大豆乳清蛋白與硫酸葡聚糖相互作用及乳化特性研究

王喜波 曹 佳 楊 賽 佟曉紅 呂 博 王 歡

(東北農(nóng)業(yè)大學(xué)食品學(xué)院， 哈爾濱 150030)

0 引言

大豆乳清廢水是堿溶酸沉法生產(chǎn)大豆分離蛋白(Soybean protein isolate，SPI)過程中的副產(chǎn)物，其中大豆乳清蛋白(Soybean whey protein，SWP)含量最多[1]。大豆乳清蛋白中含有多種生物活性蛋白，主要由分子量較低的2S和7S組成，包括大豆胰蛋白酶抑制劑、β-淀粉酶、凝集素等[2]。大豆乳清蛋白是一種酸溶性蛋白，具有很高的營養(yǎng)價值，可以作為許多配方食品的功能成分[3]。研究發(fā)現(xiàn)，天然的大豆乳清蛋白具有較好的溶解性及起泡性，但是其乳化特性很難滿足加工需求，需要進(jìn)行適當(dāng)?shù)母男訹4]。多糖是一種天然的生物聚合物，能夠通過與蛋白質(zhì)發(fā)生相互作用引起其構(gòu)象變化，使形成的復(fù)合物具有不同的功能特性。

蛋白-多糖復(fù)合物在食品領(lǐng)域中具有廣泛的應(yīng)用，由于特殊的結(jié)構(gòu)、尺寸和組成，其功能性質(zhì)優(yōu)于單獨(dú)的蛋白或多糖，二者的相互作用對食品乳液體系具有重要作用[5]。研究兩者之間相互作用對設(shè)計新型食品具有重要意義，可應(yīng)用于各種功能性食品開發(fā)[6]。文獻(xiàn)[7]研究表明，多糖與蛋白發(fā)生相互作用可以改變復(fù)合物表面電荷分布并改善界面層厚度，增加液滴的親水性和空間排斥力，從而提高乳液的穩(wěn)定性。文獻(xiàn)[8]研究了大豆乳清蛋白-可溶性大豆多糖復(fù)合物對水包油乳液的穩(wěn)定作用，發(fā)現(xiàn)復(fù)合物界面層的存在具有提高O/W乳液抗油滴聚合和相分離的能力。文獻(xiàn)[9]制備了大豆乳清分離蛋白-葫蘆巴膠復(fù)合物，與大豆乳清分離蛋白相比，加入葫蘆巴膠能夠改善大豆乳清蛋白的乳化穩(wěn)定性。硫酸葡聚糖(Dextran sulfate，DS)是含有硫酸鹽基團(tuán)的聚陰離子多糖，具有良好的溶解性，在肝素替代品及蛋白固定方面已經(jīng)有所應(yīng)用[10]。此外，硫酸葡聚糖是一類可降解的、具有生物相容性的聚合物，由于其抗凝血活性，被廣泛應(yīng)用于生物醫(yī)學(xué)領(lǐng)域及食品體系[11]。目前的研究主要針對多糖對蛋白理化特性的影響，對硫酸葡聚糖與蛋白的相互作用及其在改善乳化特性中的影響鮮有研究報道。

本文主要研究pH值和蛋白多糖比對大豆乳清蛋白和硫酸葡聚糖相互作用的影響，對復(fù)合體系的微觀結(jié)構(gòu)、構(gòu)象變化及相互作用方式進(jìn)行分析，并對其乳化活性及乳化穩(wěn)定性進(jìn)行研究。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

脫脂大豆粕，山東萬得福實(shí)業(yè)集團(tuán)有限公司；硫酸葡聚糖，上海源葉生物科技有限公司；磷酸二氫鈉、磷酸氫二鈉，國藥化學(xué)試劑有限公司；玉米油，黑龍江省九三集團(tuán)有限責(zé)任公司；其它試劑均為分析純。

1.2 儀器與設(shè)備

FD5-3型冷凍干燥機(jī)，美國 SIM公司；PHS-3C 型pH計，上海儀電科學(xué)儀器有限公司；AL204 型分析天平，梅特勒-托利多儀器(上海)有限公司；GL-20M 型高速冷凍離心機(jī)，湖南湘儀實(shí)驗室儀器開發(fā)有限公司；Infinite M200 Pro 型多功能酶標(biāo)儀，帝肯(上海)貿(mào)易有限公司；Zetasizer Nanozs 90 型電位儀，美國布魯克海文儀器公司；Mastersizer 2000 型激光粒度儀，英國馬爾文儀器有限公司；BX53 型科研級正置顯微成像系統(tǒng)，奧林巴斯(中國)有限公司；ZEISSLSM700 型激光共聚焦顯微鏡，德國蔡司公司；F2000 型熒光光譜儀，日本日立公司；MAGNA-IR560型傅里葉變換紅外光譜儀，美國 Thermo 儀器股份有限公司；ULTRA-TURRAX T18 型高速分散機(jī)，德國 IKA 公司。

1.3 方法

1.3.1大豆乳清蛋白制備

參照文獻(xiàn)[12]的方法。將脫脂豆粕破碎成粉，與去離子水以液料比10 mL/g的比例混合；調(diào)節(jié)pH值至8.0，攪拌2 h，離心(9 000 r/min，30 min)，收集上清液調(diào)節(jié)pH值至4.5，攪拌30 min，離心(9 000 r/min，15 min)，取上清液；將上清液pH值調(diào)至8.0，離心(9 000 r/min，15 min)，去除不溶性物質(zhì)，得到大豆乳清溶液。用硫酸銨對大豆乳清溶液進(jìn)行鹽析(飽和度80%)，離心(9 000 r/min，30 min)，并將得到的沉淀重新溶解于去離子水中，調(diào)節(jié)溶液pH值為7.0，透析(截留分子質(zhì)量3 500u，4℃)48 h；凍干制得大豆乳清蛋白。杜馬斯燃燒法測定大豆乳清蛋白的蛋白質(zhì)質(zhì)量分?jǐn)?shù)為93.12%。

1.3.2儲備液制備

大豆乳清蛋白儲備液制備：精確稱量2.0 g大豆乳清蛋白，溶于100 mL的磷酸鹽緩沖液(pH值7.0，10 mmol/L)中，于室溫(20℃)下攪拌2 h，大豆乳清蛋白溶液質(zhì)量濃度為20.0 mg/mL。

硫酸葡聚糖儲備液制備：分別精確稱量一定質(zhì)量(0.1、0.135、0.2、0.25、0.35、0.5、1.0、2.0 g)的硫酸葡聚糖粉末，溶于100 mL磷酸鹽緩沖液(pH值7.0，10 mmol/L)中，室溫下攪拌2 h，得到質(zhì)量濃度為1.0、1.35、2.0、2.5、3.35、5.0、10.0、20.0 mg/mL的硫酸葡聚糖溶液。

1.3.3蛋白-多糖復(fù)合體系制備

將大豆乳清蛋白溶液和不同濃度的硫酸葡聚糖溶液等體積混合，得到不同蛋白多糖比(SWP與DS質(zhì)量比，20、15、10、8、6、4、2、1)的大豆乳清蛋白-硫酸葡聚糖混合溶液，室溫下攪拌30 min，其中大豆乳清蛋白質(zhì)量濃度恒定為10.0 mg/mL，硫酸葡聚糖溶液質(zhì)量濃度分別為0.5、0.675、1.0、1.25、1.675、2.5、5.0、10.0 mg/mL。用鹽酸調(diào)節(jié)制備不同pH值(2.0、2.5、3.0、3.5、4.0、4.5、5.0、5.5、6.0、6.5、7.0)的大豆乳清蛋白-硫酸葡聚糖復(fù)合體系。

1.3.4蛋白-多糖復(fù)合體系ζ-電位測定

參照文獻(xiàn)[13]的方法。采用 Zetasizer Nanozs 90型電位儀測定樣品的ζ-電位。將不同pH值和不同蛋白多糖比的復(fù)合體系用10 mmol/L磷酸鹽緩沖液分別稀釋10倍，樣品中的蛋白質(zhì)質(zhì)量濃度為1 mg/mL，上樣體積1 mL，室溫下測定。

1.3.5蛋白-多糖復(fù)合體系濁度測定

參照文獻(xiàn)[14]的方法略有改動。將不同pH值、不同蛋白多糖比的樣品溶液用10 mmol/L磷酸鹽緩沖液分別稀釋10倍，取200 μL于96孔板上，用酶標(biāo)儀測定樣品在600 nm處的吸光度(濁度)。

1.3.6蛋白-多糖復(fù)合體系粒徑測定

參照文獻(xiàn)[13]的方法。分別取pH值為3.5、不同蛋白多糖比的樣品溶液用10 mmol/L磷酸鹽緩沖液稀釋10倍，利用Mastersizer 2000 型馬爾文激光粒度儀測定樣品的粒徑。

1.3.7光學(xué)顯微鏡觀察

參照文獻(xiàn)[15]的方法。取5 μL樣品于載玻片上，蓋上蓋玻片，10倍光學(xué)顯微鏡觀察，圖像通過連接到計算機(jī)，用數(shù)字圖像處理軟件獲得。

1.3.8激光共聚焦顯微鏡觀察

參照文獻(xiàn)[16]的方法略有改動。將1 mL蛋白-多糖復(fù)合物樣品與25 μL 0.01 mg/mL的尼羅藍(lán)充分混合，避光保存30 min；將5 μL樣品滴在載玻片上，蓋上蓋玻片密封，平衡2 min后，將樣品放置于載物臺上，用20倍的物鏡觀察樣品分布情況，選擇熒光激發(fā)波長為515 nm的氬氪激光。

1.3.9熒光光譜測定

參照文獻(xiàn)[17]的方法。利用10 mmol/L磷酸鹽緩沖液稀釋樣品，在室溫下用熒光分光光度計在激發(fā)波長λex=295 nm，發(fā)射波長λem=200～500 nm范圍內(nèi)測定熒光光譜。

1.3.10傅里葉變換紅外光譜測定

參照文獻(xiàn)[18]的方法，稱取樣品1 mg，加入溴化鉀100 mg，充分混勻壓片后在室溫條件下通過紅外光譜掃描測定。在掃描波數(shù)譜段400～4 000 cm-1、分辨率4 cm-1條件下掃描64次。

1.3.11乳化活性與乳化穩(wěn)定性測定

參照文獻(xiàn)[19]的方法略有改動。采用濁度法表征樣品乳化特性。將15 mL樣品溶液和5 mL玉米油混合后，10 000 r/min高速均質(zhì)處理5 min制備乳液，在距燒杯底部0.5 cm處取50 μL樣品加入1 mg/mL的SDS(十二烷基硫酸鈉)稀釋至5 mL，乳化活性指數(shù)和乳化穩(wěn)定性指數(shù)計算公式為

(1)

(2)

式中EAI——乳化活性指數(shù)，m2/g

ESI——乳化穩(wěn)定性指數(shù)，min

N——稀釋倍數(shù)

A0、A30——0、30 min時的吸光度

C——蛋白質(zhì)量濃度，g/mL

Φ——乳液中油相所占體積分?jǐn)?shù)

1.4 數(shù)據(jù)統(tǒng)計分析

每組實(shí)驗重復(fù)測定3次，采用SPSS 23.0軟件中的方差分析法進(jìn)行ANOVA顯著性分析，以P<0.05表示差異顯著，通過Origin 2020軟件制圖，采用Peakfit 4.12軟件對紅外圖譜進(jìn)行擬合處理。

2 結(jié)果與分析

2.1 ζ-電位分析

pH值和蛋白多糖比影響復(fù)合物的電荷平衡，不同復(fù)合體系的電荷關(guān)系具有一定的規(guī)律性，可以通過ζ-電位測定樣品的表面電荷密度，分析SWP與DS的靜電相互作用。圖1顯示了不同pH值和蛋白多糖比對復(fù)合體系ζ-電位的影響。隨著pH值的增加，DS溶液的ζ-電位始終為負(fù)值，而復(fù)合體系的ζ-電位發(fā)生了由正到負(fù)的轉(zhuǎn)變。當(dāng)pH值小于SWP的pI值時，SWP帶正電荷，兩者發(fā)生靜電吸引作用而形成復(fù)合物[20]。當(dāng)pH值大于SWP的pI值時，SWP與DS同時帶負(fù)電荷，復(fù)合體系的ζ-電位均處于SWP與DS之間，這一現(xiàn)象與文獻(xiàn)[21]的研究結(jié)果類似。

隨著DS濃度的增大，復(fù)合體系的ζ-電位降低(P<0.05)，等電點(diǎn)向左偏移，當(dāng)?shù)鞍锥嗵潜葹?時，等電點(diǎn)偏移程度最大，在pH值為3.5時復(fù)合體系ζ-電位的絕對值較低，此時DS的ζ-電位為-54.6 mV，SWP的ζ-電位為17.84 mV，兩者之間具有較強(qiáng)的靜電相互作用，可形成穩(wěn)定的復(fù)合物。當(dāng)DS濃度繼續(xù)升高，復(fù)合體系ζ-電位變化不再顯著，說明電荷達(dá)到某種平衡后，游離的SWP與DS的復(fù)合程度降低[22]。

2.2 濁度分析

濁度可以直觀反映多糖與蛋白相互作用過程中復(fù)合物的形成。SWP-DS復(fù)合體系濁度隨pH值變化的曲線如圖2所示，在給定的pH值(2.0～7.0)范圍內(nèi)，SWP均有良好的溶解性，濁度僅在0～0.1范圍內(nèi)波動，DS溶液濁度均小于SWP，不同pH值條件下無顯著變化。加入DS后，復(fù)合體系的濁度顯著升高，且隨著pH值的增加，復(fù)合體系的濁度均呈先升高后下降趨勢(P<0.05)。當(dāng)pH值為3.0～4.5時，SWP-DS復(fù)合體系的濁度顯著升高，結(jié)合圖1可知，這主要是由于SWP的ζ-電位由正變負(fù)，SWP-DS靜電復(fù)合物達(dá)到電荷中性，分子間進(jìn)一步復(fù)合形成凝聚物。在pH值升高至5.5的過程中，濁度顯著下降，說明到達(dá)臨界點(diǎn)，SWP-DS復(fù)合物開始解離形成部分可溶性靜電復(fù)合物。在可溶性復(fù)合物形成的臨界pH值時，濁度較低且無顯著性變化，復(fù)合物由于SWP與DS帶有相同的電荷而發(fā)生靜電互斥，阻止了復(fù)合物的形成[23]。

隨著DS濃度的升高，復(fù)合體系的濁度呈現(xiàn)先增加后減小的趨勢(P<0.05)。當(dāng)DS濃度較低時，由于復(fù)合體系內(nèi)沒有足夠的負(fù)電荷來中和SWP攜帶的正電荷，導(dǎo)致最大濁度較低。當(dāng)?shù)鞍锥嗵潜葹?、6、8時，濁度最大對應(yīng)的pH值均為3.5，蛋白多糖比為4時濁度達(dá)到最大值，為1.125，可能是由于隨著DS濃度增大，達(dá)到一定值時SWP所帶正電荷能夠與DS所帶負(fù)電荷發(fā)生靜電相互作用從而生成更多的復(fù)合物[24]。隨著DS濃度的繼續(xù)增大，濁度下降，表明DS濃度過高時一定程度上不利于其與SWP發(fā)生相互作用，阻礙了復(fù)合物的生成[25]。因此，選擇pH值為3.5時對不同蛋白多糖比復(fù)合體系的相互作用進(jìn)行進(jìn)一步研究。

2.3 平均粒徑分析

平均粒徑是反映復(fù)合物聚集狀態(tài)的重要指標(biāo)之一。當(dāng)pH值為3.5時，SWP與DS形成復(fù)合物的平均粒徑如圖3(圖中不同字母表示差異顯著，下同)所示。隨著DS濃度的增加，SWP與DS形成復(fù)合物的平均粒徑先增大后減小(P<0.05)，與濁度變化趨勢一致。SWP的平均粒徑為(1 158.20±33.49) nm，蛋白多糖比為4時SWP-DS復(fù)合物的平均粒徑為(3 667.25±95.32) nm，為SWP的3.17倍。當(dāng)DS濃度較低時，只有部分SWP與DS結(jié)合，生成的復(fù)合物較少，且粒徑較小[26]。隨著DS濃度的增大，復(fù)合物的平均粒徑增大，主要是因為SWP和DS發(fā)生靜電相互吸引，趨于形成電中性的復(fù)合物，復(fù)合物之間相互吸附發(fā)生聚集導(dǎo)致粒徑增大，說明DS的加入改變了酸性條件下SWP的聚集狀態(tài)[27]。隨著DS濃度的繼續(xù)增大，復(fù)合體系粒徑減小，主要是由于SWP和DS形成可溶性復(fù)合物，復(fù)合體系帶有大量負(fù)電荷，此時分子之間靜電斥力較強(qiáng)，阻止了復(fù)合物的進(jìn)一步聚集[28]。

2.4 光學(xué)顯微鏡分析

SWP-DS復(fù)合物光學(xué)顯微鏡圖像如圖4所示，當(dāng)?shù)鞍锥嗵潜却笥?0時，形成的復(fù)合物粒徑較小，均勻分布在溶液中。蛋白多糖比由8降到4時，SWP與DS形成更多的復(fù)合物，并聚集形成更大體積的團(tuán)聚物，顆粒之間的界限也逐漸明顯，此時顆粒表面電荷被中和，SWP與DS發(fā)生靜電吸引形成結(jié)構(gòu)緊密的復(fù)合物。當(dāng)DS濃度進(jìn)一步增加，復(fù)合物結(jié)構(gòu)逐漸變得疏松，主要是由于此時復(fù)合體系中的多糖所帶負(fù)電荷相對過量，蛋白之間沒有競爭關(guān)系，可以自由結(jié)合多糖分子，靜電斥力導(dǎo)致復(fù)合物間距加大，因此不容易發(fā)生聚集[29]。

2.5 激光共聚焦顯微鏡分析

激光共聚焦顯微鏡從微觀結(jié)構(gòu)解釋了不同蛋白多糖比對SWP與DS相互作用的影響。如圖5所示，蛋白多糖比為20和10時，形成了少量復(fù)合物，復(fù)合物的粒徑較小且較分散，主要是由于DS含量較少，游離的SWP無法與其形成更多的復(fù)合物。當(dāng)?shù)鞍锥嗵潜葹?至4時，體系內(nèi)形成復(fù)合物的粒徑逐漸增大，且形成的復(fù)合物結(jié)構(gòu)更加緊密，表明二者之間發(fā)生了較強(qiáng)的靜電相互作用。此時，SWP攜帶大量的正電荷，DS和SWP-DS復(fù)合物攜帶負(fù)電荷，蛋白所帶正電荷需要大量的負(fù)電荷與其中和，形成的復(fù)合物發(fā)生聚集，粒徑進(jìn)一步增大[30]。當(dāng)?shù)鞍锥嗵潜葹?和1時，形成了結(jié)構(gòu)相對較為松散的復(fù)合物，說明體系內(nèi)形成了部分可溶性復(fù)合物，復(fù)合物表面帶有大量負(fù)電荷，復(fù)合體系的ζ-電位逐漸接近于DS，分子之間具有較大的靜電斥力，從而阻止了復(fù)合物之間的聚集。

2.6 熒光光譜分析

熒光光譜法是檢測復(fù)合體系中蛋白質(zhì)構(gòu)象變化以及蛋白與多糖結(jié)合強(qiáng)度的有效方法，可以進(jìn)一步表征SWP與DS的相互作用方式[31]。如圖6所示，SWP的最大熒光峰出現(xiàn)在334 nm處，表明色氨酸存在于蛋白質(zhì)內(nèi)部的疏水基團(tuán)中，被非極性氨基酸包圍[32]。加入DS后，復(fù)合體系的熒光強(qiáng)度不斷降低且降幅明顯，說明SWP與DS發(fā)生了熒光猝滅。當(dāng)DS濃度較低時，熒光強(qiáng)度較高，主要是由于帶負(fù)電荷的DS僅與部分SWP結(jié)合，部分色氨酸暴露于分子表面[33]。隨著DS濃度升高，SWP-DS復(fù)合體系的熒光強(qiáng)度繼續(xù)降低，這可能是由于SWP與DS通過靜電相互作用形成的復(fù)合物結(jié)構(gòu)緊密，且復(fù)合物之間發(fā)生聚集，芳香族氨基酸被非極性環(huán)境所包圍，對蛋白質(zhì)內(nèi)源熒光產(chǎn)生的猝滅作用增強(qiáng)導(dǎo)致熒光強(qiáng)度下降[34]。由此說明，SWP與DS之間除了靜電相互作用，還存在疏水相互作用。

2.7 傅里葉變換紅外光譜分析

為進(jìn)一步分析SWP與DS之間的相互作用及結(jié)構(gòu)變化，測定了DS、SWP和SWP-DS復(fù)合物的傅里葉變換紅外光譜。如圖7所示，SWP的特征峰保持不變，SWP-DS復(fù)合物在3 000～3 700 cm-1波數(shù)處的峰強(qiáng)度發(fā)生改變，說明SWP與DS之間為非共價結(jié)合[35]。隨著DS濃度的增加，復(fù)合物O—H拉伸從3 295.16 cm-1向3 291.78 cm-1偏移，特征峰中峰值的改變可能是由于SWP和DS之間存在氫鍵相互作用[36]。SWP在1 700～1 500 cm-1處的特征峰是酰胺Ⅰ和酰胺Ⅱ振動，表明酰胺鍵的形成。酰胺Ⅰ帶(1 700～1 600 cm-1)特征吸收峰改變，表明DS對蛋白質(zhì)的二級結(jié)構(gòu)有明顯影響。SWP-DS復(fù)合體系中蛋白質(zhì)二級結(jié)構(gòu)含量變化如圖8所示，復(fù)合物較SWP的α-螺旋相對含量顯著升高，β-轉(zhuǎn)角相對含量升高，β-折疊和無規(guī)卷曲相對含量均減少。α-螺旋和β-轉(zhuǎn)角代表蛋白質(zhì)的有序結(jié)構(gòu)，而β-折疊和無規(guī)則卷曲代表蛋白質(zhì)的無序結(jié)構(gòu)，說明SWP與DS形成了結(jié)構(gòu)更加有序且穩(wěn)定的復(fù)合物[37]。隨著DS濃度升高，α-螺旋和β-轉(zhuǎn)角相對含量呈先升高后降低趨勢，當(dāng)?shù)鞍锥嗵潜葹?時，達(dá)到最大值，分別為27%和35%，表明SWP和DS的靜電作用和氫鍵的形成可對蛋白質(zhì)的α-螺旋結(jié)構(gòu)產(chǎn)生影響，一定濃度的DS使蛋白質(zhì)二級結(jié)構(gòu)更趨向有序化。

2.8 乳化活性及乳化穩(wěn)定性分析

不同SWP-DS復(fù)合體系的乳化活性指數(shù)和乳化穩(wěn)定性指數(shù)如圖9所示。隨著DS濃度的增加，不同復(fù)合物的乳化活性呈先增加后降低的趨勢(P<0.05)。當(dāng)?shù)鞍锥嗵潜葹?時，SWP-DS復(fù)合物的乳化活性指數(shù)達(dá)到最大值(55.21±0.57) m2/g，相比SWP提高了31.03%。這可能是由于蛋白多糖比為4時，SWP與DS生成的靜電復(fù)合物達(dá)到最大值，有利于SWP在油-水界面重排，使SWP表面的親水親油平衡值發(fā)生改變，降低界面張力，在一定程度上提高了SWP的乳化活性[38]。當(dāng)DS濃度繼續(xù)增加，乳化活性不再增大，主要是由于過多的DS可能會降低溶液中顆粒的分散性，導(dǎo)致復(fù)合物的乳化活性下降[39]。此外，復(fù)合物的乳化穩(wěn)定性指數(shù)顯著提高，最大值為(97.13±0.39) min，與SWP相比提高了14.71%。這可能是由于復(fù)合物的形成增加了油/水乳化系統(tǒng)中水相的黏度，同時也會降低油/水界面張力，從而提高了乳化穩(wěn)定性[40]。此外，SWP與DS的相互作用可以使蛋白質(zhì)分子結(jié)構(gòu)展開，暴露出部分疏水基團(tuán)，有利于蛋白吸附到油-水界面上，提高乳液的穩(wěn)定性[41]。

3 結(jié)束語

研究了不同pH值和蛋白多糖比對大豆乳清蛋白與硫酸葡聚糖的相互作用方式及乳化特性的影響。ζ-電位和濁度結(jié)果表明，SWP和DS通過靜電相互作用形成復(fù)合物，當(dāng)復(fù)合體系的pH值為3.5、蛋白多糖比為4時，濁度達(dá)到最大值，兩者靜電相互作用最強(qiáng)。熒光光譜和傅里葉變換紅外光譜說明，DS的加入改變SWP的微環(huán)境和二級結(jié)構(gòu)，使蛋白質(zhì)的二級結(jié)構(gòu)更趨向有序化，SWP-DS復(fù)合物的形成是靜電相互作用、氫鍵和疏水相互作用的共同結(jié)果。通過平均粒徑和微觀結(jié)構(gòu)結(jié)果得出，一定蛋白多糖比有利于形成結(jié)構(gòu)更加穩(wěn)定的復(fù)合物，當(dāng)?shù)鞍锥嗵潜葹?時，復(fù)合物的聚集程度最大。乳化特性結(jié)果表明，一定濃度的DS有利于SWP在油-水界面重排，能夠顯著改善SWP的乳化活性及乳化穩(wěn)定性。