不同林分類型下花櫚木根系細菌群落多樣性分析及其功能預測

摘 要：【目的】探究花櫚木不同根系分區(qū)細菌群落結(jié)構(gòu)和多樣性的差異以及與林分類型的相關(guān)性，挖掘影響花櫚木相關(guān)的功能基因。【方法】以樟樹林和國外松林下套種的花櫚木非根系土壤、根系土壤和根為研究對象，進行高通量測序和生物信息學分析?！窘Y(jié)果】花櫚木根系細菌隸屬于29個門、72個綱、171個目、303個科、625個屬、1 118個種和2 570個OTU。2個林分中花櫚木根系細菌群落多樣性和均勻度差異較小，豐富度具有顯著差異。3個根系分區(qū)中，花櫚木根內(nèi)分區(qū)的細菌群落多樣性、豐富度最低，與其他2個根系分區(qū)具有極顯著差異。在門分類水平上，根系細菌群落主要由變形菌門Proteobacteria、綠彎菌門Chloroflex和放線菌門Actinobacteria組成。在屬分類水平上，各樣品的根系細菌群落的優(yōu)勢菌群的組成及相對豐度具有較大差異，主要以變形菌門和放線菌門為主。花櫚木不同根系分區(qū)的細菌群落結(jié)構(gòu)上具有極顯著差異，根內(nèi)與其他2個分區(qū)的根系細菌群落之間存在明顯分離，在群落結(jié)構(gòu)具有極顯著影響。Tax4Fun功能預測顯示花櫚木根系細菌包含大量關(guān)于膜運輸、碳水化合物代謝、氨基酸代謝、翻譯、復制和修復、能量代謝、輔因子和維生素的代謝等基因信息，其中功能基因豐度較大的為碳水化合物代謝、膜運輸和氨基酸代謝。【結(jié)論】花櫚木不同根系分區(qū)的細菌群落組成、結(jié)構(gòu)和多樣性均具有顯著差異，并且林分影響根系細菌群落的組成，本研究可為后期深入研究花櫚木功能基因挖掘、病害防治以及提高花櫚木品質(zhì)提供理論基礎(chǔ)。

關(guān)鍵詞：花櫚木；根系；微生物多樣性；高通量測序；功能基因

中圖分類號：S718.83 文獻標志碼：A 文章編號：1673-923X（2025）02-0112-10

基金項目：中央財政林業(yè)草原生態(tài)保護恢復資金項目“國家珍稀樹種花櫚木等紅豆樹屬種質(zhì)資源收集及保育”（BH2023A001）；中央提前批國家野生動物保護補助資金項目“湖南省野生花櫚木遺傳資源收集與保護”（BH2024A007）；湖南省林業(yè)科技創(chuàng)新項目（XLK201930）。

Diversity analysis and function prediction of bacterial community in root system of Ormosia henryi under different stand types

ZHOU Jiechen1，2， XIAO Yaqin3， DUAN Xiang1，2， ZHU Tiancai2， WU Xiaoli3， PENG Jiao2， WANG Chang2， LIU Kang4， ZHONG Hongyan4

（1. Central South University of Forestry Technology， Changsha 410004， Hunan， China； 2.Forestry Institute of Xiangtan City， Xiangtan 411100， Hunan， China； 3. Hunan Academy of Forestry， Changsha 410004， Hunan， China； 4. Forestry Administration of Xiangtan City， Xiangtan 411100， Hunan， China）

Abstract：【Objective】To explore the differences of bacterial community structure and diversity in different root zones of Ormosia henryi， and the correlation between bacterial community structure and stand， and to explore the functional genes related to the roots of O. henryi.【Method】High-throughput sequencing and bioinformatics analysis were conducted on the soil， rhizosphere soil and roots of O. henryi under Cinnamomum camphora forest and foreign pine forest.【Result】The bacteria in the root system of O. henryi belong to 29 phyla， 72 classes， 171 orders， 303 families， 625 genera， 1 118 species and 2 570 OTU. There is little difference in diversity and evenness of bacterial community in the root system of O. henryi in the two stands， but there was significant difference in richness. In the root zone， the diversity and richness of bacterial community in the root zone of O. henryi is was the lowest， which was significantly different from the other two root zones. At the taxonomic level， the root bacterial community was mainly composed of seven phylum Proteobacteria， Chloroflex and Actinobacteria. At the level of genus classification， the composition and relative abundance of the dominant flora in the root bacterial community of each sample were quite different， mainly Proteobacteria and Actinomycetes. There were significant differences in bacterial community structure in different root zones of O. henryi. There is obvious separation between the root bacterial community and the other two divisions， which has a very significant impact on the community structure. The function prediction of Tax4Fun showed that the bacteria in the root system of O. henryi contained a lot of gene information about membrane transport， carbohydrate metabolism， amino acid metabolism， translation， replication and repair， energy metabolism， cofactor and vitamin metabolism， among which carbohydrate metabolism， membrane transport and amino acid metabolism were the most abundant functional genes.【Conclusion】There were significant differences in bacterial community composition and diversity in different root zones of O. henryi， and the stand affects the bacterial community composition in the root system. This study provided a theoretical basis for further study on disease prevention and control of O. henryi and improving the quality of O. henryi.

Keywords： Ormosia henryi； root system； microbial diversity； high throughput sequencing； functional genes

花櫚木Ormosia henryi又稱花梨木，為豆目Fabales蝶形花科Papilionaceae紅豆屬Ormosia常綠喬木，是我國特有的珍貴用材樹種[1]。主要分布于我國安徽、浙江、江西、湖南、湖北等9個省份。花櫚木樹體高大，木材結(jié)構(gòu)均勻，硬度適中，是珍貴高檔用材樹種；其根、莖、葉和樹皮均可入藥，是一味重要的中藥材；此外，其植株四季青翠，可作為優(yōu)良的園林綠化樹種[2]。因此，花櫚木是集觀賞價值和藥用價值于一身的植物資源?；澳倦m然為國家二級保護植物，但面臨野生種群大樹遭到嚴重砍伐，分布區(qū)狹窄，自然更新不良等問題，導致種群衰退，天然林資源已瀕臨枯竭[3]。目前花櫚木的研究主要集中在種群調(diào)查[4]、繁殖技術(shù)[5]、苗期管理[6]、病蟲害防治[7]、化學成分分析[8]、種源試驗[9]和生防菌分離等方面，有關(guān)花櫚木根系細菌群落研究的報道較少。

在植物內(nèi)外存在各種各樣的微生物[10]，并且整個長期的進化過程中與植物形成了共生關(guān)系[11]。根系微生物能夠吸收和利用根系分泌物，并幫助植物吸收重要的營養(yǎng)物質(zhì)[12]。微生物與植物之間的相互作用在植物生長發(fā)育、適應和生物多樣性等方面極其重要[13]。根系微生物群落受到種植地點、環(huán)境、季節(jié)和植物基因型等多方面的影響，并且這些因素也會影響微生物的定殖和分布。例如Pang等[14]研究了旱地和灌溉地2種環(huán)境中的水稻根系細菌多樣性，發(fā)現(xiàn)不同環(huán)境條件下水稻的根系微生物群落組成存在差異。方敏等[15]研究發(fā)現(xiàn)百里杜鵑地區(qū)馬纓杜鵑根系土壤、根表以及根內(nèi)3個生態(tài)位間，微生物群落組成存在差異，這一結(jié)果可能與馬纓杜鵑根系密切相關(guān)。Edwards等[16]發(fā)現(xiàn)水稻根系微生物群落多樣性最高，而內(nèi)生微生物多樣性群落最低。這些研究為花櫚木根系相關(guān)微生物的研究提供了新的思路。

本研究以湘潭市林業(yè)科學研究所國外松林和樟樹林下套種的花櫚木為對象，采用Illumina Miseq高通量測序法測定花櫚木根系分區(qū)的細菌群落的結(jié)構(gòu)多樣性差異，探究不同林分類型下花櫚木根系群落結(jié)構(gòu)多樣性差異，挖掘花櫚木根相關(guān)的功能基因，預見其在未來研究中的可能應用。

1 材料和方法

1.1 試驗地概況

試驗地位于湖南省湘潭市林業(yè)科學研究所，海拔71.13 m，屬亞熱帶季風濕潤氣候，年平均降水量1 300 mm，年平均溫度16.7～18.3℃。

1.2 樣品的采集及處理

2023年5月，在試驗地中采集國外松林和樟樹林下的花櫚木根系土壤、根系和非根系土壤。在每個樣地中隨機選擇生長一致的健康花櫚木植株，從距離樹干約1 m處采集5～20 cm深、直徑小于1 mm的根系，輕輕搖晃除去與根部附著不緊密的土壤，作為非根系土壤，附著在根部1 mm左右的土壤為根系土壤，最后收集根，每個林分隨機采集9株植株的根系土壤。土壤樣品和根裝入無菌密封袋，冰袋保存迅速送回實驗室。

隨機將每個林分的3株花櫚木非根系土壤混合成一個樣本，3個重復，共6個樣品；將同一林分的3株花櫚木根系土壤混合成一個樣品，3個重復，共6個樣品；隨機將每個林分的3株花櫚木根混合成1個樣品，3個重復，共6個樣品；緩沖液沖洗花櫚木根部處理為1個樣品，3個重復，共6個樣品。4個處理共得到24個樣品。全部樣品保存在-80℃超低溫冰箱中，用于根系細菌群落分析。

采集的花櫚木根部用無菌刷去除根表黏附土壤，將植物根部放入無菌管中，加入10 mL 0.1 mol磷酸鉀緩沖液（pH=8.0），振蕩洗滌2次。將洗滌后的根部取出，放入裝有20 mL磷酸鹽緩沖液的50 mL小瓶中，超聲波洗滌10 min后將3次的洗滌液混合，過0.22 μm濾膜，過濾后的濾膜用液氮速凍，轉(zhuǎn)移至-80 ℃冰箱中保存[17]。

洗滌后的植物根部用70%乙醇洗2次后再用無菌水沖洗，最后一次的清洗水用于菌落檢查，將表面消毒徹底的根部保存在預先滅菌的離心管中，液氮速凍，置于-20 ℃冰箱中，用于后續(xù)的內(nèi)生菌群落結(jié)構(gòu)分析。

1.3 DNA提取和PCR擴增

采用Power Soil？ DNA Isolation Kit試劑盒從花櫚木根部和土壤中提取總DNA，分別使用瓊脂糖凝膠電泳和酶標儀檢測DNA雜質(zhì)和濃度。樣本的16S用799F （5′-AACMGGATTAGATACCCKG-3′）和1193R （5′-ACGTCATCCCCACCTTCC-3′）引物對V5-V7可變區(qū)進行PCR擴增，產(chǎn)物經(jīng)2%瓊脂糖凝膠電泳法純化回收。

1.4 高通量測序數(shù)據(jù)分析

使用fastp[18]（https：//github.com/OpenGene/fastp，version 0.19.6）軟件對雙端原始測序序列進行質(zhì)控，使用FLASH[19]（http：//www.cbcb.umd.edu/software/ flash，version 1.2.11）軟件進行拼接：1）過濾reads尾部質(zhì)量值20以下的堿基，設置50 bp的窗口，如果窗口內(nèi)的平均質(zhì)量值低于20，從窗口開始截去后端堿基，過濾質(zhì)控后50 bp以下的reads，去除含N堿基的reads；2）根據(jù)PE reads之間的overlap關(guān)系，將成對reads拼接（merge）成一條序列，最小overlap長度為10 bp；3）拼接序列的overlap區(qū)允許的最大錯配比率為0.2，篩選出不符合的序列。使用UPARSE[20-21]軟件（http：// drive5.com/uparse/，version 7.1），根據(jù)97%的相似度對質(zhì)控拼接后的序列進行操作分類單元（Operational taxonomic unit，OTU）聚類并剔除嵌合體。去除所有樣品中注釋到葉綠體和線粒體序列。為了盡量減少測序深度對后續(xù)Alpha多樣性和Beta多樣性數(shù)據(jù)分析的影響，將所有樣本序列數(shù)抽平至20 000，抽平后，每個樣本的平均序列覆蓋度仍可達99.09%。利用RDP classifier[22]（http：//rdp.cme.msu.edu/，version 2.11）比對Silva 16S rRNA基因數(shù)據(jù)庫（v138）進行OTU物種分類學注釋，置信度閾值為70%，并在不同物種分類水平下統(tǒng)計每個樣本的群落組成。

1.5 數(shù)據(jù)統(tǒng)計

采用SPSS 19.0軟件對數(shù)據(jù)進行了統(tǒng)計分析，用R 3.6.0軟件分析微生物群落的測序數(shù)據(jù)。

采用Mothur軟件（http：//www.mothur.org/wiki/ Calculators）計算Alpha多樣性Sobs、Shannon指數(shù)和Shannoneven指數(shù)，并采用Student’s t檢驗進行Alpha多樣性的組間差異分析，通過與數(shù)據(jù)庫進行比對分析對OTU進行物種分類，可以得知不同樣品在門和屬分類水平上的物種組成情況。根據(jù)群落柱狀圖，可知各樣本在門和屬分類學水平上含有優(yōu)勢物種（>5%）和樣本中優(yōu)勢物種的相對豐度；采用R語言進行Veen圖繪制，vegan軟件包進行NMDS和PERMANOVA分析和作圖，Tax4Fun包進行功能基因預測。

2 結(jié)果與分析

2.1 測序數(shù)據(jù)分析

對18個根系樣品以及6個非根系土壤樣品的細菌群落進行16S rDNA高通量測序，共獲得1 214 314條有效數(shù)據(jù)，平均每個樣品50 596條序列，花櫚木根系細菌隸屬于29個門、72個綱、171個目、303個科、625個屬、1 118個種和2 570個OTU。

2.2 花櫚木根系細菌Alpha多樣性分析

Alpha多樣性分析主要反映樣品中微生物群落的豐富度、多樣性和均勻度。其中Sobs指數(shù)反映物種豐富度，樣品微生物群落豐富度越高，則值越大；Shannon指數(shù)反映群落多樣性，群落多樣性越高，則值越大；Shannoneven指數(shù)反映物種均勻度，其值越大，群落內(nèi)物種分配越均勻。

對不同林分類型花櫚木根系細菌群落的Alpha多樣性進行了比較（圖1A～C）。Sobs指數(shù)結(jié)果表明，樟樹林中的花櫚木根系細菌群落豐富度最高，其數(shù)值是國外松林中的1.35倍。Shannon指數(shù)、Sobs指數(shù)和Shannoneven指數(shù)結(jié)果表明2個林分的根系細菌群落的豐富度存在顯著性差異（P<0.05），群落多樣性和均勻度差異較小。

對不同根系分區(qū)花櫚木的細菌群落Alpha多樣性進行了比較（圖1D～F）。Shannon指數(shù)結(jié)果表明，根內(nèi)細菌群落多樣性最低，其數(shù)值是根際的0.62倍、根系土壤的0.61倍和非根系土壤的0.63倍。Sobs指數(shù)結(jié)果表明，根內(nèi)細菌群落豐富度最低，其數(shù)值是根際的0.41倍、根系土壤的0.42倍和非根系土壤的0.42倍。Shannon指數(shù)結(jié)果表明，根內(nèi)細菌群落多樣性最低，其數(shù)值是根際的0.62倍、根系土壤和非根系土壤的0.63倍。Shannoneven指數(shù)結(jié)果表明，根內(nèi)群落均勻度最低，其數(shù)值是根際的0.70倍、根系土壤和非根系土壤的0.71倍。

不同根系分區(qū)的細菌群落中，根內(nèi)細菌群落的Shannon指數(shù)和Sobs指數(shù)與其他3個分區(qū)具有極顯著差異（P<0.001）。Shannoneven指數(shù)表明根內(nèi)與其他3個分區(qū)的細菌群落具有顯著差異（P<0.05）。

2.3 花櫚木根系細菌群落基本組成和結(jié)構(gòu)分析

在門和屬的分類水平上對花櫚木葉際細菌群落組成和相對豐度進行分析（圖2～3）。樣本中的相對豐度<1%的菌群歸為其他分類，相對豐度>5%的菌群為優(yōu)勢菌群。

在門水平上（圖2），根系細菌群落主要由變形菌門Proteobacteria、放線菌門Actinobacteria和綠彎菌門Chloroflex組成。

不同林分類型中花櫚木的根系細菌群落的優(yōu)勢菌群組成及相對豐度存在差異。在樟樹林中，花櫚木的根系細菌群落優(yōu)勢菌群由變形菌門、放線菌門、綠彎菌門、酸桿菌門Acidobacteriota和厚壁菌門Firmicutes這5個門組成。在國外松林中，花櫚木根系細菌群落優(yōu)勢菌群由變形菌門、放線菌門、綠彎菌門和酸桿菌門組成。在相對豐度方面，在國外松林中根系細菌群落中綠彎菌門<1%（圖2A），但在樟樹林中為優(yōu)勢菌群（>5%）。

不同根系分區(qū)的花櫚木細菌群落的優(yōu)勢菌群組成及相對豐度存在差異。非根系土壤、根系土壤和根系的優(yōu)勢菌群由綠彎菌門、變形菌門、放線菌門和酸桿菌門組成，而根內(nèi)的優(yōu)勢菌群由變形菌門、放線菌門、綠彎菌門和厚壁菌門組成。在相對豐度方面，在根內(nèi)細菌群落中綠彎菌門<1%，明顯低于其他3個根系分區(qū)；厚壁菌門在根內(nèi)樣品中占優(yōu)勢占到7.2%，但在其他3個根系分區(qū)<1%。綠彎菌門在根系土壤、根際和根內(nèi)的相對豐度由外向內(nèi)逐漸下降。而變形菌門的相對豐度則由外到內(nèi)呈顯著上升趨勢（圖2B）。

在屬水平上（排除Norank和Unclassified的類群），各樣品的根系細菌群落的優(yōu)勢菌群的組成及相對豐度具有較大差異（圖3）。

不同林分類型的花櫚木中，樟樹林下花櫚木根系細菌的優(yōu)勢菌群由伯克霍爾德氏菌Burkholderia-Caballeronia-Paraburkholderia和根瘤菌屬Bradyrhizobium組成。國外松林中，花櫚木根系細菌的優(yōu)勢菌群由伯克霍爾德氏菌、根瘤菌屬Bradyrhizobium、熱酸菌屬Acidothermus和康奈斯氏桿菌屬Conexibacter這4個屬組成。在2個林分中的花櫚木根系群落中相同菌門的相對豐度不同，其中伯克霍爾德氏菌在國外松林中相對豐度>10%是樟樹林中的2倍（圖3A、B）。

不同根系分區(qū)中，根內(nèi)的優(yōu)勢菌群由伯克霍爾德氏菌、根瘤菌屬、酸桿菌屬Acidibacter和戴氏菌屬Dyella這4個屬組成；根際的優(yōu)勢菌群組成由伯克霍爾德氏菌、根瘤菌屬、康奈斯氏桿菌屬、熱酸菌屬、康奈斯氏桿菌屬和戴氏菌屬這6個屬組成；根系土壤的優(yōu)勢菌群由伯克霍爾德氏菌、熱酸菌屬和康奈斯氏桿菌屬這3個屬組成。非根系土壤的優(yōu)勢菌群僅由伯克霍爾德氏菌組成。在相對豐度方面，在根內(nèi)細菌群落中康奈斯氏桿菌屬<1%，在2個根系分區(qū)中>5%；伯克霍爾德氏菌在根內(nèi)樣品中占比高達17.88%，明顯高于其他2個分區(qū)；戴氏菌屬在根內(nèi)樣品中為優(yōu)勢菌群，但在其他2個根系分區(qū)中不足5%。伯克霍爾德氏菌在根系土壤、根際和根內(nèi)的相對豐度由外向內(nèi)逐漸上升（圖3C～F）。

根據(jù)OTU聚類分析結(jié)果，分析樣本中所共有和獨有的OTU并繪制到韋恩圖中可以比較直觀地表現(xiàn)樣本的OTU組成相似性及重疊情況（圖4）。

圖4A為不同林分中花櫚木的根系細菌群落，兩個林分共有1 507個OTUs，樟樹林中特有785個OTUs，國外松林中特有261個OTUs。圖4B為不同根系分區(qū)的細菌群落B），3個根系分區(qū)共有667個OTUs，根系土壤特有180個OTUs，根際特有143個OTUs，根內(nèi)特有402個OTUs。

2.4 花櫚木根系細菌群落結(jié)構(gòu)差異性

使用基于Jaccard距離算法的NMDS分析細菌群落結(jié)構(gòu)的差異，點間距離代表細菌群落結(jié)構(gòu)的差異程度（圖5）。Stress值檢驗NMDS分析結(jié)果的優(yōu)劣。通常認為Stress<0.2時，表示NMDS分析具有一定的可靠性，本試驗的壓力值為0.097，所以本分析結(jié)果是可靠。相似性檢驗分析（ANOSIM）用于確定樣品細菌群落組成的差異是否具有統(tǒng)計學顯著性。不同根系分區(qū)的花櫚木細菌群落差異（R=0.637 5，P=0.001）大于不同林分花櫚木根系分區(qū)的差異（R=0.118 4，P=0.115）。

PERMANOVA（置換多元方差分析），可利用Bray-Curtis對總方差進行分析不同分組對樣品差異的解釋度，并使用置換檢驗對劃分的統(tǒng)計學意義進行顯著性分析。根據(jù)基于Bray-Curtis距離的PERMANOVA分析各花櫚木細菌群落差異得出結(jié)果，相同林分下，不同根系分區(qū)的細菌群落之間存在顯著差異（表1）。

2.5 花櫚木根系細菌功能基因預測

利用Tax4Fun功能對花櫚木根系細菌進行基因預測，所有樣本細菌KEGG pathway豐度基本相似，這種方法能在一定程度上反映微生物群落功能?；澳靖导毦δ苤饕婕碍h(huán)境信息處理、遺傳信息處理、新陳代謝、有機系統(tǒng)、疾病和細胞過程6個方面。在花櫚木根系細菌群落中，代謝和環(huán)境信息處理相關(guān)的基因相對豐度最高。

為了研究更多的功能信息，在KEGG第二層級上研究代謝功能。各樣品中功能豐度（≥1%）由高到低依次為碳水化合物代謝、膜運輸、氨基酸代謝、信號轉(zhuǎn)導、能量代謝、輔因子和維生素代謝、核苷酸代謝、異源生物降解和代謝、翻譯、復制和修復、脂代謝、其他氨基酸的代謝、萜類和多酮類化合物的代謝、細胞活動性、聚糖生物合成與代謝、折疊、分類和降解、細胞生長和死亡（圖6）。

3 討 論

根系微生物對植物生長發(fā)育具有極其重要的作用。有研究表明，植物根系微生物群落結(jié)構(gòu)及多樣性受植物種類、宿主基因型、季節(jié)、地理位置與環(huán)境等因素的影響?；澳臼且环N珍貴的用材樹種，目前對其根系的研究主要集中在根系促生菌的分離鑒定[23]。為進一步了解花櫚木的根系，本研究對不同林分類型花櫚木根系土壤、根際和根內(nèi)細菌群落的多樣性和群落結(jié)構(gòu)進行分析，發(fā)現(xiàn)不同林分下花櫚木根系細菌群落多樣性基本一致，但豐富度差異明顯。花櫚木不同根系分區(qū)細菌群落多樣性和豐富度差異明顯。

與其他根系分區(qū)相比，植物根內(nèi)細菌群落結(jié)構(gòu)和組成具有高度特異性，細菌多樣性顯著降低，說明花櫚木根系表面對進入根系的細菌具有選擇性[16]。根表面作為細菌進入根內(nèi)的途徑，對細菌在根中定殖起著過濾和篩選作用，并且根內(nèi)和根際的營養(yǎng)和環(huán)境具有較大差異。研究發(fā)現(xiàn)花櫚木根內(nèi)細菌群落多樣性、豐富度和均勻度明顯低于根際和根系土壤，與前人研究保持一致。研究者通過對擬南芥[24]、芍藥[25]等植物的根系微生物群落進行研究發(fā)現(xiàn)，根內(nèi)微生物多樣性遠低于根際和非根系環(huán)境。在群落組成方面，雖然變形菌門、放線菌門和綠彎菌門均為優(yōu)勢菌群，但相對豐度存在差異，部分菌門變化趨勢是從根系土壤到根內(nèi)逐漸降低。說明只有部分細菌可以在花櫚木根內(nèi)定殖和生長，并且大多數(shù)在根內(nèi)富集的微生物在根系和非根系環(huán)境中也同樣富集。根內(nèi)細菌群落組成與其他根系分區(qū)主要差異在酸桿菌門和厚壁菌門。其中酸桿菌存在于各種生境，參與轉(zhuǎn)運蛋白和分泌多種高分子量蛋白質(zhì)，具有適應干燥、寡營養(yǎng)的潛在特征，對土壤生態(tài)系統(tǒng)的構(gòu)建具重要作用[26]，而且有研究表明酸桿菌門不僅對植物殘體具有降解功能，還參與土壤鐵循環(huán)過程。Pankratov等[27]研究發(fā)現(xiàn)酸桿菌降解功能雖不如其他已知纖維素降解菌，但其抗逆性強，能在生境惡劣的情況下代替部分富營養(yǎng)細菌維持土壤細菌的基本生態(tài)功能。根系群落受到外界的影響較大，所以酸桿菌門相對豐度明顯高于根內(nèi)。

優(yōu)勢菌群在生態(tài)功能管理中發(fā)揮著重要作用[25]，花櫚木細菌群落的優(yōu)勢菌群主要由變形菌門、放線菌門和綠彎菌門組成。這3個菌群在大多數(shù)根系細菌群落中均為優(yōu)勢菌群，發(fā)揮著重要作用[28]。其中變形菌門和放線菌門在根系和非根系環(huán)境中具有極高的適應性，變形菌門的外膜主要由脂多糖組成，這些脂多糖保存了內(nèi)部的遺傳物質(zhì)以抵御外部干預[29]。變形菌門包括多種病原菌和固氮菌，對環(huán)境適應性強，并能在不同植物的根系中快速生長[28]。綠彎菌門有利于植物對CO2的固定，并且還有研究顯示光能自養(yǎng)型的綠彎菌與群落中的其他微生物存在密切的互作[30]。在不同林分類型下，優(yōu)勢菌群的相對豐度存在差異?；澳靖导毦郝渲兴釛U菌門也是優(yōu)勢菌群，并且在樟樹林分下的花櫚木根系細菌群落中厚壁菌門也是優(yōu)勢菌群。說明林分類型會對根系微生物的組成和相對豐度產(chǎn)生影響，鄭海富等[31]研究發(fā)現(xiàn)西大明山自然保護區(qū)4種林分類型的土壤真菌具有獨特的群落組成，并且相對豐度也具有差異；管鴻智等[32]研究發(fā)現(xiàn)不同生態(tài)恢復林分土壤真菌門相對豐度在各林分類型間差異較大；陳秀波等[33]研究發(fā)現(xiàn)涼水國家級自然保護區(qū)的云冷杉紅松林、椴樹紅松林、紅松人工林和紅松天然次生林4種林型的土壤真菌群落組成和多樣性差異顯著。

在屬水平上，非根系土壤的優(yōu)勢菌群僅由伯克霍爾德氏菌組成，而根系土壤由伯克霍爾德菌、熱酸菌屬和康奈斯氏桿菌屬組成。非根系土壤細菌群落多樣性明顯低于根系，與前人研究結(jié)果保持一致，如楊樹人工林根系細菌多樣性高于非根系環(huán)境[34]，玉米根系與土壤微生物群落的多樣性和豐富度存在顯著差異[35]。熱酸菌屬是分解有機質(zhì)、利用碳源的細菌[36]，康奈斯氏桿菌屬是優(yōu)勢固碳菌，并且都與土壤有機質(zhì)含量呈正相關(guān)，土壤中該屬占比越大有機質(zhì)越多。這由于植物根系代謝產(chǎn)生的根系分泌物導致根系和根系土壤有機質(zhì)、細菌數(shù)量和多樣性均高于非根系環(huán)境。

根系細菌的生物學功能與其功能基因密切相關(guān)。本研究采用Tax4Fun對花櫚木的根系細菌進行功能預測發(fā)現(xiàn)，花櫚木根系細菌包含大量關(guān)于碳水化合物、蛋白質(zhì)、脂質(zhì)、糖類、核苷酸、輔酶及代謝產(chǎn)物合成的基因信息，說明花櫚木細菌可能參與代謝花櫚木中的各種營養(yǎng)物質(zhì)，為植株生長發(fā)育提供必要的營養(yǎng)和激素等。其中，在一級功能通路的預測結(jié)果中新陳代謝通路相關(guān)功能基因的豐度最大，成為花櫚木根系群落最主要的功能；且在二級功能通路中，功能基因豐度>10%為碳水化合物代謝、膜運輸和氨基酸代謝，說明花櫚木根系細菌基因的優(yōu)勢功能主要集中在將碳、氮2種元素進行分解并轉(zhuǎn)化能量，為細菌生存提供保障，并且將營養(yǎng)物質(zhì)進行運輸。Tax4Fun基因在一級功能通路預測中出現(xiàn)了具有一定豐度的人類疾病相關(guān)的基因信息，花櫚木根系細菌中是否存在具有潛在致病性的菌株，還有待下一步深入研究。

4 結(jié) 論

本研究對2個林分類型下花櫚木的根系土壤、根系和根內(nèi)的細菌群落進行了比較，結(jié)果表明根系細菌群落組成由外向內(nèi)呈逐漸變化的趨勢，在3個根系分區(qū)以及非根系土壤中優(yōu)勢菌群均以變形菌門、放線菌門和綠彎菌門為主。根系作為細菌進入植物內(nèi)部的途徑，對細菌在根內(nèi)的定殖具有過濾和篩選作用，所以根內(nèi)分區(qū)細菌群落豐富度和多樣性最低。3個根系分區(qū)群落結(jié)構(gòu)相似度具有極顯著差異。通過比較2個林分類型花櫚木發(fā)現(xiàn)，雖然優(yōu)勢菌群組成和相對豐度方面存在差異，但群落結(jié)構(gòu)差異較小。本研究初步了解了花櫚木中細菌種群的功能，其中代謝和環(huán)境信息處理相關(guān)的基因相對豐度最高，為挖掘花櫚木根系細菌的功能研究和利用以及病害的生物防控提供了準確的微生物信息。

參考文獻：

[1] 桂平，龍鵬.珍稀樹種花櫚木研究進展[J].貴州農(nóng)業(yè)科學， 2021，49（7）：98-106. GUI P， LONG P. Research progress on rare tree species of Ormosia henryi[J]. Guizhou Agricultural Sciences，2021，49（7）： 98-106.

[2] 姚軍，楊波.優(yōu)良園林綠化樹種—花櫚木[J].中國城市林業(yè)，2007，5（1）：65. YAO J， YANG B. Excellent landscaping tree species-palm tree[J]. Journal of Chinese Urban Forestry，2007，5（1）：65.

[3] 劉鵬，何萬存，黃小春，等.花櫚木研究現(xiàn)狀及保護對策[J].南方林業(yè)科學，2017，45（3）：45-48. LIU P， HE W C， HUANG X C， et al. Research status and conservation strategy of Ormosia henryi[J]. South China Forestry Science，2017，45（3）：45-48.

[4] 彭焱松，周賽霞，詹選懷，等.江西油嶺山地花櫚木群落特征及空間分布格局[J].中南林業(yè)科技大學學報，2018，38（11）： 81-88. PENG Y S， ZHOU S X， ZHAN X H， et al. Community characteristics and spatial patterns of Ormosia henryi in Youling village of Jiangxi Province[J]. Journal of Central South University of Forestry Technology，2018，38（11）：81-88.

[5] 周潔塵，朱天才，文虹，等.花櫚木人工繁殖技術(shù)研究進展[J].四川林業(yè)科技，2019，40（5）：104-107. ZHOU J C， ZHU T C， WEN H， et al. Research progress of artificial reproduction techniques of Ormosia henryi[J]. Journal of Sichuan Forestry Science and Technology，2019，40（5）：104-107.

[6] 姜順邦.花櫚木幼苗水肥需求規(guī)律及定量調(diào)控技術(shù)研究[D].貴陽：貴州大學，2016. JIANG S B. Study on demand law of water and nutrient and quantitative regulation project of Ormosia henryi seedlings[D]. Guiyang： Guizhou University，2016.

[7] 朱天才，周潔塵，段翔，等.花櫚木根際促生菌的篩選鑒定及促生特性[J].中南林業(yè)科技大學學報，2023，43（1）：43-49. ZHU T C， ZHOU J C， DUAN X， et al. Isolation， screening and beneficial effects of plant growth-promoting rhizobacteria （PGPR） in the rhizosphere of Ormosia henryi[J]. Journal of Central South University of Forestry Technology，2023，43（1）：43-49.

[8] 陳曉琳，劉潔瑩，宋艷琦，等.高效解磷根瘤菌菌株的分離篩選及對花櫚木苗木生長的影響[J].中南林業(yè)科技大學學報， 2022，42（4）：76-82，92. CHEN X L， LIU J Y， SONG Y Q， et al. Isolation and screening of efficient phosphorus solubilizing Rhizobium strains and their effects on the growth of Ormosia henryi seedlings[J]. Journal of Central South University of Forestry Technology，2022，42（4）： 76-82，92.

[9] 蘇石誠，韋小麗，楊彬，等.不同種源花櫚木種子性狀和苗期生長特性比較[J].種子，2021，40（3）：9-14. SU S C， WEI X L， YANG B，et al. Comparison of seed traits and growth characteristics at seedling stage in different Ormosia henryi provenances[J]. Seed，2021，40（3）：9-14.

[10] MA D C O， MA D C R， BERNARD R. G， et al. Microbiome engineering to improve biocontrol and plant growth-promoting mechanisms[J]. Microbiological Research，2018，208：25-31.

[11] HASSANI M A， DURAN P， HACQUARD S， et al. Microbial interactions within the plant holobiont.[J]. Microbiome，2018，6（1）：58.

[12] 謝紅煉，汪漢成，蔡劉體，等.煙草種子內(nèi)生細菌群落結(jié)構(gòu)與多樣性[J].微生物學報，2020，60（3）：601-616. XIE H L， WANG H C， CAI L T， et al. Community structure and diversity of endophytic bacteria in tobacco seeds[J]. Acta Microbiologica Sinica，2020，60（3）：601-616.

[13] COLEMAN D D， DESGARENNE D， FONSECA G C， et al. Plant compartment and biogeography affect microbiome composition in cultivated and native Agave species[J]. New Phytologist，2016，209（2）：798-811.

[14] PANG Z Q， XU P ， YU D Q， et al. Environmental adaptation of the root microbiome in two rice ecotypes[J]. Microbiological Research， 2020，241：126588.

[15] 方敏，徐小蓉，唐明，等.馬纓杜鵑根系微生物群落結(jié)構(gòu)及其變化[J].微生物學報，2019，59（8）：1522-1534. FANG M， XU X R， TANG M， et al. Microbial community structure and changes in Rhododendron delavayi roots[J]. Acta Microbiologica Sinica，2019，59（8）：1522-1534.

[16] EDWARDS J， JOHNSON C， SANTOS M C， et al. Structure， variation， and assembly of the root-associated microbiomes of rice[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences， 2015，112（8）：911-920.

[17] KHAN M U， LI P， AMJAD H， et al. Exploring the potential of overexpressed OsCIPK2 rice as a nitrogen utilization efficient crop and analysis of its associated rhizo-compartmental microbial communities[J]. International Journal of Molecular Sciences， 2019，20（15）：3636.

[18] CHEN S F， ZHOU Y Q， CHEN Y R， et al. Fastp： an ultra-fast all-in-one FASTQ preprocessor[J]. Bioinformatics，2018，34（17）： 884-890.

[19] MAGOC T， SALZBERG S L. FLASH： fast length adjustment of short reads to improve genome assemblies.[J]. Bioinformatics， 2011，27（21）：2957-2963.

[20] JEAN-CLAUDE O， SYLVIE P， MAXIME G， et al. RpoB， a promising marker for analyzing the diversity of bacterial communities by amplicon sequencing[J]. BMC Microbiology， 2019，19（1）：1-16.

[21] STACKEBRANDT E， GOEBEL B M. Taxonomic note： a place for DNA-DNA reassociation and 16S rRNA sequence analysis in the present species definition in bacteriology[J]. International Journal of Systematic Bacteriology，1994，44（4）：846-849.

[22] WANG Q， GARRITY G M， TIEDHE J M， et al. Naive Bayesian classifier for rapid assignment of rRNA sequences into the new bacterial taxonomy[J]. Applied and Environmental Microbiology， 2007，73（16）：5261-5267.

[23] 王婷婷.花櫚木種子際促生真菌和內(nèi)生真菌的分離篩選及其促生效應[D].貴陽：貴州大學，2020. WANG T T. Isolation and screening on spermosphere fungi and endophytic fungi in Ormosia henryi seed and their promoting effect for growth[D]. Guiyang：Guizhou University，2020.

[24] LUNDBERG D S， LEBEIS L， PAREDES S H， et al. Defining the core Arabidopsis thaliana root microbiome[J]. Nature，2012， 488（7409）：86-90.

[25] DAVIDE B， RUBEN G O， PHILIPP C M， et al. Structure and function of the bacterial root microbiota in wild and domesticated barley[J]. Cell Host Microbe，2015，17（3）：392-403.

[26] 楊安娜，陸云峰，張俊紅，等.杉木人工林土壤養(yǎng)分及酸桿菌群落結(jié)構(gòu)變化[J].林業(yè)科學，2019，55（1）：119-127. YANG A N， LU Y F， ZHANG J H， et al. Changes in soil nutrients and acidobacteria community structure in Cunninghamia lanceolata plantations[J]. Scientia Silvae Sinicae，2019，55（1）： 119-127.

[27] PANKRATOV T， LVANOVA A O， DEDYSH S， et al. Bacterial populations and environmental factors controlling cellulose degradation in an acidic Sphagnum peat[J]. Environmental Micro biology，2011，13（7）：1800-1814.

[28] 鞏文峰，魏麗萍，杜娟，等.西藏青稞根際細菌群落結(jié)構(gòu)及多樣性[J].微生物學報，2023，63（10）：4034-4050. GONG W F， WEI L P， DU J， et al. Structure and diversity of the bacterial community in the rhizosphere of highland barley in Xizang[J]. Acta Microbiologica Sinica，2023，63（10）：4034-4050.

[29] 王莉莉，殷叢培，李峰，等.馬鈴薯根際土壤細菌群落結(jié)構(gòu)及其對干旱脅迫的響應[J].中國農(nóng)業(yè)科技導報，2022，24（6）： 58-69. WANG L L， YIN C P， LI F， et al. Microbial community structure of potato rhizosphere soil and its response to drought stress[J]. Journal of Agricultural Science and Technology，2022，24（6）： 58-69.

[30] SUN L W， TOYONAGA M， OHASHI A， et al. Isolation and characterization of Flexilinea flocculi gen. nov.， sp. nov.， a filamentous， anaerobic bacterium belonging to the class Anaerolineae in the phylum Chloroflexi[J]. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology，2016，66（2）：988-996.

[31] 鄭海富，邵元元，韋秋路，等.西大明山自然保護區(qū)不同林分類型土壤真菌群落多樣性[J].廣西林業(yè)科學，2023，52（4）： 430-438. ZHENG H F， SHAO Y Y， WEI Q L， et al. Diversity of soil fungal community in different stand types of west Damingshan nature reserve[J]. Guangxi Forestry Science，2023，52（4）：430-438.

[32] 管鴻智，黃榮珍，朱麗琴，等.紅壤區(qū)不同生態(tài)恢復林分的土壤微生物群落差異[J].森林與環(huán)境學報，2023，43（2）：177-184. GUAN H Z， HUANG R Z， ZHU L Q， et al. Differences in soil microbial communities in different ecological restoration forests in red soil regions[J]. Journal of Forest and Environment， 2023，43（2）：177-184.

[33] 陳秀波，朱德全，趙晨晨，等.不同林型紅松林土壤真菌群落組成和多樣性[J].土壤學報，2019，56（5）：1221-1234. CHEN X B， ZHU D Q， ZHAO C C， et al. Composition and diversity of soil fungal communities in different Korean pine forests[J]. Acta Pedologica Sinica，2019，56（5）：1221-1234.

[34] 汪其同，朱婉芮，劉夢玲，等.基于高通量測序的楊樹人工林根際和非根際細菌群落結(jié)構(gòu)比較[J].應用與環(huán)境生物學報， 2015，21（5）：967-973. WANG Q T， ZHU W R， LIU M L， et al. Comparison on bacterial community of rhizosphere and bulk soil of poplar plantation based on pyrosequencing[J]. Chinese Journal of Applied and Environmental Biology，2015，21（5）：967-973.

[35] 楊澤良，李萍芳，薛濤，等.玉米根際土壤微生物群落結(jié)構(gòu)及多樣性季節(jié)變化特征[J].西南農(nóng)業(yè)學報，2020，33（5）：1001-1010. YANG Z L， LI P F， XUE T， et al. Seasonal variation characteristics of soil microbial community structure and diversity of corn in rrhizosphere soil[J]. Southwest China Journal of Agricultural Sciences，2020，33（5）：1001-1010.

[36] 杜思瑤，于淼，劉芳華，等.設施種植模式對土壤細菌多樣性及群落結(jié)構(gòu)的影響[J].中國生態(tài)農(nóng)業(yè)學報，2017，25（11）：1615-1625. DU S Y， YU M， LIU F H， et al. Effect of facility management regimes on soil bacterial diversity and community structure[J]. Chinese Journal of Eco-Agriculture，2017，25（11）：1615-1625.

[本文編校：吳 彬]