銅藻在紫外脅迫下的抗氧化應激響應

李凌雪, 嚴 芳, 2, 吳紅艷, 2, 臧紗紗, 2, 姜曉彤, 李寶齊, 呂崢崢, 徐智廣, 2

銅藻在紫外脅迫下的抗氧化應激響應

李凌雪1, 嚴 芳1, 2, 吳紅艷1, 2, 臧紗紗1, 2, 姜曉彤1, 李寶齊1, 呂崢崢1, 徐智廣1, 2

(1.魯東大學 生命科學學院, 山東 煙臺 264025; 2.魯東大學 山東省高等學校海洋生物技術(shù)重點實驗室, 山東 煙臺 264025)

紫外輻射增強常導致藻類體內(nèi)活性氧成分的產(chǎn)生, 從而損傷藻類光合器官, 引起藻類光抑制。馬尾藻()金潮近些年在世界多地頻繁暴發(fā), 金潮暴發(fā)時, 漂浮于海面的藻體接受更多的紫外輻射, 但金潮藻應對這種紫外脅迫的生理學機制尚不明確。本研究以中國金潮種——銅藻()為研究對象, 在實驗室條件下, 以太陽模擬器提供光源, 設置P(光合有效輻射, Photosynthetically active radiation, PAR, 400～700 nm, 200 W/m2)、PA (PAR+UVA (紫外線A, Ultraviolet A), 320～700 nm)和PAB (PAR+UVA+UVB (紫外線B, Ultraviolet B), 280～700 nm), 探討了紫外輻射下銅藻的光合活性變化和抗氧化應激響應。結(jié)果顯示, 3種光輻射處理下, 藻體光合活性均受到抑制, 最大光化學量子產(chǎn)量(Fv/Fm)都隨輻射時間延長而逐漸降低, 降低幅度為PAB>PA>P。后繼的240 min低光P(PAR, 2.0 W/m2)恢復過程中, 藻體Fv/Fm均逐漸恢復。相應地, 光輻射處理后, 藻體內(nèi)的活性氧成分O2–和H2O2及膜脂過氧化產(chǎn)物MDA含量均顯著升高, 且O2–和MDA在PAB處理中升高幅度更大。同時, 這種高水平的O2–、H2O2和MDA含量一直延續(xù)至低光恢復過程。光輻射處理后, 抗氧化酶超氧化物歧化酶(Superoxide dismutase, SOD)、過氧化氫酶(Catalase, CAT)、過氧化物酶(Peroxidase, POD)的活性和抗氧化物抗壞血酸(Ascorbic acid, AsA)的含量均顯著增加, 低光恢復后, 抗氧化酶CAT和POD活性降低, 而SOD和抗氧化物AsA始終保持較高水平, 最終使得總抗氧化能力(Ttotal antioxidant capacity, T-AOC)在輻射處理和低光恢復階段一直保持較高水平。在光輻射處理和低光恢復整個過程中, 紫外輻射(UVA和UVB)的存在, 顯著提高了銅藻的抗氧化酶、抗氧化劑含量及總抗氧化能力, 且PAB處理中具有更高的值。本研究首次對金潮藻在紫外脅迫下的抗氧化應激響應做了較系統(tǒng)全面的探究, 為銅藻適應漂浮生活生理機制的揭示提供了重要的數(shù)據(jù)支持。

銅藻(); 紫外輻射; 光合活性; 氧化應激響應

銅藻隸屬于褐藻門(Phaeophyta)、圓子綱(Cyc-lo--spreae)、墨角藻目(Fucales)、馬尾藻科(Sargassaceae)、馬尾藻屬(), 是近岸海藻場的重要組成部分。幼苗時期水深分布范圍在1.3～5.5 m, 而成藻時期水深分布范圍為1.3～4.6 m[1]。銅藻因生長快速, 能營造巨大海藻場為其他生物提供棲息、避敵和繁殖的場所[2]。此外, 銅藻在快速生長的同時能從周邊海水中吸收大量N、P等營養(yǎng)鹽, 這對于凈化水質(zhì)具有良好的作用[3]。另一方面, 因銅藻具有高適應性和生長快速的特點, 經(jīng)常成為外來入侵種[4], 影響當?shù)睾^(qū)生態(tài)系統(tǒng)[5-6]。尤其是近些年以漂浮種群出現(xiàn)的銅藻金潮在北太平洋的多次暴發(fā), 更引起國際社會各界的廣泛關(guān)注和高度重視[7]。

金潮是由處于漂浮狀態(tài)的馬尾藻暴發(fā)性快速生長而出現(xiàn)的生物量大規(guī)模聚集于海水表面的海洋生態(tài)現(xiàn)象[8]。近些年世界多地相繼暴發(fā)馬尾藻金潮, 且發(fā)現(xiàn)頻次和分布面積均呈大幅上升的態(tài)勢, 在一定程度上破壞了周邊地區(qū)的海產(chǎn)養(yǎng)殖業(yè)、旅游業(yè)和生態(tài)環(huán)境[9-11]。2016 年底在中國黃海暴發(fā)的銅藻()金潮, 面積達46 km2, 大量漂浮銅藻的堆積、纏繞導致江蘇省南通和鹽城海域的紫菜養(yǎng)殖筏架大面積垮塌, 造成5億元人民幣的直接經(jīng)濟損失[12]。北方春季海水表面日平均光強在400～800 μmol photons m–2·s–1范圍內(nèi)[13], 而2017年春季中國東海暴發(fā)金潮時, 海水表面光強較往年增加了10%左右[14]。金潮暴發(fā)時, 定生水下的馬尾藻漂浮于海面, 由于缺少了海水水層對紫外輻射(Ultraviolet radiation, UVR)的消減作用, 其接受的紫外輻射將顯著增強[15], 馬尾藻如何應對這種紫外脅迫以保持自身的快速生長, 其生理機制尚不明確。

在長期進化過程中, 藻類具備了多種光保護途徑來抵御光抑制對自身光系統(tǒng)的損傷[16], 降低UVR帶來的負面效應, 如加速光吸收物質(zhì)的合成、過剩光能的熱消耗[17]、加速活性氧的清除[18]、光反應中心蛋白的加速合成[19]、基因的損傷修復[20]等。其中, 抗氧化系統(tǒng)在應對環(huán)境脅迫對海藻造成的損傷中發(fā)揮重要作用。當?shù)竭_地面的紫外輻射逐漸增強時, 易引起藻類活性氧(reactive oxygen species, ROS)代謝失調(diào), 超氧陰離子(O2–)和過氧化氫(H2O2)被認為是ROS中最為重要的組成部分[21], 能夠致使膜脂發(fā)生過氧化作用, 最終引起膜結(jié)構(gòu)損傷, 而膜脂過氧化產(chǎn)物丙二醛(malondialdehyde, MDA)常作為細胞膜過氧化損傷的標志物[22]。為適應環(huán)境的變化, 藻類經(jīng)過長期進化, 在氧化應激響應中形成了抗氧化系統(tǒng)來清除過氧化作用產(chǎn)生的ROS, 保護機體免受損傷。ROS的清除主要通過抗氧化酶和抗氧化物實現(xiàn)。抗氧化酶主要包含: 超氧化物歧化酶(superoxide dismutase, SOD)、過氧化氫酶(catalase, CAT)、過氧化物酶(pero-xidase, POD)等; 抗氧化物主要有: 抗壞血酸(ascor-bic acid, AsA)、還原型谷胱甘肽(glutathione, GSH)等。此外, 總抗氧化能力(ttotal antioxidant capacity, T-AOC)可以直觀地反映出植物體對環(huán)境的抗逆性, 因此用來表示整個抗氧化系統(tǒng)的抗氧化能力[23]。已有報道研究了不同環(huán)境因子對不同藻類抗氧化系統(tǒng)的影響, 如溫度升高可引起海帶()配子體MDA上升[24], 導致龍須菜()體內(nèi)AsA等抗氧化物含量升高, 同時引起多種抗氧化酶性的改變[25]。金屬鋅離子濃度升高可使條斑紫菜(Ueda)MDA含量升高, 而海洋酸化條件下MDA含量降低[15]。光照強度、溫度升高導致腸滸苔()的SOD活性和MDA含量上升, POD 活性無顯著變化[26]。關(guān)于紫外輻射對大型海藻抗氧化系統(tǒng)影響的研究目前仍比較缺乏。

本研究選擇銅藻為研究對象, 探討了不同紫外輻射處理條件下銅藻的光合活性響應以及體內(nèi)活性氧、抗氧化酶和抗氧化物的變化情況, 目的是揭示銅藻在紫外脅迫下的抗氧化應激響應, 為金潮種漂浮藻體適應光變化機制的進一步研究提供數(shù)據(jù)和理論參考。

1 材料和方法

1.1 實驗材料

銅藻于2020年12月22日從山東省榮成市俚島灣(37°15′ N, 122°35′ E)漂浮種群采集, 采集時海面表層水溫為 5 ℃, 采集之后將其放于低溫箱(5 ℃)于2 h內(nèi)運回實驗室。在實驗室內(nèi)用過濾、滅菌自然海水暫養(yǎng)24 h。由于此時漂浮銅藻生長及生理活動緩慢[27], 為了避免低溫效應影響本研究氧化應激結(jié)果, 作者選擇在其適宜溫度18 ℃(北方春季海水表面溫度范圍)下開展本研究; 暫養(yǎng)光照強度設置為20 W/m2(光合有效輻射, Photosynthetically active radiation, PAR), 光周期為L∶D =12 h∶12 h, 不間斷充氣。

1.2 紫外輻射處理和低光恢復

選擇健康并且個體大小一致的暫養(yǎng)銅藻用于實驗, 稱量總鮮質(zhì)量(fresh weight, FW)為1.0 g的銅藻葉狀體分枝, 培養(yǎng)在裝有500 mL自然海水的石英管(能夠透過UVR)中, 石英管置于水浴槽內(nèi)控溫, 通過低溫恒溫槽(YRDC-0506, 中國)將水浴溫度控制在18℃。利用全波長太陽模擬器(Sol 1200, H?nle GmbH, 德國)提供培養(yǎng)光輻射, 參照銅藻金潮暴發(fā)時的海水表面光強, 設置PAR(photosynthesis active radiation, 400～700 nm)強度為200 W/m2。輻射強度采用輻射計(Solar Light, PMA2100, 美國)測定。在石英管上覆蓋不同型號的濾光片獲得不同的光輻射處理, 如下所述。

1.2.1 P處理

用ZJB-400濾光片覆蓋石英管, ZJB-400濾光片只能透過波長400 nm以上的光, 使石英管內(nèi)藻體只接受 PAR(400～700 nm)。

1.2.2 PA處理

用ZJB-320濾光片覆蓋石英管, ZJB-320濾光片只能透過波長320 nm以上的光, 藻體接收PAR+UVA的光輻射(320～700 nm)。

1.2.3 PAB處理

用ZJB-280濾光片覆蓋石英管, 藻體接受PAR+ UVA+UVB的光輻射(280～700 nm)。本研究所用濾光片均購自南通銀興光學有限公司。每個輻射處理下3個重復。不同光輻射處理120 min, 然后置于光強為2.0 W/m2(PAR)的恒溫光照培養(yǎng)箱(GXZ-380D, 寧波江南儀器)內(nèi), 低光恢復240 min, 溫度設置為18 ℃。需要說明的是, 由于到達地球表面的自然陽光中, UVR只占陽光總能量的5%以下, 其中UVA占UVR的99%、UVB占1%[28], 因而在探討UVR對藻類生理影響的時候, UVR引起總光能的升高部分往往被研究者忽略不計, 而重點分析這種短波輻射的效應。本研究用太陽模擬器獲得的UVR占總能量4%, 因而忽略了UVR能量增加引起的效應。

1.3 最大光化學量子產(chǎn)量(Fv/Fm)的測定

Fv/Fm使用雙調(diào)制式葉綠素熒光儀(FL6000, 捷克)進行測定。不同光輻射處理時, 每隔30 min取活體測定。低光恢復階段, 每隔60 min取活體測定。測定前將藻體黑暗適應5 min, 使所有反應中心在測量前開放。用低輻照度(<0.1 μmoL photons·m–2·s–1)的測量光照射, 獲得最小熒光(Fo)。隨后, 用飽和光(3500 μmol photons·m–2·s–1)照射, 獲得暗適應狀態(tài)下的最大熒光(Fm)。PSII最大光化學量子產(chǎn)量為最大可變熒光(Fv)與暗適應下的最大熒光之間的比值, 即Fv/Fm, 其中Fv= Fm–Fo。

1.4 氧化應激響應分析

分別于光輻射處理120 min和恢復240 min后取藻體0.2 g FW, 用液氮速凍后于–80 ℃保存。測定前按照質(zhì)量(g)︰體積(mL)=1︰9的比例加入9倍體積的勻漿介質(zhì)(生理鹽水), 冰水浴(0 ℃)條件下研磨成10%的組織勻漿液, 3 500轉(zhuǎn)/分離心10 min后, 取上清液, 利用紫外可見分光光度計(UH5300, 日本)測定特定波長的吸光值并計算以下指標含量或活力。

活性氧損傷指標: 超氧陰離子(O2–): 模擬機體中黃嘌呤與黃嘌呤氧化酶反應系統(tǒng), 產(chǎn)生超氧陰離子自由基, 加入電子傳遞物質(zhì)及gress氏顯色劑, 使反應體系呈現(xiàn)紫紅色, 用分光光度計在550 nm處測定吸光值計算其含量; 過氧化氫(H2O2): 與鉬酸作用生成一種絡合物在405 nm處測定其生成量可計算出H2O2的量; 丙二醛(MDA): 過氧化脂質(zhì)降解產(chǎn)物中的丙二醛(MDA)與硫代巴比妥酸(TBA)縮合形成紅色產(chǎn)物, 在532 nm處有最大吸收峰。O2–、H2O2和MDA的含量通過如下公式計算:

O2–含量= (OD?OD)/(OD?OD)×A×1000/A,

H2O2含量= (OD?OD)/(OD?OD)×A/A,

MDA含量= (OD?OD)/(OD?OD)×A/A,

其中,OD為對照OD值;OD為空白OD值;OD為測定OD值;OD為標準OD值;A為待測樣本蛋白濃度; As為標準品濃度。

總抗氧化能力(T-AOC): 機體中有許多抗氧化物質(zhì), 能使Fe3+還原成Fe2+, 后者可與菲啉類物質(zhì)形成穩(wěn)固的絡合物, 通過測定520 nm處吸光值計算其抗氧化能力?？偪寡趸芰τ嬎愎饺缦?

總抗氧化能力= (OD?OD)/0.01/30×()/A

其中,OD為對照OD值;OD為測定OD值;為取樣量;為反應液總體積;A為待測樣本蛋白濃度。

抗氧化酶指標: 超氧化物歧化酶(SOD): 通過黃嘌呤及黃嘌呤氧化酶反應系統(tǒng)產(chǎn)生超氧陰離子自由基, 后者氧化羥胺形成亞硝酸鹽, 在顯色劑的作用下呈現(xiàn)紫紅色, 用可見光分光光度計測定550 nm處的吸光度計算其活力; 過氧化物酶(POD): 利用過氧化物酶催化過氧化氫反應的原理, 通過測定420 nm處吸光度的變化得出其酶活性; 過氧化氫酶(CAT): 過氧化氫酶分解H2O2的反應可通過加入鉬酸銨而迅速中止, 剩余的H2O2與鉬酸銨作用產(chǎn)生一種淡黃色的絡合物, 在405 mm處測定其變化量, 可計算出CAT的活力。SOD、POD、CAT的活力通過如下公式計算:

SOD活力= (OD?OD)/OD/50%×()×D/(F/V),

POD活力= (OD?OD)/12×()//(F/V)×1000,

CAT活力= (OD?OD)×271×(1/60×)/A.

其中,OD為對照OD值;OD為測定OD值;F為樣本鮮質(zhì)量;為反應時間;為反應液總體積;為取樣量;V為勻漿介質(zhì)總體積;A為待測樣本蛋白濃度,D為樣本處理前稀釋倍數(shù)。

抗氧化物指標: 還原型谷胱甘肽(GSH): 二硫代二硝基苯甲酸與巰基化合物反應時能產(chǎn)生一種黃色化合物, 可在420 nm處測定吸光值計算其含量; 抗壞血酸(AsA): Fe3+與還原型抗壞血酸迅速作用生產(chǎn)Fe2+, 后者再與啡羅啉顯色反應, 可在536 nm處測定吸光值計算其含量。GSH、AsA的含量通過如下公式計算:

GSH含量= (OD?OD)/(OD?OD)×A××D/A，

AsA含量= (OD?OD)/(OD?OD)×A×D/A，

其中,OD為空白OD值;OD為測定OD值;OD為標準OD值;為GSH分子量;A為待測樣本蛋白濃度;A為標準品濃度;D為樣本處理前稀釋倍數(shù)。

以上實驗所用植物組織試劑盒均購自南京建成生物工程研究所。

1.5 數(shù)據(jù)處理

采用Excel和SPSS 17.0進行數(shù)據(jù)整理和統(tǒng)計分析, 使用GraphPad Prism 7作圖。數(shù)據(jù)表示為: 平均數(shù)±標準差(=3), 使用單因素方差分析(one-way ANOVA, Duncan)進行差異性分析, 差異顯著性水平設置為<0.05。

2 結(jié)果

2.1 輻射處理和低光恢復下銅藻的最大光化學量子產(chǎn)量(Fv/Fm)

不同紫外輻射處理和低光恢復下銅藻的最大光化學量子產(chǎn)量(Fv/Fm)變化情況如圖1所示。銅藻在P、PA、PAB 3種處理下的初始Fv/Fm分別為0.703± 0.023、0.693±0.012、0.73±0.017, 隨著光輻射處理時間的增加, 銅藻的Fv/Fm逐漸降低, 在光輻射處理120 min后分別降至0.24±0.015、0.17±0.017、0.15±0.035, 在P、PA和PAB 3種輻射處理下分別降低了65.9%、75.5%和79.5%, 在低光恢復過程中, P、PA和PAB 3種輻射處理藻體的Fv/Fm均逐漸升高, 低光恢復240 min后, 分別恢復到初始狀態(tài)的86.73%、87.02%、79.91%。

圖1 光輻射處理和低光恢復下銅藻的最大光化學量子產(chǎn)量

2.2 輻射處理下銅藻的抗氧化應激響應

圖2a表示不同光輻射處理下銅藻O2–含量隨時間的變化。銅藻初始狀態(tài)的O2–含量為11.436±1.086 U/g prot, 隨著光輻射處理時間的增加, P處理下銅藻的O2–含量沒有顯著變化(>0.05)。PA和PAB處理組的O2–含量顯著增加(<0.05), 分別增加至15.658±2.841和26.316±1.036 U/g prot, 且PAB處理組的O2–含量顯著高于PA處理組(<0.05)。低光恢復240 min后, P和PA處理組的O2–含量較光輻射處理120 min后沒有顯著變化(>0.05), PAB處理組的O2–含量較光輻射處理后顯著降低(<0.05), 降至22.141±0.792 U/g prot, 但仍高于初始狀態(tài)。

不同光輻射處理下銅藻H2O2含量隨時間的變化如圖2b所示。初始狀態(tài)時, H2O2含量為4.90± 0.095 mmol/g prot。光輻射處理120 min后, P處理下為5.46±0.669 mmol/g prot, 與初始狀態(tài)差異不顯著(>0.05); PA和PAB處理組的H2O2含量顯著升高(< 0.05), 分別升高至7.224±0.245和8.389±0.705 mmol/gprot, 但PA和PAB處理組間沒有顯著性差異(> 0.05)。低光恢復240 min后, 各處理組的H2O2含量較光輻射處理120 min后沒有顯著變化(>0.05)。

圖2c為不同光輻射處理下銅藻MDA含量隨時間的變化。從圖2c中可以看出, 銅藻初始狀態(tài)的MDA含量為0.194±0.029 nmol/mg prot。隨著光輻射處理時間的增加, 銅藻MDA的含量顯著增加(< 005), 光輻射處理120 min后分別增加至0.286± 0.014、0.359±0.018、0.458±0.085 nmol/mg prot。PA和PAB處理組的MDA含量顯著高于P處理組, 且PAB處理組的MDA含量最高。低光恢復240 min后, 各處理組的MDA含量較光輻射處理后均顯著增加(<0.05), 分別增加至0.477±0.014、0.520±0.015、0.611 nmol/mg prot, 且P和PA處理組之間沒有顯著差異(>0.05)。PAB處理組的MDA含量最高, 顯著高于P和PA處理組(<0.05)。

圖3為不同光輻射處理下銅藻T-AOC隨時間的變化。銅藻初始狀態(tài)的T-AOC 1.68±0.171 U/mg prot。隨著光輻射處理時間的增加, 3種處理組的T-AOC都顯著增強(<0.05), 分別增強至2.966±0.535、3.671±0.448、4.847±0.426 U/mg prot。PA和PAB處理組的T-AOC顯著高于P處理組(<0.05), 且PAB處理組的T-AOC最強。低光恢復240 min后, 3種處理組的T-AOC較光輻射處理后無顯著差異(>0.05), 且均高于初始狀態(tài)。

圖2 銅藻活性氧成分和MDA含量變化

不同小寫字母表示數(shù)值之間存在顯著差異(<0.05), 圖3～圖5同

Different lowercase letters indicate significant difference (<0.05), Fig.3～Fig.5 are the same

不同光輻射處理下銅藻SOD活力隨時間的變化如圖4a所示。初始狀態(tài)時, 銅藻的SOD活力為291.897±31.465 U/g FW。隨著光輻射處理時間的增加, 3種處理組的SOD活力均顯著增強(<0.05), 分別增至初始狀態(tài)的2.47倍、2.52倍和2.66倍, 但P和PA處理之間沒有顯著差異(>0.05), PA和PAB處理之間沒有顯著差異(>0.05); PAB處理組的SOD活力顯著高于P處理組(<0.05)。低光恢復240 min后, PAR和PA處理組的SOD活力較光輻射處理后沒有顯著差異(>0.05), PAB處理組的SOD活力顯著增強(<0.05), 增至839.036±5.683 U/g FW, 較光輻射處理后增加了8.54%。

圖3 銅藻總抗氧化能力變化

圖4b為不同光輻射處理下銅藻CAT活力隨時間的變化。初始時銅藻的CAT活力為2.559±0.099 U/mg prot。光輻射處理120 min后, 各處理組的CAT活力均顯著升高(<0.05), 分別升高至3.079±0.036、3.320±0.461、6.561±0.333 U/mg prot。P和PA處理組的CAT活力沒有顯著差異(<0.05), PAB處理組的CAT活力顯著高于P和PA處理組(<0.05)。低光恢復過程中, 各處理組的CAT活力較光輻射處理后顯著降低(< 0.05), 低光恢復240 min后, 分別降低至1.767±0.139、2.222±0.293、2.718±0.085 U/mg prot, 且3種處理組間的CAT活力均存在顯著性差異(<0.05), PA和PAB處理組的CAT活力與初始狀態(tài)沒有顯著差異(>0.05), P處理組的CAT活力顯著低于初始狀態(tài)(<0.05)。

不同光輻射處理下銅藻POD活力隨時間的變化如圖4c所示。銅藻初始狀態(tài)的POD活力為5.000 U/g FW。隨著光輻射處理時間的增加, POD活力均顯著增強(<0.05), 光輻射120 min后分別增強至14.000±1、15.667±0.578、18.333±1.528 U/g FW, 在P、PA和PAB 3種輻射處理下分別增至初狀態(tài)的2.8倍、3.13倍和3.67倍。PA和PAB處理組的POD活力顯著高于P處理組(<0.05), 且PAB處理組的POD活力最高。低光恢復240 min后, 各處理組的POD活力較光輻射處理后顯著降低(<0.05), 分別降低至6.667± 0.578、8.000、10.333±0.577 U/g FW, PAR和PA處理組間的POD活力沒有顯著差異(>0.05), PAB處理組的POD活力顯著高于PA和PAR處理組, 但各處理組在低光恢復240 min后的POD活力仍高于初始水平。

圖4 銅藻抗氧化酶活性變化

不同光輻射處理下銅藻GSH含量隨時間的變化如圖5a所示。銅藻初始狀態(tài)的GSH含量為0.336 mg/g prot。光輻射處理120 min后, 3種處理下的GSH含量均顯著降低(<0.05), 分別降低至0.288±0.014、0.254± 0.016、0.207±0.024 mg/g prot。PA和PAB處理組的GSH含量顯著低于P處理組(<0.05), 且PAB處理組的GSH含量最低。低光恢復240 min后, 各處理組的GSH含量較光輻射處理120 min后均顯著升高(< 0.05), 分別升高至0.354±0.003、0.398±0.003、0.467± 0.02 mg/g prot, 但P處理組的GSH含量較初始狀態(tài)沒有顯著差異(>0.05), PA和PAB處理組的GSH含量顯著高于初始狀態(tài)(<0.05)。

圖5 銅藻抗氧化物含量變化

圖5b為不同光輻射處理下銅藻AsA含量隨時間的變化。銅藻初始狀態(tài)的AsA含量為12.522±1.530 μg/mg prot。隨著光輻射處理時間的增加, 3種處理下的AsA含量均顯著升高(<0.05), 分別升高至19.929±1.033、21.243±1.891、23.549±0.256 μg/mg prot。P和PA處理組的AsA含量沒有顯著差異(>0.05), PAB和PA處理組的AsA含量沒有顯著差異(>0.05), 但PAB處理組的AsA含量顯著高于P處理組(<0.05), 且PAB處理組的AsA含量最高。低光恢復240 min后, 各處理組的AsA含量較光輻射處理后無顯著差異(>0.05), 且都高于初始狀態(tài)。

3 討論

光合作用是藻類最基礎(chǔ)、最重要的生理活動, 能夠快速對紫外輻射(ultraviolet radiation, UVR)作出響應。紫外輻射一般直接作用于光合器官, 其中光系統(tǒng)Ⅱ(photosystemⅡ, PSII)對紫外輻射尤其是紫外線B(ultraviolet B, UVB)最為敏感, 受到的光抑制也最嚴重[29-30]。雖然高可見光能夠使藻類的光合活性降低, 電子傳遞速率減慢[31], 但是UV輻射對藻類的光抑制作用與高可見光相比更加嚴重。Fv/Fm是PSII的最大光化學量子產(chǎn)量, 它反映的是當所有PSII反應中心均處于開放態(tài)時的量子產(chǎn)量。藻類在非脅迫狀態(tài)下的Fv/Fm約為0.65[32]。當藻類受到環(huán)境脅迫時, Fv/Fm顯著下降。因此, Fv/Fm是研究光抑制或各種環(huán)境脅迫對光合作用影響的重要指標[33]。本研究中, 銅藻在強光處理下Fv/Fm降低, 紫外輻射加劇了這種脅迫, 3種輻射處理中脅迫程度依次為P

紫外線輻射對藻類的有害影響是眾所周知的, 包括紫外線(280～315 nm)對脫氧核糖核酸、核糖核酸和蛋白質(zhì)等分子靶標以及包括光合作用和生長在內(nèi)的生理過程的直接影響[35-36]。紫外線輻射對藻類的脅迫大多與活性氧(單線態(tài)氧“1O2”、超氧自由基“O2–”和過氧化氫“H2O2”)的產(chǎn)生相關(guān)[37], 這些產(chǎn)生的活性氧成分在體內(nèi)可以相互轉(zhuǎn)化, 協(xié)同作用,形成一個復雜的反應網(wǎng)絡, 因此, 大量活性氧自由基在藻體內(nèi)的生成及滯留被認為是紫外輻射對海藻產(chǎn)生毒性與傷害作用的主要緣故之一[38]。植物的葉綠體是ROS產(chǎn)生的重要部位。葉綠體光合電子傳遞系統(tǒng)是 ROS的一個重要來源。在光系統(tǒng)I(photosystem I, PSI)中, 葉綠素分子吸收能量后由基態(tài)上升到不穩(wěn)定的、高能的激發(fā)態(tài), 在從激發(fā)態(tài)向較低能量狀態(tài)轉(zhuǎn)變的過程中會發(fā)生電子的滲漏, 電子轉(zhuǎn)移到O2產(chǎn)生單線態(tài)氧1O2。在PSII中激發(fā)的三線態(tài)葉綠素分子與O2相互作用也產(chǎn)生1O2。UV輻射或強光脅迫引起的光抑制作用也會導致葉綠體內(nèi)活性氧成分的產(chǎn)生[39]。本研究中, 當銅藻遭受光輻射處理后,O2–、H2O2含量顯著升高, 紫外輻射加劇了藻體中活性氧產(chǎn)生, 且PAB處理比PA處理更能刺激藻體中活性氧的產(chǎn)生。MDA含量也因光輻射處理而增多, 且PAB處理組的MDA含量顯著高于P和PA處理組。這是由于紫外輻射期間活性氧成分的產(chǎn)生增加, 導致膜脂過氧化[40]。ABO-SHADY等[41]的研究發(fā)現(xiàn), 紫外輻射會增加綠球藻()中MDA含量, 與本研究結(jié)果一致。

為適應環(huán)境的改變, 藻類經(jīng)過長期進化, 形成了感應脅迫的系統(tǒng)和有效的防御機制—抗氧化系統(tǒng)[42], 以降低活性氧自由基對細胞的損害。在應對紫外輻射脅迫時, SOD通常作為抗氧化系統(tǒng)的第一道防線, 能催化細胞內(nèi)的超氧陰離子自由基(O2–)分解為過氧化氫和分子氧[43]。CAT在所有植物細胞中都存在, 它可以將過氧化氫迅速分解為水和氧氣[44]。POD在植物體的不同組織中廣泛存在, 是一種活性較高的適應性酶。一般來說, POD 可在逆境或衰老初期表達, 可以清除過氧化氫, 有效避免過氧化氫與有機過氧化物在藻類體內(nèi)的積累, 表現(xiàn)為保護效應, 為細胞活性氧保護酶系統(tǒng)的成員之一[45]。在本研究中, 光輻射處理后, 銅藻內(nèi)的SOD、POD、CAT活性和T-AOC均顯著增強, 加入紫外處理使這些抗氧化酶的活性進一步增強, 且PAB處理組的抗氧化酶活性比PA處理組更強, 說明PAB處理進一步刺激銅藻內(nèi)抗氧化酶的活性。AGUILERA等[46]研究發(fā)現(xiàn), 夏季由于可見光和紫外輻射增強, 藻類的光合活性增強, 產(chǎn)生高濃度的氧氣, 可能會增加氧化應激。隨著季節(jié)性變化, 在冰破裂后隨著水中光線的增高, 紅藻(Rhodo-phyta)和綠藻()礁膜中SOD和CAT活性增強, 顯示對UVR抵抗性的增強, 與本研究結(jié)果一致。由此可見, 藻類抗氧化狀態(tài)的增加與環(huán)境條件的變化有關(guān), 環(huán)境條件的變化促進了更高的光合活性, 從而導致更高水平的抗氧化應激。此外, 抗氧化物在清除活性氧中也發(fā)揮著重要作用。AsA和GSH是一類重要的抗氧化物質(zhì), 可直接同ROS反應, 將其還原, 又可作為酶的底物在活性氧的清除過程中扮演重要角色[47]。關(guān)于GSH的保護作用, 有觀點認為氧化型和還原型谷胱甘肽的總量下降, 但保持較高的GSH/GSSG(氧化型谷胱甘肽, Glutathiol, GSSG)比值。本研究中, 光輻射處理120 min后, 銅藻內(nèi)GSH含量顯著降低, 可能與此有關(guān)[48], 低光恢復240 min后, GSH含量顯著升高, 這可能是由于GSSG在谷胱甘肽還原酶(glutathione reductase, GR)的催化作用下被還原為GSH, 緩解氧脅迫、保護機體[49]。AsA含量在光輻射處理120 min后顯著增多, AsA通過傳遞電子給PSII, 保持電子的持續(xù)傳遞, 以減輕脅迫損傷的程度[50]。此外, 這可能說明GSH在銅藻清除活性氧中發(fā)揮的作用很小或者其對光輻射處理不敏感, 而AsA能夠作為有效的抗氧化活性物質(zhì)在活性氧清除反應中發(fā)揮更重要的抗氧化作用。AGUILERA等[46]調(diào)查了大西洋中22種不同藻類(包括紅藻(Rhodophyta)、綠藻(Chlorophyta)及褐藻(Phaeophyta))的抗氧化酶活性, 發(fā)現(xiàn)與其他種類的海藻相比, 某些褐藻中的酶活性普遍處于較低水平。而本研究發(fā)現(xiàn), 加入紫外處理后, 銅藻具有較高的SOD、POD、CAT活性, 這可能是紫外輻射脅迫誘導的結(jié)果, 是銅藻為了適應逆境條件變化的一種調(diào)節(jié)性反應, 能夠在一定程度上增強銅藻對紫外脅迫的抵抗力。

將處理后的藻體轉(zhuǎn)移到低光條件下, 銅藻內(nèi)MDA和H2O2含量仍保持較高含量, 但POD、CAT含量顯著下降, 這可能是因為脅迫造成了細胞膜脂過氧化程度加深。CAT主要清除光呼吸中產(chǎn)生的H2O2[51], 葉綠體中H2O2的清除是通過 HALLIWELL- ASADA途徑進行的[52], 這些H2O2可能要通過另外的途徑進行清除。SOD和AsA始終保持較高的值, 最終使得T-AOC與SOD及AsA的變化趨勢最為相似(輻射處理后顯著升高, 低光恢復后無顯著變化)。經(jīng)紫外脅迫的銅藻, SOD在整個過程中持續(xù)發(fā)揮作用。此外, AsA對銅藻抗氧化能力也具有重要貢獻, 大量合成AsA有助于銅藻應對脅迫環(huán)境, 最終使得銅藻的光合活性逐漸恢復。本研究中, PA、PAB處理后的藻體低光恢復速度慢于PAR處理后的恢復速度, 且PAB處理后的藻體恢復速度最慢。這說明PAB引起了更大程度的光損傷, 因此在低光恢復中恢復速度較慢。

綜上所述, 當銅藻遭受紫外損傷時, 體內(nèi)活性氧動態(tài)平衡遭到破壞, O2–、H2O2等活性氧成分大量積累, SOD、POD、CAT等抗氧化酶活性短時間內(nèi)快速上升, 同時機體迅速合成ASA等抗氧化物, 從而在活性氧清除反應中發(fā)揮作用。與UVA相比, UVB造成的氧化脅迫及對藻體抗氧化系統(tǒng)的激活具有更加顯著的作用。這種抗氧化應激響應的激活, 能夠快速修復紫外脅迫下的氧化脅迫, 這可能是漂浮銅藻適應海水表面高UVR輻射的一種保護機制。

[1] 畢遠新, 章守宇, 王偉定, 等.枸杞島銅藻垂直分布格局及成因分析[J].生態(tài)學報, 2014, 34(17): 4931- 4937.

BI Yuanxin, ZHANG Shouyu, WANG Weiding, et al.Vertical distribution pattern ofand its relationship with environmental factors around Gouqi Island[J].Acta Ecologica Sinica, 2014, 34(17): 4931-4937.

[2] TERAWAKI T, YOSHIKAWA K, YOSHIDA G, et al.Ecology and restoration techniques forbeds in the Seto Inland Sea, Japan[J].Marine Pollution Bulletin, 2003, 47(1): 198-201.

[3] DAVIS T A, VOLESKY B, VIEIRA R.sea-weed as biosorbent for heavy metals[J].Water Research, 2000, 34(17): 4270-4278.

[4] SFRISO A, FACCA C.Annual growth and environmental relationships of the invasive speciesandin the lagoon of Veni-ce[J].Estuarine Coastal and Shelf Science, 2013, 129: 162-172.

[5] TUSSENBROEK B V, HERNáNDEZ ARANA H A, RODRíGUEZ-MARTíNEZ R E.Severe impacts of brown tides caused bysppon near-shorecommunities[J].Marine Pollution Bulletin, 2017, 122: 272-281.

[6] BYEON S Y, OH H J, KIM S.The origin and population genetic structure of the ‘golden tide’ seaweeds,, in Korean waters[J].Scientific Reports, 2019, 9: 7757.

[7] MA J, WANG W, LIU X Y, et al.Zinc toxicity alters the photosynthetic response of red algato ocean acidification[J].Environmental Science and Pollution Research, 2020, 27: 3202-3212.

[8] VICTOR S, ADRIANA Z.Green and golden seaweed tides on the rise[J].Nature, 2013, 504: 84-88.

[9] CASELLE J E, DAVIS K, MARKS L M.Marine management affects the invasion success of a non-native species in a temperate reef system in California, USA[J].Ecology Letters, 2018, 21: 43-53.

[10] COOK E, PALYS J E.A fish kill coincident with denseaccumulation in a tropical bay[J].Bulletin of Marine Science, 2015, 91(4): 455-456.

[11] WILLIAMS A, FEAGIN R.as a natural solution to enhance dune plant growth[J].Environmental Management, 2010, 46(5): 738-747.

[12] XING Q G, GUO R H, WU L L, et al.High-resolution satellite observations of a new hazard of golden tides caused by floatingin winter in the Yellow Sea[J].IEEE Geoscience and Remote Sensing Letters, 2017, 14(10): 1815-1819.

[13] RUMYANTSEVA A, HENSON S, MARTIN A, et al.Phytoplankton spring bloom initiation: The impact of atmospheric forcing and light in the temperate North Atlantic Ocean[J].Progress in Oceanography, 2019, 178: 102202.

[14] QI L, HU C M, WANG M Q, et al.Floating algae blooms in the East China Sea[J].Geophysical Research Letters, 2017, 44: 11501-11509.

[15] TEDETTI M, SEMPéRé R.Penetration of ultraviolet radiation in the marine environment.A review[J].Photochemistry & Photobiology, 2010, 82(2): 389-397.

[16] 韓博平, 韓志國, 付翔.藻類光合作用機理與模型[M].北京: 科學出版社, 2003.

HAN Boping, HAN Zhiguo, FU Xiang.Mechanism and model of algal photosynthesis[M].Beijing: Science Press, 2003.

[17] NAN G N, ZHANG Q S, SHENG Z T, et al.Coordination between xanthophyll cycle and antioxidant system in(Sargassaceae, Phaeophyta) in response to high light and dehydration stresses[J].Journal of Applied Phycology, 2016, 28(4): 2587-2596.

[18] 陳善文, 武寶玕.藻類對UV-B增強的響應及其分子基礎(chǔ)(綜述)[J].暨南大學學報(自然科學與醫(yī)學版), 2000, 5: 88-94.

CHEN Shanwen, WU Baoxuan.Algal responses to enhanced UV-B and its mechanism on molecular level[J].Journal of Jinan University(Natural Science and Medicine Edition), 2000, 5: 88-94.

[19] WU H Y, COCKSHUTT A M, CAMPBELL M C A.Distinctive photosystem II photoinactivation and protein dynamics in marine diatoms[J].Plant Physiology, 2011, 156(4): 2184-2195.

[20] NISHIYAMA Y, YAMAMOTO H, ALLAKHVERDIEV S.Oxidative stress inhibits the repair of photodamage to the photosynthetic machinery[J].The EMBO Journal, 2014, 20(20): 5587-5594.

[21] APEL K, HIRT H.Reactive oxygen species: Metabolism, oxidative stress, and signal transduction[J].Annual Review of Plant Biology, 2004, 55(1): 373-399.

[22] NANDA R, AGRAWAL V.Elucidation of zinc and copper induced oxidative stress, DNA damage and activation of defence system during seed germination inVahl[J].Environmental and Experimental Botany, 2016, 125: 31-41.

[23] 宮慶禮, 王鵬, 王曉艷, 等.溫度對裙帶菜幼孢子體抗氧化系統(tǒng)的影響[J].中國海洋大學學報(自然科學版), 2016, 46(11): 91-98.

GONG Qingli, WANG Peng, WANG Xiaoyan, et al.Effect of temperature on antioxidant system of juvenileSporophyte[J].Periodical of Ocean University of China(Natural Science Edition), 2016, 46(11): 91-98.

[24] 宣慧, 佟少明, 侯和勝.高溫脅迫對海帶配子體生長和生理的影響[J].天津農(nóng)業(yè)科學, 2011, 17(2): 5-8.

XUAN Hui, TONG Shaoming, HOU Hesheng.Effects of high temperature stress on growth and physiology of gametophytes of[J].Tianjin Agricultural Sciences, 2011, 17(2): 5-8.

[25] 鹿寧, 臧曉南, 張學成, 等.高溫脅迫下不同龍須菜品系抗氧化能力的比較[J].武漢大學學報(理學版), 2010, 56(5): 570-577.

LU Ning, ZANG Xiaonan, ZHANG Xuecheng, et al.Comparison of antioxidant activities of different strains ofunder high-temperature stress[J].Journal of Wuhan University(Nature Science Edition), 2010, 56(5): 570-577.

[26] 馬茜, 王玉玨, 孫西艷, 等.光和溫度對兩種綠潮藻光合途徑及抗氧化功能的影響[J].海洋學報, 2020, 42(8): 21-29.

MA Qian, WANG Yuyu, SUN Xiyan, et al.Effects of light and temperature on the photosynthetic pathway and antioxidant function of two green tide species[J].Haiyang Xuebao, 2020, 42(8): 21-29.

[27] 詹冬梅, 吳海一, 侯和要, 等.漂浮銅藻室內(nèi)保存及海上越冬試驗[J].海洋湖沼通報, 2019, 2: 116-122.

ZHAN Dongmei, WU Haiyi, HOU Heyao, et al.Tentative indoor conservation and seawater overwintering of floating seaweed[J].Transactions of Oceanology and Limnology, 2019, 2: 116-122.

[28] FRANCESCO G, CHECCUCCI G, BORNMAN J F.Environmental UV radiation: impact on ecosystems and human health and predictive models[M].Netherlands: Springer, 2006.

[29] SPETEA C, HIDEG é, VASS I.The quinone electron acceptors are not the main sensitizers of UV-B induced protein damage in isolated photosystem II reaction centre and core complexes[J].Plant Science, 1996, 115(2): 207- 215.

[30] VASS I, TURCSáNYI E, TOULOUPAKIS E, et al.The mechanism of UV-A radiation-induced inhibition of pho-tosystem II electron transport studied by EPR and chlorophyll fluorescence[J].Biochemistry, 2002, 41(32): 10200-10208.

[31] 徐沙, 楊燕君, 許金鑄, 等.群體和單細胞微囊藻對短期高光脅迫的生理響應[J].水生生物學報, 2017, 41(2): 443-447.

XU Sha, YANG Yanjun, XU Jinzhu, et al.Colonial and single-celled form of microcystis to short-term high stress[J].Acta Hydrobiologica Sinica, 2017, 41(2): 443-447.

[32] KOLBER Z, FALKOWSKI Z P.Effects of growth irradiance and nitrogen limitation on photosynthetic energy conversion in photosystem II[J].Plant Physiology, 1988, 88(3): 923-929.

[33] 梁麗壯, 李曉燕, 胡雪.沙柳實際光化學效率與光合有效輻射日變化動態(tài)及其對環(huán)境因子的響應[J].華東森林經(jīng)理, 2020, 34(3): 1-8.

LIANG Lizhuang, LI Xiaoyan, HU Xue.Diurnal variation of actual photochemical efficiency and photosynthetic active radiation ofand its response to environmental factors[J].East China Forest Management, 2020, 34(3): 1-8.

[34] 周娜娜, 馮素萍, 高新生, 等.植物光合作用的光抑制研究進展[J].中國農(nóng)學通報, 2019, 35(15): 116-123.

ZHOU Nana, FENG Suping, GAO Xinsheng, et al.Research progress on photoinhibition of plant photosynthesis[J].Chinese Agricultural Science Bulletin, 2019, 35(15): 116-123.

[35] AGUILERA J, KARSTEN U, LIPPERT H, et al.Effects of solar radiation on growth, photosynthesis and respiration of marine macroalgae from the Arctic[J].Marine Ecology Progress Series, 1999, 191(10): 109- 119.

[36] BISCHOF K, HANELT D, WIENCKE C, et al.UV- effects on photosynthesis and related enzyme reactions of marine macroalgae[J].Planta, 2000, 211: 555-562.

[37] LESSER M P.Acclimation of phytoplankton to UV-B radiation: oxidative stress and photoinhibition of photosynthesis are not prevented by UV-absorbing compounds in the dinoflagellate[J].Marine Ecology Progress Series, 1996, 132(1/3): 287-297.

[38] MALANGA G, PUNTARULO S.Oxidative stress and antioxidant content inafter exposure to ultraviolet-B radiation[J].Physiologia Plantarum, 2010, 94(4): 672-679.

[39] FRYER M J, KEVIN O, MULLINEAUX P M, et al.Imaging of photo-oxidative stress responses in lea-ves[J].Journal of Experimental Botany, 2002, 372: 1249-1254.

[40] SABER H, EI-SHEEKH M M, IBRAHIM A, et al.Effect of UV-B radiation on amino acids profile, antioxidant enzymes and lipid peroxidation of some cyanobacteria and green algae[J].International Journal of Radiation Biology, 2020, 96: 1-30.

[41] ABO-SHADY A M, EI-SHEEKH M M, EI-NAGGAR A H.Effect of UV-B radiation on growth, photosynthetic activity and metabolic activities ofsp.[J].Annals of Microbiology, 2008, 58(1): 21-27.

[42] 李璇, 岳紅, 王升, 等.影響植物抗氧化酶活性的因素及其研究熱點和現(xiàn)狀[J].中國中藥雜志, 2013, 38(7): 973-978.

LI Xuan, YUE Hong, WANG Sheng, et al.Research of different effects on activity of plant antioxidant enzy-mes[J].China Journal of Chinese Materia Medica, 2013, 38(7): 973-978.

[43] GRENE A R, NEVAL E, HEATH L S.Role of superoxide dismutases (SODs) in controlling oxidative stress in plants[J].Journal of Experimental Botany, 2002, 372: 1331-1341.

[44] 尹永強, 胡建斌, 鄧明軍.植物葉片抗氧化系統(tǒng)及其對逆境脅迫的響應研究進展[J].中國農(nóng)學通報, 2007, 1: 105-110.

YIN Yongqiang, HU Jianbin, DENG Mingjun.Latest development of antioxidant system and responses to stress in plant leaves[J].Chinese Agricultural Science Bulletin, 2007, 1: 105-110.

[45] ZHANG J, KIRKHAM M B.Drought-stress-induced changes in activities of superoxide dismutase, catalase, and peroxidase in wheat species[J].Plant and Cell Physiology, 1993, 35(5): 785-791.

[46] AGUILERA J, BISCHOF K, KARSTEN U.Seasonal variation in ecophysiological patterns in macroalgae from an Arctic fjord.II.Pigment accumulation and biochemical defence systems against high light stress[J].Marine Biology, 2002, 140(6): 1087-1095.

[47] 張容芳, 唐東山, 劉飛.藻類抗氧化系統(tǒng)及其對逆境脅迫的響應[J].環(huán)境科學與管理, 2011, 36(12): 21-25.

ZHANG Rongfang, TANG Dongshan, LIU Fei.Algae antioxidant system and its influence on stress[J].Environmental Science and Management, 2011, 36(12): 21-25.

[48] SGHERRI C L M, LOGGIM B, BOCHICCHIO A, et al.Antioxidant system in Boea hygroscopica: changes in response to desiccation and rehydration[J].Phytoche-mistry, 1994, 37(2): 377-381.

[49] 程華, 李琳玲, 常杰, 等.植物抗氧化酶的研究進展[C]// 園藝學進展(第八輯)—中國園藝學會第八屆青年學術(shù)討論會暨現(xiàn)代園藝論壇論文集.上海: 上海交通大學出版社, 2008.

CHENG Hua, LI Linling, CHANG Jie, et al.Research progress of plant antioxidant enzymes[C]// Progress in horticulture (Part 8) —Proceedings of the 8th Youth Symposium and Modern Horticultural Forum of Chinese Horticultural Society.Shanghai: Shanghai Jiao-tong Uni-versity Press, 2008.

[50] TOTH S Z, NAGY V, PUTHUR J T, et al.The physiolo-gical role of a-scorbate as photosystem ll electron donor: protection against pho-toinactivation in heat-stressed leaves[J].Plant Physiology, 2011, 156(1): 382-392.

[51] WILLEKENS H, LANGEBARTELS C, TIRE C, et al.Differential expression of catalase genes in(L.)[J].Proceedings of the National Academy of Sciences, 1994, 91(22): 10450-10454.

[52] 陳立松, 劉星輝.水分脅迫對龍眼幼苗葉片膜脂過氧化及內(nèi)源保護體系的影響[J].武漢植物學研究, 1999, 2: 105-109.

CHEN Lisong, LIU Xinghui.Effects of water stress on leaf membrane lipid peroxidation and endogenous protection system in longan young seedlings[J].Journal of Wuhan Botanical Research, 1999, 2: 105-109.

Anti-oxidative stress response ofto UV radiation exposure

LI Ling-xue1, YAN Fang1, 2, WU Hong-yan1, 2, ZANG Sha-sha1, 2, JIANG Xiao-tong1, LI Bao-qi1, LV Zheng-zheng1, XU Zhi-guang1, 2

(1.School of Life Sciences, Ludong University, Yantai 264025, China; 2.Key Laboratory of Marine Biotechnology in Universities of Shandong, Ludong University, Yantai 264025, China)

; UVR; photosynthetic activity; oxidative stress response

The enhancement of ultraviolet radiation (UVR) usually leads to the production of reactive oxygen species in algae, thus damaging the photosynthetic organs of algae and causing algae photoinhibition.golden tide frequently broke out in many parts of the world in recently years.When the golden tide forms, the algae drifting on the sea surface would receive more UVR, but the physiological mechanism of the golden tide algae to cope with this UVR stress is still unclear.In this study,, the species responsible for the Golden tide in China, was selected as the research object and was introduced to three distinct radiation treatments of P (PAR, photosynthetic active radiation, 400–700 nm, 200 W/m2), PA (PAR+UVA, 320–400 nm) and PAB (PAR+UVA+UVB, 280–700 nm) implemented by the laboratory set solar simulator, to investigate the photosynthetic activity and the anti-oxidative stress response of this algae to the UVR exposure.The results demonstrated that the photosynthetic activity of algae was inhibited by all three radiation treatments, emulated by the decline in the maximum photochemical quantum yield (Fv/Fm) with radiation period, which included the decreasing degree of PAB>PA>P.During the following recovery of low light (PAR, 2.0 W/m2), Fv/Fmof algae recovered gradually.Correspondingly, the contents of the O2–, H2O2(reactive oxygen species, ROS) and the MDA (product of membrane lipid peroxidation) in the algae exposed to UVR increased significantly under the PAB treatment demonstrating a higher proportion in comparison to the PA treatment.Additionally, such UVR-induced high levels of the O2–, H2O2,and the MDA was sustained till the low-light recovery process.The antioxidant enzymatic activities of the SOD, CAT, and the POD, along with the AsA capacity, also significantly rose from the initial respective radiation treatments.However, during the low light recovery process, the CAT and the POD activity declined, but no such decrease was measured in the SOD and the AsA activity, illustrating that the total antioxidant capacity (T-AOC) of the algae sustained a comparatively higher level throughout the culture.During both the respective radiation treatments and the low light recovery process, the UVR, including the UVA and the UVB, exhibited substantive elevation in the accumulation of the oxidases, antioxidants, and the T-AOC, with the highest values measured under the PAB treatment.The innovation of this study is that for the first time, the anti-oxidative stress responses of golden tide algae under UVR stress have been systematically and comprehensively explored, which would provide important data support for revealing the physiological mechanism of adaption to drifting in.

[Shandong Provincial Natural Science Foundation, Nos.ZR2020MD092, ZR2019MC015, ZR2020QC025]

Jul.13, 2021

P735

A

1000-3096(2022)03-0081-12

10.11759/hykx20210713001

2021-07-13;

2021-09-27

山東省自然科學基金項目(ZR2020MD092; ZR2019MC015; ZR2020QC025)

李凌雪(1997—), 女, 山東日照人, 碩士研究生, 主要從事藻類生理生態(tài)相關(guān)研究, E-mail: 1054135191@qq.com; 徐智廣(1977—), 通信作者, E-mail: bigwide@163.com

(本文編輯: 譚雪靜)