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    基于MMR缺陷的高頻突變食源性沙門氏菌環(huán)丙沙星耐藥機(jī)制

    2021-12-03 09:25:30楊保偉盛煥精李怡瀾施春雷史賢明肖英平
    食品科學(xué) 2021年22期
    關(guān)鍵詞:沙門氏菌檢出率耐藥

    王 銀,楊保偉,盛煥精,李怡瀾,施春雷,史賢明,肖英平,楊 華

    (1.西北大學(xué)食品科學(xué)與工程學(xué)院,陜西 西安 710069;2.上海交通大學(xué)農(nóng)業(yè)與生物學(xué)院,中美食品安全聯(lián)合研究中心,上海 200240;3.西北農(nóng)林科技大學(xué)食品科學(xué)與工程學(xué)院,陜西 楊凌 712100;4.浙江省農(nóng)業(yè)科學(xué)院農(nóng)產(chǎn)品質(zhì)量標(biāo)準(zhǔn)研究所,浙江省植物有害生物防治省部共建國家重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室培育基地,浙江 杭州 310021)

    沙門氏菌(Salmonella)是一類典型的人畜共患病的食源性致病菌,約有94%的沙門氏菌感染通過食品傳播[1-2]。畜牧養(yǎng)殖及臨床治療中抗生素的濫用會(huì)加速多重耐藥沙門氏菌的出現(xiàn),這些多重耐藥沙門氏菌同時(shí)也會(huì)通過食物鏈及動(dòng)物性產(chǎn)品的消費(fèi)進(jìn)一步在人群中傳播。有研究推測,若按現(xiàn)今發(fā)展趨勢,預(yù)計(jì)到2050年全球范圍內(nèi)因多重耐藥細(xì)菌感染會(huì)引起1 000萬 人死亡,經(jīng)濟(jì)損失將高達(dá)100萬億 美元[1]。因此,多重耐藥沙門氏菌的廣泛傳播將給全球范圍內(nèi)公眾健康及食品安全帶來嚴(yán)重危害[3]。

    細(xì)菌中抗生素作用位點(diǎn)的編碼基因突變以及抗性基因水平轉(zhuǎn)移是引起多重耐藥的最主要原因[4]。在自然狀態(tài)下,細(xì)菌的自發(fā)突變頻率約在1×10-9~1×10-8之間,凡是突變頻率超過自然狀態(tài)下自發(fā)突變頻率1 000 倍的菌株就被認(rèn)為是高頻突變子[5-6]。相較于野生型菌株,高頻突變子明顯具有更高的突變頻率、基因水平轉(zhuǎn)移能力與多重耐藥及高水平耐藥能力[4,6]。研究表明,引起細(xì)菌發(fā)生高頻突變的原因有很多,例如環(huán)境壓力、抗生素脅迫、SOS應(yīng)答系統(tǒng)等,但細(xì)菌高頻突變子的形成主要與其甲基導(dǎo)向錯(cuò)配修復(fù)(methyl-directed mismatch repair,MMR)系統(tǒng)中的任一主要功能基因(mutS、mutH、mutL和uvrD)突變有關(guān)[7-9]。MMR系統(tǒng)是一種常見的DNA錯(cuò)配修復(fù)系統(tǒng),其主要功能是通過識(shí)別錯(cuò)配DNA,并對(duì)在DNA合成過程中錯(cuò)配的位點(diǎn)進(jìn)行剪切與替換,修復(fù)兩個(gè)堿基以上的缺失或插入,保障細(xì)菌在DNA合成過程中的忠實(shí)性[10]。MutS、MutL、MutH和UvrD是MMR系統(tǒng)中最主要的4 種功能蛋白,任一蛋白突變則會(huì)增加細(xì)菌突變及重組頻率。針對(duì)MMR突變/缺失與細(xì)菌高突變頻率與耐藥能力間關(guān)系的報(bào)道表明,MMR缺陷型高頻突變子細(xì)菌完整性和穩(wěn)定性被破壞,其突變頻率及同源基因間片段相互交換、轉(zhuǎn)移的幾率大幅升高,易出現(xiàn)新的耐藥表型及強(qiáng)耐藥能力[11]。相關(guān)研究發(fā)現(xiàn)大腸桿菌(Escherichia coli)、結(jié)核桿菌(Mycobacterium tuberculosis)、陰溝腸桿菌(Enterobacter cloacae)以及金黃色葡萄球菌(Staphylococcus aureu)中高頻突變子的突變頻率均與MMR系統(tǒng)功能的缺失呈正相關(guān)[12-16]。除此之外,MMR缺陷也會(huì)對(duì)細(xì)菌耐藥相關(guān)基因(例如抗生素結(jié)合靶點(diǎn)、外排泵系統(tǒng)和膜蛋白編碼基因)的表達(dá)產(chǎn)生影響[7,16-21]。

    氟喹諾酮類抗生素廣泛應(yīng)用于沙門氏菌感染的臨床治療。細(xì)菌對(duì)氟喹諾酮類抗生素耐藥性主要與喹諾酮耐藥決定區(qū)(quinolone resistance determining region,QRDR)中氨基酸突變及acrAB-tolC、oqxAB外排泵基因表達(dá)水平有關(guān)[13,22-23]。MMR系統(tǒng)缺陷與細(xì)菌突變頻率、藥敏性以及基因突變能力密切相關(guān),但其對(duì)沙門氏菌高頻突變子突變頻率及環(huán)丙沙星(ciprofloxacin,CIP)敏感性的影響及作用機(jī)制仍尚未可知。

    因此,本研究通過探究MMR缺陷的沙門氏菌高頻突變子突變頻率、CIP最小抑菌濃度(minimum inhibitory concentration,MIC)與耐藥基因表達(dá)差異間的關(guān)系,揭示MMR缺陷對(duì)食源性沙門氏菌高頻突變子CIP耐藥性的影響及調(diào)控機(jī)制,旨在為降低沙門氏菌高頻突變子的傳播,保障食品及公共衛(wèi)生安全提供新思路及理論依據(jù)。

    1 材料與方法

    1.1 材料與試劑

    1.1.1 菌株

    90 株沙門氏菌高頻突變子,為前期研究中Wang Yin等[24]篩選自本實(shí)驗(yàn)室保存的2007—2010年在我國北京、上海、福建、河南、四川、廣東、廣西、陜西等地各類零售食品(雞肉、豬肉、羊肉、牛肉、魚、涼拌菜、速凍水餃)中分離出的1 264 株沙門氏菌[24]。E.coliATCC 25922及E.faecalisATCC 29212為本實(shí)驗(yàn)室保存?;パa(bǔ)實(shí)驗(yàn)中攜帶野生型mutH、mutL、mutS及uvrD基因的供體質(zhì)粒NR9931、NR9932、NR9933及NR9934由美國馬里蘭大學(xué)(College Park, MD, USA)提供。

    1.1.2 培養(yǎng)基

    LB(Luria-Bertani)瓊脂、LB肉湯、MHA(Mueller Hinton)瓊脂 美國BD公司。

    1.1.3 抗生素

    萘啶酮酸(nalidixic acid,NAL)、CIP、利福平(rifampicin,RIF)、氨芐西林(ampicillin,AMP)(均為分析純) 美國Sigma公司。

    1.1.4 引物

    MMR關(guān)鍵蛋白編碼基因(mutS、mutH、mutL、uvrD)、喹諾酮及氟喹諾酮耐藥相關(guān)基因(gyrA、gyrB、acrA、acrB、ompF、parC、parE、tolC、marA、marR、acrE、ompR、soxS、hilA、dnaQ)聚合酶鏈?zhǔn)椒磻?yīng)(polymerase chain reaction,PCR)及實(shí)時(shí)PCR(realtime PCR)擴(kuò)增引物均由北京奧科鼎盛生物科技有限公司合成(表1)。

    續(xù)表1

    1.1.5 試劑

    CCMB80 buffer、30%甘油、75%乙醇、rTaq(TaKaRa)、十二烷基硫酸鈉(sodium dodecyl sulfonate,SDS)、5×TBE緩沖液、TaKaRa MiniBEST Bacteria Genomic DNA Extraction Kit Ver.3.0、PrimeScript RT reagent Kit、SYBR Premix ExTaqTMII、LATaqTMDNA Polymerase、rTaqTMDNA Polymerase、DL2000 DNA Marker 寶生物工程(大連)有限公司;細(xì)菌總RNA提取試劑盒RNA Purification Bacteria Kit 天根生化科技有限公司。

    1.2 儀器與設(shè)備

    Mycycler PCR儀、DNA電泳和凝膠成像系統(tǒng)、Gene Pulser Xcell電轉(zhuǎn)儀、電擊杯、iQ5 real-time PCR儀 美國Bio-Rad公司;GF16RX高速低溫冷凍離心機(jī) 日本Hitachi公司;核酸蛋白測定儀 杭州奧盛儀器有限公司;Milli-Q純水儀 法國Millpore公司;磁力加熱攪拌器美國Fisher公司;-80 ℃超低溫冰箱 日本Sanyo公司;百分之一天平、萬分之一天平 德國賽多利斯公司;立式壓力蒸汽滅菌器 上海申安高壓儀器設(shè)備有限公司;隔水式恒溫培養(yǎng)箱 北京科偉實(shí)驗(yàn)儀器有限公司;移液器、高速離心機(jī) 德國Eppendorf公司;生物安全柜美國Labgard公司;超凈工作臺(tái) 蘇州凈化設(shè)備有限公司。

    1.3 方法

    1.3.1 突變頻率測定

    高頻突變子突變頻率測定依據(jù)Wang Yin等[24]方法進(jìn)行。具體如下:將待測菌株活化后挑取單菌落接種于5 mL滅菌LB肉湯培養(yǎng)基中,37 ℃、100 r/min過夜培養(yǎng)。取100 μL菌懸液按103~106進(jìn)行梯度稀釋,分別取100 μL稀釋液涂布于LBrif(RIF 100 μg/mL)、LBnal(NAL 20 μg /mL)及LB平板上,37 ℃培養(yǎng)18~24 h。計(jì)數(shù)后根據(jù)濃度梯度換算原液中可生長菌落數(shù),每株菌3 個(gè)平行。突變頻率(f)計(jì)算公式如下:

    式中:fR為RIF篩選下的突變頻率;fN為NAL篩選下的突變頻率;CR為換算后原液中可在RIF平板上生長菌落數(shù);CN為換算后原液中可在NAL平板上生長菌落數(shù);CB為換算后原液中菌落數(shù)。

    當(dāng)fR或/和fN大于10-6則為高頻突變子。

    1.3.2 CIP的MIC測定

    CIP對(duì)高頻突變子的MIC采用美國國家臨床實(shí)驗(yàn)室標(biāo)準(zhǔn)化委員會(huì)(Clinical and Laboratory Standards Institution,CLSI)推薦使用的瓊脂稀釋法測定[25]。CIP質(zhì)量濃度為2、4、8、16、32、64 μg/mL和128 μg/mL。E.coliATCC 25922和E.faecalisATCC 29212為標(biāo)準(zhǔn)質(zhì)控菌。

    1.3.3 MMR關(guān)鍵蛋白編碼基因及耐藥相關(guān)編碼基因突變檢測

    采用普通PCR檢測MMR關(guān)鍵蛋白編碼基因及耐藥相關(guān)編碼基因,引物如表1所示。使用TaKaRa MiniBEST Bacteria Genomic DNA Extraction Kit制備DNA模板,PCR體系為50 μL:上、下游引物各0.6 μmol/L,rTaq或LATaq酶2.5 U,DNA模板500 ng。反應(yīng)條件:94 ℃預(yù)變性10 min;94 ℃變性1 min,相應(yīng)退火溫度下退火1 min,72 ℃延伸1 min,35 個(gè)循環(huán);72 ℃延伸10 min,退火溫度由相應(yīng)基因的引物序列決定。取5 μL PCR產(chǎn)物經(jīng)1%凝膠電泳后于凝膠成像檢測。將PCR產(chǎn)物送至上海桑尼生物科技有限公司測序,測序結(jié)果采用在線比對(duì)軟件BLAST進(jìn)行分析比對(duì)(http://www.ncbi.nlm.nih.gov/BLAST/)。

    1.3.4 互補(bǔ)實(shí)驗(yàn)

    依據(jù)前期研究(血清型:Salmonellaenteritidis;采樣類型:冰鮮雞翅;采樣地點(diǎn):陜西西安楊凌;采樣時(shí)間:2010年;耐藥譜:AMP-AMC-TCY-SXT-FIS-TMPNAL)篩選103D2作為受體菌[24]。103D2為UvrD(Val 440 Ala)突變及MutS沉默突變型高頻突變子。采用電轉(zhuǎn)化法將攜帶野生型mutH、mutL、mutS及uvrD基因的質(zhì)粒轉(zhuǎn)入感受態(tài)103D2中,通過含有100 μg/mL AMP的LB平板篩選轉(zhuǎn)化后陽性克隆[7],并分別命名為103D2:P-mutH、103D2:P-mutL、103D2:P-mutS和103D2:P-uvrD。

    1.3.5 real-time PCR分析

    互補(bǔ)菌株耐藥相關(guān)基因表達(dá)水平采用real-time PCR法進(jìn)行測定,引物如表1所示。方法如下:分別取5 μL 103D2、103D2:P-mutL、103D2:P-mutS、103D2:P-mutH和103D2:P-uvrD過夜培養(yǎng)菌懸液,轉(zhuǎn)接至20 mL含有CIP(2 μg/mL)的LB液體培養(yǎng)基中,37 ℃、150 r/min培養(yǎng)8 h。采用試劑盒對(duì)總RNA提取及反轉(zhuǎn)錄,通過Nano 200核酸蛋白測定儀測定cDNA含量及質(zhì)量。反應(yīng)體系為25 μL:12.5 μL 1×SYBR Premix ExTaqII,上、下游引物各0.4 μmol/L,cDNA 100 ng,ddH2O 8.5 μL。反應(yīng)在Bio-Rad iQ5 Multicolor Real-time PCR System進(jìn)行,運(yùn)行條件為:95 ℃預(yù)變性30 s;95 ℃變性5 s,相應(yīng)退火溫度退火30 s,40 個(gè)循環(huán);60 ℃延伸30 s。每個(gè)基因每個(gè)菌株做3 次平行,以gyrB基因?yàn)閮?nèi)參基因[26],以等量無核酸酶水替代RNA為無模板對(duì)照進(jìn)行質(zhì)控,采用2-ΔΔCt方法,進(jìn)行不同基因在mRNA水平相對(duì)表達(dá)量差異分析[26-27]。

    1.4 數(shù)據(jù)統(tǒng)計(jì)分析

    利用SPSS ver.19.0軟件進(jìn)行數(shù)據(jù)處理,mut基因缺陷與QRDR突變及CIP MIC間相關(guān)性分析采用χ2檢驗(yàn)或Fisher精確檢驗(yàn),組內(nèi)變化采用單因素方差分析,103D2與4 種互補(bǔ)菌株中耐藥相關(guān)基因表達(dá)差異采用GLM程序進(jìn)行方差分析,P<0.05,差異顯著?;パa(bǔ)菌株與耐藥相關(guān)基因表達(dá)差異、突變頻率間的關(guān)系則采用R軟件包進(jìn)行分析[28]。

    2 結(jié)果與分析

    2.1 沙門氏菌高頻突變子CIP藥敏性及耐藥相關(guān)基因突變

    90 株沙門氏菌高頻突變子中有89 株(98.9%)對(duì)CIP耐藥,其中CIP MIC為4 μg/mL共4 株(4.4%),MutS突變1 株(33.3%);16 μg/mL共16 株(17.8%),其中MutS突變11 株(68.8%);32 μg/mL共32 株(35.5%),其中MutS突變11 株(34.4%);64 μg/mL 29 株(32.2%),其中MutS突變17 株(58.6%);128 μg/mL 9 株(10.0%),其中MutS突變9 株(100.0%)。通過CIP對(duì)高頻突變子MIC及MutS突變關(guān)聯(lián)分析發(fā)現(xiàn),除CIP MIC為16 μg/mL以外,MutS突變檢出率隨著CIP MIC升高而增加(P<0.05),表明沙門氏菌高頻突變子MutS缺陷與CIP耐藥性具有潛在相關(guān)性(圖1)。

    圖1 不同CIP MIC下超級(jí)突變子MutS突變情況Fig.1 Distribution of MutS mutation among different CIP MICs

    測序結(jié)果表明,沙門氏菌高頻突變子中GyrA及ParC蛋白發(fā)生突變的菌株分別為53 株(58.9%)及69 株(76.7%),所有GyrA突變均含有87位氨基酸突變(Asp 87 Asn或Asp 87 Gly),ParC突變均含有80位氨基酸突變(Ser 80 Arg),少數(shù)菌株還含有ParC 57位氨基酸突變(Thr 57 Ser)及GyrA 83(Ser 83 Phe)、89位氨基酸突變(IIe 89 Val)(表2)。

    表2 90 株沙門氏菌高頻突變子QRDRs氨基酸突變Table 2 Amino acid substitutions in QRDRs of 90 Salmonella hypermutators

    2.2 突變頻率與MMR突變及QRDR突變關(guān)聯(lián)分析

    90 株高頻突變子中,49 株(54.4%)MMR系統(tǒng)中主要功能蛋白MutS突變(MutS-),且這49 株突變位點(diǎn)均為Val 246 Ala突變。在49 株MutS突變株中,GyrA及ParC突變檢出率分別為67.3%(33 株)及87.6%(43 株);在MutS未突變菌株中,GyrA及ParC突變檢出率分別為48.8%(20 株)及63.4%(26 株),其中ParC在MutS突變和未突變株中突變檢出率具有顯著性差異(圖2、表3)。

    圖2 GyrA、ParC突變檢出率與MutS突變間的關(guān)系Fig.2 Relationship between MutS mutation and GyrA and ParC mutation

    使用RIF篩選時(shí),沙門氏菌高頻突變子突變頻率分布在4.05×10-8~2.37×10-1之間,使用NAL篩選時(shí)突變頻率分布在1.34×10-1~9.71×10-1之間,絕大多數(shù)菌株分布在10-4~10-1之間。MutS突變檢出率隨著突變頻率升高而增加,且具有顯著差異(P=0.018)(圖3、表3)。不同突變頻率下gyrA(P=0.986)與parC(P=0.417)突變檢出率,以及不同CIP MIC下,gyrA(P=0.865)與parC(P=0.164)突變檢出率并未發(fā)現(xiàn)具有顯著差異。

    圖3 不同突變頻率下高頻突變子MutS突變情況Fig.3 Distribution of MutS mutation among different mutation frequencies

    表390 株沙門氏菌高頻突變子CIP MIC、QRDR突變、RIF篩選突變頻率及MutS突變分布Table 3 CIP MICs against and QRDR mutation, rifampin mutation frequency, and MutS mutation of 90 Salmonella hypermutators

    2.3 互補(bǔ)實(shí)驗(yàn)

    攜帶野生型mutH、mutL、mutS及uvrD基因的質(zhì)粒轉(zhuǎn)入103D2,互補(bǔ)前后耐藥相關(guān)基因?qū)?yīng)的氨基酸突變情況并未發(fā)現(xiàn)變化(數(shù)據(jù)未顯示)。RIF篩選下103D2突變頻率((4.05±0.589)×10-8)與4 株互補(bǔ)菌株間突變頻率((3.87±0.387)×10-8~(4.13±0.150)×10-8)并沒有顯著變化(P>0.05)。而NAL篩選下103D2:P-mutL突變頻率((3.99±0.189)×10-1)、103D2:P-uvrD突變頻率((3.97±0.27)×10-1)及103D2:P-mutS突變頻率((5.34±0.378)×10-1)均顯著下降(表4)。雖然CIP MIC由5 μg/mL(103D2)降至3.75 μg/mL(103D2:P-mutS、103D2:P-uvrD),但統(tǒng)計(jì)學(xué)分析并無顯著差異(表4)。

    表4103 D2和互補(bǔ)菌株突變頻率及CIP MIC變化Table 4 Mutation frequencies of and CIP MICs against 103D2 and its four transformants

    2.4 real-time PCR分析

    除gyrA、hilA、acrA、dnaQ及soxS以外,互補(bǔ)菌株在其他耐藥相關(guān)基因的表達(dá)與103D2具有顯著差異(P<0.05)(表5、圖4)。其中tolC(外排泵基因)與marA(多重耐藥相關(guān)轉(zhuǎn)錄激活因子)在互補(bǔ)前后表達(dá)量具有極顯著差異(P<0.01)。103D2:P-mutH中acrE、parC、tolC、marR及mutT基因表達(dá)顯著上調(diào),acrB、marA、ompF及ompR基因顯著下調(diào),其中parC、tolC及hilA基因表達(dá)主要受mutH互補(bǔ)影響(表5、圖4)。103D2:P-mutL中acrB、ompF、tolC及mutT基因表達(dá)顯著上調(diào),parC及marA基因表達(dá)顯著下調(diào),其中parC、hilA及soxS表達(dá)主要受mutL互補(bǔ)影響(表5、圖4)。103D2:P-mutS中acrE、tolC、marR及ompR基因表達(dá)顯著上調(diào),acrB、parC及marA基因表達(dá)顯著下調(diào),其中ompF、acrB及acrE表達(dá)主要受mutS互補(bǔ)影響(表5、圖4)。103D2:P-uvrD中parE及marR基因表達(dá)顯著上調(diào),tolC、marA、ompR及ompF基因表達(dá)顯著下調(diào),其中marA主要受uvrD互補(bǔ)影響(表5、圖4)??傮w來看,對(duì)103D2進(jìn)行互補(bǔ)后,marA基因表達(dá)量顯著下調(diào)。除103D2:P-uvrD外,其余互補(bǔ)株在互補(bǔ)后tolC基因表達(dá)顯著上調(diào)。

    表5 103D2及互補(bǔ)菌株耐藥相關(guān)基因表達(dá)差異Table 5 Differential expression levels of antibiotic resistant genes in 103D2 and its four transformants

    圖4 mut基因轉(zhuǎn)入對(duì)耐藥相關(guān)基因表達(dá)的影響Fig.4 Effect of exogenous mut genes on the expression of antibiotic resistance genes

    在103D2及其互補(bǔ)株中,tolC及acrA表達(dá)量與CIP MIC顯著正相關(guān),而tolC表達(dá)與突變頻率(NAL、RIF)間并無明顯相關(guān)性。acrA表達(dá)與NAL篩選下突變頻率正相關(guān),與RIF篩選下突變頻率負(fù)相關(guān)。ompF、ompR與RIF篩選下突變頻率顯著正相關(guān)。marR表達(dá)與CIP MIC負(fù)相關(guān),但與突變頻率(NAL、RIF)間并無明顯相關(guān)性。不同基因間,marR與acrA、marA、acrB及parE均負(fù)相關(guān),與其他基因間未有明顯正相關(guān)(圖5)。

    圖5 103D2及其互補(bǔ)株中耐藥相關(guān)基因表達(dá)、突變頻率及CIP MIC相關(guān)性分析Fig.5 Correlation between antibiotic resistance genes and mutation frequency of and CIP MIC against 103D2 and its four transformants

    3 討論與結(jié)論

    NAL或RIF篩選下,細(xì)菌的突變頻率在4×10-8~4×10-7之間為弱突變子,突變頻率≥4×10-7為強(qiáng)突變子[29-30]。本研究中90 株食源性沙門氏菌中除1 株在RIF篩選下為弱突變子,其余為強(qiáng)突變子,在NAL篩選下均為強(qiáng)突變子。而國內(nèi)外有關(guān)沙門氏菌[5]、結(jié)核桿菌(M.tuberculosis)[28]、肺炎克雷伯菌(Klebsiella pneumoniae)[17]、E.coli[16,21,29]、陰溝腸桿菌(E.cloacae)[14]及金黃色葡萄球菌(S.aureus)[28]類似研究中,強(qiáng)突變子檢出率均低于弱突變子。導(dǎo)致結(jié)果差異的主要原因可能是:1)菌株種屬不同;2)菌株來源地不同,菌株來源國家、地點(diǎn)及環(huán)境不同會(huì)導(dǎo)致其生理特性產(chǎn)生差異;3)菌株采樣樣品不同,相似研究中絕大多數(shù)供試菌株分離自人類臨床感染,而本研究供試菌株均分離自食品。因此,盡管突變頻率篩選方法一樣或者類似,突變頻率分布也有差異[19,31-32]。

    研究并未發(fā)現(xiàn)沙門氏菌高頻突變子的突變頻率與CIP MIC間顯著相關(guān),早前研究也有類似結(jié)論[17]。然而也有相關(guān)研究發(fā)現(xiàn)突變頻率的小幅增加便可顯著提高氟喹諾酮類抗生素對(duì)細(xì)菌的MIC[14,16,28,33]。除MMR系統(tǒng)外,細(xì)菌細(xì)胞內(nèi)還有很多自修復(fù)系統(tǒng)及應(yīng)答系統(tǒng)(例如SOS系統(tǒng)、直接修復(fù)、切除修復(fù)、堿基切除修復(fù)等),均可以阻止細(xì)菌細(xì)胞自發(fā)突變頻率及耐藥性增加[31]。雖然有研究表明SOS修復(fù)系統(tǒng)對(duì)降低細(xì)菌對(duì)喹諾酮類藥物敏感性及突變頻率影響非常有限,但其他修復(fù)系統(tǒng)仍可以一定程度上降低由MMR系統(tǒng)缺陷引起的突變頻率及氟喹諾酮類抗生素敏感性升高[9]。

    前期Salmonella、E.coli及M.tuberculosis高頻突變子相關(guān)研究發(fā)現(xiàn)MMR系統(tǒng)缺陷可顯著提高細(xì)菌突變頻率,增加抗生素作用靶位點(diǎn)基因突變或影響耐藥相關(guān)基因表達(dá)(例如:外排泵激活、外膜蛋白改變),從而使突變子耐藥表型增加耐藥能力增強(qiáng)[12,17,33-34]。細(xì)菌氟喹諾酮類抗生素耐藥性主要與喹諾酮耐藥決定區(qū)中GyrA、GyrB、ParC及ParE蛋白突變有關(guān)[28,35-36]。盡管本研究在突變頻率與CIP MIC間、突變頻率與QRDR突變檢出率間和CIP MIC與QRDR突變檢出率間并沒有發(fā)現(xiàn)顯著的相關(guān)性,但MutS缺陷型高頻突變子中QRDR突變檢出率顯著高于MutS正常的突變子(表3)。由此可以發(fā)現(xiàn)MMR缺陷的確能提高耐藥相關(guān)蛋白突變頻率,從而影響細(xì)菌耐藥性。

    國內(nèi)外大量研究表明,mutS、mutH、mutL及uvrD缺陷是細(xì)菌產(chǎn)生高頻突變表型及高水平耐藥的最主要因素[14,17-18,20,28,37-40]。本研究中野生mut基因轉(zhuǎn)入高頻突變子103D2后,NAL篩選下突變頻率顯著降低(表4)。Sheng Huanjing[13]及Yang Baowei[8]等研究發(fā)現(xiàn),向MMR缺陷型Salmonella和E.coli高頻突變子中轉(zhuǎn)入野生mut基因后,其突變頻率顯著降低,這與本研究結(jié)果相似。然而RIF篩選條件下103D2互補(bǔ)菌株突變頻率并沒有顯著降低,主要原因可能是:1)前期類似研究中菌株RIF篩選下突變頻率在10-7~10-5之間,遠(yuǎn)高于本研究中103D2 RIF篩選下突變頻率10-8。因此盡管互補(bǔ)野生mut基因后103D2突變頻率有所降低,但由于數(shù)值較小,統(tǒng)計(jì)學(xué)計(jì)算并沒有顯著差異;2)由于103D2并非工程菌,而是自然條件下從食品樣品中分離的高頻突變子,雖然與類似研究中研究對(duì)象都是Salmonella,但本研究中103D2是否有其他基因突變影響突變頻率尚未可知。

    從實(shí)驗(yàn)結(jié)果可發(fā)現(xiàn)沙門氏菌高頻突變子CIP MIC與MutS突變呈正相關(guān)。然而在CIP MIC為16 μg/mL時(shí),MutS突變株高于MIC為32 μg/mL及64 μg/mL(圖1),該差異產(chǎn)生的主要原因可能與其他耐藥因素有關(guān)。雖然細(xì)菌CIP耐藥性與MMR缺陷呈正相關(guān),但同時(shí)也受其他因素影響,例如,抗生素結(jié)合位點(diǎn)突變(例如GyrA、ParC),外排泵系統(tǒng)非正常表達(dá)(例如AcrAB-TolC),以及染色體基因外編碼的抗生素水解酶等[12-13,23]。

    轉(zhuǎn)入野生mut基因后,103D2 CIP MIC從5 μg/mL降至3.75~4.0 μg/mL。為探究差異原因,研究采用realtime PCR對(duì)耐藥相關(guān)基因表達(dá)差異進(jìn)行測定。與103D2相比,103D2:P-mutS及103D2:P-uvrD中marR基因表達(dá)上調(diào),marA基因表達(dá)下調(diào)。盡管103D2:P-mutS中acrA沒有明顯變化,103D2:P-uvrD中acrA及acrB沒有明顯變化,但是103D2:P-mutS中acrB及103D2:P-uvrD中tolC均顯著下調(diào)(表5、圖4)。有研究表明marR的鈍化可以增加marA的表達(dá),外排泵編碼基因acrAB及tolC轉(zhuǎn)錄會(huì)增加,從而提高CIP抗藥能力[38-39]。本研究4 株互補(bǔ)株中marR基因表達(dá)與其CIP MI、acrA、marA、acrB表達(dá)變化均呈負(fù)相關(guān),該結(jié)果也進(jìn)一步證實(shí)該結(jié)論(圖5)。因此,推測103D2:P-mutS及103D2:P-uvrD有可能是通過影響外排泵基因表達(dá)降低對(duì)CIP耐藥能力。然而,由于耐藥相關(guān)基因不同系統(tǒng)間相互作用、相互補(bǔ)償、相互影響,因此MutS及UvrD具體是通過哪種路徑,以及103D2 CIP MIC的減少是否直接由外排泵基因表達(dá)異常所引起,仍需要更進(jìn)一步的研究。

    盡管本研究中高頻突變子突變頻率與QRDR突變和CIP MIC間并沒有顯著的相關(guān)性,但MutS缺陷型高頻突變子中QRDR突變比例顯著高于MutS正常的突變子。同時(shí)研究結(jié)果發(fā)現(xiàn)MMR缺陷可影響外排泵和膜編碼基因marA、marR和tolC的表達(dá),進(jìn)一步影響沙門氏菌高頻突變子的耐藥性及突變頻率??傊琈MR系統(tǒng)缺陷可通過影響食源性沙門氏菌高頻突變子突變頻率與耐藥相關(guān)基因表達(dá)影響突變子對(duì)抗生素耐藥能力。研究其影響機(jī)制對(duì)控制高水平耐藥沙門氏菌的傳播,保障食品安全具有重要意義。

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