侵染青霉菌獼猴桃生理品質(zhì)與電學(xué)特性相關(guān)性研究

羅安偉 王 丹 梁 錦 黃天姿 張 璐

(西北農(nóng)林科技大學(xué)食品與工程學(xué)院，陜西楊凌 712100)

0 引言

我國(guó)是獼猴桃生產(chǎn)大國(guó)，主要分為美味、中華和軟棗獼猴桃三大品系[1]。其中，中華系中的紅陽(yáng)獼猴桃口感獨(dú)特、風(fēng)味鮮美，且富含維生素C、蛋白質(zhì)、氨基酸、糖類、有機(jī)酸等多種有機(jī)物以及人體所必需的多種礦物質(zhì)[2-4]，具有極高的藥用價(jià)值和保健功能，深受大眾喜愛(ài)[5]。但是，由于其多汁漿果的屬性，在運(yùn)輸和貯藏過(guò)程中極易發(fā)生機(jī)械損傷，從而引起霉菌侵染[6]。青霉病是獼猴桃貯藏期最常見的微生物病害之一[7]，獼猴桃感染擴(kuò)展青霉菌后會(huì)產(chǎn)生有毒且具有致畸、致癌、致突變等毒理作用[8]的次級(jí)代謝產(chǎn)物展青霉素，這嚴(yán)重威脅消費(fèi)者的健康，對(duì)獼猴桃品質(zhì)管控也提出了更高要求。

果實(shí)內(nèi)部是一個(gè)由大量帶電粒子形成的生物電場(chǎng)[9]。果實(shí)采收后，隨著組織細(xì)胞代謝活動(dòng)的繼續(xù)進(jìn)行，各類化學(xué)物質(zhì)所帶電荷量和電荷的空間分布隨之發(fā)生變化，生物電場(chǎng)的分布和強(qiáng)度也隨之改變[10]。因此，在果實(shí)貯藏過(guò)程中除了發(fā)生生化反應(yīng)，還會(huì)引發(fā)宏觀電學(xué)特性的改變，這為利用電學(xué)特性對(duì)果實(shí)品質(zhì)進(jìn)行無(wú)損檢測(cè)奠定了理論基礎(chǔ)。電學(xué)檢測(cè)由于具有快速、靈敏、無(wú)損，且操作簡(jiǎn)便、費(fèi)用低等特點(diǎn)，而成為新的研究熱點(diǎn)。近年來(lái)，國(guó)內(nèi)外已有蘋果[11]、芒果[12]、棗類[13]、獼猴桃[14]等生理特性和電學(xué)特性的相關(guān)性研究。文獻(xiàn)[15]研究了梨的介電特性、生理特性以及內(nèi)部品質(zhì)的相關(guān)性，并建立了數(shù)學(xué)回歸方程，證明介電常數(shù)可以反映果實(shí)的品質(zhì)。文獻(xiàn)[16]通過(guò)測(cè)定葡萄貯藏期間的電學(xué)參數(shù)與質(zhì)地特性，建立了電學(xué)參數(shù)與品質(zhì)特性之間的數(shù)學(xué)模型，證明了利用電學(xué)特性反映果實(shí)生理特性的可行性。目前，利用電學(xué)特性對(duì)果實(shí)病害進(jìn)行無(wú)損檢測(cè)的研究還較少，文獻(xiàn)[17]基于電學(xué)特性進(jìn)行了蘋果水心病的無(wú)損檢測(cè)，但是關(guān)于侵染青霉菌獼猴桃果實(shí)的電學(xué)特性和品質(zhì)特性的相關(guān)性研究尚未見報(bào)道。

本文以陜西省主栽品種紅陽(yáng)獼猴桃為實(shí)驗(yàn)材料，研究貯藏期內(nèi)侵染青霉菌后的獼猴桃生理、品質(zhì)指標(biāo)的變化規(guī)律及其與電學(xué)參數(shù)的相關(guān)性，建立品質(zhì)、生理指標(biāo)與電參數(shù)之間的數(shù)學(xué)模型，以期為基于電學(xué)特性的獼猴桃青霉病無(wú)損檢測(cè)提供理論依據(jù)。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

實(shí)驗(yàn)材料為紅陽(yáng)獼猴桃，于2019年9月10日采收于陜西省眉縣獼猴桃基地(北緯34°29′，東經(jīng)107°76′)?？扇苄怨绦挝镔|(zhì)量分?jǐn)?shù)(SSC)6.5%～6.8%，果實(shí)單果質(zhì)量為(85±10)g。挑選出600個(gè)形狀相近、大小均勻、無(wú)病蟲害和機(jī)械損傷的果實(shí)。采收后置于陰涼處24 h散去田間熱備用。

擴(kuò)展青霉菌：從感染青霉病的腐爛獼猴桃上分離并且經(jīng)過(guò)分子生物學(xué)鑒定得到，于馬鈴薯瓊脂培養(yǎng)基上純化、擴(kuò)培，孢子用15 mL無(wú)菌水收集后，用血球計(jì)數(shù)板計(jì)數(shù)，制成菌體濃度為1×106CFU/mL的孢子懸浮液[18]。

氫氧化鈉、偏磷酸、乙二胺四乙酸(EDTA)、L-抗壞血酸、L-苯丙氨酸、三氯乙酸、硫代巴比妥酸(廣東省化學(xué)試劑工程技術(shù)研究開發(fā)中心)；維生素C標(biāo)準(zhǔn)品(純度98%以上，上海阿拉丁生化科技股份有限公司)。

1.2 儀器與設(shè)備

IM 3536型 LCR儀(日本HIOKI公司)、TA.XT PLUS/50型物性測(cè)定儀(英國(guó)Stable Micro Systems公司)、LC-20A型高效液相色譜儀(島津企業(yè)管理中國(guó)有限公司)、N6000型雙光束紫外分光光度計(jì)(上海佑科儀器儀表有限公司)、HC-3018R高速冷凍離心機(jī)(安徽中佳科學(xué)儀器有限公司)、PAL-1型數(shù)顯糖度計(jì)(日本ATAGO公司)。

1.3 方法

1.3.1樣品預(yù)處理

紅陽(yáng)獼猴桃散去田間熱后，用質(zhì)量分?jǐn)?shù)為1%的次氯酸鈉溶液浸泡2 min，用無(wú)菌水清洗3次，自然條件下晾干。晾干后的獼猴桃分成對(duì)照組和青霉侵染組，每組300個(gè)獼猴桃。兩組獼猴桃均用直徑1 mm的消毒牙簽在獼猴桃赤道部位均勻扎4個(gè)深度為4 mm的小孔[19]。

對(duì)照組在小孔中注射15 μL無(wú)菌水；青霉侵染組注射15 μL菌體濃度為1×106CFU/mL的擴(kuò)展青霉孢子懸浮液，模擬果實(shí)受到擴(kuò)展青霉侵染，注射完成后自然晾干。用厚度為0.03 mm的聚乙烯包裝袋裝好后放入塑料筐中，于0～1℃、相對(duì)濕度90%～95%的冷庫(kù)中貯藏。貯藏過(guò)程中每15 d取樣進(jìn)行測(cè)定。

對(duì)照組獼猴桃果實(shí)貯藏時(shí)間為135 d；青霉侵染組獼猴桃由于霉菌侵染加快了果實(shí)軟化腐爛，貯藏期為75 d。

1.3.2品質(zhì)指標(biāo)測(cè)定

質(zhì)量損失率：無(wú)菌水對(duì)照組和青霉侵染組分別固定20個(gè)獼猴桃果實(shí)，相同條件下貯藏。每15 d進(jìn)行稱量，計(jì)算質(zhì)量損失率。

硬度：每組隨機(jī)取5個(gè)獼猴桃果實(shí)，沿果實(shí)赤道部位120°等距離取3點(diǎn)，均勻地削去果皮。采用TA.XT PLUS/50型物性測(cè)定儀在TPA模式下，使用P2型探頭進(jìn)行穿刺測(cè)試，測(cè)試速率為1 mm/s[20]，單位為kg/cm2。

可溶性固形物含量(SSC)：隨機(jī)取5個(gè)獼猴桃，削皮去芯后榨汁，4層紗布過(guò)濾后取汁，用數(shù)顯糖度計(jì)進(jìn)行測(cè)定，每個(gè)果實(shí)重復(fù)測(cè)定3次[21]。

可滴定酸(TA)含量：采用酸堿滴定法測(cè)定。稱取10 g獼猴桃果肉，置于研缽中研磨至勻漿，蒸餾水定容至100 mL，8 000 r/min 轉(zhuǎn)速下離心10 min后，取10 mL上清液用0.1 mol/L的NaOH進(jìn)行滴定。折算系數(shù)以檸檬酸計(jì)算[22]。

維生素C含量：采用高效液相色譜法，色譜柱條件：Inertsil/Wondasil C18柱(4.6 mm×150 mm，5 μm)；流動(dòng)相為0.1%偏磷酸溶液與甲醇(體積比96∶4)；流速1.0 mL/min；樣品體積10 μL;檢測(cè)波長(zhǎng)243 nm[23]。隨機(jī)挑選9個(gè)獼猴桃，任意3個(gè)獼猴桃果肉混勻作為一份樣品。取20 g混勻的果肉并加入20 mL 0.1%的偏磷酸溶液用勻漿機(jī)打成勻漿，在10 000 r/min的條件下離心15 min，取5 mL上清液于25 mL容量瓶中用0.1%的偏磷酸溶液定容，搖勻后用孔徑0.22 μm的微孔濾膜過(guò)濾至樣品瓶中待用。標(biāo)準(zhǔn)溶液的制備：準(zhǔn)確稱取維生素C標(biāo)準(zhǔn)品0.1 g于燒杯中，用0.1%偏磷酸溶液溶解，轉(zhuǎn)移至100 mL棕色容量瓶中并定容至刻度，得到質(zhì)量濃度為1 000 μg/mL的標(biāo)準(zhǔn)儲(chǔ)備液。測(cè)試前再用標(biāo)準(zhǔn)儲(chǔ)備液配制質(zhì)量濃度分別為10、20、50、100、200、400、800 μg/mL的維生素C標(biāo)準(zhǔn)溶液。

1.3.3生理指標(biāo)測(cè)定

酶提取液制備：取3 g獼猴桃果肉置于經(jīng)過(guò)預(yù)冷的研缽中，加入3 mL提取緩沖液后研磨至勻漿。將勻漿轉(zhuǎn)移至離心管中，4℃、12 000g離心30 min，離心后的上清液即為酶提取液。

β-1,3-葡聚糖酶(GLU)活性：100 μL酶液加入100 μL昆布多糖溶液，置于37℃恒溫水浴鍋中保溫40 min，保溫結(jié)束后加入1.8 mL蒸餾水和1.5 mL 3,5-二硝基水楊酸(DNS)試劑，再沸水浴3 min，用蒸餾水稀釋至25 mL，測(cè)定在540 nm處的吸光度。以同等體積煮沸的酶液作為對(duì)照[24]。

過(guò)氧化氫酶(CAT)活性：0.1 mL酶提取液混入2.9 mL H2O2溶液，以蒸餾水為參比，在反應(yīng)15 s時(shí)開始記錄反應(yīng)液在240 nm波長(zhǎng)處的吸光度作為初始值，每隔30 s記錄一次，獲取6個(gè)點(diǎn)的數(shù)據(jù)[25]。

苯丙氨酸解氨酶(PAL)活性：0.5 mL酶提取液中加入3 mL 50 mmol/L硼酸緩沖液和0.5 mL 20 mmol/L L-苯丙氨酸溶液。置于37℃水浴鍋保溫60 min，保溫結(jié)束后立即加入0.1 mL 6 mol/L的鹽酸終止反應(yīng)，在波長(zhǎng)為290 nm處測(cè)定吸光度。

丙二醛(MDA)含量：2.0 mL提取液加入2.0 mL 0.67%的硫代巴比妥酸溶液后沸水浴20 min，再分別于450、532、600 nm波長(zhǎng)處測(cè)定吸光度[26-27]。

每個(gè)指標(biāo)平行測(cè)定3個(gè)樣本，每個(gè)樣本重復(fù)測(cè)定3次。各品質(zhì)、生理指標(biāo)測(cè)定時(shí)，均選取果實(shí)病斑外1 cm處果肉進(jìn)行測(cè)定。

1.3.4發(fā)病率及病情指數(shù)測(cè)定

發(fā)病率：根據(jù)十字交叉法，使用游標(biāo)卡尺測(cè)定果實(shí)病斑直徑，當(dāng)果實(shí)病斑直徑大于0.50 mm時(shí)判定為發(fā)病果實(shí)，發(fā)病果實(shí)個(gè)數(shù)占果實(shí)總個(gè)數(shù)的百分比即為發(fā)病率。

病情指數(shù)計(jì)算公式為

式中c——染病級(jí)數(shù)

n——該級(jí)病果數(shù)

N——接種總果數(shù)

C——最高染病級(jí)數(shù)

對(duì)獼猴桃的染病程度進(jìn)行分級(jí)，無(wú)發(fā)病癥狀果實(shí)的染病級(jí)數(shù)為0；病斑面積占全果面積的1/3以下果實(shí)的染病級(jí)數(shù)為1；病斑面積占全果面積的1/3～1/2果實(shí)的染病級(jí)數(shù)為3；病斑面積占全果面積的1/2～3/4果實(shí)的染病級(jí)數(shù)為5；病斑面積占全果面積的3/4以上果實(shí)的染病級(jí)數(shù)為7。

1.3.5電學(xué)參數(shù)測(cè)定

采用IM 3536 型LCR儀，在100 Hz～3.98 MHz頻率范圍內(nèi)連續(xù)測(cè)量了193個(gè)頻率點(diǎn)(193個(gè)頻率點(diǎn)的選取為L(zhǎng)CR儀在設(shè)定的頻率范圍內(nèi)自動(dòng)連續(xù)測(cè)定的頻率點(diǎn))下的阻抗Z、阻抗相位角θ、等效串聯(lián)電阻Rs、等效串聯(lián)電容Cs、損耗系數(shù)D、電導(dǎo)G、電抗X、等效串聯(lián)電感Ls、等效并聯(lián)電感Lp、介電常數(shù)ε共10個(gè)電學(xué)參數(shù)。測(cè)試前通過(guò)開路補(bǔ)償和短路補(bǔ)償?shù)姆绞綄?duì)測(cè)量?jī)x器進(jìn)行校準(zhǔn)，電壓為1 V，兩個(gè)平行電極板間壓力為0.5 N，探頭采用L2001型4端子探頭。對(duì)照組和處理組獼猴桃每15 d分別隨機(jī)取樣30個(gè)果實(shí),待測(cè)獼猴桃果實(shí)從冷庫(kù)中取出后，放置于實(shí)驗(yàn)室內(nèi)平衡至室溫(25℃左右)。溫度平衡結(jié)束后，將獼猴桃果實(shí)置于平行電極板間，在果實(shí)赤道部位120°等距離測(cè)定3次，測(cè)試時(shí)上下電極板接觸果面應(yīng)避開病斑。

1.4 數(shù)據(jù)處理

采用Origin 8.5軟件制圖，并用SPSS 18.0軟件進(jìn)行方差分析、相關(guān)性分析和主成分分析，實(shí)驗(yàn)結(jié)果表示為平均值±標(biāo)準(zhǔn)差。P<0.05表示差異性顯著。

2 結(jié)果與分析

2.1 貯藏期獼猴桃品質(zhì)指標(biāo)、生理指標(biāo)的變化

圖1為獼猴桃貯藏期間各品質(zhì)、生理指標(biāo)的變化規(guī)律。

如圖1所示，獼猴桃的質(zhì)量損失率隨貯藏期的延長(zhǎng)呈現(xiàn)逐漸增加的趨勢(shì)，貯藏末期青霉侵染組果實(shí)質(zhì)量損失率達(dá)到了6.90%，而此時(shí)對(duì)照組質(zhì)量損失率為4.90%。水分是獼猴桃中最重要的組成成分，占比高達(dá)80%以上，果肉組織中的水分通常分為游離水和束縛水兩種形態(tài)[28]，其中游離水主要參與各類生理化學(xué)反應(yīng)而容易消耗，也是影響電學(xué)參數(shù)變化的主要因素之一。青霉侵染組的失水速率明顯高于無(wú)菌水對(duì)照組，主要是由于青霉菌的侵染和繁殖加快了果實(shí)內(nèi)部的營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)消耗和蒸騰作用等代謝活動(dòng)[29]，也可能是由于青霉菌破壞了細(xì)胞結(jié)構(gòu)，導(dǎo)致細(xì)胞內(nèi)部膠體微粒周圍的束縛水變成游離水而喪失。

貯藏期內(nèi)，獼猴桃果實(shí)硬度均呈逐漸下降的趨勢(shì)，60 d以后趨于穩(wěn)定，且青霉侵染組的硬度明顯低于無(wú)菌水對(duì)照組，在30 d時(shí)差異顯著(P<0.05)。果實(shí)硬度是衡量果實(shí)新鮮度的重要指標(biāo)之一，主要與細(xì)胞壁構(gòu)成成分、細(xì)胞內(nèi)組成、細(xì)胞間結(jié)合度等多種因素密切相關(guān)。獼猴桃侵染擴(kuò)展青霉菌后硬度下降加快主要是由于細(xì)胞壁酶引起的細(xì)胞壁和中膠層果膠水解加快[30]，細(xì)胞內(nèi)各組分和結(jié)構(gòu)發(fā)生顯著變化，從而導(dǎo)致生物電場(chǎng)的變化，最終表現(xiàn)為宏觀電學(xué)特性的改變。

果實(shí)的SSC呈現(xiàn)先逐漸上升后稍有下降的趨勢(shì)。侵染青霉菌的獼猴桃果實(shí)變化速率較快，在60 d時(shí)SSC達(dá)到最高值15.92%后稍有下降，而對(duì)照組果實(shí)在60 d時(shí)SSC為14.73%。SSC能直接地反映果實(shí)的成熟狀態(tài)和品質(zhì)。果實(shí)采后，淀粉酶等糖轉(zhuǎn)化酶活性增強(qiáng)，不斷地將淀粉轉(zhuǎn)化為可溶性糖[31]，因此SSC逐漸升高。但是伴隨著這種轉(zhuǎn)化的發(fā)生，果實(shí)后熟加快，后期轉(zhuǎn)化的可溶性糖不足以補(bǔ)充呼吸消耗，從而導(dǎo)致SSC在貯藏末期呈降低的趨勢(shì)。

獼猴桃果實(shí)中TA含量均呈現(xiàn)逐漸下降的趨勢(shì)。在75 d時(shí)，無(wú)菌水對(duì)照組和青霉侵染組分別降低了0.35%和0.39%，青霉侵染組TA含量明顯低于對(duì)照組。果實(shí)的糖酸比是衡量果實(shí)風(fēng)味的重要指標(biāo)，因此可滴定酸含量可以反映果實(shí)品質(zhì)。有機(jī)酸作為呼吸代謝的底物之一[32]，隨著果實(shí)的成熟衰老，有機(jī)酸逐漸被消耗。

在獼猴桃貯藏期間維生素C含量呈現(xiàn)出不斷下降的趨勢(shì)。在75 d時(shí)，無(wú)菌水對(duì)照組果實(shí)維生素C含量在貯藏期內(nèi)從質(zhì)量比85.65 mg/(100g)降低至59.63 mg/(100g)，而青霉侵染組果實(shí)維生素C含量在貯藏末期降低至質(zhì)量比41.21 mg/(100g)。維生素C是獼猴桃最重要的營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)之一，因此是衡量其品質(zhì)的主要指標(biāo)。維生素C含量降低主要是由于酶的分解以及自然條件下的氧化分解作用[33]。獼猴桃侵染青霉菌后，各種代謝反應(yīng)的加劇導(dǎo)致維生素C損失速率更快。

無(wú)菌水對(duì)照組和青霉侵染組果實(shí)的CAT活性均呈現(xiàn)出先逐漸上升后下降的趨勢(shì)，且同時(shí)在45 d時(shí)達(dá)到峰值，分別為231.60 U/g和266.97 U/g。整個(gè)貯藏期間，侵染青霉菌的獼猴桃果實(shí)CAT活性明顯高于未發(fā)病果實(shí)(P<0.05)。CAT是屬于一種可以催化植物體內(nèi)過(guò)氧化氫分解為水和分子氧的血紅蛋白酶[34]，所以其活性高低也會(huì)引起內(nèi)部組織成分的變化從而引起果實(shí)電學(xué)特性的變化。

貯藏期內(nèi)無(wú)菌水對(duì)照組和青霉侵染組獼猴桃果實(shí)的GLU活性逐漸上升后稍有下降，分別在90 d和60 d達(dá)到峰值，分別為209.7 U/g和211.9 U/g。30 d以后，青霉侵染組的GLU活性顯著高于對(duì)照組(P<0.05)。GLU能破壞真菌的細(xì)胞壁，從而增強(qiáng)果實(shí)的抗病性，因此在被真菌侵染以后其含量會(huì)顯著提高。

貯藏期內(nèi)無(wú)菌水對(duì)照組和青霉侵染組獼猴桃果實(shí)的PAL活性變化趨勢(shì)一致，同時(shí)在15 d和60 d時(shí)達(dá)到兩個(gè)峰值，其中侵染青霉果實(shí)的PAL活性最高，達(dá)342.01 U/g，但是只在60 d時(shí)有顯著差異(P<0.05)。PAL是苯丙烷代謝的關(guān)鍵酶，與植物的抗病性密切相關(guān)，因此在發(fā)病嚴(yán)重時(shí)顯著升高。

無(wú)菌水對(duì)照組和青霉侵染組的MDA含量在貯藏期內(nèi)都呈現(xiàn)逐漸上升后稍有下降的趨勢(shì)，分別在120 d和60 d達(dá)到峰值。貯藏后期，感染青霉菌的獼猴桃丙二醛含量顯著高于對(duì)照組(P<0.05)。丙二醛是在果實(shí)成熟衰老過(guò)程中膜脂過(guò)氧化的主要產(chǎn)物[35]，影響細(xì)胞膜的通透性，所以也是可以間接反映果實(shí)品質(zhì)的指標(biāo)。

2.2 貯藏期發(fā)病率及病情指數(shù)的變化

如圖2所示，隨著貯藏期的延長(zhǎng)，無(wú)菌水對(duì)照組和青霉侵染組果實(shí)均在15 d時(shí)開始發(fā)病，且發(fā)病率呈逐漸升高的趨勢(shì)，青霉侵染組的發(fā)病率顯著高于無(wú)菌水對(duì)照組(P<0.05)。無(wú)菌水對(duì)照組在15 d時(shí)發(fā)病率僅為10%，在90 d時(shí)全部發(fā)?。磺嗝骨秩窘M在15 d時(shí)發(fā)病率為30%，在30 d時(shí)全部發(fā)病。無(wú)菌水對(duì)照組和青霉侵染組果實(shí)病情指數(shù)也隨著貯藏期延長(zhǎng)而逐漸增大，且青霉侵染組的病情指數(shù)顯著高于無(wú)菌水對(duì)照組(P<0.05)。青霉侵染組獼猴桃果實(shí)在75 d時(shí)病情指數(shù)達(dá)到最大，最大值為74.29，發(fā)病程度較重，此時(shí)無(wú)菌水對(duì)照組病情指數(shù)為13.81。

2.3 獼猴桃品質(zhì)指標(biāo)、生理指標(biāo)和電參數(shù)的相關(guān)性

如圖3所示，隨著頻率的增大，無(wú)菌水對(duì)照組果實(shí)的Z與質(zhì)量損失率、SSC、GLU活性、PAL活性、MDA質(zhì)量摩爾濃度呈現(xiàn)出由正相關(guān)變?yōu)樨?fù)相關(guān)的變化趨勢(shì)，與硬度、TA質(zhì)量分?jǐn)?shù)、維生素C質(zhì)量比則相反，與CAT活性則一直呈正相關(guān)。Lp、X、Ls與質(zhì)量損失率、SSC、GLU活性、PAL活性、MDA質(zhì)量摩爾濃度呈現(xiàn)出先負(fù)相關(guān)后正相關(guān)的變化趨勢(shì)，與硬度、TA質(zhì)量分?jǐn)?shù)、維生素C質(zhì)量比則相反，與CAT活性一直呈負(fù)相關(guān)。Cs與質(zhì)量損失率、PAL活性、MDA質(zhì)量摩爾濃度先呈負(fù)相關(guān)后變?yōu)檎嚓P(guān)，與TA質(zhì)量分?jǐn)?shù)、維生素C質(zhì)量比則呈現(xiàn)先正相關(guān)后負(fù)相關(guān)的趨勢(shì)，與硬度一直呈正相關(guān)，和SSC、CAT活性、GLU活性則相反。Rs、ε、θ、G、D與硬度、TA質(zhì)量分?jǐn)?shù)、維生素C質(zhì)量比一直呈正相關(guān)，與質(zhì)量損失率、SSC、GLU活性、PAL活性、MDA質(zhì)量摩爾濃度呈現(xiàn)出負(fù)相關(guān)。綜合分析，Rs與TA質(zhì)量分?jǐn)?shù)、GLU活性在頻率3 956.5 kHz處呈極顯著相關(guān)(P<0.01)，絕對(duì)值最大的相關(guān)系數(shù)分別為0.762 3和-0.802。

如圖4所示，隨著頻率的增大，青霉侵染組果實(shí)的Z與質(zhì)量損失率、CAT活性一直呈正相關(guān)關(guān)系，與硬度、TA質(zhì)量分?jǐn)?shù)、維生素C質(zhì)量比的相關(guān)性呈現(xiàn)出先負(fù)后正的變化趨勢(shì)，與SSC、GLU活性、PAL活性、MDA質(zhì)量摩爾濃度的相關(guān)性則呈現(xiàn)出先正后負(fù)的變化趨勢(shì)。Ls、Lp、X與硬度、維生素C質(zhì)量比先呈正相關(guān)后變?yōu)樨?fù)相關(guān)，與SSC、CAT活性、GLU活性、MDA質(zhì)量摩爾濃度先呈負(fù)相關(guān)后呈正相關(guān)，與PAL活性一直呈正相關(guān)。D、ε、G與硬度呈先負(fù)后正的相關(guān)性，和SSC、PAL活性則相反。θ、Rs與質(zhì)量損失率、SSC、GLU活性、MDA質(zhì)量摩爾濃度一直呈負(fù)相關(guān)，與硬度、維生素C質(zhì)量比則一直呈正相關(guān)。Cs與質(zhì)量損失率、CAT活性、GLU活性、PAL活性、MDA質(zhì)量摩爾濃度呈現(xiàn)先正后負(fù)的相關(guān)性，與維生素C質(zhì)量比則相反，與硬度、TA質(zhì)量分?jǐn)?shù)則一直呈負(fù)相關(guān)，與SSC一直呈正相關(guān)。綜合比較，GLU活性、PAL活性、MDA質(zhì)量摩爾濃度、維生素C質(zhì)量比在251 Hz處與Cs呈顯著相關(guān)(P<0.05)，TA質(zhì)量分?jǐn)?shù)在251 Hz處與Cs呈極顯著相關(guān)(P<0.01)，絕對(duì)值最大的相關(guān)系數(shù)為-0.925 1。

2.4 特征頻率的篩選

采用主成分分析法，將無(wú)菌水對(duì)照組和青霉侵染組獼猴桃在100 Hz～3.98 MHz所有頻率點(diǎn)下電參數(shù)與品質(zhì)及生理指標(biāo)構(gòu)成的相關(guān)系數(shù)矩陣進(jìn)行綜合分析，篩選出特征頻率。結(jié)果發(fā)現(xiàn)，無(wú)菌水對(duì)照組獼猴桃質(zhì)量損失率、SSC與電參數(shù)相關(guān)性指數(shù)最大的頻率點(diǎn)均在3 980 kHz處，TA含量、CAT活性與電參數(shù)相關(guān)指數(shù)最大的頻率點(diǎn)為100 Hz，GLU活性、MDA含量與電參數(shù)相關(guān)指數(shù)最大的頻率點(diǎn)為3 956.5 kHz，硬度、維生素C含量、PAL活性與電參數(shù)相關(guān)指數(shù)最大均出現(xiàn)在頻率點(diǎn)158 Hz處。青霉侵染組獼猴桃質(zhì)量損失率、CAT活性與電參數(shù)相關(guān)性最強(qiáng)的頻率點(diǎn)為3 932.9 kHz，硬度、TA含量與電參數(shù)相關(guān)性最強(qiáng)的頻率點(diǎn)為3 250 kHz，GLU活性、PAL活性、MDA含量與電參數(shù)相關(guān)性最強(qiáng)的頻率點(diǎn)均為251 Hz，SSC、維生素C含量與電參數(shù)相關(guān)性最強(qiáng)的頻率點(diǎn)分別為398 Hz、141.4 kHz。主成分分析的結(jié)果表明，各品質(zhì)、生理指標(biāo)與電參數(shù)相關(guān)性最好的點(diǎn)已經(jīng)找到，但是最佳測(cè)試頻率并未統(tǒng)一。因此，將各品質(zhì)和生理參數(shù)與電參數(shù)形成的相關(guān)指數(shù)矩陣進(jìn)一步進(jìn)行主成分分析，根據(jù)主成分因子得分，并計(jì)算其綜合相關(guān)指數(shù)(ICI)。如表1和表2所示，無(wú)菌水對(duì)照組獼猴桃在3 956.5 kHz處綜合相關(guān)指數(shù)排名第一，而青霉侵染組獼猴桃在251 Hz處綜合相關(guān)指數(shù)最高，所以其特征頻率分別為3 956.5 kHz和251 Hz。

表1 無(wú)菌水對(duì)照組獼猴桃在不同頻率下電參數(shù)與品質(zhì)、生理指標(biāo)綜合相關(guān)指數(shù)排名

表2 青霉侵染組獼猴桃在不同頻率下電參數(shù)與品質(zhì)、生理指標(biāo)綜合相關(guān)指數(shù)排名

2.5 敏感電參數(shù)的篩選

敏感電參數(shù)是指在篩選出的特征頻率下，將各品質(zhì)、生理指標(biāo)與電參數(shù)進(jìn)行相關(guān)分析，進(jìn)一步篩選出兩者間相關(guān)性最強(qiáng)的電學(xué)參數(shù)，即可作為無(wú)損檢測(cè)獼猴桃青霉病的電學(xué)指標(biāo)。

如表3所示，在特征頻率3 956.5 kHz下，無(wú)菌水對(duì)照組獼猴桃的θ與SSC、TA質(zhì)量分?jǐn)?shù)、GLU活性分別呈顯著相關(guān)；D與硬度、SSC、TA質(zhì)量分?jǐn)?shù)、GLU活性呈顯著相關(guān)；ε與硬度、SSC、GLU活性、PAL活性呈顯著相關(guān)；Rs與質(zhì)量損失率、硬度、SSC呈顯著相關(guān)，與TA質(zhì)量分?jǐn)?shù)、GLU活性呈極顯著相關(guān)(P<0.01)，絕對(duì)值最大的相關(guān)系數(shù)為-0.802 0，綜合分析比較，選取Rs作為其敏感電參數(shù)，將GLU活性與特征頻率下的Rs進(jìn)行多元回歸，回歸方程為

表3 無(wú)菌水對(duì)照組獼猴桃在特征頻率下品質(zhì)、生理指標(biāo)與電參數(shù)的相關(guān)性

YGLU=-3.287 4Rs+250.32 (R2=0.820 3)

如表4所示，在特征頻率251 Hz下，青霉侵染組獼猴桃θ與質(zhì)量損失率呈極顯著相關(guān)(P<0.01)，相關(guān)系數(shù)為-0.904 4；ε分別與TA質(zhì)量分?jǐn)?shù)、GLU活性呈顯著相關(guān)；D、X、Ls、Lp均與質(zhì)量損失率呈顯著相關(guān)，Cs分別與維生素C質(zhì)量比、GLU活性、PAL活性和MDA質(zhì)量摩爾濃度呈顯著相關(guān)，與TA質(zhì)量分?jǐn)?shù)呈極顯著相關(guān)，絕對(duì)值最大的相關(guān)系數(shù)為-0.925 1，綜合分析，選取Cs作為其敏感電參數(shù)，將TA質(zhì)量分?jǐn)?shù)與特征頻率下的Cs進(jìn)行多元回歸，回歸方程為

表4 青霉侵染組獼猴桃在特征頻率下品質(zhì)與電參數(shù)的相關(guān)性

YTA=-5×107Cs+1.264 3 (R2=0.855 8)

通過(guò)標(biāo)準(zhǔn)化殘差分析，殘差值均在(-2,2)之間，說(shuō)明可以用Cs預(yù)測(cè)紅陽(yáng)獼猴桃采后貯藏期青霉病果實(shí)的TA含量，從而預(yù)測(cè)其果實(shí)品質(zhì)。根據(jù)實(shí)際測(cè)得的TA含量，貯藏期在15～45 d的果實(shí)，無(wú)菌水對(duì)照組TA質(zhì)量分?jǐn)?shù)范圍為1.27%～1.14%，對(duì)應(yīng)的Cs為1.66×10-9～2.49×10-9F，青霉侵染組TA質(zhì)量分?jǐn)?shù)范圍為0.99%～1.27%，對(duì)應(yīng)的Cs為5.15×10-9～5.49×10-9F；貯藏期在45～75 d的果實(shí)，無(wú)菌水對(duì)照組TA質(zhì)量分?jǐn)?shù)范圍為0.92%～1.14%，對(duì)應(yīng)的Cs為2.49×10-9～6.80×10-9F。青霉侵染組TA質(zhì)量分?jǐn)?shù)范圍為0.89%～0.99%，對(duì)應(yīng)的Cs為5.49×10-9～7.55×10-9F。由此可知，可將其分為2個(gè)檢測(cè)基準(zhǔn)，貯藏期為0～45 d時(shí)，Cs大于5.15×10-9F時(shí)判定為青霉病果實(shí)，選取30個(gè)正常果實(shí)和30個(gè)發(fā)病果實(shí)進(jìn)行驗(yàn)證實(shí)驗(yàn)，在特征頻率下測(cè)定其Cs，結(jié)果顯示識(shí)別率達(dá)83%；貯藏期為45～75 d時(shí)，無(wú)菌水對(duì)照組和青霉侵染組的Cs范圍出現(xiàn)部分重疊，差異不夠顯著，若界定Cs大于6.80×10-9F時(shí)判定為青霉病果實(shí)，選取30個(gè)正常果實(shí)和30個(gè)發(fā)病果實(shí)進(jìn)行驗(yàn)證實(shí)驗(yàn)，結(jié)果顯示識(shí)別率只有72%。

3 討論

果實(shí)作為植物的器官之一，采后仍然是一個(gè)生命體，其本身屬于電介質(zhì)。獼猴桃果實(shí)的電學(xué)特性與其內(nèi)部組分以及結(jié)構(gòu)兩方面緊密相關(guān)[36]，但是由于果實(shí)中大部分是自由水，而水又在果實(shí)成熟衰老過(guò)程中參與絕大部分生化反應(yīng)，因此也與果實(shí)中自由水含量和亞細(xì)胞結(jié)構(gòu)息息相關(guān)。隨著貯藏期延長(zhǎng)，一方面由于果實(shí)的呼吸和蒸騰作用導(dǎo)致自由水漸漸減少，另一方面，細(xì)胞自溶作用的發(fā)生會(huì)導(dǎo)致內(nèi)部細(xì)胞結(jié)構(gòu)逐漸解體，以及不溶性物質(zhì)比如淀粉等逐漸轉(zhuǎn)化為可溶性糖，也會(huì)明顯引起果實(shí)結(jié)構(gòu)和電學(xué)特性的變化。由于感染青霉病果實(shí)的TA含量和SSC降低明顯較多，電解質(zhì)雖然會(huì)減少，但是由于抗性相關(guān)酶活性顯著增強(qiáng)，標(biāo)志細(xì)胞膜降解、膜透性增大的MDA含量快速上升，電解質(zhì)會(huì)大量向細(xì)胞外滲透，使得組織內(nèi)部疏松程度比正常果實(shí)更高，而且細(xì)胞衰亡的速度也快于正常果實(shí)，結(jié)果表現(xiàn)為電導(dǎo)性反而增強(qiáng)，這與文獻(xiàn)[37]的研究結(jié)論一致。正常果實(shí)和侵染青霉菌果實(shí)的電特性的差異，也證明了可以利用電學(xué)特性對(duì)侵染青霉菌獼猴桃果實(shí)進(jìn)行無(wú)損檢測(cè)的可行性。

結(jié)合果實(shí)生理變化的過(guò)程，揭示了果實(shí)物理變化的內(nèi)在機(jī)理，這對(duì)獼猴桃采后生理的研究以及病害防控都具有重要理論意義。但是，本研究只是對(duì)侵染青霉菌獼猴桃生理、品質(zhì)特性與電學(xué)特性相關(guān)性進(jìn)行初步理論研究，只是為實(shí)現(xiàn)電學(xué)特性的獼猴桃青霉病無(wú)損檢測(cè)提供前期的理論依據(jù)，也為其他果實(shí)的病害電學(xué)無(wú)損檢測(cè)研究打開了新思路。在此貯藏期間，獼猴桃果實(shí)雖已表現(xiàn)出發(fā)病癥狀，但是由于本實(shí)驗(yàn)中是采用人為刺傷接種的方式，所以發(fā)病程度會(huì)表現(xiàn)得比果實(shí)在自然情況下發(fā)病更為嚴(yán)重，自然情況下發(fā)病時(shí)間會(huì)相對(duì)較晚，所以該方法仍然具有區(qū)分發(fā)病果實(shí)和健康果果實(shí)的潛在應(yīng)用價(jià)值。但是，在45 d后識(shí)別效果不佳，并且也有研究結(jié)果表示使用電學(xué)參數(shù)表征單一的相關(guān)品質(zhì)或者生理指標(biāo)不具有普遍性[17]，若能同時(shí)找到與電參數(shù)相關(guān)性較強(qiáng)的多個(gè)品質(zhì)或生理指標(biāo)，才能更好地實(shí)現(xiàn)基于電學(xué)檢測(cè)獼猴桃青霉病果實(shí)的實(shí)際應(yīng)用。因此，建立準(zhǔn)確性更高的一元多次線性方程，是未來(lái)研究的方向，在生產(chǎn)中具有廣闊的應(yīng)用前景。

4 結(jié)論

(1)獼猴桃果實(shí)在貯藏期間的質(zhì)量損失率、SSC呈逐漸上升的趨勢(shì)，硬度、TA含量、維生素C含量呈逐漸下降的趨勢(shì)，抗性相關(guān)酶活性也呈逐漸上升后稍有下降的趨勢(shì)。與無(wú)菌水對(duì)照組相比，青霉侵染組獼猴桃品質(zhì)指標(biāo)的下降速度明顯高于對(duì)照組，果實(shí)內(nèi)抗性相關(guān)酶活性也明顯高于對(duì)照組。

(2)通過(guò)分析品質(zhì)、生理指標(biāo)和電參數(shù)之間的相關(guān)性，篩選出對(duì)照組和青霉菌侵染組獼猴桃果實(shí)的特征頻率分別為3 956.5 kHz和251 Hz，敏感電參數(shù)分別為Rs和Cs，數(shù)學(xué)回歸方程分別為YGLU=-3.287 4Rs+250.32、YTA=-5×107Cs+1.264 3，完善了可用于表征獼猴桃果實(shí)品質(zhì)以及病害檢測(cè)的特征頻率和敏感電參數(shù)體系。所得數(shù)學(xué)模型在貯藏期為15～45 d時(shí)準(zhǔn)確度較高，驗(yàn)證試驗(yàn)顯示識(shí)別率可達(dá)83%，45 d后的識(shí)別率只有72%。