重金屬鉛誘發(fā)機體氧化應激效應的研究進展

張浩+劉汝濤+魏云波

摘要：盡管各國政府已經采取多項措施限制和減少鉛的使用，鉛污染引發(fā)的健康問題依舊非常突出，仍是當前社會高度關注的環(huán)境污染與健康問題之一。研究表明，氧化應激是幾乎所有疾病發(fā)生的誘因，而且鉛類污染物對生命體的危害與氧化應激效應密切相關。鉛暴露使機體產生過量的活性氧物質導致體內氧化還原平衡態(tài)被打破，造成蛋白質、核酸、脂類等生物大分子的氧化損傷，從而導致細胞凋亡或壞死和組織器官代謝紊亂，引發(fā)機體病變甚至癌癥的發(fā)生。因此，有必要從生物大分子、細胞和實驗動物三個層面系統(tǒng)綜述鉛暴露誘發(fā)機體氧化損傷的作用機理，闡述重金屬鉛誘發(fā)機體氧化應激效應的研究進展。

關鍵詞：重金屬鉛；氧化應激；毒性效應

中圖分類號：Q89 文獻標識碼：A

Abstract：Lead still possesses great threats to human health owing to its widespread distribution in the environment caused by human activities， although various actions have been taken to cut down the use and distribution of lead by the governments. Abundant evidence has indicated oxidative stress is a trigger of many varied diseases， which has still been one of the biggest concerns on environmental pollution and health. Multiple studies have shown that lead toxicity is related to oxidative stress because it generates reactive oxygen species （ROS）， interferes with antioxidant enzyme activities， and breaks the balance of the pro-oxidant/antioxidant defense system， resulting in oxidative damage of proteins， nucleic acids and lipid compounds， cell apoptosis and necrosis， and metabolic disorders of tissues and organs of humans， and causes harmful diseases or cancers. Therefore， it is of great importance to review mechanisms of oxidative damage caused by lead combined at the molecular， cellular and organismal levels to understand harmful effects of lead exposure to human health.

Keywords： lead； oxidative stress； toxic effects

2015年11月下旬，國家環(huán)保部公布的《重金屬污染綜合防治“十二五”規(guī)劃》2014年度考核結果顯示，盡管國家重點監(jiān)控的重金屬污染物（鉛、汞、鎘、

鉻和類金屬砷）減排成效顯著，但由于涉重金屬產業(yè)的快速擴張造成重金屬污染物排放總量仍處于高位水平，重金屬環(huán)境風險隱患依然突出。根據(jù)美國地質調查局（United States Geological Survey）最新公布的2014年全球鉛行業(yè)市場分析數(shù)據(jù)，中國依然是精鉛產量和消費量最多的國家，均遠遠高于歐洲（第二位）和美國（第三位）之和。巨大的鉛消耗量中僅有約1/4的鉛被回收再利用，其余大部分以“三廢”形式排入環(huán)境介質中，經食物鏈傳遞或呼吸道等途徑進入人體并蓄積于肝臟、腎臟等靶器官中，進而侵入組織細胞誘發(fā)氧化應激、細胞凋亡等毒性作用損傷其生理功能。因此研究鉛污染治理及鉛污染引發(fā)的健康問題，已經成為環(huán)境污染與健康領域亟需解決的重要科學問題。本論文從動物水平、細胞水平和功能大分子水平系統(tǒng)綜述鉛暴露誘發(fā)氧化應激效應與機理的研究進展，為開展鉛污染損傷人體健康的早期預警及防治技術提供借鑒。

1鉛引發(fā)的毒性效應及與氧化應激的關系

1.1鉛的毒性作用簡介

鉛是地殼中含量最多的重金屬元素。由于鉛具有密度大，柔軟性，耐腐蝕，延展性強等特點，在古代就有廣泛應用。在古羅馬時代就有鉛制作的水管和酒器；我國在各個朝代都有使用鉛制作的錢幣。鉛以工業(yè)規(guī)模生產和開發(fā)是19世紀才開始的，在19世紀中葉煉鉛工業(yè)獲得迅猛發(fā)展。據(jù)統(tǒng)計目前鉛在有色金屬生產中占第四位[2]。在工業(yè)開采、加工和制作過程中，鉛會通過水、空氣、食物鏈等途徑與人類和動物體廣泛接觸，進而通過消化道、呼吸道和皮膚等吸收進入機體[3]。進入消化道的鉛（吸收率僅為1%-2%，嬰幼兒吸收率較高，鈣缺乏可提高吸收率）主要在十二指腸吸收，經門靜脈到達肝臟，一部分進入血液循環(huán)，一部分由膽汁分泌進入腸道，而后排出體外；進入呼吸道的鉛25%-30%被吸收，粒徑大于10 μm的含鉛顆粒主要沉積于鼻腔和咽喉部，2.5μm以下者能夠到達肺泡。鉛吸收后進入血液，約96%迅速與紅細胞結合，只有4%留在血漿中，然后經血液循環(huán)分布到肝、腎、脾、肺和腦等組織器官中[4]，其中以肝臟和腎臟濃度最高[5]，最終蓄積到骨骼、牙齒和毛發(fā)中，以磷酸鉛的形式沉積下來[6]，引發(fā)多種多系統(tǒng)性、多器官性的機體損傷[7]。鉛的吸收和分布示意圖見圖1所示[2]。

1.2 氧化應激效應介紹

在正常的生理條件下，人體內存在著氧化活性物質和抗氧化防御體系的動態(tài)平衡，作用模式見圖2所示。一旦體內氧化活性物質含量增加或者體內抗氧化防御體系被干擾和破壞，致使這種動態(tài)平衡產生紊亂和失調，引起一系列新陳代謝失常和免疫功能降低，形成氧自由基連鎖反應而導致各組織發(fā)生氧化損傷，這就是氧化應激效應[8]。所說的氧化物質主要包括活性氧物質（Reactive Oxygen Species， ROS）和活性氮物質（Reactive Nitrogen Species， RNS），其中ROS是主要的氧化活性物質，主要包括過氧化氫（H2O2）、超氧陰離子（O2·-）和羥基自由基（HO·）等[9， 10]。正常條件下，人體內存在一定量的ROS，作為體內多種代謝和信號通路的信使，通過激活和調控各種轉錄因子參與體內多種基因的轉錄及相關功能蛋白的表達，參與細胞的增殖、分化及遷移及促進和維護細胞、組織和機體的新陳代謝[11， 12]。但是ROS具有較強的反應活性和氧化性，當ROS濃度較高時，會直接或間接對DNA、蛋白質及脂類物質發(fā)生氧化損傷，造成細胞凋亡（apoptosis）、衰老（senescence）和死亡（death）[13-16]。

大量體外和體內實驗的研究表明，輻射和外源化學物（包括重金屬類物質）是ROS介導的細胞損傷的主要環(huán)境誘導因子。電離輻射會通過氧化H2O產生HO·[17]，皮膚受到紫外線（290-400 nm）照射會產生大量ROS，進而干擾了調控細胞增殖和分化的主要信號通路，影響了細胞的正常生理功能[18]。外源化學物如乙醇和苯巴比妥類物質通過改變細胞色素P450的途徑，導致細胞色素P450的4A過氧化物酶體增殖，而導致了過氧化氫的產生[19]。重金屬類污染物被認為是外源化學物中毒性較強的一類物質，它們發(fā)揮毒性效應的關鍵因素就是誘發(fā)機體產生氧化應激[20-23]。首先，重金屬類物質可以參與類Fenton反應產生更多的ROS，是誘發(fā)氧化應激的直接因素[24]；其次，重金屬類物質易與體內抗氧化物質如還原型谷胱甘肽（GSH）發(fā)生共價結合而使其喪失消除ROS的能力[25， 26]；另外，重金屬類物質可以與抗氧化酶及谷胱甘肽相關酶發(fā)生相互作用，影響酶的活性和濃度，從而干擾體內的氧化還原反應[27-29]。后面這兩種情況是重金屬產生氧化損傷效應的非直接因素。

同時，體內存在著抗氧化防御系統(tǒng)，由抗氧化物質、抗氧化酶及非酶抗氧化蛋白組成[30]。抗氧化物質主要包括GSH、維生素C、維生素E、黃酮類物質、尿酸等；抗氧化酶主要包括超氧化物歧化酶（SOD）、過氧化氫酶（CAT）、谷胱甘肽過氧化物酶（GPX）、谷胱甘肽還原酶（GR）、谷胱甘肽轉硫酶（GST）及溶菌酶（Lysozyme）等；非酶抗氧化蛋白是指不直接參與分解代謝ROS物質，卻能起到維持體內氧化還原平衡作用的蛋白，主要包括血紅蛋白、肌紅蛋白等含有鐵/亞鐵離子的傳輸?shù)鞍住⒏鞣N金屬硫蛋白及人絨毛膜促性腺激素（HCG）等可以抑制氧化應激過程中細胞凋亡等損傷的功能蛋白[31-33]。體內抗氧化防御體系的存在，催化清除或分解代謝了過量產生的ROS，保障了各組織器官的正常生理功能。

1.3 鉛引發(fā)的毒性效應與氧化應激的關系

E. D. Willis于1965年最先發(fā)現(xiàn)鉛毒性與氧化應激相關[34]。鉛的致病機理是較為復雜的，它可以與抗氧化酶發(fā)生直接作用[35-38]，競爭性抑制重要微量礦物質的吸收，還能與體內含巰基物質發(fā)生共價結合使其失去抗氧化作用[22]。鉛誘發(fā)的氧化損傷作用主要通過兩種獨立而又具有相關性的機理。首先，鉛可以直接誘導機體產生單線態(tài)氧、過氧化氫及超氧化物等活性氧物質；第二種機制為鉛能夠消耗細胞內的抗氧化物質，其中鉛影響GSH代謝途徑是最主要的機理[39]。GSH是由半胱甘酸（Cys）、谷氨酸（Glu）和甘氨酸（Gly）組成的三肽，在淋巴細胞間質產生，是人體中最主要、含量最高的巰基類抗氧化物質[40]。GSH除了可以清除體內的活性氧之外，還可以與毒性重金屬發(fā)生結合，削弱其毒性效應[41]。在鉛暴露動物實驗的研究中，血液、肝臟和腎臟等器官中GSH的濃度明顯低于未暴露組[42-44]。

鉛能夠直接與含有巰基的抗氧化酶發(fā)生共價結合，使這些酶失活，從而破壞了氧化還原平衡狀態(tài)。Ahamed等人報道在印度勒克瑙市一個鉛工業(yè)暴露的地區(qū)，血鉛水平為11.39 μg/dL左右的兒童，血液中羥基乙酰丙酸脫氫酶（ALAD）和GSH的含量明顯低于血鉛水平在7.11 μg/dL左右的兒童[35]。ALAD能夠催化亞鐵血紅素（heme）的生成，從而維持血紅蛋白的攜氧能力，因此鉛對ALAD活性的抑制作用是鉛發(fā)揮毒性很關鍵的一個方面[45]。Hunaiti等發(fā)現(xiàn)在約旦伊爾比德市的從事鉛行業(yè)工人的血液中，GR、GPX和GST的含量均與血鉛水平呈反比，表明鉛暴露使上述三種谷胱甘肽相關酶含量均發(fā)生下降，從而干擾了GSH代謝途徑[46]。

目前，鉛的毒性效應與氧化應激的相關性研究已有大量報道，因此本文將從動物、細胞和分子三個水平上分別綜述鉛暴露誘發(fā)氧化應激的研究進展，并從中找到尚未搞清楚的科研問題，作為后續(xù)工作的研究重點。

2 動物、細胞和分子水平上鉛暴露誘發(fā)氧化應激的研究進展

2.1動物水平上鉛暴露誘發(fā)氧化應激的研究進展

研究表明，長期鉛暴露可導致肝臟、腎臟、生殖系統(tǒng)及神經系統(tǒng)的病變。對于鉛毒性效應的研究大部分集中在流行病學領域，通過研究人群血鉛水平、與身體各器官相關病變的生物學效應之間的關系來評價鉛的毒性，為提出有效的治療方案提供數(shù)據(jù)支持[47-49]。但是流行病學研究并不能實現(xiàn)鉛暴露劑量變化與氧化應激相關生物學效應關系的研究，因此不能揭示鉛誘發(fā)氧化應激的毒性作用機理。因此很多學者從動物水平上研究了鉛毒性與氧化應激的關系。

實驗動物經鉛暴露后，其抗氧化防御體系的變化情況是動物水平研究中主要關注的問題。Farmand等人研究了雄性Sprague-Dawley鼠經不同劑量鉛染毒后主要抗氧化酶Cu/Zn SOD、CAT及GPx活性及含量的變化，結果顯示鉛暴露導致鼠胸動脈中Cu/Zn SOD活性升高，CAT和GPx活性沒有變化，而且這三種酶的含量均未發(fā)生變化；在鼠腎臟和髓質中Cu/Zn SOD和CAT活性升高，而GPx活性沒有變化。因此Farmand認為鉛暴露后抗氧化酶活性升高是實驗動物在氧化應激狀態(tài)下的一種反饋抵抗機制[50]。但是Sivaprasad課題組的研究結果卻與上述報道相反：他們在鉛暴露后的小鼠血液紅細胞中發(fā)現(xiàn)Cu/Zn SOD、CAT和GPx活性下降，因此解釋為酶活性下降是鉛誘發(fā)氧化應激的標志[51]。以上不同的實驗結果表明，在不同的暴露劑量、暴露時間和靶器官等實驗條件下，鉛暴露過程中抗氧化酶活性變化規(guī)律不具有確定性，而且目前的研究并未闡明由于鉛暴露導致酶活性的變化，引起體內氧化還原狀態(tài)的失衡造成氧化損傷的發(fā)生；還是鉛暴露誘發(fā)機體氧化損傷，導致了酶活性變化[52]。針對這一問題，我們研究了斑馬魚水平上鉛暴露誘發(fā)氧化應激過程中SOD活性變化的機理：鉛暴露打破了斑馬魚肝臟中的氧化還原穩(wěn)態(tài)，導致SOD酶活性下降，谷胱甘肽相關酶GPx、GR和GST活性受到抑制， GSH/GSSG比率下降，并對細胞膜結構產生了氧化損傷，導致脂質過氧化物MDA含量增加；然后利用多種光譜學方法、ITC法及分子對接模擬等方法從生物大分子層面上深入探討了鉛暴露誘發(fā)斑馬魚氧化應激過程中CAT活性降低的機理。研究發(fā)現(xiàn)鉛通過靜電作用（ΔH<0， ΔS>0）與酶催化關鍵氨基酸殘基Arg 141發(fā)生了直接作用，使鉛結合到SOD的活性通道內，阻礙了底物（O2-·）進入酶活性中心的路徑，破壞了SOD的骨架結構和二級結構，并使活性中心的Cu2+和Zn2+釋放出來，從而導致了SOD活性的下降[53]。

當鉛暴露導致機體各組織氧化損傷程度較深時，產生的ROS會進攻膜結構中的磷脂層，產生脂質過氧化反應[31]。脂質過氧化程度取決于膜結構中脂肪酸的飽和程度，不飽和程度越高（不飽和鍵越多），越容易發(fā)生脂質過氧化反應。脂質過氧化將使細胞膜的流動性和通透性改變，導致細胞結構和功能的異變，最終導致多器官損傷的發(fā)生[54]。Gerber和Rehman發(fā)現(xiàn)在鉛暴露的小鼠大腦勻漿液中脂質過氧化物的產生量隨著鉛染毒濃度的升高而增多[55， 56]。而且Rehman還研究了小鼠大腦不同區(qū)域鉛的含量，他發(fā)現(xiàn)鉛富集量大的區(qū)域，脂質過氧化程度高[57]。Adanaylo和Oteiza 也證實鉛暴露干擾了小鼠大腦中抗氧化防御體系，作為脂質過氧化的生物標志物MDA含量升高[58]。劉芳麗等人在鉛暴露后的小鼠肝臟和腎臟中均發(fā)現(xiàn)了MDA含量的升高，且加入抗氧化物質白藜蘆醇后減輕了鉛的脂質過氧化水平[59]。

2.2細胞水平上研究鉛誘發(fā)氧化應激的研究進展

動物水平的研究結果分析了鉛暴露引發(fā)毒性效應與氧化應激的相關性，闡明了鉛暴露導致組織器官損傷及引發(fā)各種疾病的重要機理是鉛破壞了體內氧化還原狀態(tài)，是機體發(fā)生氧化損傷所致。但是動物水平上的鉛毒性評價并不能解釋鉛暴露誘發(fā)細胞毒性的微觀機制，也就無法研究細胞內發(fā)生氧化應激作用機理。因此，很多研究者開始從細胞水平上研究鉛誘發(fā)氧化應激的機理及其與細胞凋亡等細胞毒性的關系。

已有研究表明鉛毒性引起細胞損傷與細胞內氧化還原狀態(tài)異常有關。Yedjou和Tchounwou研究發(fā)現(xiàn)鉛引起HepG2細胞活力下降與細胞內ROS含量升高有關，同時鉛暴露引起細胞內MDA含量顯著升高；當鉛暴露同時加入抗氧化物質N-乙酰-L-半胱氨酸（NAC），會使細胞內ROS含量顯著降低，而且顯著提高了細胞成活率。表明NAC抑制了鉛暴露引發(fā)細胞產生的氧化應激效應[60]。Stacchiotti等人選取小鼠腎臟近曲小管細胞（NRK-52E）為靶細胞進行鉛暴露后，引起了細胞凋亡和壞死、線粒體損傷等細胞損傷作用，而且伴隨著細胞內ROS和RNS含量的升高[61]。Navarro-Moreno等人同樣在小鼠腎臟近曲小管細胞中發(fā)現(xiàn)了細胞損傷與氧化影響的相關性[62]，評價了鉛對PC 12細胞的細胞毒性。Jadhav等發(fā)現(xiàn)低濃度鉛急性暴露（0.01 μM，24 h）可激活細胞內蛋白激酶C（PKC）的活性，PKC的活化調節(jié)了鈣傳輸相關的NMDA受體通道，從而提高了細胞內Ca2+含量；而NMDA受體激活將促進興奮型氨基酸谷氨酸鹽的釋放，進而引發(fā)細胞內ROS含量上升，產生氧化應激效應。他們進一步研究了鉛與谷氨酸鹽對PC12細胞的聯(lián)合暴露效應，發(fā)現(xiàn)細胞內ROS含量大幅升高，細胞成活率顯著降低，表明鉛能夠通過調節(jié)PCK活性進而引發(fā)細胞產生氧化損傷[63]。

在鉛暴露誘發(fā)細胞氧化損傷的過程中，細胞內有著“動力車間”之稱的線粒體起著至關重要的調節(jié)作用。線粒體的功能與ROS的產生及代謝密切相關，一方面線粒體在氧化代謝制造ATP過程中會伴隨大量ROS的產生，在正常生理條件下其生成速率與線粒體膜電位水平（MMP）有直接關系[64]。Suski等人證實線粒體膜電位降低直接導致ROS的產生量增大[65]；另一方面線粒體內的抗氧化防御體系能夠有效消除過量的ROS，使自身免受氧化損傷而繼續(xù)發(fā)揮其重要生理功能[66]。當細胞內氧化應激程度較嚴重時，過量蓄積的ROS可氧化滲透性轉運通道上的敏感位點，會導致線粒體發(fā)生形態(tài)腫脹、膜電位降低等氧化損傷效應，產生嚴重的細胞毒性[67]。同時，線粒體在細胞凋亡過程中發(fā)揮重要作用。Oluwole等人于1998年在science雜質上詳細分析了線粒體參與細胞凋亡的相關機理：（1）線粒體功能的紊亂導致細胞凋亡的產生，包括電子傳遞、氧化磷酸化和ATP產量的紊亂；（2）線粒體通過釋放細胞色素C等信號因子激活Caspase家族，從而導致細胞凋亡的產生；（3）線粒體內氧化還原電位的改變，導致MMP值變化及調控Bcl-2家族的磷酸化水平，從而達到調控細胞凋亡的目的[68]。王林等人研究了鉛暴露對大鼠腎小管上皮細胞MMP值與ROS含量的關系，發(fā)現(xiàn)鉛染毒使腎細胞內ROS大量產生，且伴隨著MMP數(shù)值下降。這是由于蓄積的ROS會直接靶性損傷線粒體膜結構，引起MMP值下降，進而導致了細胞凋亡[69]。徐進等人研究發(fā)現(xiàn)鉛暴露可導致PC 12細胞DNA損傷及細胞凋亡，同時伴隨著凋亡信號通路Bax表達量上升、Bcl-2表達量下降、P53表達量增加且Caspase-3被激活。表明鉛誘發(fā)DNA損傷與P53表達量上調有關，導致Bax/Bcl-2狀態(tài)失衡和線粒體損傷，從而激活了Caspase-3，進一步引起了細胞凋亡[70]。

2.3 分子水平上研究鉛誘發(fā)氧化應激的研究進展

研究表明，重金屬引發(fā)生物體毒性效應是從生物大分子開始的，比如各種酶、非酶功能性蛋白、DNA和RNA等，然后逐步在細胞層面、組織器官層面和個體層面反映出來[71]，因此研究重金屬與生物大分子的相互作用，能從分子層面上解釋重金屬引發(fā)毒性效應的機理，為與重金屬相關疾病的早期診斷及治療提供依據(jù)。但目前從分子層面上研究鉛與生物大分子的相互作用研究很少。Belatik等人利用FTIR、紫外可見吸收光譜、圓二色譜、熒光光譜儀和X射線光電子能譜等技術從分子水平上對比研究了鉛（II）與HSA與BSA的結合模式。Vega等人通過研究鉛與人魚精蛋白（HP2）的直接作用來解釋鉛的生殖毒性。他們通過多種光譜學手段研究了鉛對HP2結構的影響，結果顯示鉛結合到HP2的兩個結合位點處，從而破壞了HP2的生理結構，并認為由于HP2對鉛和鋅的親和力類似，因此鉛暴露會競爭性抑制鋅與HP2的結合從而引發(fā)生殖毒性效應。

但分子水平的研究中存在一些方法學問題。首先上述研究中都未考慮熒光內濾效應對體系熒光變化的影響。熒光內濾效應是指溶液在激發(fā)波長和發(fā)射波長處的光發(fā)生吸收或色散而導致熒光信號減弱的現(xiàn)象。針對這一問題，我們課題組已經提出利用內濾校正公式和外濾校正裝置來消除內濾效應影響的方法[72， 73]，但是內濾校正公式的適用性有待進一步研究。因此最好的校正內濾的方法應該是避免內濾效應的產生[74]。一般認為，讓溶液在激發(fā)波長到掃描的發(fā)射波長范圍內的吸光度小于0.1時，可以忽略內濾效應的影響。由于沒有校正內濾效應，利用Stern-Volmer方程判別熒光猝滅機理的類型就存在問題。事實上，最準確的熒光猝滅類型判別方法是考察反應體系熒光壽命的變化[75]。另一個問題是利用雙對數(shù)Stern-Volmer方程 計算結合位點數(shù)和結合常數(shù)，并進一步通過熱力學常數(shù)的計算確定結合作用力類型。但這個方程當且僅當配體與受體的結合屬于無限協(xié)同反應（infinite cooperativity），受體的結合位點全空或者全滿）時才能用來計算結合常數(shù)及結合位點數(shù)[75]。近幾年等溫滴定微量熱技術（ITC）的發(fā)展為研究配體與受體相互作用過程的結合常數(shù)、結合位點數(shù)及作用力類型成為可能[76， 77]。針對上述問題，我們利用熒光分析法、紫外可見吸收光譜、圓二色譜、等溫滴定微量熱技術、分子對接模擬等方法，并考慮內濾效應對反應體系的干擾，分別研究了鉛與SOD、溶菌酶、人絨毛膜促性腺激素以及DNA的相互作用機理，糾正了鉛與生物大分子相互作用研究中的方法學問題[53， 78-80]。

分子水平上研究鉛的氧化應激效應，就是要通過研究鉛與氧化應激相關酶的直接作用，闡明酶活性變化的分子機理，揭示氧化應激過程中細胞內活性氧水平發(fā)生變化的原因，從而更加準確解釋鉛暴露誘發(fā)氧化應激引發(fā)的相關病變，為開發(fā)有效拮抗鉛毒性、保障健康的治療方案提供實驗數(shù)據(jù)支持。目前從分子水平上研究鉛與氧化應激相關酶的直接作用機理研究較少。前文已經提及，我們從斑馬魚水平研究了鉛誘發(fā)氧化應激過程中SOD活性降低的分子機理，并對比分析了SOD在體內和體外鉛暴露實驗后酶活性變化的相關性。該研究為從分子水平上準確評價重金屬鉛對氧化應激相關酶的毒性效應機理提供了方法學參考。

3. 展望

根據(jù)世界衛(wèi)生組織（WHO）2002年的世界健康報告，鉛暴露是威脅人類健康的全球前20位疾病風險因素之一。目前很多科研工作者關注新型環(huán)境污染物（如納米材料、阻燃劑等）的毒理學研究，但包括重金屬鉛在內的毒性更強的傳統(tǒng)持久性有毒環(huán)境污染物，其引發(fā)的健康問題更需值得關注，而且在鉛的毒理學研究中仍然存在很多尚未闡明的基礎科學問題，需要進行深入的研究。

重金屬鉛通過各種途徑進入生物體后，會使生物體內產生過量的活性氧物質，導致機體發(fā)生氧化應激效應，造成蛋白質、核酸、脂類等生物大分子的氧化損傷，引發(fā)細胞凋亡、各功能臟器代謝紊亂，最終導致疾病的發(fā)生，嚴重時將引發(fā)腫瘤性病變。還會與生物大分子（各種酶、非酶蛋白及核酸）發(fā)生直接相互作用，造成其功能的衰退或喪失，并最終逐步在細胞水平和機體水平反映出來。同時，不同暴露途徑下鉛的毒性效應是有較大差別的，即使控制鉛的劑量相同，對同一生物學效應的評價結果仍可能不一致。目前并沒有在不同暴露途徑下對同一生物學效應的相關性研究。因此在明確動物水平、細胞水平和分子水平上鉛誘發(fā)氧化應激效應機理以后，建立對同一生物大分子（蛋白質、DNA）在動物、細胞和分子水平上的結構和功能變化的相關性研究和評價方法，對于系統(tǒng)研究鉛的氧化應激效應至關重要。

參考文獻

[1] Salazar， K. Mineral Commodity Summaries 2013： US Geological Survey （USGS）[J]. US Geological Survey， 2013.

[2] 賈振邦. 環(huán)境與健康[M]. 北京： 北京大學出版社， 2008.

[3] Patrick， L. Lead toxicity， a review of the literature. Part 1： Exposure， evaluation， and treatment[J]. Alternative medicine review ： a journal of clinical therapeutic， 2006， 11 （1）： 2-22.

[4] Gillis， B. S.，Arbieva， Z.，Gavin， I. M. Analysis of lead toxicity in human cells[J]. BMC genomics， 2012， 13（1）： 1-12.

[5] Oktem， F.，Arslan， M. K.，Dundar， B.， etc. Renal effects and erythrocyte oxidative stress in long-term low-level lead-exposed adolescent workers in auto repair workshops[J]. Archives of toxicology， 2004， 78 （12）： 681-687.

[6] Fontanellas， A.， Navarro， S.， Morán-Jiménez， M.-J.， etc. Erythrocyte aminolevulinate dehydratase activity as a lead marker in patients with chronic renal failure[J]. American Journal of Kidney Diseases， 2002， 40 （1）： 43-50.

[7] Patrick， L. Lead toxicity part II： the role of free radical damage and the use of antioxidants in the pathology and treatment of lead toxicity[J]. Alternative medicine review ： a journal of clinical therapeutic， 2006， 11 （2）： 114-127.

[8] Environmental stressors in health and disease[M]. New York： CRC Press， 2001.

[9] Balaban， R. S.，Nemoto， S.，F(xiàn)inkel， T. Mitochondria， oxidants， and aging[J]. Cell， 2005， 120 （4）： 483-495.

[10] Lushchak， V. I. Free radicals， reactive oxygen species， oxidative stress and its classification[J]. Chemico-biological interactions， 2014， 224C 164-175.

[11] Reuter， S.，Gupta， S. C.，Chaturvedi， M. M.， etc. Oxidative stress， inflammation， and cancer： how are they linked？[J]. Free radical biology & medicine， 2010， 49 （11）： 1603-1616.

[12] Suzuki， Y. J.，F(xiàn)orman， H. J.，Sevanian， A. Oxidants as Stimulators of Signal Transduction[J]. Free Radical Biology and Medicine， 1997， 22 269–285.

[13] Alvarez-Gonzalez， R. Free radicals， oxidative stress， and DNA metabolism in human cancer[J]. Cancer investigation， 1999， 17 （5）： 376-377.

[14] Folkes， L. K.，Christlieb， M.，Madej， E.， etc. Oxidative metabolism of combretastatin A-1 produces quinone intermediates with the potential to bind to nucleophiles and to enhance oxidative stress via free radicals[J]. Chemical research in toxicology， 2007， 20 （12）： 1885-1894.

[15] Valko， M.，Rhodes， C. J.，Moncol， J.， etc. Free radicals， metals and antioxidants in oxidative stress-induced cancer[J]. Chemico-biological interactions， 2006， 160 （1）： 1-40.

[16] Upadhyay， D.，Panduri， V.，Ghio， A.， etc. Particulate matter induces alveolar epithelial cell DNA damage and apoptosis： role of free radicals and the mitochondria[J]. American journal of respiratory cell and molecular biology， 2003， 29 （2）： 180-187.

[17] Yamaguchi， H.，Uchihori， Y.，Yasuda， N.， etc. Estimation of yields of OH radicals in water irradiated by ionizing radiation[J]. Journal of radiation research， 2005， 46 （3）： 333-341.

[18] Sakurai， H.，Yasui， H.，Yamada， Y.， etc. Detection of reactive oxygen species in the skin of live mice and rats exposed to UVA light： a research review on chemiluminescence and trials for UVA protection[J]. Photochemical & photobiological sciences ： Official journal of the European Photochemistry Association and the European Society for Photobiology， 2005， 4 （9）： 715-720.

[19] Ziech， D.，F(xiàn)ranco， R.，Georgakilas， A. G.， etc. The role of reactive oxygen species and oxidative stress in environmental carcinogenesis and biomarker development[J]. Chemico-biological interactions， 2010， 188 （2）： 334-339.

[20] Zhang， W.，Tan， N. G.，F(xiàn)u， B.， etc. Metallomics and NMR-based metabolomics of Chlorella sp. reveal the synergistic role of copper and cadmium in multi-metal toxicity and oxidative stress[J]. Metallomics ： integrated biometal science， 2015， 7 （3）： 426-438.

[21] Lee， J. C.，Son， Y. O.，Pratheeshkumar， P.， etc. Oxidative stress and metal carcinogenesis[J]. Free radical biology & medicine， 2012， 53 （4）： 742-757.

[22] Jomova， K.，Valko， M. Advances in metal-induced oxidative stress and human disease[J]. Toxicology， 2011， 283 （2-3）： 65-87.

[23] Galanis， A.，Karapetsas， A.，Sandaltzopoulos， R. Metal-induced carcinogenesis， oxidative stress and hypoxia signalling[J]. Mutation research， 2009， 674 （1-2）： 31-35.

[24] Liochev， S. I. The mechanism of "Fenton-like" reactions and their importance for biological systems. A biologists view[J]. Met Ions Biol Syst， 1999， 36 （4）： 1-39.

[25] Jozefczak， M.，Remans， T.，Vangronsveld， J.， etc. Glutathione is a key player in metal-induced oxidative stress defenses[J]. International journal of molecular sciences， 2012， 13 （3）： 3145-3175.

[26] Potter， A. J.，Trappetti， C.，Paton， J. C. Streptococcus pneumoniae uses glutathione to defend against oxidative stress and metal ion toxicity[J]. Journal of bacteriology， 2012， 194 （22）： 6248-6254.

[27] Barata， C.，Lekumberri， I.，Vila-Escale， M.， etc. Trace metal concentration， antioxidant enzyme activities and susceptibility to oxidative stress in the tricoptera larvae Hydropsyche exocellata from the Llobregat river basin （NE Spain）[J]. Aquatic toxicology， 2005， 74 （1）： 3-19.

[28] Vigneshkumar， B.，Pandian， S. K.，Balamurugan， K. Catalase activity and innate immune response of Caenorhabditis elegans against the heavy metal toxin lead[J]. Environmental toxicology， 2013， 28 （6）： 313-321.

[29] Choudhary， M.，Jetley， U. K.，Khan， M. A.， etc. Effect of heavy metal stress on proline， malondialdehyde， and superoxide dismutase activity in the cyanobacterium Spirulina platensis-S5[J]. Ecotoxicology and environmental safety， 2007， 66 （2）： 204-209.

[30] Halliwell， B.，Gutteridge， J. M. C.，Halliwell， B.， etc. Free radicals in biology and medicine[J]. Oxford University Press， 1999.

[31] 海春旭. 自由基醫(yī)學[M]. 第四軍醫(yī)大學出版社， 2006.

[32] Liu， H.，Zheng， F.，Cao， Q.， etc. Amelioration of oxidant stress by the defensin lysozyme[J]. American journal of physiology. Endocrinology and metabolism， 2006， 290 （5）： 824-832.

[33] Kajihara， T.，Uchino， S.，Suzuki， M.， etc. Human chorionic gonadotropin confers resistance to oxidative stress-induced apoptosis in decidualizing human endometrial stromal cells[J]. Fertility and sterility， 2011， 95 （4）： 1302-1307.

[34] Wills， E. Mechanisms of lipid peroxide formation in tissues role of metals and haematin proteins in the catalysis of the oxidation of unsaturated fatty acids[J]. Biochimica et Biophysica Acta （BBA）-Lipids and Lipid Metabolism， 1965， 98 （2）： 238-251.

[35] Ahamed， M.，Verma， S.，Kumar， A.， etc. Environmental exposure to lead and its correlation with biochemical indices in children[J]. The Science of the total environment， 2005， 346 （1-3）： 48-55.

[36] Gurer-Orhan， H.，Sab?r， H. U.，?zgüne?， H. Correlation between clinical indicators of lead poisoning and oxidative stress parameters in controls and lead-exposed workers[J]. Toxicology， 2004， 195 （2-3）： 147–154.

[37] Lachant， N. A.，Tomoda， A.，Tanaka， K. R. Inhibition of the pentose phosphate shunt by lead： a potential mechanism for hemolysis in lead poisoning[J]. Blood， 1984， 63 （3）： 518-524.

[38] Sandhir， R.，Julka， D.，Gill， K. D. Lipoperoxidative damage on lead exposure in rat brain and its implications on membrane bound enzymes[J]. Pharmacology & toxicology， 1994， 74 （2）： 66-71.

[39] Ercal， N.，Gurer-Orhan， H.，Aykin-Burns， N. Toxic metals and oxidative stress part I： mechanisms involved in metal-induced oxidative damage[J]. Current topics in medicinal chemistry， 2001， 1 （6）： 529-539.

[40] Sies， H. Glutathione and its role in cellular functions[J]. Free radical biology & medicine， 1999， 27 （9-10）： 916-921.

[41] Jozefczak， M.，Remans， T.，Vangronsveld， J.， etc. Glutathione is a key player in metal-induced oxidative stress defenses[J]. International journal of molecular sciences， 2012， 13 （3）： 3145-3175.

[42] Garcon， G.，Leleu， B.，Zerimech， F.， etc. Biologic markers of oxidative stress and nephrotoxicity as studied in biomonitoring of adverse effects of occupational exposure to lead and cadmium[J]. Journal of occupational and environmental medicine / American College of Occupational and Environmental Medicine， 2004， 46 （11）： 1180-1186.

[43] CM， L.，GH， Z.，QL， M.， etc. Protective effect of quercetin on lead-induced oxidative stress and endoplasmic reticulum stress in rat liver via the IRE1/JNK and PI3K/Akt pathway[J]. Free radical research， 2013， 47 （3）： 192-201.

[44] ND， V.，CY， L.，F(xiàn)， F.， etc. Superoxide dismutase， catalase， glutathione peroxidase and NADPH oxidase in lead-induced hypertension[J]. Kidney International， 2003， 63 （1）： 186–194.

[45] Bergdahl， I. A.，Grubb， A.，Schütz， A.， etc. Lead binding to delta-aminolevulinic acid dehydratase （ALAD） in human erythrocytes[J]. Pharmacology & Toxicology， 1997， 81 （4）： 153-158.

[46] AA， H.，M， S. Effect of lead concentration on the level of glutathione， glutathione S-transferase， reductase and peroxidase in human blood[J]. Science of The Total Environment， 2000， 248 （1）： 45–50.

[47] Toscano， C. D.，Guilarte， T. R. Lead neurotoxicity： from exposure to molecular effects[J]. Brain research. Brain research reviews， 2005， 49 （3）： 529-554.

[48] Hu， H.，Shih， R.，Rothenberg， S.， etc. The Epidemiology of Lead Toxicity in Adults： Measuring Dose and Consideration of Other Methodologic Issues[J]. Environ Health Perspect.， 2007， 115 （3）： 455-462.

[49] Koller， K.，Brown， T.，Spurgeon， A.， etc. Recent developments in low-level lead exposure and intellectual impairment in children[J]. Environmental health perspectives， 2004， 112 （9）： 987-94.

[50] F， F.，A， E.，CK， R.， etc. Lead-induced dysregulation of superoxide dismutases， catalase， glutathione peroxidase， and guanylate cyclase[J]. Environmental research， 2005， 98 （1）： 33–39.

[51] R， S.，M， N.，P， V. Combined efficacies of lipoic acid and meso-2，3-dimercaptosuccinic acid on lead-induced erythrocyte membrane lipid peroxidation and antioxidant status in rats[J]. Human & Experimental Toxicology， 2003， 22 （4）： 183-192.

[52] Gurer， H.，Ercal， N. Can antioxidants be beneficial in the treatment of lead poisoning？[J]. Free Radical Biology and Medicine， 2000， 29 （10）： 927–945.

[53] Gardner， H. W. Oxygen radical chemistry of polyunsaturated fatty acids[J]. Free Radical Biology and Medicine， 1989， 7 （1）： 65-86.

[54] Zhang H， Liu Y， Liu R， et al. Molecular Mechanism of Lead-Induced Superoxide Dismutase Inactivation in Zebrafish Livers.[J]. Journal of Physical Chemistry B， 2014， 118 （51）： 18420-18426.

[55] Gerber， G. B.，Maes， J.，Gilliavod， N.， etc. Brain biochemistry of infant mice and rats exposed to lead [J]. Toxicology letters， 1978， 2 （1）： 51–63.

[56] Shafiq-ur-Rehman，S， R.，O， C.， etc. Evaluation of malondialdehyde as an index of lead damage in rat brain homogenates[J]. Biometals ： an international journal on the role of metal ions in biology， biochemistry， and medicine， 1995， 8 （4）： 275-279.

[57] Shafiq Ur， R. Lead-induced regional lipid peroxidation in brain[J]. Toxicology letters， 1984， 21 （3）： 333-337.

[58] Adonaylo， V. N.，Oteiza， P. I. Lead intoxication： antioxidant defenses and oxidative damage in rat brain[J]. Toxicology， 1999， 135 （2-3）： 77-85.

[59] 劉芳麗，薛振菲，張楠， etc. 白藜蘆醇對鉛誘導小鼠脂質過氧化的拮抗作用[J]. 衛(wèi)生研究， 2012， 41 （6）.

[60] Yedjou， C. G.，Tchounwou， P. B. N-acetyl-l-cysteine affords protection against lead-induced cytotoxicity and oxidative stress in human liver carcinoma （HepG2） cells[J]. International journal of environmental research and public health， 2007， 4 （2）： 132-137.

[61] A， S.，F(xiàn)， M.，F(xiàn)， B.， etc. Stress proteins and oxidative damage in a renal derived cell line exposed to inorganic mercury and lead[J]. Toxicology， 2009， 264 （3）： 215-224.

[62] LG， N.-M.，MA， Q.-E.，S， G.， etc. Effects of lead intoxication on intercellular junctions and biochemical alterations of the renal proximal tubule cells[J]. Toxicology in Vitro， 2009， 23 （7）： 1298–1304.

[63] AL， J.，GT， R.，PG.， G. Contribution of protein kinase C and glutamate in Pb（2+）-induced cytotoxicity[J]. Toxicology letters， 2000， 115 （2）： 89–98.

[64] Chan， D. C. Mitochondria： Dynamic Organelles in Disease， Aging， and Development[J]. Cell， 2006， 125 （7）： 1241–1252.

[65] JM， S.，M， L.，M， B.， etc. Relation between mitochondrial membrane potential and ROS formation[J]. Methods in Molecular Biology （Clifton， N.J.）， 2012.

[66] Scherz-Shouval， R.，Elazar， Z. ROS， mitochondria and the regulation of autophagy[J]. Trends in Cell Biology， 2007， 17 （9）： 422-427.

[67] KA， F.，F(xiàn)， G.，F(xiàn)J， G.， etc. Optical And Pharmacological Tools To Investigate The Role Of Mitochondria During Oxidative Stress And Neurodegeneration[J]. Progress in Neurobiology， 2006， 79 （3）： 136–171.

[68] Green， D. R.，Reed， J. C. Mitochondria and apoptosis[J]. Science （New York， NY）， 1998， 281 （5381）： 1309-1312.

[69] Wang， L.，Wang， H.，Li， J.， etc. Simultaneous effects of lead and cadmium on primary cultures of rat proximal tubular cells： interaction of apoptosis and oxidative stress[J]. Archives of environmental contamination and toxicology， 2011， 61 （3）： 500-511.

[70] J， X.，LD， J.，LH.， X. Lead-induced apoptosis in PC 12 cells： involvement of p53， Bcl-2 family and caspase-3[J]. Toxicology letters， 2006， 166 （2）： 160–167.

[71] 孔繁翔，尹大強，嚴囯安. 環(huán)境生物學[M]. 高等教育出版社， 2000.

[72] Z， C.，R， L.，H.， Z. Noncovalent interaction of oxytetracycline with the enzyme trypsin[J]. Biomacromolecules， 2010， 11 （9）： 2454-2459.

[73] W， Z.，R， L.，F(xiàn)， S.， etc. A new strategy to identify and eliminate the inner filter effects by outer filter technique[J]. Journal of fluorescence， 2011， 21 （3）： 1249-1254.

[74] Luciani， X.，Mounier， S.，Redon， R.， etc. A simple correction method of inner filter effects affecting FEEM and its application to the PARAFAC decomposition[J]. Chemometrics and Intelligent Laboratory Systems， 2009， 96 （2）： 227–238.

[75] Weert， M. v. d.，Stella， L. Fluorescence quenching and ligand binding： A critical discussion of a popular methodology[J]. Journal of Molecular Structure， 2011， 998 144–150.

[76] Keswani， N.，Choudhary， S.，Kishore， N. Quantitative aspects of recognition of the antibiotic drug oxytetracycline by bovine serum albumin： Calorimetric and spectroscopic studies[J]. The Journal of Chemical Thermodynamics， 2013， 58 （3）： 196–205.

[77] JX， H.，MA， C.，MA， B.， etc. Drug-binding energetics of human α-1-acid glycoprotein assessed by isothermal titration calorimetry and molecular docking simulations [J]. Journal of Molecular Recognition， 2012， 25 （12）： 642–656.

[78] Zhang H， Hao F， Liu R. Interactions of lead （II） acetate with the enzyme lysozyme： A spectroscopic investigation [J]. Journal of Luminescence， 2013， 142（142）：144-149.

[79] Zhang H， Liu Y， Zhang R， et al. Binding mode investigations on the interaction of lead（II） acetate with human chorionic gonadotropin [J]. Journal of Physical Chemistry B， 2014， 118（32）：9644-9650.

[80] Hao Z， Kai W， Zhang M， et al. Assessing the mechanism of DNA damage induced by lead through direct and indirect interactions[J]. Journal of Photochemistry & Photobiology B Biology， 2014， 136 （7）：46-53.