香菜CsEF-1α基因克隆與表達(dá)分析

謝芳杰，軒正英，張 娟，王新建,2,3，吳翠云,2,3，杜紅斌*

(1 塔里木大學(xué) 園藝與林學(xué)學(xué)院，新疆阿拉爾 843300；2 塔里木大學(xué) 南疆特色果樹高效優(yōu)質(zhì)栽培與深加工技術(shù)國(guó)家地方聯(lián)合工程實(shí)驗(yàn)室，新疆阿拉爾 843300；3 塔里木大學(xué) 新疆生產(chǎn)建設(shè)兵團(tuán)塔里木盆地生物資源保護(hù)利用兵團(tuán)重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室，新疆阿拉爾 843300)

蛋白質(zhì)的生物合成是需要啟動(dòng)因子、延伸因子、終止因子、核糖體等許多大分子共同作用的復(fù)雜生理過程[1-2]。在真核生物中，延伸因子分為EF-1和EF-2。其中EF-1(elongation factor 1)包括α、β和γ等3個(gè)亞基[3]。EF-1作為重要的翻譯因子，攜帶GTP蛋白催化氨酰基-RNA與核糖體上A位點(diǎn)的結(jié)合促進(jìn)肽鏈的延伸，從而調(diào)控蛋白質(zhì)的合成[4-5]。EF-1α是真核生物中較多的一類蛋白，僅次于肌動(dòng)蛋白，目前在擬南芥、大豆、牽?；ê头训榷喾N植物中已被分離[6-7]，且植物間EF-1α氨基酸序列具有較高的保守性，因此被廣泛用于不同作物研究的內(nèi)參基因。如朱海生等[8]研究發(fā)現(xiàn)CmEF-1α基因在印度南瓜不同組織和不同脅迫處理下均能穩(wěn)定表達(dá)。Zi等[9]研究發(fā)現(xiàn)在白樺不同組織中EF-1α是最穩(wěn)定的內(nèi)參基因。武志娟等[10]在大針茅根中發(fā)現(xiàn)最穩(wěn)定的內(nèi)參基因組合為18S rRNA和EF-1α。在水稻根中，OsEF-1α的穩(wěn)定表達(dá)量最高[11]，與甘蔗在鹽度和干旱脅迫下的表達(dá)結(jié)果一樣[12]。

隨著越來越多物種的EF-1α基因的挖掘和鑒定，發(fā)現(xiàn)EF-1α是一種多功能蛋白，與其他蛋白互作調(diào)控植物生長(zhǎng)發(fā)育。如ZmEF-1α可以在特定pH條件下(6.0-8.0)與肌動(dòng)蛋白相互作用，調(diào)節(jié)植物細(xì)胞生長(zhǎng)過程[13]。范心誠(chéng)[14]研究發(fā)現(xiàn)，EF-1α在矮牽牛根莖葉中都有表達(dá)，且沉默EF-1α導(dǎo)致植株部分葉片出現(xiàn)畸形壞死的現(xiàn)象。EF-1α不僅參與植物病毒的復(fù)制和繁殖、介導(dǎo)細(xì)胞凋亡和早葉衰老等，還調(diào)控非生物應(yīng)激反應(yīng)。如Wang等[15]發(fā)現(xiàn)OsEF-1α通過增強(qiáng)先天免疫相關(guān)受體基因的表達(dá)和不可控地激活某些信號(hào)分子，提高對(duì)稻瘟病菌和黃單胞菌的抗性。擬南芥AtEF-1α敲除對(duì)NaCl脅迫表現(xiàn)出更高的敏感性，而過表達(dá)AtEF-1α植物對(duì)鹽的耐受性更高[16]。干旱和鹽脅迫下可大量誘導(dǎo)大豆GmEF-1α的積累[7]。以上研究表明，EF-1α基因可能在非生物脅迫期間對(duì)翻譯的調(diào)節(jié)起重要作用。

香菜(CoriandrumsativumL．)別名芫荽，為傘形科芫荽屬一、二年生草本植物，嫩莖和鮮葉有特殊濃厚的芳香氣味，具有較高的食用和藥用價(jià)值。香菜發(fā)育過程中，涉及到形態(tài)、生理生化和遺傳等多方面的變化。目前，國(guó)內(nèi)外有關(guān)香菜研究的報(bào)道多集中在栽培技術(shù)、有效物質(zhì)的提取、功能及作用機(jī)制等方面[17]。而EF-1α基因?qū)ο悴松L(zhǎng)發(fā)育的調(diào)控機(jī)理還未揭示。本研究利用RT-PCR技術(shù)克隆香菜中延伸因子EF-1α基因，結(jié)合生物信息分析方法對(duì)EF-1α基因進(jìn)行分析，并利用qRT-PCR技術(shù)研究該基因在不同發(fā)育時(shí)期和非生物脅迫下的表達(dá)變化，旨在為進(jìn)一步研究香菜的分子機(jī)制奠定基礎(chǔ)。

1 材料和方法

1.1 植物材料與RNA提取

香菜種植于塔里木大學(xué)園藝試驗(yàn)站教學(xué)實(shí)踐基地，常規(guī)管理。待香菜生長(zhǎng)至30，60和90 d時(shí)取地上部分作為實(shí)驗(yàn)材料，分別命名為S1、S2和S3時(shí)期，用于檢測(cè)不同發(fā)育時(shí)期基因表達(dá)量。香菜生長(zhǎng)至5～7片葉時(shí)，分別進(jìn)行低溫(4 ℃)、高溫(38 ℃)、干旱(10% PEG-8000)、高鹽(200 mmol·L-1NaCl)脅迫處理，各處理0、2和10 h，每個(gè)樣品設(shè)3次生物學(xué)重復(fù)，取香菜地上部分，經(jīng)液氮速凍后按照RNA提取試劑盒(Tsingke，北京)說明書的步驟從香菜中提取總RNA，用1%瓊脂膠檢測(cè)所有樣品RNA的完整性。隨后，利用反轉(zhuǎn)錄試劑盒(Tsingke，北京)將提取的總RNA取1 μg進(jìn)行反轉(zhuǎn)錄得到cDNA，保存在-20 ℃冰箱中備用。

1.2 方 法

1.2.1 基因克隆從香菜轉(zhuǎn)錄組數(shù)據(jù)中，篩選到一個(gè)在不同發(fā)育時(shí)期差異表達(dá)的EF-1α基因(Cs08G01350)。從香菜基因組數(shù)據(jù)中找到該基因序列，利用Primer Premier 6.0軟件設(shè)計(jì)，CsEF-1α基因引物(F：5′-ATGGGTAAGGAAAAGATTCATATC-3′；R：5′-TCACTTCTTCTTGATGGCAGC-3′)，以反轉(zhuǎn)錄cDNA為模板，用EasyTaqDNA聚合酶(TransGene，北京)進(jìn)行PCR擴(kuò)增。反應(yīng)過程：94 ℃預(yù)變性3 min；94 ℃變性30 s，55 ℃退火30 s，72 ℃延伸1 min，共35個(gè)循環(huán)；最后延伸72 ℃延伸10 min。經(jīng)1%瓊脂糖電泳檢測(cè)PCR擴(kuò)增產(chǎn)物后確定條帶大小正確，PCR產(chǎn)物切膠回收后連接到pEASY-T1克隆載體(Tsingke，北京)上送至擎科生物有限公司測(cè)序。

1.2.2 香菜CsEF-1α基因生物信息學(xué)分析利用在線工具ORF Finder(https://www.ncbi.nlm.nih.gov/orffinder/)對(duì)CsEF-1α基因進(jìn)行翻譯獲得其蛋白序列。ProtParam(http://web.expasy.org/protparam/)對(duì)CsEF-1α蛋白的氨基酸序列、蛋白質(zhì)分子量、原子總數(shù)、分子式、理論等電點(diǎn)、穩(wěn)定性指數(shù)和疏水性進(jìn)行預(yù)測(cè)和分析。利用NCBI數(shù)據(jù)庫(kù)的Blast程序(http://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi)查找與CsEF-1α基因同源的其他物種的相關(guān)序列，并用DNAMAN蛋白序列同源性分析，利用MEGA 5.0軟件中Neighbor-Joining(NJ)法構(gòu)建進(jìn)化樹。用SOPMA進(jìn)行分析基因的二級(jí)結(jié)構(gòu)。通過在線軟件phyre(http: //www.sbg.bio.ic.ac.uk/)對(duì)EF-1α基因的三級(jí)結(jié)構(gòu)進(jìn)行預(yù)測(cè)。利用PlantCARE數(shù)據(jù)庫(kù)(http://bioinformatics.psb.ugent.be/webtools/plantcare/html/)，分析啟動(dòng)子序列上的順式作用元件。利用WoLF PSORT對(duì)EF-1α進(jìn)行亞細(xì)胞定位分析進(jìn)行[18]。

1.2.3 基因表達(dá)分析利用Primer Premier 6.0設(shè)計(jì)基因特異引物(F：5′-CCACCCTGGTCAGATTGGAAACG-3′；R：5′-GCCTCATGTCTCGCACAGCAA-3′)。以DNAJ為內(nèi)參基因，引物序列為(F：5′-CACGAGTGTGCCAAGCAGTTCTT-3′；R：5′-CCTTCACGGCGGAGACTGTTCT-3′)。反轉(zhuǎn)錄產(chǎn)物稀釋10倍作為qRT-PCR反應(yīng)模板。qRT-PCR采用Bio-Rad-CFX96TM實(shí)時(shí)PCR系統(tǒng)(Bio-Rad，CA，USA)和2×T5 Fast qPCR Mix(SYBR Green I)(TransGene，北京)。每個(gè)反應(yīng)3個(gè)技術(shù)重復(fù)。每個(gè)反應(yīng)體系為20 μL，包括10 μL SYBR Green I mix，上下游引物各0.4 μL，稀釋后的cDNA 2.0 μL，dd H2O 7.2 μL。PCR程序：95 ℃預(yù)變性30 s；95 ℃變性5 s，60 ℃退火和延伸30 s，共40個(gè)循環(huán)。溶解曲線分析從65 ℃到95 ℃。以Ct值為縱標(biāo)，對(duì)基因表達(dá)水平使用2-ΔΔCt法進(jìn)行數(shù)據(jù)分析[19]。

2 結(jié)果與分析

2.1 香菜EF-1α基因的克隆

基于香菜基因組和轉(zhuǎn)錄組數(shù)據(jù)庫(kù)，以香菜葉片cDNA為模板，設(shè)計(jì)引物PCR擴(kuò)增得到目的基因(圖1)，條帶大小為1 344 bp，與預(yù)期長(zhǎng)度一致，將其命名為CsEF-1α基因(GenBank登錄號(hào)為OL962478)。

M. DNA Marker 2000; 1. CsEF-1α圖1 CsEF-1α基因擴(kuò)增Fig.1 Amplification of CsEF-1α gene

2.2 CsEF-1α基因編碼蛋白質(zhì)的理化性質(zhì)分析

由圖2可知，CsEF-1α基因包含一個(gè)1 344 bp的完整開放閱讀框，預(yù)測(cè)編碼447個(gè)氨基酸，原子總數(shù)為7 004，分子式為C2202H3544N594O644S20，蛋白質(zhì)分子量為49.29 kD，等電點(diǎn)為9.12，屬于堿性蛋白。如圖2所示，該基因的氨基酸序列分別由賴氨酸(Lys，49個(gè)，占11.0%)、甘氨酸(Gly，38個(gè)，占8.5%)、纈氨酸(Val，37個(gè)，占8.3%)、色氨酸(Trp，3，占0.7%)等20種氨基酸組成。其中，賴氨酸數(shù)量最多，色氨酸數(shù)量最少。進(jìn)一步分析發(fā)現(xiàn)，共有76個(gè)堿性氨基酸和78個(gè)酸性氨基酸。CsEF-1α蛋白質(zhì)的總平均疏水性(GRAVY)為-0.273，預(yù)測(cè)為親水性蛋白質(zhì)，蛋白質(zhì)不穩(wěn)定系數(shù)為30.21，脂溶性指數(shù)為84.16，是穩(wěn)定性蛋白。

圖2 CsEF-1α蛋白的氨基酸序列組成Fig.2 Amino acid sequence composition of CsEF-1α protein

2.3 二級(jí)結(jié)構(gòu)和亞細(xì)胞定位分析

如圖3所示，二級(jí)結(jié)構(gòu)預(yù)測(cè)分析發(fā)現(xiàn)CsEF-1α蛋白的高級(jí)結(jié)構(gòu)以無規(guī)則卷曲和α-螺旋為主，分別占36.91%和30.43%，其中β轉(zhuǎn)角所占比例10.74%。利用WoLF PSORT網(wǎng)站對(duì)CsEF-1α亞細(xì)胞定位預(yù)測(cè)，發(fā)現(xiàn)CsEF-1α基因編碼的蛋白定位于細(xì)胞質(zhì)。CsEF-1α蛋白主要由無規(guī)則卷曲和α螺旋構(gòu)成，預(yù)測(cè)分析結(jié)果與二級(jí)分析結(jié)果一致(圖4)。

A. CsEF-1α蛋白二級(jí)結(jié)構(gòu)類型；B.二級(jí)結(jié)構(gòu)曲線趨勢(shì)圖3 CsEF-1α蛋白的二級(jí)結(jié)構(gòu)A. Prediction of secondary structure types of CsEF-1α protein; B. Secondary structure curve trendFig.3 Prediction of secondary structure of CsEF-1α protein

圖4 CsEF-1α蛋白質(zhì)三級(jí)結(jié)構(gòu)Fig.4 Tertiary structure of CsEF-1α protein

2.4 CsEF-1α蛋白質(zhì)的同源比對(duì)和進(jìn)化分析

將香菜CsEF-1α基因編碼的蛋白質(zhì)與其他植物EF-1α同源性比對(duì)。結(jié)果發(fā)現(xiàn)，CsEF-1α與其他植物EF-1α氨基酸具有較高相似性，僅有少數(shù)氨基酸差異(圖5)。其中，與胡蘿卜(Daucuscarota，XP_017247334.1)、蓖麻(Ricinuscommunis，XP_002518073.1)和玉米(Zeamays，NP_001338678.1)等氨基酸序列相似性分別為99.78%、95.96%和95.97%，推測(cè)他們可能具有相同的生物學(xué)功能。為進(jìn)一步明確香菜CsEF-1α的功能與進(jìn)化關(guān)系，利用MEGA 5.0軟件對(duì)與CsEF-1α相似的蛋白序列對(duì)比(圖6)。結(jié)果表明，CsEF-1α與胡蘿卜、野生番茄、青蒿素和非洲菊的親緣關(guān)系較接近，與博落回、睡蓮、蓖麻和巨桉等其他物種親緣關(guān)系較遠(yuǎn)。

圖5 香菜CsEF-1α與其他植物EF-1α蛋白同源序列比對(duì)Fig.5 Alignment of homologous sequences between CsEF-1α and other plant EF-1α proteins

2.5 啟動(dòng)子分析

啟動(dòng)子區(qū)的順式作用元件可調(diào)控基因的轉(zhuǎn)錄活性，通過分析順式作用元件組成，可了解基因的功能及其表達(dá)潛力。利用在線軟件PLANTCARE分析了香菜EF-1α基因的啟動(dòng)子序列。結(jié)果發(fā)現(xiàn)10種順式元件，包括4種植物生長(zhǎng)發(fā)育元件、3種激素響應(yīng)元件、3種脅迫響應(yīng)元件(表1)。其中生長(zhǎng)發(fā)育元件在3種元件占了最大的比例，共有6個(gè)順式作用元件，其中光敏元件GATA-motif和G-Box分別含有2個(gè)，I-box和TCT-motif分別含有1個(gè)。在激素相關(guān)元件中，發(fā)現(xiàn)ABA響應(yīng)元件(ABRE)2個(gè)，赤霉素響應(yīng)元件(GARE-motif)2個(gè)，水楊酸響應(yīng)元件(TCA-element)1個(gè)。CsEF-1α基因啟動(dòng)子中檢測(cè)到2個(gè)厭氧誘導(dǎo)元件(ARE)、1個(gè)應(yīng)激反應(yīng)元件(STRE)、1個(gè)干旱誘導(dǎo)元件(W-box)，總的來說，這些結(jié)果推測(cè)CsEF-1α可能參與了香菜對(duì)生長(zhǎng)發(fā)育和非生物脅迫的響應(yīng)。

圖6 基于26個(gè)不同科屬EF-1α蛋白氨基酸序列構(gòu)建的進(jìn)化樹Fig.6 The phylogenetic tree constructed based on the amino acid sequences of EF-1α proteins from 26 different families and genera

表1 CsEF-1α基因啟動(dòng)子區(qū)順式調(diào)控元件分析

2.6 香菜CsEF-1α基因不同發(fā)育時(shí)期表達(dá)模式分析

本研究結(jié)合轉(zhuǎn)錄組數(shù)據(jù)，并且利用qPCR驗(yàn)證香菜CsEF-1α基因不同發(fā)育時(shí)期表達(dá)模式分析。如圖7所示，從S1到S3階段，CsEF-1α基因轉(zhuǎn)錄豐度增加。隨著香菜生長(zhǎng)時(shí)期的增加，CsEF-1α基因表達(dá)量表現(xiàn)出升高趨勢(shì)，其中S1到S2時(shí)期基因表達(dá)量上升幅度最大，S2到S3上升幅度較小，該實(shí)驗(yàn)結(jié)果與轉(zhuǎn)錄組數(shù)據(jù)保持良好的一致性。

不同小寫字母表示基因在不同發(fā)育時(shí)期下的相對(duì)表達(dá)差異顯著(P<0.05)圖7 香菜CsEF-1α基因不同發(fā)育時(shí)期的轉(zhuǎn)錄本豐度和qPCR分析The different normal letters indicate the relative expression of gene at different development stages is significantly different (P<0.05)Fig.7 Transcript abundance and qPCR analysis of coriander CsEF-1α gene at different developmental stages

2.7 香菜CsEF-1α基因非生物逆境誘導(dǎo)表達(dá)模式分析

為明確香菜CsEF-1α基因香菜抵御非生物逆境脅迫中應(yīng)答機(jī)制，本研究利用qRT-PCR技術(shù)檢測(cè)CsEF-1α在不同脅迫下的表達(dá)模式。結(jié)果表明(圖8)，在不同誘導(dǎo)模式下，CsEF-1α基因均有不同程度的表達(dá)。與CK相比，隨著鹽脅迫(NaCl)時(shí)間增加，CsEF-1α基因表達(dá)量表現(xiàn)先升高再降低的趨勢(shì)，處理2 h時(shí)，CsEF-1α基因的相對(duì)表達(dá)量升高，是CK的1.2倍，而處理10 h后，基因表達(dá)量反而呈現(xiàn)下降趨勢(shì)，較CK下降了50%。而在其他3種脅迫處理下，隨著脅迫時(shí)間的增加，CsEF-1α基因表達(dá)量表現(xiàn)出先下降再升高的趨勢(shì)。其中低溫處理2 h時(shí)，基因表達(dá)量顯著下調(diào)，較CK下降了70%，當(dāng)處理10 h后，CsEF-1α基因表達(dá)量升高，與CK幾乎一致。干旱脅迫2 h后，CsEF-1α基因表達(dá)量較CK下降了40%。處理10 h，該基因表達(dá)量與CK一致。高溫脅迫2 h后，CsEF-1α基因表達(dá)量較CK下降了30%。表明CsEF-1α基因參與了香菜對(duì)非生物脅迫的應(yīng)答，在香菜生長(zhǎng)發(fā)育和非生物脅迫中具有重要調(diào)控作用。

不同小寫字母表示基因在同一脅迫處理不同時(shí)間的基因表達(dá)差異顯著(P<0.05)圖8 CsEF-1α基因在不同非生物脅迫條件下的表達(dá)分析Different normal letters indicate significant difference of gene expression levels at different time points under same stress (P<0.05)Fig.8 Expression analysis of CsEF-1α gene under different abiotic stress conditions

3 討 論

EF-1α參與植物體內(nèi)蛋白質(zhì)的生物合成，同時(shí)是構(gòu)成細(xì)胞骨架的一種高度保守蛋白，在細(xì)胞中發(fā)揮著重要作用[20-21]。EF-1α參與植物生長(zhǎng)發(fā)育，且植物間EF-1α在非生物脅迫下表達(dá)模式有所差異。本研究中獲得的香菜CsEF-1α基因，編碼的蛋白序列中賴氨酸數(shù)量最多。有研究表明，EF-1α與玉米胚乳賴氨酸含量高度相關(guān)，在高粱和大麥中同樣如此[22]。本研究推測(cè)CsEF-1α可能與賴氨酸關(guān)系密切。CsEF-1α與其他EF-1α保守型較高，表明植物間在進(jìn)化過程中具有較高的保守性，暗示EF-1α基因可能具有相似性。

為了解CsEF-1α的功能，對(duì)該基因啟動(dòng)子序列進(jìn)行了系統(tǒng)的分析。結(jié)果發(fā)現(xiàn)CsEF-1α含4種植物生長(zhǎng)發(fā)育元件、3種激素響應(yīng)元件和3種脅迫響應(yīng)元件，推斷該基因可能參與生長(zhǎng)發(fā)育的調(diào)控網(wǎng)絡(luò)，并能夠?qū)δ婢趁{迫作出應(yīng)答。因此，結(jié)合qPCR分別檢測(cè)了香菜中CsEF-1α基因在不同發(fā)育時(shí)期和非生物脅迫下的表達(dá)情況。CsEF-1α基因隨著發(fā)育時(shí)期呈現(xiàn)不斷升高趨勢(shì)。其中在30～60 d時(shí)，CsEF-1α基因表達(dá)量快速升高，與棉花纖維早期發(fā)育中的GhEF-1α基因表達(dá)結(jié)果研究一致[23]。推測(cè)香菜在此生長(zhǎng)階段，體內(nèi)細(xì)胞數(shù)量分裂和體積膨大速度加快，需要誘導(dǎo)大量的延伸因子來翻譯合成蛋白質(zhì)，滿足香菜形態(tài)建成和能量代謝。在生長(zhǎng)期60～90 d時(shí)，CsEF-1α表達(dá)量緩慢上升，可能由于香菜此階段生長(zhǎng)緩慢并趨于成熟，蛋白質(zhì)合成速度變慢，延伸因子需求量降低。由此可見，EF-1α可與蛋白質(zhì)互作，參與植物細(xì)胞骨架的形成及生長(zhǎng)發(fā)育蛋白質(zhì)的合成。

香菜CsEF-1α基因響應(yīng)4種非生物脅迫且表達(dá)模式有所差異，尤其能夠響應(yīng)低溫和鹽脅迫，這與Li等[24]在鹽脅迫中能夠明顯誘導(dǎo)水稻EF-1α基因和張妮[25]對(duì)香蕉苗脅迫處理研究結(jié)果相似。早期有報(bào)道稱EF-1α在大麥和玉米中表達(dá)與冷脅迫相關(guān)[26-27]。Chung等[28]利用減法抑制雜交技術(shù)分離出低溫、高鹽或干旱脅迫誘導(dǎo)的大豆EF-1α基因，認(rèn)為EF-1α可能在非生物脅迫下的翻譯調(diào)控中發(fā)揮重要作用。孫偉等[29]發(fā)現(xiàn)鹽地堿蓬SsEF-1α基因可以被高鹽、高滲和低溫脅迫等條件誘導(dǎo)。綜上，在其他植物中EF-1α基因在非生物脅迫下均會(huì)被誘導(dǎo)表達(dá)，這和本研究結(jié)果有一定的相似。有研究表明，當(dāng)植物受到逆境脅迫時(shí)，可能通過誘導(dǎo)或降低基因的表達(dá)量來控制蛋白的活性，以緩解或提高對(duì)逆境脅迫的抵抗能力[30-32]。以上結(jié)果推測(cè)CsEF-1α基因參與了香菜的非生物脅迫，這可能是由于香菜受到逆境脅迫后，細(xì)胞為了抵御脅迫帶來的傷害會(huì)及時(shí)調(diào)整細(xì)胞內(nèi)基因組的表達(dá)結(jié)構(gòu)，啟動(dòng)子響應(yīng)非生物脅迫元件來調(diào)控CsEF-1α基因的表達(dá)，影響轉(zhuǎn)錄水平或mRNA的穩(wěn)定性，在細(xì)胞內(nèi)短期大量合成多種抗逆蛋白，從而參與植物的各種防衛(wèi)反應(yīng)，并調(diào)節(jié)植物的各個(gè)生長(zhǎng)發(fā)育階段和代謝功能。但該基因在香菜中生長(zhǎng)發(fā)育以及逆境脅迫中的作用機(jī)制仍需進(jìn)一步探究。綜上所述，EF-1α基因?qū)ο悴税l(fā)育和抗逆性具有重要意義，為提高香菜品質(zhì)和抗逆性提供理論依據(jù)。