進行了優(yōu)化,得到最顯著因子的最佳條件為蛋白胨質量濃度54.46 g/L,葡萄糖質量濃度45.44 g/L,酵母粉質量濃度17.37 g/L,接種量3%,初始pH 值8.0,培養(yǎng)時間24 h。經過試驗驗證,在最終優(yōu)化后的培養(yǎng)條件下,培養(yǎng)液活菌計數達到3×109CFU/mL,而初始培養(yǎng)基的培養(yǎng)液活菌數為1.29×109CFU/mL,通過優(yōu)化使得單位體積發(fā)酵液活菌數增大了2.325 倍。所以通過響應面優(yōu)化得到植物乳桿菌YX-1 最優(yōu)培養(yǎng)基是合理且可行的。試驗還選擇了一個復合保護劑配方:奶粉質量濃度15 g/L,蔗糖質量濃度20 g/L,糊精質量濃度25 g/L,甘油含量3 mL/L 制備凍干菌粉,經過計數凍干菌粉活菌數達到9.74×1011CFU/g,相較于凍干前存活率為83.33%,保護效果良好。該試驗僅使用單一配方制備了凍干菌粉,還可以設計試驗探究保護劑的最佳配方,以得到最佳的保護劑配方,進一步提高存活。

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