利用SSH方法篩選與鑒定AC3基因缺失小鼠主要嗅覺表皮內的差異表達基因

曹振龍, 郝江葉, 周艷芬,2, 張喆, 倪志華, 胡遠想, 劉偉麗, 李永超, Daniel R. Storm, 馬潤林, 王振山,2

1. 河北大學生命科學學院, 保定 071002;

2. 河北省生物工程技術研究中心, 保定 071002;

3. 河北大學基礎醫(yī)學院, 保定 071002;

4. 中國科學院遺傳與發(fā)育生物學研究所, 北京 100101;

5. Department of Pharmacology, University of Washington, Seattle, WA 98195

利用SSH方法篩選與鑒定AC3基因缺失小鼠主要嗅覺表皮內的差異表達基因

曹振龍1, 郝江葉1, 周艷芬1,2, 張喆3, 倪志華1, 胡遠想3, 劉偉麗3, 李永超4, Daniel R. Storm5, 馬潤林4, 王振山1,2

1. 河北大學生命科學學院, 保定 071002;

2. 河北省生物工程技術研究中心, 保定 071002;

3. 河北大學基礎醫(yī)學院, 保定 071002;

4. 中國科學院遺傳與發(fā)育生物學研究所, 北京 100101;

5. Department of Pharmacology, University of Washington, Seattle, WA 98195

腺苷酸環(huán)化酶3(Adenylate cyclase 3, AC3)基因在小鼠主要嗅覺表皮(Main olfactory epithelium, MOE)內的嗅覺信號傳導中起著重要作用, AC3缺失是否會導致MOE內與之相關的基因發(fā)生差異表達, 尚待確定。文章利用抑制性消減雜交(Suppression subtractive hybridization, SSH)方法, 以AC3敲除(AC3-/-)及其同窩出生的野生型(AC3+/+)小鼠MOE為材料, 構建了正向和反向兩個消減文庫, 采用斑點雜交對消減文庫進行初步篩選, 對篩選出的差異表達基因進行序列測定及生物信息學分析, 并利用熒光定量PCR(qRT-PCR)方法對其進行驗證。斑點雜交篩選獲得了386個差異表達克隆, 隨機選取其中的80個進行DNA序列測定, 經序列比對后發(fā)現有62個在GenBank上獲得了與之相匹配的基因信息, 其中24個上調差異表達克隆對應于kcnk3、mapk7、megf11等基因, 38個下調差異表達克隆對應于tmem88b、c-mip、skp1a、mlycd等基因。利用Gene Ontology(GO)方法對這些差異表達基因進行蛋白功能注釋, 發(fā)現它們主要集中在分子結合、細胞周期、生物和細胞過程等功能方面。選取其中上調基因kcnk3和下調基因c-mip、mlycd、tmem88b及trappc5進行qRT-PCR驗證。結果表明, 在AC3-/-小鼠MOE內kcnk3的表達量顯著上調, 是對照組小鼠的1.27倍, 而c-mip、mlycd、tmem88b和trappc5的表達量顯著下調, 為對照組小鼠的20%、7%、32%和29%。這些基因的功能與K+通道、細胞發(fā)育與分化、脂肪代謝和膜蛋白轉運等密切相關。推測它們可能與AC3基因共同作用, 調節(jié)小鼠MOE內的嗅覺信號傳導信息。

腺苷酸環(huán)化酶3; 主要嗅覺表皮; 差異表達基因; 抑制性消減雜交

嗅覺在動物乃至人類的生命活動中具有重要作用。哺乳動物的嗅覺感知是由兩個解剖和功能上相互獨立的器官介導的, 即主要嗅覺表皮(Main olfactory epithelium, MOE)和犁鼻器 (Vomeronasal organ, VNO)。MOE的主要功能是感受揮發(fā)性化學信號, 識別種內不同個體的社會地位; VNO的主要功能是感受信息素, 控制生殖及其相關行為[1,2]。單磷酸環(huán)化腺苷酸(cAMP)通路是MOE組織內主要的嗅覺信號傳導通路, 由 Golf蛋白[3]、腺苷酸環(huán)化酶 3(AC3)[4]和環(huán)核苷酸門控離子通道(CNG channel)[5]等組成。研究發(fā)現, 敲除AC3基因的小鼠(AC3-/-)嗅覺功能喪失[4], 并且在雄性攻擊、母性關愛、體重、學習與記憶和生殖能力等諸多方面均受到影響[6～9]。

小鼠基因組內有 1000個以上的嗅覺受體基因(Olfactory receptor, OR)[10]表達于MOE組織內的嗅覺神經細胞, 絕大多數嗅覺神經細胞使用單一cAMP信號傳導通路來感知氣味分子。生物體內每一個基因的表達都是網絡調控的結果。在MOE組織內, 敲除AC3基因后是否會導致相關基因表達發(fā)生改變, 尚未見報道。抑制性消減雜交技術(Suppression subtractive hybridization, SSH)是篩選差異表達基因的快捷有效方法[11], 被廣泛應用于多個領域的研究。

本研究利用 SSH方法, 以來源于 AC3-/-和其同窩出生的野生型小鼠MOE組織為材料, 構建了正向和反向消減雜交文庫, 運用斑點雜交、DNA測序、熒光定量 PCR(qRT-PCR)等技術, 對文庫進行初步篩選與鑒定, 篩選出多個在MOE組織內受AC3調控的差異表達基因, 為進一步深入了解嗅覺信號傳導機制奠定了初步基礎。

1 材料和方法

1.1 小鼠基因型鑒定、總RNA提取及cDNA合成

本研究所使用的 AC3+/-(C57BL/6J)小鼠從美國華盛頓大學(西雅圖分校)Daniel.R. Storm 實驗室引進, 并飼養(yǎng)于河北大學標準動物房。后代小鼠基因型按照文獻使用的PCR方法進行鑒定[12]。小鼠脫臼處死后, 外科手術取出MOE立即置于RNA Later中,按照 TRIzol(Invitrogen)法提取總 RNA, NanoDrop (Thermo)、瓊脂糖凝膠電泳檢測合格后-80℃保存?zhèn)溆?。按照SMARTer PCR cDNA Synthesis Kit(Clontech)反轉錄成 cDNA。實驗動物的所有處理方法和操作程序均符合中華人民共和國科學技術部頒發(fā)的《關于善待實驗動物的指導性意見》, 并得到河北大學動物倫理及關愛委員會的批準。

1.2 抑制性消減雜交與文庫構建

以來源于 AC3-/-小鼠的 cDNA 作為測試子(Tester)、AC3+/+的cDNA 作為驅動子(Driver), 進行正向消減雜交; AC3+/+小鼠cDNA作為測試子、AC3-/-的cDNA作為驅動子, 進行反向消減雜交。參照PCR Select cDNA Substraction Kit(Clontech)說明書, cDNA用 RsaⅠ酶切后, 測試子分別連接兩種接頭,與過量驅動子進行兩次雜交, 雜交產物采用巢式PCR擴增。每一過程以及最后的消減雜交效率均進行檢測驗證。將正向、反向消減雜交第二次PCR擴增產物各3 μL與pESAY-T1(Transgen Biotech, 北京)連接, 轉化到大腸桿菌DH5α, 挑選陽性克隆并接種到含有氨芐青霉素(Amp+)LB液體培養(yǎng)基的96孔微孔板內進行擴大培養(yǎng)。

1.3 斑點雜交(Dot blot)

將擴大培養(yǎng)的陽性克隆菌液進行PCR擴增, 分別取 1 μL PCR產物點到兩張帶正電荷的尼龍膜(Amersham, 瑞典)的同一位置, 紫外交聯(UVP, 美國)固定。以 SSH實驗過程中未經過消減雜交的AC3-/-和AC3+/+cDNA樣品為模板, 隨機引物法合成地高辛(DIG)標記的正向探針和反向探針(Roche, 瑞士), 按照DIG Labeling and Detection kit(Roche, 瑞士)說明書進行Dot blot雜交, NBT/BCIP顯色后用掃描儀(惠普)掃描成像。對比同一克隆在正向、反向探針雜交后顯色程度的不同, 篩選出差異表達克隆。DNA測序由華大基因科技有限公司(北京)完成。獲得的序列在 NCBI上進行 BLASTX比對后, 用AmiGO和 IntroPro網站進行蛋白功能注釋, 并在WeGO網站進行統(tǒng)計分析。

1.4 qRT-PCR

根據BLAST分析結果, 選擇5個差異表達基因kcnk3、c-mip、mlycd、tmem88b和 trappc5, 進行qRT-PCR, 檢測它們在不同個體 AC3-/-(n=3)和AC3+/+小鼠(n=3)中的相對表達量(引物序列見表1)。

以小鼠MOE組織反轉錄(TaKaRa, 日本)后的單鏈cDNA為模板, 使用SYBR熒光染料, 高效PCR酶(Transgen Biotech, 北京)進行 qRT-PCR擴增, 用β-actin為內參。利用 2-ΔΔct分析方法[13]并結合SPSS19.0軟件對qRT-PCR擴增結果進行統(tǒng)計分析。

表1 差異表達及內參基因引物序列

2 結果與分析

2.1 消減雜交效率分析及差異表達基因片段的富集

為了篩選MOE內受AC3調控的差異表達基因,以AC3-/-和AC3+/+小鼠MOE mRNA反轉錄的cDNA互為測試子和驅動子, 進行雙向消減雜交。從圖1A可以看出, 帶接頭的內參基因量(A1、A2)是全部內參基因量(G1和G2)的1/4以上, 說明cDNA已與不同的接頭高效連接, 證明了消減雜交的有效性。對照組第二次PCR產物電泳顯示, 摻入的目的片段得到了有效富集(圖 1D), 經過消減雜交后的樣品摻入片段清晰顯示在電泳圖中(S-C), 與未經過消減雜交樣品相比有更少的彌散條帶和更清晰的目的條帶。同樣, 正向、反向消減雜交后第二次PCR產物電泳顯示出較多特異條帶、較少的彌散(圖1：B, C), 說明差異表達基因的 cDNA片段得到有效富集。以GAPDH為參照基因對消減雜交效率進行PCR法檢測。結果表明：正向消減組GAPDH基因PCR產物在消減和未消減樣品之間有15個循環(huán)數的差異, 而反向消減組GAPDH基因PCR產物有10個循環(huán)數的差異(圖2)。無論是正向還是反向消減雜交, 常量表達的 GAPDH基因均被大幅度扣除, 說明通過消減雜交非差異表達基因得到了有效扣除。

2.2 消減文庫的構建及差異表達克隆的篩選

將消減雜交富集的差異表達基因片段與T載體連接, 分別構建正向和反向消減雜交文庫, 共獲得3 958個陽性克隆, 將其在96孔板中擴大培養(yǎng)。每96孔板隨機選取8個陽性克隆用M13F和M13R引物進行PCR擴增, 電泳結果顯示這8個克隆均能擴增100 bp以上的目的片段(電泳圖未給出), 說明挑選的陽性克隆高效攜帶目的片段。將消減雜交文庫用DIG標記的正向和反向未消減cDNA探針(濃度均為1000 ng/mL)進行Dot blot雜交, NBT/BCIP顯色, 根據雜交后斑點的大小及顯色深淺(圖3), 初步篩選出386個克隆在AC3-/-和AC3+/+基因型小鼠之間的差異表達, 其中172個為上調表達, 214個為下調表達。

2.3 差異表達克隆測序及生物信息學分析

從 386個差異表達克隆中隨機選取 80個進行DNA測序, 序列經NCBI數據庫比對后獲取相應的基因信息。結果顯示24個上調克隆中有6個對應于kcnk3基因, 3個分別對應于mapk7、megf11基因; 38個下調克隆中有8個對應于tmem88b基因, 4個分別對應于c-mip基因和skp1a, 3個對應于mlycd基因(表2, 表 3), 其余基因相對應的差異表達克隆數為 1～2個。為了進一步分析這些差異表達基因的功能, 將這些基因序列上傳到AmiGO和IntroPro網站進行蛋白功能注釋, 返回數據匯總后在 WeGo網站進行統(tǒng)計分析。發(fā)現這些差異表達基因的功能主要集中在分子結合、細胞周期、生物和細胞過程等方面, 上調差異表達基因以分子結合功能最多, 下調表達差異基因以細胞過程最多(圖4)。

圖1 抑制性消減雜交過程驗證結果A:接頭連接效率檢測。A1(Adaptor1, 接頭1)與G1(GAPDH-A1組)檢測A1與RsaⅠ酶切后cDNA片段的連接效率, A2(Adaptor2R, 接頭2R)與G2(GAPDH-A2組)檢測接頭2R與RsaⅠ酶切后cDNA片段的連接效率; 圖中顯示連接效率均大于1/4。B、C、D：正向、反向和對照組消減后(Substracted, S)與未消減(Unsubstracted, US)樣品第二次PCR電泳結果, 消減后(S-1、S-2、S-C)比未消減樣品(US-1、US-2、US-C)均有較少彌散和較多擴增條帶, 表明正向和反向消減雜交效果明顯。

圖2 正反向消減雜交效率檢測結果利用內參基因 GAPDH對正向、反向消減雜交效率進行檢測, GAPDH基因在正向消減雜交效率檢測中有15個循環(huán)的差異, 在反向消減雜交效率檢測中有10個循環(huán)的差異, 表明消減雜交成功。

圖3 正向和反向DIG標記探針斑點雜交結果A：正向未消減的 US-1探針雜交結果; B：反向未消減的 US-2探針雜交結果。通過比較相同位置斑點雜交結果鑒別差異表達克隆(箭頭所示)。

表2 上調差異表達基因BLAST結果

表3 下調差異表達基因BLAST結果

圖4 差異表達基因功能注釋結果A：上調差異表達基因功能注釋后WeGO統(tǒng)計結果; B：下調差異表達基因功能注釋后WeGO統(tǒng)計結果。

3.4 差異表達基因相對表達量分析

為了進一步檢測篩選出的受AC3調控的基因在AC3-/-和AC3+/+小鼠MOE中相對表達量是否存在差異, 隨機選取kcnk3、c-mip、mlycd、tmem88b、trappc5基因進行qRT-PCR分析。從圖5中可以看出, kcnk3基因qRT-PCR結果呈明顯上升趨勢, 相對表達量為野生型小鼠的 1.27倍, C-mip、mlycd、tmem88b和trappc5基因qRT-PCR結果則呈明顯下調趨勢, 相對表達量分別為野生型小鼠的20%、7%、32%和29%,而且差異顯著(P＜0.05)。這些結果表明, 選取的5個基因qRT-PCR檢測的相對表達量分別與斑點雜交篩選結果相一致。

圖5 差異表達基因qRT-PCR結果以 AC3+/+小鼠(n=3)為對照, AC3-/-小鼠(n=3)MOE內各個基因相對表達量, *表示顯著差異(P＜0.05)。

3 討 論

AC3基因在小鼠的嗅覺活動中起著重要作用,它的缺失不僅引起小鼠嗅覺探測喪失及相關行為失常, 還會導致MOE內cAMP和IP3信號通路異常[4]。然而小鼠 MOE中該基因缺失后是否影響相關基因網絡群體的表達, 尚待確定。本文目的是利用 SSH方法和基因敲除小鼠篩選與鑒定MOE內受AC3調控的相關差異表達基因。

SSH方法是建立在抑制性雜交和選擇性PCR基礎上的差異表達基因篩選手段[14], 由于其高效和低假陽性等特點, 廣泛應用在動物[15,16]、植物[17]、人類[18]及癌癥[19]等研究領域。Tan等[20]在高血糖發(fā)病研究中, 利用 SSH 方法發(fā)現丙酮酸羧激酶(Phosphoenolpyruvatecarboxykinase, PEPCK)和膽固醇O-乙?；D移酶(Sterol O-acyltransferase, SOAT2)兩個基因與葡萄糖激酶(Glucokinase, GCK)代謝緊密相關, 并利用 qRT-PCR對其進行了驗證; 在進行GCK對腎臟功能影響研究時篩選到谷胱甘肽過氧化物酶 3(Glutathione peroxidase-3, GPX3)基因表達發(fā)生改變, 并且 GPX3可作為腎臟損傷初期的標記物[21]。Wang等[22]利用 SSH 方法鑒定出旋毛蟲(T. spiralis)肌肉期幼蟲與腸道期幼蟲的9個差異表達基因(Ts7、Ts8、Ts11、Ts17、Ts19、Ts22、Ts23、Ts26、Ts33), 對旋毛蟲肌肉期幼蟲轉變成腸道期幼蟲的相關機理進行了闡述。本文利用SSH方法對小鼠MOE內受AC3調控的差異表達基因進行了篩選, 獲得了kcnk3、mapk7、megf11、c-mip、skp1a、mlycd、tmem88b、trappc5、ppat、ssr3等差異表達基因(表 2, 表 3)。這些基因分別與K+通道[23]、胞外信號調控[24]、胞內蛋白泛素化因子[25]、胞內蛋白轉膜與運輸[26,27]等生物學功能相關。本研究對其中的kcnk3、c-mip、mlycd、 tmem88b和trappc5基因進行了qRT-PCR驗證, 證實kcnk3基因在AC3-/-小鼠MOE(相對于野生型小鼠)顯著上調表達, 而其余4個基因則顯著下調表達。

kcnk3為 K+通道的重要成分[28], 它在神經系統(tǒng)中起著重要作用[29]。有研究表明, 腺苷酸環(huán)化酶激活肽對 Kv1.4和 Kv4.2有抑制作用[30], 而本文檢測到kcnk3呈上調表達, 推測AC3可能對K+通道具有負向調節(jié)作用, 或者cAMP信號通路與K+通道之間存在交叉對話。另有研究顯示, kcnk3在蛋白激酶C(PKC)的介導下參與內吞過程[19], 在細胞與外界交流中發(fā)揮作用。C-mip通過 c-maf參與 IL-2R及JAK/STAT信號通路的調控[31,32], 在細胞的發(fā)育與分化中起著重要作用。此外, C-mip的上調表達還與膜性腎病密切相關[33], 進而影響腎臟小球發(fā)育。C-mip也能下調 NF-κB活性, 促進足細胞的凋亡[34]。C-mip還與 p85協(xié)同參與免疫系統(tǒng)發(fā)育過程[35]。AC3基因是否通過c-mip影響MOE內嗅覺神經細胞的發(fā)育與分化, 尚待確定。本文檢測到與脂肪酸代謝相關的 mlycd(MCD)基因在 AC3-/-小鼠MOE內呈下調表達。MCD是乙酰輔酶A形成過程中的有效抑制物, MCD表達量降低會使乙酰輔酶A在細胞內含量發(fā)生變化[36～38], 最終影響 MOE內脂肪酸及能量代謝。MCD缺失患者纖維母細胞線粒體脂肪酸代謝異常[39], 影響脂肪酸的生物合成。在缺失AC3基因的小鼠MOE內, MCD如何對嗅覺或者嗅覺神經細胞發(fā)育和代謝等產生影響, 尚待明確。轉膜蛋白基因tmem88b和trappc5被認為與胞內蛋白轉膜和運輸相關[27,40], 本文中它們的表達量在AC3-/-小鼠 MOE 內顯著下調。Tmem88 是Wnt/β-catenin信號通路中的散亂(Dishevelled- binding protein)結合蛋白, RNAi干擾 tmem88能激活Wnt/β-catenin信號。Tmem88作為心肌細胞 GATA因子的下游調控元素調節(jié)心肌細胞的發(fā)育[41], 還與非小細胞肺癌調控有關[42]。Trappc5與其他因子形成蛋白轉運顆粒參與蛋白質胞內轉 運[43]。小鼠 MOE內的 1000多個嗅覺受體均為跨膜蛋白, AC3-/-小鼠MOE內tmem88b和trappc5表達量顯著降低, 有可能影響嗅覺受體蛋白的合成或運輸, 進而導致嗅覺探測及相關行為缺陷。嗅覺受體蛋白質合成也與能量代謝密切相關, 本研究發(fā)現 MCD基因表達量在AC3-/-小鼠 MOE內明顯下調, 這可能是嗅覺受體蛋白合成或分泌受到能量代謝與轉運的影響, 以及多個離子通道失調等綜合原因, 導致 AC3-/-小鼠嗅覺功能喪失[4]。

雖然AC3基因缺失對小鼠MOE產生多方面的影響, 但是 MOE內參與其他信號通路(cGMP[44]、IP3[45])的相關基因在本文中并未檢測出。究其原因：(1)AC3+/+和 AC3-/-基因型小鼠之間僅有一個基因的差異, 它們之間遺傳背景差異較小; (2)與鳥類等研究中篩選出16 512個差異表達克隆相比較[15], 本文在386個差異表達克隆中隨機挑取80個進行測序分析, 規(guī)模較小, 有可能 cGMP和 IP3信號通路的相關基因未包括在內; (3)SSH實驗材料是通過PCR擴增獲得的, 整個過程包括多次酚：氯仿抽提, 這些過程可能會使部分基因丟失。

嗅覺活動對于動物的生存和我們人類的健康具有至關重要的作用, 但關于其嗅覺神經信號傳導分子機制的了解, 還十分有限。本研究以基因敲除小鼠為材料, 利用 SSH方法成功構建了 AC3-/-小鼠MOE組織正向和反向兩個消減文庫, 并對文庫進行了篩選、分析與鑒定。發(fā)現所篩選出的差異表達基因與K+通道、細胞發(fā)育與分化、脂肪酸代謝和胞內蛋白轉運等重要生物學過程相關?？赡苁沁@些基因共同作用結果, 導致AC3敲除后小鼠嗅覺及其相關行為表現功能缺陷。本研究結果為闡明AC3對小鼠嗅覺功能及相關行為的分子調控機制提供了一定的數據積累。

[1] Restrepo D, Arellano J, Oliva AM, Schaefer ML, Lin W. Emerging views on the distinct but related roles of the main and accessory olfactory systems in responsiveness to chemosensory signals in mice. Horm Behav, 2004, 46(3): 247–256.

[2] Wang ZS, Nudelman A, Storm DR. Are pheromones detected through the main olfactory epithelium? Mol Neurobiol, 2007, 35(3): 317–323.

[3] Belluscio L, Gold GH, Nemes A, Axel R. Mice deficient in G(olf) are anosmic. Neuron, 1998, 20(1): 69–81.

[4] Wong ST, Trinh K, Hacker B, Chan GC, Lowe G, Gaggar A, Xia Z, Gold GH, Storm DR. Disruption of the type III adenylyl cyclase gene leads to peripheral and behavioral anosmia in transgenic mice. Neuron, 2000, 27(3): 487–497.

[5] Brunet LJ, Gold GH, Ngai J. General anosmia caused by a targeted disruption of the mouse olfactory cyclic nucleotidegated cation channel. Neuron, 1996, 17(4): 681–693.

[6] Chen XM, Xia ZG, Storm DR. Stimulation of electroolfactogram responses in the main olfactory epithelia by airflow depends on the type 3 adenylyl cyclase. J Neurosci, 2012, 32(45): 15769–15778.

[7] Wang ZS, Li V, Chan GCK, Phan T, Nudelman AS, Xia ZQ, Storm DR. Adult type 3 adenylyl cyclase-deficient mice are obese. PLoS One, 2009, 4(9): e6979.

[8] Wang ZS, Storm DR. Maternal behavior is impaired in female mice lacking type 3 adenylyl cyclase. Neuropsychopharmacology, 2010, 36(4): 772–781.

[9] Wang ZS, Phan T, Storm DR. The type 3 adenylyl cyclase is required for novel object learning and extinction of contextual memory: role of cAMP signaling in primary cilia. J Neurosci, 2011, 31(15): 5557–5561.

[10] Zhang XM, Firestein S. The olfactory receptor gene superfamily of the mouse. Nat Neurosci, 2002, 5(2): 124–133.

[11] Diatchenko L, Lukyanov S, Lau YFC, Siebert PD. Suppression subtractive hybridization: a versatile method for identifying differentially expressed genes. Methods Enzymol, 1999, 303: 349–380.

[12] Wang ZS, Storm DR. Extraction of DNA from mouse tails. Biotechniques, 2006, 41(4): 410, 412.

[13] Livak KJ, Schmittgen TD. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(-Delta Delta C(T)) Method. Methods, 2001, 25(4): 402–408.

[14] Diatchenko L, Lau YF, Campbell AP, Chenchik A, Moqadam F, Huang B, Lukyanov S, Lukyanov K, Gurskaya N, Sverdlov ED, Siebert PD. Suppression subtractive hybridization: a method for generating differentially regulated or tissue-specific cDNA probes and libraries. Proc Natl Acad Sci USA, 1996, 93(12): 6025–6030.

[15] Wang ZS, Farmer K, Hill GE, Edwards SV. A cDNA macroarray approach to parasite-induced gene expression changes in a songbird host: genetic response of house finches to experimental infection by Mycoplasma gallisepticum. Mol Ecol, 2006, 15(5): 1263–1273.

[16] Saban MR, Hellmich HL, Simpson C, Davis CA, Lang ML, Ihnat MA, O'Donnell MA, Wu XR, Saban R. Repeated BCG treatment of mouse bladder selectively stimulates small GTPases and HLA antigens and inhibits singlespanning uroplakins. BMC Cancer, 2007, 7: 204.

[17] Sahebi M, Hanafi MM, Abdullah SNA, Rafii MY, Azizi P, Nejat N, Idris AS. Isolation and expression analysis of novel silicon absorption gene from roots of mangrove (Rhizophora apiculata) via suppression subtractive hybridiza-tion. Biomed Res Int, 2014, 2014: 971-985.

[18] Ni YH, Ji CB, Wang B, Qiu J, Wang JW, Guo XR. A Novel pro-adipogenesis factor abundant in adipose tissues and over-expressed in obesity acts upstream of PPARgamma and C/EBPalpha. J Bioenerg Biomembr, 2013, 45(3): 219–228.

[19] Mottaghi-Dastjerdi N, Soltany-Rezaee-Rad M, Sepehrizadeh Z, Roshandel G, Ebrahimifard F, Setayesh N. Genome expression analysis by suppression subtractive hybridization identified overexpression of Humanin, a target gene in gastric cancer chemoresistance. Daru, 2014, 22(1): 14.

[20] Xu W, Li H, Wang R, Lei Z, Mao YQ, Wang X, Zhang YZ, Guo TT, Song RJ, Zhang XJ, Jin L, Li ZX, Irwin DM, Niu G, Tan HR. Differential expression of genes associated with the progression of renal disease in the kidneys of liver-specific glucokinase gene knockout mice. Int J Mol Sci, 2013, 14(3): 6467–6486.

[21] Wang R, Gao H, Xu W, Li H, Mao YQ, Wang Y, Guo TT, Wang X, Song RJ, Li ZX, Irwin DM, Niu G, Tan HR. Differential expression of genes and changes in glucose metabolism in the liver of liver-specific glucokinase gene knockout mice. Gene, 2013, 516(2): 248–254.

[22] Ren HJ, Cui J, Yang W, Liu RD, Wang ZQ. Identification of differentially expressed genes of Trichinella spiralis larvae after exposure to host intestine milieu. PLoS ONE, 2013, 8(6): e67570.

[23] Goldstein SA, Bockenhauer D, O'Kelly I, Zilberberg N. Potassium leak channels and the KCNK family of two-P-domain subunits. Nat Rev Neurosci, 2001, 2(3): 175–184.

[24] Zhou G, Bao ZQ, Dixon JE. Components of a new human protein kinase signal transduction pathway. J Biol Chem, 1995, 270(21): 12665–12669.

[25] Fishman-Jacob T, Reznichenko L, Youdim MB, Mandel SA. A sporadic Parkinson disease model via silencing of the ubiquitin-proteasome/E3 ligase component SKP1A. J Biol Chem, 2009, 284(47): 32835–32845.

[26] Gabriel L, Lvov A, Orthodoxou D, Rittenhouse AR, Kobertz WR, Melikian HE. The acid-sensitive, anestheticactivated potassium leak channel, KCNK3, is regulated by 14–3-3beta-dependent, protein kinase C (PKC)-mediated endocytic trafficking. J Biol Chem, 2012, 287(39): 32354–32366.

[27] Scrivens PJ, Noueihed B, Shahrzad N, Hul S, Brunet S, Sacher M. C4orf41 and TTC-15 are mammalian TRAPP components with a role at an early stage in ER-to-Golgi trafficking. Mol Biol Cell, 2011, 22(12): 2083–2093.

[28] Talley EM, Solorzano G, Lei Q, Kim D, Bayliss DA. Cns distribution of members of the two-pore-domain (KCNK) potassium channel family. J Neurosci, 2001, 21(19): 7491–7505.

[29] Zuzarte M, Heusser K, Renigunta V, Schlichth?rl G, Rinne S, Wischmeyer E, Daut J, Schwappach B, Preisig-Müller R. Intracellular traffic of the K+ channels TASK-1 and TASK-3: role of N- and C-terminal sorting signals and interaction with 14-3-3 proteins. J Physiol, 2009, 587(5): 929–952.

[30] Meyer DK, Fischer C, Becker U, Gottsching I, Boutillier S, Baermann C, Schmidt G, Klugbauer N, Leemhuis J. Pituitary adenylyl cyclase-activating polypeptide 38 reduces astroglial proliferation by inhibiting the GTPase RhoA. J Biol Chem, 2005, 280(26): 25258–25266.

[31] Grimbert P, Valanciute A, Audard V, Pawlak A, Le gouvelo S, Lang P, Niaudet P, Bensman A, Guella?n G, Sahali D. Truncation of C-mip (Tc-mip), a new proximal signaling protein, induces c-maf Th2 transcription factor and cytoskeleton reorganization. J Exp Med, 2003, 198(5): 797–807.

[32] Newbury DF, Winchester L, Addis L, Paracchini S, Buckingham LL, Clark A, Cohen W, Cowie H, Dworzynski K, Everitt A, Goodyer IM, Hennessy E, Kindley AD, Miller LL, Nasir J, O'Hare A, Shaw D, Simkin Z, Simonoff E, Slonims V, Watson J, Ragoussis J, Fisher SE, Seckl JR, Helms PJ, Bolton PF, Pickles A, Conti-Ramsden G, Baird G, Bishop DVM, Monaco AP. CMIP and ATP2C2 modulate phonological short-term memory in language impairment. Am J Hum Genet, 2009, 85(2): 264–272.

[33] Sendeyo K, Audard V, Zhang SY, Fan QF, Bouachi K, Ollero M, Rucker-Martin C, Gouadon E, Desvaux D, Bridoux F, Guella?n G, Ronco P, Lang P, Pawlak A, Sahali D. Upregulation of c-mip is closely related to podocyte dysfunction in membranous nephropathy. Kidney Int, 2013, 83(3): 414–425.

[34] Ory V, Fan QF, Hamdaoui N, Zhang SY, Desvaux D, Audard V, Candelier M, Noel LH, Lang P, Guellaen G, Pawlak A, Sahali D. C-mip down-regulates NF-kB activity and promotes apoptosis in podocytes. Am J Pathol, 2012, 180(6): 2284–2292.

[35] Kamal M, Pawlak A, BenMohamed F, Valanciute A, Dahan K, Candelier M, Lang P, Guella?n G, Sahali D. C-mip interacts with the p85 subunit of PI3 kinase and exerts a dual effect on ERK signaling via the recruitment of Dip1 and DAP kinase. FEBS Lett, 2010, 584(3): 500–506.

[36] Dyck JR, Barr AJ, Barr RL, Kolattukudy PE, Lopaschuk GD. Characterization of cardiac malonyl-CoA decarboxylaseand its putative role in regulating fatty acid oxidation. Am J Physiol, 1998, 275(6 Pt 2): H2122–H2129.

[37] Kudo N, Barr AJ, Barr RL, Desai S, Lopaschuk GD. High rates of fatty acid oxidation during reperfusion of ischemic hearts are associated with a decrease in malonyl-CoA levels due to an increase in 5′-AMP-activated protein kinase inhibition of acetyl-CoA carboxylase. J Biol Chem, 1995, 270(29): 17513–17520.

[38] Park H, Kaushik VK, Constant S, Prentki M, Przybytkowski E, Ruderman NB, Saha AK. Coordinate regulation of malonyl-CoA decarboxylase, sn-glycerol-3-phosphate acyltransferase, and acetyl-CoA carboxylase by AMP-activated protein kinase in rat tissues in response to exercise. J Biol Chem, 2002, 277(36): 32571–32577.

[39] Bennett MJ, Harthcock PA, Boriack RL, Cohen JC. Impaired mitochondrial fatty acid oxidative flux in fibroblasts from a patient with malonyl-CoA decarboxylase deficiency. Mol Genet Metab, 2001, 73(3): 276–279.

[40] Rasche S, Toetter B, Adler J, Tschapek A, Doerner JF, Kurtenbach S, Hatt H, Meyer H, Warscheid B, Neuhaus EM. Tmem16b is specifically expressed in the cilia of olfactory sensory neurons. Chemical Senses, 2010, 35(3): 239–245.

[41] Lee HJ, Finkelstein D, Li X, Wu D, Shi DL, Zheng JJ. Identification of transmembrane protein 88 (TMEM88) as a dishevelled-binding protein. J Biol Chem, 2010, 285(53): 41549–41556.

[42] Stewart DJ. Wnt signaling pathway in non-small cell lung cancer. J Natl Cancer Inst, 2014, 106(1): djt356.

[43] Kummel D, Müller JJ, Roske Y, Misselwitz R, Büssow K, Heinemann U. The structure of the TRAPP subunit TPC6 suggests a model for a TRAPP subcomplex. EMBO Rep, 2005, 6(8): 787–793.

[44] Juilfs DM, Fülle HJ, Zhao AZ, Houslay MD, Garbers DL, Beavo JA. A subset of olfactory neurons that selectively express cGMP-stimulated phosphodiesterase (PDE2) and guanylyl cyclase-D define a unique olfactory signal transduction pathway. Proc Natl Acad Sci USA, 1997, 94(7): 3388–3395.

[45] Chen S, Lane AP, Bock R, Leinders-Zufall T, Zufall F. Blocking adenylyl cyclase inhibits olfactory generator currents induced by "IP(3)-odors". J Neurophysiol, 2000, 84(1): 575–580

(責任編委：史慶華)

Differentially expressed genes identified in the main olfactory epithelium of mice with deficiency of adenylate cyclase 3 by using suppression subtractive hybridization approach

Zhenlong Cao1, Jiangye Hao1, Yanfen Zhou1,2, Zhe Zhang3, Zhihua Ni1, Yuanxiang Hu3, Weili Liu3, Yongchao Li4, Daniel R. Storm5, Runlin Z. Ma4, Zhenshan Wang1,2

1. College of Life Science, Hebei University, Baoding 071002, China;
2. Research Center of Bioengineering of Hebei Province, Baoding 071002, China;
3. College of Basic Medicine, Hebei University, Baoding 071002, China;
4. Institute of Genetics and Developmental Biology, Chinese Academy of Sciences, Beijing 100101, China;
5. Department of Pharmacology, University of Washington, Seattle, WA 98195, USA

Adenylate cyclase 3 (AC3) is one of the major players in the olfactory signaling within the main olfactory epithelium (MOE) of mice. However, we are not ascertained whether deficiency of AC3 will lead to the differential expression of related genes in the MOE. Forward and reverse subtractive libraries were constructed by suppression subtractive hybridization (SSH) approach, with MOEs from AC3-/-and AC3+/+mice. These two libraries were primarily screened by Dot blot, differential expressed clones were sequenced and analyzed by bioinformatics, and differential expressed genes were verified by qRT-PCR. A total of 386 differentially expressed clones were picked out after Dot blot. The DNA sequences of 80 clones randomly selected were determined, and 62 clones were identified by blasting in GenBank. We found that 24 up-regulated clones were corresponded to genes of kcnk3, mapk7, megf11, and 38 down-regulated clones were corresponded to tmem88b, c-mip, skp1a, mlycd, etc. Their functions were annotated with Gene Ontology (GO) and found to be mainly focused on molecular binding, cell cycle, processes of biology and cells. Five genes (kcnk3, c-mip, mlycd, tmem88b and trappc5) were verified by qRT-PCR with individuals of AC3+/+and AC3-/-mice. The data indicate that kcnk3 gene is up-regulated significantly, increasing 1.27 folds compared to control mice, whereas c-mip, mlycd, tmem88b and trappc5 are down-regulated significantly, decreasing 20%, 7%, 32% and 29% compared to the AC3+/+mice. The functions of these genes are closely related with K+channels, cell differentiation, metabolism of fats, membrane transportation, and so on. It is tempting to speculate that these genes might work together with AC3 to orchestrate the olfactory transduction signaling in the MOE.

adenylate cyclase 3 (AC3); main olfactory epithelium (MOE); differentially expressed genes; suppression subtractive hybridization (SSH)

2013-11-24;

2014-01-16

國家自然科學基金項目(編號：31171191), 河北省自然科學基金項目(編號：C2012201106), 教育部留學人員回國啟動基金項目(教外司留＜2013＞693號)和河北省生物工程重點學科經費資助

曹振龍, 碩士研究生, 專業(yè)方向：細胞分子生物學。E-mail: dafeizizhu@163.com

王振山, 教授, 博士生導師, 研究方向：動物行為遺傳分子機制。E-mail: zswang@hbu.edu.cn

10.3724/SP.J.1005.2014.0574

時間: 2014-4-1 11:35:35

URL: http://www.cnki.net/kcms/detail/11.1913.R.20140401.1135.001.html