水通道蛋白PIP家族調(diào)控植物逆境響應(yīng)的研究進(jìn)展

摘要：質(zhì)膜水通道蛋白（PIPs）是一種具有高度保守性的膜蛋白，是水通道蛋白（AQPs）的亞家族之一，有助于水分、CO₂和H₂O₂的跨膜轉(zhuǎn)運(yùn)，在維持多種非生物脅迫環(huán)境下植株的水分平衡方面發(fā)揮重要作用。PIPs定位于質(zhì)膜，通常以四聚體形式發(fā)揮作用，在高等植物中擁有豐富的亞型，根據(jù)一級(jí)結(jié)構(gòu)中C端和N端的序列特征可以分為PIP1、PIP2這2個(gè)亞類(lèi)。植物在鹽、干旱、寒冷、淹水等非生物脅迫下，PIPs活性會(huì)被細(xì)胞內(nèi)脫落酸（ABA）、Ca²⁺和H₂O₂等信號(hào)因子調(diào)控，且PIPs可以跟多種脅迫響應(yīng)蛋白互作，改變質(zhì)膜通透性，從而促進(jìn)細(xì)胞內(nèi)H₂O₂外排，維持細(xì)胞滲透平衡和植株水勢(shì)。有研究表明提高轉(zhuǎn)基因植物中PIPs的表達(dá)可以提高植物對(duì)逆境的抗性，但是某些情況下過(guò)表達(dá)PIPs會(huì)使植物對(duì)逆境更敏感，對(duì)脅迫的抗性也根據(jù)物種、生長(zhǎng)階段和脅迫類(lèi)型出現(xiàn)多樣性。本文綜述了PIPs的分類(lèi)、結(jié)構(gòu)、亞細(xì)胞轉(zhuǎn)運(yùn)、翻譯后修飾和門(mén)控機(jī)制等多種活性調(diào)控的分子機(jī)制以及應(yīng)用轉(zhuǎn)基因方法對(duì)植物抗逆的影響，以期為增強(qiáng)植物抗逆性提供理論基礎(chǔ)。

關(guān)鍵詞：水通道蛋白；質(zhì)膜內(nèi)在蛋白；表達(dá)調(diào)控；轉(zhuǎn)基因方法；非生物脅迫

中圖分類(lèi)號(hào)：S184；S432.2 文獻(xiàn)標(biāo)志碼：A

文章編號(hào)：1002-1302（2024）21-0001-09

收稿日期：2023-12-12

基金項(xiàng)目：國(guó)家自然科學(xué)基金（編號(hào)：31571608）；江蘇省科技計(jì)劃（編號(hào)：BK20151311、BK20201219）；江蘇省農(nóng)業(yè)科技自主創(chuàng)新資金項(xiàng)目［編號(hào)：CX（16）1001］；植物功能基因組學(xué)教育部重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室開(kāi)放課題（編號(hào)：ML201903） 。

作者簡(jiǎn)介：賁琳麗（1998—），女，江蘇南通人，碩士研究生，主要從事水稻生長(zhǎng)發(fā)育的分子機(jī)理研究。E-mail：2801645675@qq.com。

通信作者：姚友禮，教授，主要從事水稻生長(zhǎng)發(fā)育的分子機(jī)理研究。E-mail：yaoyl@yzu.edu.cn。

作物的生產(chǎn)能力很大程度上受制于周邊環(huán)境中水分是否能夠滿(mǎn)足其生長(zhǎng)所需。作物在遭遇洪澇、干旱、鹽分等非生物脅迫時(shí)會(huì)出現(xiàn)葉片失水過(guò)多或根系吸水困難等問(wèn)題，此時(shí)的水分供應(yīng)不足會(huì)觸發(fā)葉片氣孔關(guān)閉，以減少蒸騰作用和限制植物組織中的水分損失。除關(guān)閉氣孔以減少蒸騰外，植物還可以通過(guò)調(diào)節(jié)水通道蛋白的數(shù)量和活性來(lái)調(diào)節(jié)通過(guò)細(xì)胞膜的水分主動(dòng)攝入或運(yùn)輸，從而影響植物水分狀況^［1］。水通道蛋白是參與動(dòng)植物細(xì)胞膜膜孔構(gòu)成的蛋白組分，系一個(gè)古老的主要內(nèi)在蛋白（MIPs）超家族的一部分，但并非所有水通道蛋白都起到水通道的作用。水通道蛋白功能多樣，其通過(guò)調(diào)節(jié)水勢(shì)左右植物蒸騰作用、影響植物營(yíng)養(yǎng)吸收強(qiáng)度、介入根與地上部間的水勢(shì)傳導(dǎo)、參與細(xì)胞滲透勢(shì)的維持、調(diào)節(jié)細(xì)胞間溶質(zhì)流通和氣孔開(kāi)度，因此在植物對(duì)水分逆境的調(diào)節(jié)適應(yīng)過(guò)程中起著非常重要的作用。

與動(dòng)物相比，高等植物基因組編碼數(shù)量更多的水通道蛋白，且物種間差異極大，顯示其功能分化的高度復(fù)雜性。秀麗隱桿線蟲(chóng)（Caenorhabditis elegans）基因組共有12個(gè)水通道蛋白，人類(lèi)（Homo sapiens）和大鼠（Rattus norvegicus）基因組均有13個(gè)水通道蛋白^［2］。而第1個(gè)被完整測(cè)序的模式植物擬南芥（Arabidopsis thaliana）則有35個(gè)水通道蛋白；水稻（Oryza sativa）基因組有37個(gè)水通道蛋白，且至少33個(gè)檢測(cè)到有表達(dá)；蕓薹屬的二倍體白菜（Brassica rapa） 和甘藍(lán)（Brassica oleracea）分別有60、67個(gè)水通道蛋白，四倍體的油菜（Brassica napus）被證實(shí)有121個(gè)水通道蛋白^［3-4］。由此可見(jiàn)高等植物中水通道蛋白的多樣性，可以推斷其功能的復(fù)雜性和重要性遠(yuǎn)遠(yuǎn)超過(guò)動(dòng)物。

依據(jù)其蛋白質(zhì)分子氨基酸殘基序列的相似性和亞細(xì)胞定位位置，水通道蛋白（AQPs）可以分為7個(gè)亞家族：質(zhì)膜內(nèi)在蛋白（PIPs）、液泡膜內(nèi)在蛋白（TIPs） 、類(lèi)NOD26膜內(nèi)在蛋白（NIPs）、小分子堿性?xún)?nèi)在蛋白（SIPs）、類(lèi) GlpF膜內(nèi)在蛋白（GIPs）、雜合內(nèi)在蛋白（HIPs）和X-內(nèi)源蛋白（XIPs）^［5］。PIPs、NIPs、XIPs中的一些成員被證實(shí)主要定位于細(xì)胞質(zhì)膜。質(zhì)膜是植物細(xì)胞水分交換的第1道屏障，研究這些定位在質(zhì)膜上的AQPs功能有助于了解植物在水運(yùn)輸方面的機(jī)制。其中，NIPs和XIPs主要負(fù)責(zé)溶質(zhì)轉(zhuǎn)運(yùn)，而PIPs在控制膜透水性方面發(fā)揮著重要作用。PIPs是AQPs家族中一個(gè)大的亞家族，占總水通道蛋白的40%^［6］。1992年，Yamaguchi-Shinozaki等利用差別雜交的方法在研究擬南芥失水響應(yīng)相關(guān)基因時(shí)分離出RD28，序列分析表明，其為跨膜通道蛋白的一員^［7］。1994年，Daniels等在非洲爪蟾卵母細(xì)胞中表達(dá)RD28，使其透水率提高了 10～15倍，確定其為定位于細(xì)胞質(zhì)膜上的水通道蛋白^［8］。在功能分析的基礎(chǔ)上，它后來(lái)被系統(tǒng)命名為AtPIP2；3。迄今為止，在多種植物中均發(fā)現(xiàn)了質(zhì)膜內(nèi)在蛋白。

大量研究表明，PIPs不僅參與水分運(yùn)輸，還能通透氣體分子CO₂和信號(hào)分子H₂O₂，在種子萌發(fā)、氣孔開(kāi)閉、開(kāi)花過(guò)程及抗逆脅迫中發(fā)揮重要作用^［9-11］。本研究圍繞水通道蛋白PIP家族的結(jié)構(gòu)、分類(lèi)、活性調(diào)控機(jī)制及轉(zhuǎn)基因方法應(yīng)用等方面進(jìn)行系統(tǒng)介紹。

1 植物PIP家族的分類(lèi)和結(jié)構(gòu)

目前，已在多種植物中鑒定到PIPs家族成員，在擬南芥、水稻、大豆［Glycine Max （L.） Merr］、棉花（Gossypium hirsutum）和小麥（Triticum aestivum）中分別有13、11、22、28、18個(gè)^{［3，12-15］}。PIPs根據(jù)一級(jí)結(jié)構(gòu)中C端和N端的序列特征可以分為PIP1、PIP2這2個(gè)亞類(lèi)。PIP1和PIP2家族的蛋白序列具有高度保守性，兩者的主要區(qū)別是PIP1比PIP2有更長(zhǎng)的N端序列和更短的C端序列，且在一些保守的氨基酸位點(diǎn)上有差異^［16-17］。PIP1和PIP2在多種植物中普遍存在，不同物種之間的PIP1和PIP2比例相對(duì)恒定^［6］。雖然PIP1和PIP2一樣普遍存在，但每種類(lèi)型通道的功能特性都不同。PIP2被認(rèn)為是一種高水轉(zhuǎn)運(yùn)活性的同源四聚體，其門(mén)控機(jī)制與胞質(zhì)酸化、磷酸化和保守的氨基酸基序明確相關(guān)^［18-19］。相反，PIP1在水和溶質(zhì)轉(zhuǎn)運(yùn)以及翻譯后調(diào)節(jié)方面表現(xiàn)出復(fù)雜的異質(zhì)性。有研究表明，部分PIP1在水傳輸方面沒(méi)有功能，一些PIP1作為水通道蛋白效率低下，少數(shù)擁有與PIP2相當(dāng)?shù)乃D(zhuǎn)運(yùn)能力，還有另一些則充當(dāng)溶質(zhì)通道^［20-22］。

質(zhì)膜水通道蛋白是最大的植物AQP亞家族，分子質(zhì)量為23～34 ku，等電點(diǎn)為9.0。其三級(jí)結(jié)構(gòu)包含6個(gè)α跨膜螺旋（TM1～TM6），由5個(gè)環(huán)（LA～LE）相連，其中環(huán)B、D位于膜的細(xì)胞內(nèi)側(cè)，環(huán)A、C、E位于外側(cè)。疏水環(huán)LB和LE各有一個(gè)高度保守的特征基序Asn-Pro-Ala（NPA），并形成短螺旋（HB、HE），上下對(duì)稱(chēng)地包埋在質(zhì)膜中。環(huán)B從細(xì)胞質(zhì)側(cè)進(jìn)入膜，環(huán)E從細(xì)胞外側(cè)進(jìn)入膜。由此形成其中2個(gè)NPA盒彼此定向180°的跨膜結(jié)構(gòu)域^［23-24］。6個(gè)旋轉(zhuǎn)對(duì)稱(chēng)的α跨膜螺旋緊密聚合在一起，形成了負(fù)責(zé)底物流通的孔道并與磷脂雙分子層以一定角度鑲嵌在細(xì)胞膜中，構(gòu)成了形似沙漏的蛋白結(jié)構(gòu)（圖1）。植物水通道蛋白的孔道最窄處為芳香族/精氨酸過(guò)濾器（Ar/R selectivity filter），該四聚體結(jié)構(gòu)位于NPA的周質(zhì)一側(cè)，由LE上的2個(gè)氨基酸殘基和HB、HE上各1個(gè)氨基酸殘基組成，在底物篩選上發(fā)揮重要作用^［25］。雖然水通道蛋白單體可以作為功能性孔隙結(jié)構(gòu)轉(zhuǎn)運(yùn)底物，但通常形成由4個(gè)單體構(gòu)成的四聚體來(lái)發(fā)揮作用，可以是同型四聚體形成同源四聚體，也可以是異型水通道蛋白形成異源四聚體，少數(shù)以單體或二聚體形式^［26］。每個(gè)單體擁有一個(gè)孔道，而在形成四聚體時(shí)會(huì)在中心位置形成第5個(gè)孔道。有研究表明，第5個(gè)孔道可能轉(zhuǎn)運(yùn)CO₂，而這種轉(zhuǎn)運(yùn)機(jī)制是異于4個(gè)單體孔道的^［9］。在非洲爪蟾卵母細(xì)胞中分別表達(dá)硬粒小麥（Triticum turgidum） TdPIP1；1和TdPIP2；1時(shí)，前者無(wú)水轉(zhuǎn)運(yùn)活性，而后者誘導(dǎo)膜滲透水滲透系數(shù)（Pf）顯著升高，當(dāng)二者同時(shí)表達(dá)時(shí)，Pf相比單獨(dú)表達(dá)TdPIP2；1顯著增加，說(shuō)明二者以異源四聚體發(fā)揮作用^［27］。

2 植物PIPs的亞細(xì)胞定位及轉(zhuǎn)運(yùn)

與熒光蛋白（GFP）報(bào)告基因的融合表明，PIPs定位于質(zhì)膜且大多數(shù)是均勻分布的。同時(shí)，少數(shù)亞型顯示出一定的極性表達(dá)，OsPIP2；1和OsPIP2；5優(yōu)先在水稻根表皮細(xì)胞的內(nèi)皮層大量積聚，ZmPIP2；5優(yōu)先定位在玉米根細(xì)胞外表面^［28-29］。PIPs能否發(fā)揮作用取決于其蛋白質(zhì)合成后能否成功轉(zhuǎn)運(yùn)到質(zhì)膜上。目前，很多研究已經(jīng)闡述了PIPs在正常狀態(tài)下靶向質(zhì)膜的分子機(jī)制，包括新合成的PIPs蛋白從內(nèi)質(zhì)網(wǎng)運(yùn)輸?shù)礁郀柣w，再?gòu)母郀柣w和反面高爾基體管網(wǎng)結(jié)構(gòu)內(nèi)加工后運(yùn)到質(zhì)膜的胞吐過(guò)程，胞吞后循環(huán)轉(zhuǎn)運(yùn)回質(zhì)膜的回收過(guò)程以及泛素化介導(dǎo)的質(zhì)膜蛋白降解^［30］。在多種脅迫處理下，PIPs的亞細(xì)胞轉(zhuǎn)運(yùn)會(huì)發(fā)生改變。鹽脅迫下， 氨基酸殘基位點(diǎn)Ser283磷酸化導(dǎo)致AtPIP2；1的胞吞增強(qiáng)^［31］。擬南芥環(huán)膜錨定E3泛素連接酶（a RING membrane anchor E3 ubiquitin ligase，Rma1H1）定位于內(nèi)質(zhì)網(wǎng)，可與AtPIP2；1互作并抑制其轉(zhuǎn)運(yùn)到質(zhì)膜。在干旱脅迫下，這一過(guò)程增強(qiáng)，導(dǎo)致AtPIP2；1通過(guò)蛋白酶途徑降解^［32］。Rma1與泛素連接酶UBC32共同作用，并且UBC32的E2活性對(duì)于Rma1的泛素化是必需的。這種復(fù)合物泛素化磷酸化形式的PIP2；1在Lys276處促進(jìn)其降解，從而增強(qiáng)植物的耐旱性^［33］。多脅迫調(diào)節(jié)因子富含色氨酸的感覺(jué)蛋白/轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白（tryptophan-rich sensory protein / translocator，TSPO）在受到干旱誘導(dǎo)的脫落酸（ABA）刺激后降低了AtPIP2；7的表達(dá)并與其在內(nèi)質(zhì)網(wǎng)和高爾基體互作，通過(guò)自噬體途徑將AtPIP2；7定向到液泡中降解^［34］。因此，干旱、鹽堿等逆境條件下，質(zhì)膜水通道蛋白的亞細(xì)胞定位及轉(zhuǎn)運(yùn)過(guò)程是植物響應(yīng)脅迫的重要環(huán)節(jié)，植物可以通過(guò)這些過(guò)程調(diào)節(jié)質(zhì)膜水通道蛋白的豐度，從而調(diào)節(jié)膜的滲透性。

3 植物PIPs的表達(dá)調(diào)控與活性調(diào)節(jié)

植物質(zhì)膜水通道蛋白的表達(dá)分為轉(zhuǎn)錄水平調(diào)控和轉(zhuǎn)錄后水平調(diào)控。轉(zhuǎn)錄水平受環(huán)境因素（干旱、鹽脅迫等）及內(nèi)源性信號(hào)（脫落酸、水楊酸等）影響，轉(zhuǎn)錄后水平的影響因素包括翻譯后膜轉(zhuǎn)運(yùn)水平和門(mén)控水平調(diào)節(jié)。

3.1 轉(zhuǎn)錄水平調(diào)控

PIPs負(fù)責(zé)水分的吸收和外排，在植物的各部位均有表達(dá)，在根和葉片維管束組織中表達(dá)量最高。當(dāng)植物遇到干旱、鹽堿、低溫、洪澇等非生物脅迫后，PIPs的表達(dá)水平會(huì)發(fā)生改變以維持體內(nèi)水分平衡及細(xì)胞滲透勢(shì)，且這種改變會(huì)因物種、組織及PIPs亞組的不同呈現(xiàn)出多樣性。雖然PIPs蛋白豐度和活性并不總是跟mRNA水平成比例，但mRNA表達(dá)水平的變化往往反映了蛋白質(zhì)的豐度。定量逆轉(zhuǎn)錄聚合酶鏈?zhǔn)椒磻?yīng)（qRT-PCR）是測(cè)定信使核糖核酸豐度最廣泛使用的方法^［35］。近年來(lái)，RNA-seq數(shù)據(jù)庫(kù)的完善也為分析PIP家族各種亞型在多種條件下的水平變化提供了更便捷的工具^［36］。

植物在干旱脅迫下，多數(shù)PIPs在葉片中的表達(dá)量下降，但是有些呈現(xiàn)上升趨勢(shì)。水稻根中OsPIP1；1、OsPIP2；1等PIPs的表達(dá)量在干旱處理后均明顯降低^［37］。用250 mmol/L甘露醇處理后，擬南芥AtPIP1；5、AtPIP2；2、AtPIP2；3和AtPIP2；4的表達(dá)量大幅降低，AtPIP1；3、AtPIP1；4、AtPIP2；1 和 AtPIP2；5的表達(dá)量增加5倍^［38］。菜豆（Phaseolus vulgaris）在干旱處理4 d后，PvPIP1；1、PvPIP1；2、PvPIP2；1在根組織中的平均表達(dá)水平升高并在重新澆水1 d后回落^［39］。

鹽脅迫處理下，大多數(shù)植物中PIPs的表達(dá)水平先降后升。用100 mmol/L NaCl處理擬南芥后，發(fā)現(xiàn)PIPs表達(dá)水平在2～4 h內(nèi)降低了60%～75%^［40］。用相同濃度的鹽處理大豆后，導(dǎo)致GmPIP1；6初始表達(dá)減少，然后在3 d后，在根和葉中的表達(dá)增加^［41］。在鹽脅迫下，水稻葉片中大多數(shù)PIPs的表達(dá)水平首先受到一定程度的抑制，然后增加^［42］。

低溫脅迫下調(diào)了植物中多數(shù)PIPs的表達(dá)水平。水稻幼苗的根和地上部的PIPs表達(dá)量在4 ℃低溫處理后均顯著降低^［38］。在擬南芥中，低溫脅迫使大多數(shù)PIP1和PIP2基因的表達(dá)量在根和地上部均下調(diào)，而持續(xù)的冷脅迫后，根中的表達(dá)量上調(diào)，地上部水平減少或保持不變^［43］。

關(guān)于植物對(duì)淹水脅迫響應(yīng)的研究較少。在淹水處理的高粱（Sorghum bicolor）根中，觀察到的SbPIP1；6表達(dá)在初始上調(diào)，4 d后表達(dá)量減少^［44］。PIPs在淹水處理后的水稻莖中顯著上調(diào)，這一變化可能是節(jié)間快速伸長(zhǎng)的原因之一^［45］。

目前，對(duì)于質(zhì)膜水通道蛋白在各種環(huán)境下表達(dá)模式的研究較多，對(duì)其順式作用元件及反式作用因子的研究較少。MYB（v-myb avian myeloblastosis viral oncogene homolog）因子是植物中最大的轉(zhuǎn)錄因子之一，可以與PIPs相互作用以響應(yīng)水分脅迫，擬南芥中125個(gè)MYB基因的功能已被初步解析^［46］。在玫瑰中，缺水誘導(dǎo)水通道蛋白R(shí)hPIP2；1在Ser 273位點(diǎn)的磷酸化，這足以促進(jìn)MYB蛋白R(shí)hPTM" C末端的核易位，從而降低存活率^［47］。一種鋅指轉(zhuǎn)錄因子DST（drought and salt tolerence）調(diào)控一種富含亮氨酸的受體樣激酶LP2（Leaf Panicle 2），該激酶可以與水稻OsPIP1；1、OsPIP1；3和OsPIP2；3相互作用并可影響水稻的干旱敏感性^［48］。

3.2 轉(zhuǎn)錄后水平的調(diào)控

3.2.1 翻譯后修飾

PIPs是植物細(xì)胞質(zhì)膜中最豐富的內(nèi)在蛋白家族，蛋白組學(xué)和質(zhì)譜分析表明其攜帶多種翻譯后修飾位點(diǎn)，包括磷酸化、甲基化、脫酰胺、NH₂-末端乙?；头核鼗▓D2）^［49］。在擬南芥中，質(zhì)譜分析顯示，AtPIP2；1的起始甲基化（Met）殘基被共翻譯切割，Lys3（K3）為二甲基化（Met-Met）位點(diǎn)、Glu6（E6）為單甲基化（Met）位點(diǎn)、Ser280（S280）和Ser283（S283）為磷酸化（P）位點(diǎn)，Gln和Asn殘基（Q14、Q19、N286）為脫酰胺化（Dea）位點(diǎn)，泛素化（Ub）殘基是未知的^{［32，50-52］}。對(duì)菠菜SoPIP2；1的研究推斷出Ser115（S115）處為環(huán)B的磷酸化位點(diǎn)^［53］。利用蛋白質(zhì)組學(xué)鑒定了多種刺激條件下擬南芥根中PIPs的翻譯后修飾，發(fā)現(xiàn)磷酸化狀態(tài)的變化與根系水導(dǎo)率的變化呈正相關(guān)關(guān)系，脫酰胺的豐度可被誘導(dǎo)改變，但這種改變的機(jī)制及作用還未被解析^［52］。PIPs的多種翻譯后修飾表明其在PIPs表達(dá)及功能上的重要作用。目前，對(duì)磷酸化的研究較多，證實(shí)了其在PIPs蛋白轉(zhuǎn)運(yùn)與門(mén)控方面的作用^{［47，53］}。泛素化可以使PIPs在內(nèi)質(zhì)網(wǎng)降解，甲基化可能參與PIPs蛋白亞細(xì)胞轉(zhuǎn)運(yùn)，而脫酰胺的功能作用還不清楚^［32］。

植物會(huì)根據(jù)外部環(huán)境刺激誘導(dǎo)改變PIPs磷酸化狀態(tài)，以此調(diào)節(jié)與水相關(guān)的生理事件。在高粱中，AT1（Alkaline Tolerance 1）編碼非典型G蛋白γ亞基，負(fù)調(diào)節(jié)PIPs的磷酸化以調(diào)節(jié)過(guò)氧化氫（H₂O₂）的分布，從而調(diào)節(jié)作物耐堿性^［54］。

然而對(duì)參與其中的蛋白激酶的研究較少。植物中大多數(shù)激酶同時(shí)作用于絲氨酸和蘇氨酸，稱(chēng)為絲氨酸/蘇氨酸激酶（protein serine/threonine kinases，PSKs）。2類(lèi)蔗糖非發(fā)酵蛋白激酶2.4（type 2 sucrose-non-fermentative protein kinase 2.4，SnRK2.4）基因通過(guò)與水通道蛋白PIP2；1相互作用并磷酸化Ser121來(lái)提高水轉(zhuǎn)運(yùn)活性^［55］。龍膽（Gentiana）GsPIP2；2被鈣（Ca²⁺）依賴(lài)性蛋白激酶GsCPK16磷酸化并激活，GsCPK16在響應(yīng)溫度和光刺激時(shí)被升高的細(xì)胞質(zhì)Ca²⁺水平激活，最終導(dǎo)致花朵重新開(kāi)放^［56］。在擬南芥中，誘導(dǎo)肽（PEP）家族的一個(gè)成員PEP7和一種具有短外部結(jié)構(gòu)域的受體激酶QSK1作為輔助受體，穩(wěn)定和增強(qiáng)受體激酶SIRK1活性并通過(guò)磷酸化來(lái)控制PIPs活性，以響應(yīng)蔗糖刺激^［57-58］。

3.2.2 門(mén)控調(diào)節(jié)

PIPs通常以四聚體形式發(fā)揮其作用，研究發(fā)現(xiàn)，門(mén)控機(jī)制在四聚體的細(xì)胞外和細(xì)胞內(nèi)表面行使更具體的調(diào)節(jié)。PIPs門(mén)控的變化可以調(diào)控四聚體結(jié)構(gòu)中單體和中心孔道的開(kāi)閉狀態(tài)，并影響對(duì)水及其他小分子的滲透性^［59］。門(mén)控模型的提出基于對(duì)菠菜（Spinacia oleracea） SoPIP2；1進(jìn)行的分子結(jié)構(gòu)分析及對(duì)環(huán)D閉合構(gòu)象和開(kāi)放構(gòu)象的描述。由于PIPs具有長(zhǎng)的細(xì)胞內(nèi)環(huán)D，其上的疏水殘基Leu197位置變化可以產(chǎn)生水孔閉塞，而這種構(gòu)象是可逆的。在“閉合”構(gòu)象中，環(huán)D上的His193質(zhì)子化后與N端區(qū)域的Asp28相互作用形成鹽橋，使疏水側(cè)鏈Leu197進(jìn)入胞質(zhì)孔口產(chǎn)生了疏水閉塞。在開(kāi)放構(gòu)象中，環(huán)D上的His193未被質(zhì)子化，因此環(huán)D構(gòu)象并未改變，位于環(huán)B的遠(yuǎn)端，孔道處于打開(kāi)狀態(tài)^［53］。對(duì)純化的植物膜或脂蛋白體的體外研究表明，門(mén)控機(jī)制被pH值、Ca²⁺等二價(jià)陽(yáng)離子和磷酸化調(diào)節(jié)。細(xì)胞質(zhì)環(huán)D中保守的His殘基是pH值依賴(lài)性門(mén)控的中心，淹水導(dǎo)致的胞質(zhì)酸性環(huán)境誘導(dǎo)孔道閉合^［18］。二價(jià)陽(yáng)離子對(duì)PIPs活性的抑制機(jī)制與pH值依賴(lài)性門(mén)控相似，環(huán)D的封閉構(gòu)象在His193與Cd²⁺結(jié)合后更加穩(wěn)定。Ca²⁺、Cd²⁺和Mn²⁺均能強(qiáng)力抑制AtPIP2；1的活性^［18］。B環(huán)的Ser115發(fā)生磷酸化會(huì)導(dǎo)致分子間作用力被破壞，使孔道開(kāi)放；在干旱脅迫下S115會(huì)發(fā)生去磷酸化使孔道閉合^［60］。對(duì)門(mén)控機(jī)制的研究有助于了解植物PIPs如何響應(yīng)逆境脅迫下的細(xì)胞信號(hào)因子，并改變膜透水性以維持植物水分穩(wěn)態(tài)。

4 植物PIPs響應(yīng)逆境脅迫的機(jī)制

有效保水和避免失水對(duì)旱地植物在鹽堿和干旱等不利環(huán)境條件下的生存至關(guān)重要。植物的水力傳導(dǎo)率在逆境環(huán)境下受到的抑制多由植物激素如脫落酸以及信號(hào)通路分子如pH值、鈣離子（Ca²⁺）和過(guò)氧化氫（H₂O₂）等來(lái)介導(dǎo)形成。這些信號(hào)通路分子會(huì)在多種水平上影響PIPs的活性，改變細(xì)胞的滲透性，最后影響植物根和葉片的水力傳導(dǎo)率（圖3）。最近的一項(xiàng)研究表明，茉莉酸類(lèi)似物冠菌素（COR）也可以影響PIPs的功能，COR可以誘導(dǎo)玉米ZmPIP2；5的表達(dá)，并通過(guò)結(jié)合其環(huán)E上的功能位點(diǎn)N241與ZmPIP2；5相互作用，從而促進(jìn)高滲透脅迫下的水分吸收^［61］。

高鹽度、干旱、高蒸汽壓差等環(huán)境脅迫下，植物細(xì)胞內(nèi)外會(huì)積累大量的H₂O₂。研究表明，PIPs可以促進(jìn)H₂O₂進(jìn)入保衛(wèi)細(xì)胞，并通過(guò)蛋白激酶OST1（Open Stomata 1）介導(dǎo)的磷酸化影響ABA信號(hào)傳導(dǎo)促進(jìn)氣孔關(guān)閉^［62］。雖然植物的多種生理過(guò)程都需要H₂O₂作為信號(hào)因子參與，但是過(guò)度積累會(huì)造成細(xì)胞氧化損傷。

5 轉(zhuǎn)基因方法的應(yīng)用

大量研究表明，提高轉(zhuǎn)基因植物中PIPs的表達(dá)可以提高植物對(duì)干旱、鹽堿、低溫、水淹等逆境的抗性，此時(shí)葉片水勢(shì)和蒸騰速率比野生型更高。但是某些情況下過(guò)表達(dá)PIPs會(huì)使植物對(duì)逆境更敏感，對(duì)脅迫的抗性也根據(jù)物種、生長(zhǎng)階段和脅迫類(lèi)型出現(xiàn)多樣性（表1）。

MaPIP2；6過(guò)表達(dá)香蕉植株通過(guò)提高光合效率和降低膜損傷來(lái)提高耐鹽性^［63］。過(guò)表達(dá)OsPIP1；1促進(jìn)水稻耐鹽性和種子發(fā)芽，在100 mmol/L NaCl處理后，中低水平的過(guò)表達(dá)植株有更長(zhǎng)的根長(zhǎng)和芽長(zhǎng)^［21］。AtPIP2；1通過(guò)改變離子穩(wěn)態(tài)調(diào)節(jié)耐鹽性，在鹽堿萌發(fā)條件下，AtPIP2；1敲除突變體的種子質(zhì)量比野生型大，積累的Na⁺也比野生型少，而過(guò)表達(dá)突變體的種子吸收質(zhì)量比野生型小，K⁺含量比野生型高^［77］。大麥水通道蛋白HvPIP2；1的過(guò)表達(dá)增加了轉(zhuǎn)基因水稻的莖根比并提高了鹽敏感性，在鹽脅迫下2周的轉(zhuǎn)基因植物中，觀察到地上部含水量、根質(zhì)量或地上部質(zhì)量均降低^［64］。

香蕉水通道蛋白MusaPIP1；1在擬南芥中的過(guò)表達(dá)植株在鹽或干旱條件下，主根伸長(zhǎng)、根毛數(shù)量和存活率與野生型相比增加。生理指標(biāo)表明，MusaPIP1；1可提高耐鹽性與減小膜損傷和提高胞漿K⁺含量/Na⁺含量比值^［65］。硬粒小麥TdPIP1；1、TdPI2；1在煙草中構(gòu)建的異源過(guò)表達(dá)株系暴露于300 mmol/L甘露醇或250 mmol/L NaCl中生長(zhǎng)30 d時(shí)，轉(zhuǎn)基因煙草系表現(xiàn)出更高的總?cè)~面積和根長(zhǎng)產(chǎn)生更長(zhǎng)的根和更大的葉，耐鹽性和耐旱性增強(qiáng)^［27］。在有利的生長(zhǎng)條件下，PIP1b過(guò)表達(dá)顯著提高了植物的生長(zhǎng)速率、蒸騰速率、氣孔密度和光合效率。相反，PIP1b過(guò)表達(dá)在鹽脅迫下沒(méi)有有益作用，而在干旱脅迫下則對(duì)幼苗生長(zhǎng)有負(fù)面影響，導(dǎo)致其更快地枯萎^［66］。

蠶豆VfPIP1基因在擬南芥中的過(guò)表達(dá)系表現(xiàn)出更快的生長(zhǎng)速率、更低的蒸騰速率和更強(qiáng)的耐旱性^［67］。在干旱脅迫下，馬鈴薯StPIP1在煙草中表達(dá)的減少導(dǎo)致種子發(fā)芽和幼苗生長(zhǎng)延遲，加速幼苗枯萎，并導(dǎo)致葉片形態(tài)異常^［68］。甘藍(lán)型油菜BnPIP1在轉(zhuǎn)基因煙草植株中的過(guò)表達(dá)導(dǎo)致在整個(gè)植株水平上對(duì)水分脅迫的耐受性增加，反義表達(dá)則會(huì)使植株發(fā)育遲緩^［69］。在水分脅迫下，VvPIP2；4N的過(guò)表達(dá)誘導(dǎo)葉片脫落酸含量激增，氣孔導(dǎo)度和葉片氣體交換降低^［70］。在不同的非生物脅迫條件（鹽堿、干旱、低溫處理）下，與對(duì)照相比，MusaPIP1；2轉(zhuǎn)基因系具有較低的丙二醛水平、較高的脯氨酸和相對(duì)含水量以及較高的光合效率，這有助于轉(zhuǎn)基因植株在脅迫結(jié)束后迅速恢復(fù)^［71］。

過(guò)表達(dá)PIP1；4或PIP2；5的轉(zhuǎn)基因植物在脫水脅迫下快速失水，導(dǎo)致干旱脅迫下發(fā)芽和幼苗生長(zhǎng)遲緩。相反，轉(zhuǎn)基因植物過(guò)表達(dá)上述基因在冷脅迫下表現(xiàn)出增強(qiáng)的水力傳導(dǎo)并促進(jìn)發(fā)芽^［72］。雜交楊樹(shù)（Populus trichocarpa×deltoides） PtdPIP2；5的過(guò)度表達(dá)可以降低根部低溫對(duì)植株水力傳導(dǎo)系數(shù)和氣體交換的影響^［73］。

6 展望

更好地了解植物中PIPs介導(dǎo)的運(yùn)輸系統(tǒng)可以使植物更好地適應(yīng)不斷變化的環(huán)境條件，目前大量研究揭示了PIPs的結(jié)構(gòu)、活性調(diào)控機(jī)制等，但仍有問(wèn)題需要進(jìn)一步研究：（1）對(duì)不同逆境脅迫下植物PIPs亞細(xì)胞轉(zhuǎn)運(yùn)的研究較少；（2）對(duì)PIPs互作蛋白的研究還不全面，包括順式作用元件、反式作用因子、激酶、磷酸酶和其他環(huán)境脅迫應(yīng)答蛋白或影響PIPs活性的蛋白；（3）PIPs攜帶了多個(gè)翻譯后修飾位點(diǎn)，其中磷酸化位點(diǎn)的功能已有大量研究，對(duì)甲基化和脫酰胺研究較少，且脫酰胺位點(diǎn)的功能還不清楚；（4）組學(xué)研究發(fā)現(xiàn)的一些PIPs已經(jīng)通過(guò)轉(zhuǎn)基因方法進(jìn)行了功能注釋?zhuān)l(fā)現(xiàn)了它們?cè)诳鼓娣矫娴挠幸孀饔?，但是試?yàn)材料大多為模式植物擬南芥和煙草的幼苗，缺乏不同作物類(lèi)型和不同生長(zhǎng)階段下在適應(yīng)復(fù)雜環(huán)境變化時(shí)PIPs功能的解析；（5）現(xiàn)有抗旱耐鹽等抗逆性有差異的資源中PIPs的遺傳分型差異尚待明確，而這些恰是抗逆育種利用的基礎(chǔ)。

參考文獻(xiàn)：

［1］Byrt C S，Zhang R Y，Magrath I，et al. Exploring aquaporin functions during changes in leaf water potential［J］. Frontiers in Plant Science，2023，14：1213454.

［2］Zardoya R，Villalba S. A phylogenetic framework for the aquaporin family in eukaryotes［J］. Journal of Molecular Evolution，2001，52（5）：391-404.

［3］Sakurai J，Ishikawa F，Yamaguchi T，et al. Identification of 33 rice aquaporin genes and analysis of their expression and function［J］. Plant and Cell Physiology，2005，46（9）：1568-1577.

［4］Kayum M A，Park J I，Nath U K，et al. Genome-wide expression profiling of aquaporin genes confer responses to abiotic and biotic stresses in Brassica rapa［J］. BMC Plant Biology，2017，17（1）：23.

［5］Ishibashi K，Morishita Y，Tanaka Y. The evolutionary aspects of aquaporin family［J］. Advances in Experimental Medicine and Biology，2017，969：35-50.

［6］Yaneff A，Sigaut L，Marquez M，et al. Heteromerization of PIP aquaporins affects their intrinsic permeability［J］. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America，2014，111（1）：231-236.

［7］Yamaguchi-Shinozaki K，Koizumi M，Urao S，et al. Molecular cloning and characterization of 9 cDNAs for genes that are responsive to desiccation in Arabidopsis thaliana：sequence analysis of one cDNA clone that encodes a putative transmembrane channel protein［J］. Plant and Cell Physiology，1992，33（3）：217-224.

［8］Daniels M J，Mirkov T E，Chrispeels M J. The plasma membrane of Arabidopsis thaliana contains a mercury-insensitive aquaporin that is a homolog of the tonoplast water channel protein TIP［J］. Plant Physiology，1994，106（4）：1325-1333.

［9］Kaldenhoff R，Kai L，Uehlein N. Aquaporins and membrane diffusion of CO₂ in living organisms［J］. Biochimica et Biophysica Acta，2014，1840（5）：1592-1595.

［10］Chen J J，Huang Y H，Li J R，et al. Overexpression of the Eucommia～ulmoides aquaporin，EuPIP1；1，promotes leaf growth，flowering and bolting，and stress tolerance in Arabidopsis［J］. International Journal of Molecular Sciences，2022，23（19）：11794.

［11］Bienert G P，Chaumont F. Aquaporin-facilitated transmembrane diffusion of hydrogen peroxide［J］. Biochimica et Biophysica Acta，2014，1840（5）：1596-1604.

［12］Quigley F，Rosenberg J M，Shachar-Hill Y，et al. From genome to function：the Arabidopsis aquaporins［J］. Genome Biology，2002，3（1）：RESEARCH0001.

［13］馮志娟，徐盛春，劉 娜，等. 菜用大豆質(zhì)膜水通道蛋白的干旱表達(dá)譜及亞細(xì)胞定位分析［J］. 分子植物育種，2018，16（17）：5523-5533.

［14］Park W，Scheffler B E，Bauer P J，et al. Identification of the family of aquaporin genes and their expression in upland cotton （Gossypium hirsutum L.）［J］. BMC Plant Biology，2010，10（1）：142.

［15］Forrest K L，Bhave M. Physical mapping of wheat aquaporin genes［J］. Theoretical and Applied Genetics，2010，120（4）：863-873.

［16］Kammerloher W，F(xiàn)ischer U，Piechottka G P，et al. Water channels in the plant plasma membrane cloned by immunoselection from a mammalian expression system［J］. The Plant Journal，1994，6（2）：187-199.

［17］Johansson I，Larsson C，Ek B，et al. The major integral proteins of spinach leaf plasma membranes are putative aquaporins and are phosphorylated in response to Ca²⁺and apoplastic water potential［J］. The Plant Cell，1996，8（7）：1181-1191.

［18］Tournaire-Roux C，Sutka M，Javot H，et al. Cytosolic pH regulates root water transport during anoxic stress through gating of aquaporins［J］. Nature，2003，425：393-397.

［19］Azad A K，Sawa Y，Ishikawa T，et al. Phosphorylation of plasma membrane aquaporin regulates temperature-dependent opening of tulip petals［J］. Plant and Cell Physiology，2004，45（5）：608-617.

［20］Otto B，Uehlein N，Sdorra S，et al. Aquaporin tetramer composition modifies the function of tobacco aquaporins［J］. The Journal of Biological Chemistry，2010，285（41）：31253-31260.

［21］Liu C W，F(xiàn)ukumoto T，Matsumoto T，et al. Aquaporin OsPIP1；1 promotes rice salt resistance and seed germination［J］. Plant Physiology and Biochemistry，2013，63：151-158.

［22］Wei W X，Alexandersson E，Golldack D，et al. HvPIP1；6，a barley （Hordeum vulgare L.） plasma membrane water channel particularly expressed in growing compared with non-growing leaf tissues［J］. Plant amp; Cell Physiology，2007，48（8）：1132-1147.

［23］Kruse E，Uehlein N，Kaldenhoff R. The aquaporins［J］. Genome Biology，2006，7（2）：206.

［24］Kapilan R，Vaziri M，Zwiazek J J. Regulation of aquaporins in plants under stress［J］. Biological Research，2018，51（1）：4.

［25］Wallace I S，Roberts D M. Homology modeling of representative subfamilies of Arabidopsis major intrinsic proteins classification based on the aromatic/arginine selectivity filter［J］. Plant Physiology，2004，135（2）：1059-1068.

［26］魯雨晴，崔亞寧，張 原，等. 植物水通道蛋白PIPs亞細(xì)胞定位轉(zhuǎn)運(yùn)的研究進(jìn)展［J］. 電子顯微學(xué)報(bào)，2020，39（6）：779-786.

［27］Ayadi M，Cavez D，Miled N，et al. Identification and characterization of two plasma membrane aquaporins in durum wheat （Triticum turgidum L. subsp. durum） and their role in abiotic stress tolerance［J］. Plant Physiology and Biochemistry，2011，49（9）：1029-1039.

［28］Hachez C，Heinen R B，Draye X，et al. The expression pattern of plasma membrane aquaporins in maize leaf highlights their role in hydraulic regulation［J］. Plant Molecular Biology，2008，68（4）：337-353.

［29］Sakurai-Ishikawa J，Murai-Hatano M，Hayashi H，et al. Transpiration from shoots triggers diurnal changes in root aquaporin expression［J］. Plant，Cell amp; Environment，2011，34（7）：1150-1163.

［30］Hachez C，Besserer A，Chevalier A S，et al. Insights into plant plasma membrane aquaporin trafficking［J］. Trends in Plant Science，2013，18（6）：344-352.

［31］Li X J，Wang X H，Yang Y，et al. Single-molecule analysis of PIP2；1 dynamics and partitioning reveals multiple modes of Arabidopsis plasma membrane aquaporin regulation［J］. The Plant Cell，2011，23（10）：3780-3797.

［32］Lee H K，Cho S K，Son O，et al. Drought stress-induced Rma1H1，a RING membrane-anchor E3 ubiquitin ligase homolog，regulates aquaporin levels via ubiquitination in transgenic Arabidopsis plants［J］. The Plant Cell，2009，21（2）：622-641.

［33］Chen Q，Liu R J，Wu Y R，et al. ERAD-related E2 and E3 enzymes modulate the drought response by regulating the stability of PIP2 aquaporins［J］. The Plant Cell，2021，33（8）：2883-2898.

［34］Hachez C，Veljanovski V，Reinhardt H，et al. The Arabidopsis abiotic stress-induced TSPO-related protein reduces cell-surface expression of the aquaporin PIP2；7 through protein-protein interactions and autophagic degradation［J］. The Plant Cell，2015，26（12）：4974-4990.

［35］Zou Z，Yang L F，Gong J，et al. Genome-wide identification of Jatropha curcas aquaporin genes and the comparative analysis provides insights into the gene family expansion and evolution in Hevea brasiliensis［J］. Frontiers in Plant Science，2016，7：395.

［36］Fox A R，Maistriaux L C，Chaumont F. Toward understanding of the high number of plant aquaporin isoforms and multiple regulation mechanisms［J］. Plant Science，2017，264：179-187.

［37］Grondin A，Mauleon R，Vadez V，et al. Root aquaporins contribute to whole plant water fluxes under drought stress in rice （Oryza sativa L.）［J］. Plant，Cell amp; Environment，2016，39（2）：347-365.

［38］Jang J Y，Kim D G，Kim Y O，et al. An expression analysis of a gene family encoding plasma membrane aquaporins in response to abiotic stresses in Arabidopsis thaliana［J］. Plant Molecular Biology，2004，54（5）：713-725.

［39］Aroca R，F(xiàn)errante A，Vernieri P，et al. Drought，abscisic acid and transpiration rate effects on the regulation of PIP aquaporin gene expression and abundance in Phaseolus vulgaris plants［J］. Annals of Botany，2006，98（6）：1301-1310.

［40］Boursiac Y，Chen S，Luu D T，et al. Early effects of salinity on water transport in Arabidopsis roots. Molecular and cellular features of aquaporin expression［J］. Plant Physiology，2005，139（2）：790-805.

［41］Zhou L，Wang C，Liu R F，et al. Constitutive overexpression of soybean plasma membrane intrinsic protein GmPIP1；6 confers salt tolerance［J］. BMC Plant Biology，2014，14：181.

［42］Guo L，Wang Z Y，Lin H，et al. Expression and functional analysis of the rice plasma-membrane intrinsic protein gene family［J］. Cell Research，2006，16（3）：277-286.

［43］Rahman A，Kawamura Y，Maeshima M，et al. Plasma membrane aquaporin members PIPs act in concert to regulate cold acclimation and freezing tolerance responses in Arabidopsis thaliana［J］. Plant and Cell Physiology，2020，61（4）：787-802.

［44］Kadam S，Abril A，Dhanapal A P，et al. Characterization and regulation of aquaporin genes of sorghum［Sorghum bicolor （L.） moench］in response to waterlogging stress［J］. Frontiers in Plant Science，2017，8：862.

［45］Muto Y，Segami S，Hayashi H，et al. Vacuolar proton pumps and aquaporins involved in rapid internode elongation of deepwater rice［J］. Bioscience，Biotechnology，and Biochemistry，2011，75（1）：114-122.

［46］Stracke R，Werber M，Weisshaar B. The R2R3-MYB gene family in Arabidopsis thaliana［J］. Current Opinion in Plant Biology，2001，4（5）：447-456.

［47］Zhang S，F(xiàn)eng M，Chen W，et al. In rose，transcription factor PTM balances growth and drought survival via PIP2；1 aquaporin［J］. Nature Plants，2019，5：290-299.

［48］Wu F Q，Sheng P K，Tan J J，et al. Plasma membrane receptor-like kinase leaf panicle 2 acts downstream of the drought and salt tolerance transcription factor to regulate drought sensitivity in rice［J］. Journal of Experimental Botany，2015，66（1）：271-281.

［49］Li G W，Santoni V，Maurel C. Plant aquaporins：roles in plant physiology［J］. Biochimica et Biophysica Acta，2014，1840（5）：1574-1582.

［50］Santoni V，Verdoucq L，Sommerer N，et al. Methylation of aquaporins in plant plasma membrane［J］. The Biochemical Journal，2006，400（1）：189-197.

［51］Ruiz-Lozano J M，del Mar Alguacil M，Bárzana G，et al. Exogenous ABA accentuates the differences in root hydraulic properties between mycorrhizal and non mycorrhizal maize plants through regulation of PIP aquaporins［J］. Plant Molecular Biology，2009，70（5）：565-579.

［52］di Pietro M，Vialaret J，Li G W，et al. Coordinated post-translational responses of aquaporins to abiotic and nutritional stimuli in Arabidopsis roots［J］. Molecular amp; Cellular Proteomics，2013，12（12）：3886-3897.

［53］Trnroth-Horsefield S，Wang Y，Hedfalk K，et al. Structural mechanism of plant aquaporin gating［J］. Nature，2006，439：688-694.

［54］Zhang H L，Yu F F，Xie P，et al. A Gγ protein regulates alkaline sensitivity in crops［J］. Science，2023，379（6638）：eade8416.

［55］Shahzad Z，Tournaire-Roux C，Canut M，et al. Protein kinase SnRK2.4 is a key regulator of aquaporins and root hydraulics in Arabidopsis［J］. The Plant Journal，2024，117（1）：264-279.

［56］Nemoto K，Niinae T，Goto F，et al. Calcium-dependent protein kinase 16 phosphorylates and activates the aquaporin PIP2；2 to regulate reversible flower opening in Gentiana scabra［J］. The Plant Cell，2022，34（7）：2652-2670.

［57］Wu X N，Chu L C，Xi L，et al. Sucrose-induced receptor kinase 1 is modulated by an interacting kinase with short extracellular domain［J］. Molecular amp; Cellular Proteomics，2019，18（8）：1556-1571.

［58］Wang J H，Xi L，Wu X N，et al. PEP7 acts as a peptide ligand for the receptor kinase SIRK1 to regulate aquaporin-mediated water influx and lateral root growth［J］. Molecular Plant，2022，15（10）：1615-1631.

［59］Qiu J E，McGaughey S A，Groszmann M，et al. Phosphorylation influences water and ion channel function of AtPIP2；1［J］. Plant，Cell amp; Environment，2020，43（10）：2428-2442.

［60］Tajkhorshid E，Nollert P，Jensen M ?，et al. Control of the selectivity of the aquaporin water channel family by global orientational tuning［J］. Science，2002，296（5567）：525-530.

［61］He R，Su H Q，Wang X，et al. Coronatine promotes maize water uptake by directly binding to the aquaporin ZmPIP2；5 and enhancing its activity［J］. Journal of Integrative Plant Biology，2023，65（3）：703-720.

［62］Rodrigues O，Reshetnyak G，Grondin A，et al. Aquaporins facilitate hydrogen peroxide entry into guard cells to mediate ABA-and pathogen-triggered stomatal closure［J］. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America，2017，114（34）：9200-9205.

［63］Sreedharan S，Shekhawat U K S，Ganapathi T R. Constitutive and stress-inducible overexpression of a native aquaporin gene （MusaPIP2；6） in transgenic banana plants signals its pivotal role in salt tolerance［J］. Plant Molecular Biology，2015，88（1）：41-52.

［64］Katsuhara M，Koshio K，Shibasaka M，et al. Over-expression of a barley aquaporin increased the shoot/root ratio and raised salt sensitivity in transgenic rice plants［J］. Plant and Cell Physiology，2003，44（12）：1378-1383.

［65］Xu Y，Hu W，Liu J H，et al. A banana aquaporin gene，MaPIP1；1，is involved in tolerance to drought and salt stresses［J］. BMC Plant Biology，2014，14：59.

［66］Aharon R，Shahak Y，Wininger S，et al. Overexpression of a plasma membrane aquaporin in transgenic tobacco improves plant vigor under favorable growth conditions but not under drought or salt stress［J］. The Plant Cell，2003，15（2）：439-447.

［67］Cui X H，Hao F S，Chen H，et al. Expression of the Vicia faba VfPIP1 gene in Arabidopsis thaliana plants improves their drought resistance［J］. Journal of Plant Research，2008，121（2）：207-214.

［68］Wu W Z，Peng X L，Wang D.Isolation of a plasmalemma aquaporin encoding gene StPIP1 from Solanum tuberosum L. and its expression in transgenic tobacco［J］. Agricultural Sciences in China，2009，8（10）：1174-1186.

［69］Yu Q J，Hu Y L，Li J F，et al. Sense and antisense expression of plasma membrane aquaporin BnPIP1 from Brassica napus in tobacco and its effects on plant drought resistance［J］. Plant Science，2005，169（4）：647-656.

［70］Perrone I，Gambino G，Chitarra W，et al. The grapevine root-specific aquaporin VvPIP2；4N controls root hydraulic conductance and leaf gas exchange under well-watered conditions but not under water stress［J］. Plant Physiology，2012，160（2）：965-977.

［71］Sreedharan S，Shekhawat U K S，Ganapathi T R. Transgenic banana plants overexpressing a native plasma membrane aquaporin MusaPIP1；2 display high tolerance levels to different abiotic stresses［J］. Plant Biotechnology Journal，2013，11（8）：942-952.

［72］Jang J Y，Rhee J Y，Kim D G，et al. Ectopic expression of a foreign aquaporin disrupts the natural expression patterns of endogenous aquaporin genes and alters plant responses to different stress conditions［J］. Plant and Cell Physiology，2007，48（9）：1331-1339.

［73］Ranganathan K，El Kayal W，Cooke J E K，et al. Responses of hybrid aspen over-expressing a PIP2；5 aquaporin to low root temperature［J］. Journal of Plant Physiology，2016，192：98-104.

［74］Wang J J，Yang L L，Chai S S，et al. An aquaporin gene MdPIP1；2 from Malus domestica confers salt tolerance in transgenic Arabidopsis［J］. Journal of Plant Physiology，2022，273：153711.

［75］Paluch-Lubawa E，Prosicka B，Polcyn W. Expression patterns of maize PIP aquaporins in middle or upper leaves correlate with their different physiological responses to drought and mycorrhiza［J］. Frontiers in Plant Science，2022，13：1056992.

［76］Sun H Y，Wang S N，Lou Y F，et al. A bamboo leaf-specific aquaporin gene PePIP2；7 is involved in abiotic stress response［J］. Plant Cell Reports，2021，40（7）：1101-1114.

［77］Hoai P T T，Qiu J E，Groszmann M，et al. Arabidopsis plasma membrane intrinsic protein （AtPIP2；1） is implicated in a salinity conditional influence on seed germination［J］. Functional Plant Biology，2023，50（8）：633-648.