適量產(chǎn)乙酸酯釀酒酵母菌株的選育

魏亞楠,王金曉,林良才,陳博超,崔丹瑤,張翠英*

1(工業(yè)發(fā)酵微生物教育部重點實驗室(天津科技大學),天津,300457) 2(天津科技大學 生物工程學院,天津,300457)

白酒中的酯類物質是提供香氣的主要風味物質,約占白酒風味物質的75%～95%[1]。酯類含量過高時,酒體會產(chǎn)生臭味;酯類含量過低時則會使酒體品質降低,味道淡。只有適宜的酯含量才能協(xié)調(diào)白酒風味[2-5]。白酒中的酯類物質包括中鏈脂肪酸乙酯和乙酸酯,乙酸酯又包括乙酸乙酯、乙酸異戊酯等[6]。乙酸乙酯的香氣類似蘋果香、香蕉香,和己酸乙酯、乳酸乙酯以及丁酸乙酯并稱為四大酯[7],是清香型和米香型白酒的主體香氣,是清香型白酒中含量最高的酯類物質,在濃香型、醬香型和米香型等白酒中也起著不可替代的作用[8],乙酸乙酯也是唯一一種被國家白酒標準明確規(guī)定的風味物質[9]。乙酸異戊酯的香氣類似蘋果香[10],是決定白酒香氣和品格的關鍵成分,由于乙酸異戊酯的香味閾值極低,僅為0.23 mg/L[11],因此乙酸異戊酯的含量過高會破壞白酒香氣平衡,控制乙酸異戊酯含量對提升白酒的品質有重要意義。白酒發(fā)酵過程中,乙酸酯主要由釀酒酵母中的醇乙?；D移酶以及其他酯合成酶生物催化合成的。由此可見,釀酒酵母是乙酸酯合成的關鍵影響因素,對白酒發(fā)酵中風味物質的合成有很大的影響。因此,選育具有優(yōu)良產(chǎn)香性狀的釀酒酵母菌株對白酒釀造行業(yè)具有重要的應用意義[12]。

研究表明,ATF1編碼的醇乙酰基轉移酶可以催化釀酒酵母中乙酸乙酯和乙酸異戊酯的生成[13]。VERSTREPEN等[14]發(fā)現(xiàn)啤酒酵母中ATF1的缺失導致乙酸乙酯和乙酸異戊酯的質量濃度分別降低了40%和16%,而過表達ATF1會使得乙酸乙酯和乙酸異戊酯的的質量濃度顯著上調(diào),分別提高了30.9倍和183倍。LILLY等[15]研究發(fā)現(xiàn),葡萄酒酵母中ATF1基因過表達可提升乙酸乙酯的質量濃度3～10倍和乙酸異戊酯的質量濃度4～12倍。相反的,IAH1基因編碼的乙酸異戊酯水解酶可以催化釀酒酵母中乙酸酯的水解。FUKUDA等[16]發(fā)現(xiàn),IAH1過表達可以提升乙酸異戊酯水解活性2倍多。LILLY等[17]發(fā)現(xiàn)IAH1基因的過表達會導致乙酸乙酯、乙酸己酯和乙酸苯乙酯等酯類的質量濃度顯著下降。綜上所述,IAH1基因編碼的乙酸異戊酯水解酶與醇乙?；D移酶共同調(diào)控著乙酸乙酯和乙酸異戊酯的平衡[13,18]。

實驗室前期在AY12的單倍體a45菌株基礎上敲除了BAT2同時過表達了ATF1,構建了低產(chǎn)高級醇高產(chǎn)乙酸酯菌株a45-AWT[19],其以玉米濃醪為原料模擬白酒發(fā)酵產(chǎn)生的乙酸異戊酯的質量濃度過高,不符合高品質白酒的要求。因此,本文通過調(diào)節(jié)IAH1基因的表達量,改善風味物質比例,以獲得高產(chǎn)乙酸乙酯、適量高產(chǎn)乙酸異戊酯、低產(chǎn)高級醇的釀酒酵母菌株,便于工業(yè)運用。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

1.1.1 質粒、菌株及培養(yǎng)基

研究所用的菌株和質粒見表1。

表1 本實驗研究所用的菌株和質粒

YEPD培養(yǎng)基：葡萄糖2 g,蛋白胨2 g,酵母浸粉1 g,加水定容至100 mL,115 ℃滅菌20 min。G418抗性YEPD培養(yǎng)基配制時每100 mL加入30 mg G418,Zeocin抗性YEPD培養(yǎng)基配制時每100 mL培養(yǎng)基加入50 mg Zeocin。固體培養(yǎng)基需額外添加2%瓊脂粉。

LB培養(yǎng)基：氯化鈉1 g,蛋白胨1 g,酵母浸粉0.5 g,121 ℃滅菌 20 min。LB(Ampr)培養(yǎng)基每100 mL添加10 mg氨芐青霉素。固體培養(yǎng)基需額外添加2%瓊脂粉。

營養(yǎng)鹽：無水硫酸鎂15 g,磷酸二氫鉀7.5 g,尿素8.1 g,加蒸餾水定容至100 mL,4 ℃保存。

1.1.2 主要試劑

DL5 000 DNA Marker、rTaqDNA聚合酶、dNTP、Yeast RNAiso Kit酵母Total RNA提取試劑盒,寶生物中國大連公司；酵母浸粉(生化試劑),天津泰進科技有限公司；葡萄糖(分析純)、氯化鈉(分析純),天津索羅門生物科技有限公司；胰蛋白胨,天津市英博生化試劑有限公司；瓊脂糖、PEG3350,北京索萊寶公司；G418,BBI公司；甘油,鼎國昌盛公司；醋酸鋰,天津市化學試劑一廠。

1.1.3 主要儀器

YXQ-LS-30SII高壓蒸汽滅菌鍋,山東新華醫(yī)療器械廠；全自動凝膠成像儀,美國SYNGENE公司；GL20A型高速冷凍離心機,中科院生物物理所技術服務公司；PCT-200型PCR基因擴增儀,美國BIO-RAD公司；DYY-4c型電泳儀,北京市六一儀器廠；7890A氣相色譜儀,美國安捷倫科技公司；StepOnePlus熒光定量PCR儀,美國ABI公司；全自動生長曲線分析儀,芬蘭BIOSCREEN公司。

1.2 實驗方法

1.2.1 菌株的構建

1.2.1.1 引物的設計與合成

本研究中用到的引物如表2所示。根據(jù)NCBI網(wǎng)站上查閱的S.cerevisiaeS288C的基因序列,利用Primer 5.0軟件設計PCR反應引物。

表2 研究中的主要引物

1.2.1.2 突變株的構建

a45-AWT菌株剔除抗性基因KanMX。在a45-AWT菌株基礎上進行過表達IAH1基因需要KanMX基因再次作為篩選標記,需要將a45-AWT菌株KanMX基因刪除。利用醋酸鋰轉化法[20]將含有Cre重組酶的質粒pGAPza導入菌株a45-AWT,涂布于含有Zeocin抗性的YEPD平板上,在30 ℃下避光培養(yǎng)2 d；挑取轉化子于半乳糖培養(yǎng)基中,在30 ℃ 180 r/min條件下培養(yǎng)6 h,稀釋10-4后涂布于YEPD平板,在30 ℃培養(yǎng)箱中培養(yǎng)2 d；挑取轉化子,點接于YEPD平板和含有G418抗性的YEPD平板,在30 ℃培養(yǎng)箱中培養(yǎng)2 d；挑取在YEPD平板中正常生長且在含有G418抗性的YEPD平板不生長的菌落,提取轉化子基因組,作為模板,PCR擴增驗證pGAPZa質粒導入成功且KanMX被剔除。將驗證正確的轉化子傳代培養(yǎng),10代后進行純化,驗證轉化子pGAPZa質粒丟失,且KanMX被剔除。

a45-BAI菌株構建,以親本菌株AY12的單倍體a45的基因組為模板,GA-F/GA-R、GB-F/GB-R和IAH1-F/IAH1-R為引物,PCR擴增得到上同源臂GA、下同源臂GB以及IAH1片段；以質粒pUC-PABBK為模版,PGKp-F/PGKp-R和PGKt-KanMX-F/PGKt-KanMX-R為引物,PCR擴增得到PGKp和PGKt-KanMX片段,并將片段用PCR純化回收試劑盒進行純化回收,測序驗證。用醋酸鋰轉化法將純化回收后的片段導入菌株a45-AWT-K,通過含有G418抗性的YEPD平板篩選轉化子,用酵母基因組DNA提取試劑盒提取轉化子的基因組進行PCR驗證。

a45ΔGal80菌株構建,為了證明Gal80位點對菌株a45的生長性能和發(fā)酵性能無影響,構建a45ΔGal80菌株。以AY12的單倍體a45基因組為模板,Gal80-GA-F/Gal80-GA-R和Gal80-GB-F/Gal80-GB-R為引物,擴增片段上同源臂GA和下同源臂GB,以質粒PUG6為模板,G-KANA-F/G-KANA-R為引物,擴增片段loxp-KanMX-loxp。將片段用PCR純化回收試劑盒進行純化,測序驗證。用醋酸鋰轉化法將純化回收后的片段導入菌株a45,通過含有G418抗性的YEPD平板篩選轉化子,用酵母基因組DNA提取試劑盒提取轉化子的基因組進行 PCR驗證。

a45ΔBAT2菌株構建。為了明確BAT2和ATF1對乙酸酯和高級醇的不同作用,構建a45ΔBAT2菌株。采用與構建a45ΔGal80菌株同樣的方法構建a45ΔBAT2。

1.2.2 玉米濃醪模擬白酒發(fā)酵實驗

1.2.2.1 一級二級種子液制備

(1)玉米水解液的制備

稱取玉米醪1 kg,向其中3 L加入60～70 ℃的自來水,靜置20 min,進行玉米醪的糊化,使玉米醪充分膨脹,然后加入600 μL的液化酶(α-淀粉酶2×104U/mL),85～90 ℃液化1.5 h,20 min攪拌1次,液化結束后,迅速冷卻降溫至60 ℃,加入2 mL糖化酶(10×104U/mL)糖化20 h,每隔一段時間進行攪拌。待糖化結束后,將糖化液用3層濾布過濾,得到滲出液即為玉米水解液,在105 ℃下高壓滅菌20 min,室溫保存使用。

(2)種子培養(yǎng)基的制備

一級種子培養(yǎng)基：8°Bix玉米水解液,0.5%的酵母浸粉。

二級種子培養(yǎng)基：12°Bix玉米水解液,0.5%的酵母浸粉。

1.2.2.2 玉米濃醪發(fā)酵培養(yǎng)基[21-23]制備

(1)稱取60 g玉米醪置于250 mL三角瓶,加入135 mL 60～70 ℃熱水并攪拌均勻,放置20 min。

(2)向其中加入30 μL的液化酶(α-淀粉酶 2×104U/mL)并攪拌均勻,90 ℃水浴90 min,液化。

(3)迅速冷卻至60 ℃,加入90 μL糖化酶(10×104U/mL)并攪拌均勻,60 ℃水浴20 min,糖化。

(4)迅速冷卻至40 ℃,加入1.2 mL酸性蛋白酶(2×104U/mL)并攪拌均勻,40 ℃水浴20 min。

(5)迅速冷卻至30 ℃,加入1 mL營養(yǎng)鹽溶液。

挑取一環(huán)斜面菌株接入裝有5 mL一級種子培養(yǎng)基的試管中,30 ℃靜置培養(yǎng)24 h；將上述菌液轉移至裝有54 mL二級種子培養(yǎng)基的150 mL三角瓶中,30 ℃靜置培養(yǎng)16 h至對數(shù)期后期；以10%接種量接入至玉米濃醪發(fā)酵培養(yǎng)基中,30 ℃靜置發(fā)酵,每隔12 h稱重；發(fā)酵至每12 h失重小于1 g,結束后測定發(fā)酵時間、CO2累積排放質量、酒精度(體積分數(shù))、剩余還原糖質量濃度和蒸餾后的酒樣高級醇及乙酸酯質量濃度。

1.2.2.3 CO2排放質量的測定

酵母在發(fā)酵過程中逐漸將葡萄糖轉化成乙醇和CO2,CO2排放質量的變化間接表示了發(fā)酵反應的速度和進程,玉米濃醪三角瓶的重量變化等于CO2排放質量[24]。

1.2.2.4 酒精度(體積分數(shù))的測定

將100 mL水和100 mL發(fā)酵液加入至1 L錐形瓶,搖晃均勻后放置于電爐上,將瓶口與冷凝管連接,開啟冷凝水,蒸餾發(fā)酵液。收集餾出液100 mL,測定溫度和酒精度,利用酒精校正表校正得到該酒樣在20 ℃時的酒精度(體積分數(shù))[24]。

1.2.2.5 剩余還原糖質量濃度的測定

發(fā)酵液中剩余還原糖的質量濃度采用斐林試劑法[25]檢測。

1.2.2.6 高級醇及乙酸酯質量濃度的測定

本實驗采用氣相色譜儀對酒樣中的高級醇及乙酸酯質量濃度進行測定[26]。

色譜條件：檢測器,FID；色譜柱,Agilent 1909 N-213(30 m×320 μm,0.5 μm)；載氣,氮氣；載氣流速2 mL/min；進樣口溫度200 ℃；檢測器溫度200 ℃；進樣量1 μL；柱溫50 ℃維持8 min,5 ℃/min升至120 ℃,維持5 min。

1.2.3 mRNA水平測定

采用實時熒光定量PCR(real-time PCR)法[27],以UBC6基因為內(nèi)參基因,檢測基因ATF1和IAH1的表達水平變化。

1.2.4 生長曲線的測定

為了檢測釀酒酵母的生長情況,采用全自動生長曲線測定儀30 ℃下測量OD600值[28]。

2 結果與討論

2.1 菌株的構建

2.1.1 a45-AWT菌株剔除KanMX基因

在a45-AWT菌株基礎上進行基因編輯需要KanMX基因再次作為篩選標記,需要剔除KanMX基因,將該突變株命名為a45-AWT-K(圖1-a)。利用驗證引物KanMX-F/KanMX-R驗證,其片段長度為1 613 bp。為保證重組菌株的遺傳穩(wěn)定性,通過傳代丟失pGAPZa質粒,利用驗證引物Zecio-F/Zecio-R驗證,其片段長度為1 200 bp,電泳結果說明第10代突變株pGAPZa質粒成功丟失(圖1-b)。

a-菌株a45-AWT剔除KanMX的過程；b-菌株a45-AWT剔除KanMX的PCR驗證結果M-DL5 000 DNA marker；泳道 1-以KanMX-F/KanMX-R為引物,a45-AWT的基因組為模板PCR擴增的結果(1 613 bp)；泳道2-以KanMX-F/KanMX-R為引物,a45-AWT-K的基因組為模板PCR擴增的結果；泳道3-以Zecio-F/Zecio-R為引物,a45-AWT-K的第10代基因組為模板PCR擴增的結果(1 200 bp)；泳道 4-以Zecio-F/Zecio-R為引物,a45-AWT-K的第乙代的基因組為模板,PCR擴增的結果

2.1.2 a45-BAI菌株構建和驗證

用醋酸鋰轉化法將構建a45-BAI菌株所需的片段純化回收后的片段導入菌株a45-AWT-K(圖2-a)。提取陰性對照AY12的單倍體a45基因組及G418抗性平板上長出來的轉化子的基因組,利用驗證引物YZ-IAH1-1-F/YZ-IAH1-1-R、YZ-IAH1-2-F/YZ-IAH1-2-R和YZ-IAH1-3-F/YZ-IAH1-3-R對構建的轉化子進行定點驗證,其片段長度分別為2 145、1 564和2 129 bp,且陰性對照無條帶,驗證條帶與預期一致(圖2-b)。

a-菌株 a45-BAI的構建過程；b-菌株 a45-BAI的PCR驗證結果M-DL5000 DNA marker；泳道1-以YZ-IAH1-1-F/YZ-IAH1-1-R為引物,a45的基因組為模板擴增得到的產(chǎn)物；泳道 2-以YZ-IAH1-1-F/YZ-IAH1-1-R為引物,a45-AWT的基因組為模板擴增得到的產(chǎn)物；泳道3-以YZ-IAH1-1-F/YZ-IAH1-1-R為引物,a45-AWT-K的基因組為模板擴增得到的產(chǎn)物；泳道4-以YZ-IAH1-1-F/YZ-IAH1-1-R為引物,a45-BAI的基因組為模板擴增得到的產(chǎn)物(2 145 bp)；泳道5-以YZ-IAH1-2-F/YZ-IAH1-2-R為引物,a45的基因組為模板擴增得到的產(chǎn)物；泳道 6-以YZ-IAH1-2-F/YZ-IAH1-2-R為引物,a45-AWT的基因組為模板擴增得到的產(chǎn)物(2 425 bp)；泳道7-以YZ-IAH1-2-F/YZ-IAH1-2-R為引物,a45-AWT-K的基因組為模板擴增得到的產(chǎn)物；泳道8-以YZ-IAH1-2-F/YZ-IAH1-2-R為引物,a45-BAI的基因組為模板擴增得到的產(chǎn)物(1 564 bp)；泳道9-以YZ-IAH1-3-F/YZ-IAH1-3-R為引物,a45的基因組為模板擴增得到的產(chǎn)物；泳道10-以YZ-IAH1-3-F/YZ-IAH1-3-R為引物,a45-AWT的基因組為模板擴增得到的產(chǎn)物；泳道11-以YZ-IAH1-3-F/YZ-IAH1-3-R為引物,a45-AWT-K的基因組為模板擴增得到的產(chǎn)物；泳道12-以YZ-IAH1-3-F/YZ-IAH1-3-R為引物,a45-BAI的基因組為模板擴增得到的產(chǎn)物(2 129 bp)

2.1.3 a45ΔGal80菌株和a45ΔBAT2菌株的構建及驗證

用醋酸鋰轉化法將構建a45ΔGal80菌株所需的片段導入菌株a45(圖3-a)。提取陰性對照AY12的單倍體a45基因組及G418平板上的轉化子基因組,利用驗證引物GA-K-F/GA-K-R和GK-B-F/GK-B-R對構建的轉化子進行定點驗證,其片段長度分別為1 260和1 309 bp,且陰性對照無條帶,驗證條帶與預期一致(圖3-b)。用同樣的方法構建a45ΔBAT2菌株并驗證。

a-菌株a45ΔGal80的構建過程；b-菌株a45ΔGal80的PCR驗證結果M-DL5000 DNA marker；泳道1-以 GA-K-F/GA-K-R 為引物,a45ΔGal80的基因組為模板擴增到的產(chǎn)物(1260 bp)；泳道2-以GA-K-F/GA-K-R為引物,a45的基因組為模板擴增得到的產(chǎn)物；泳道3-以GK-B-F/GK-B-R為引物,a45ΔGal80的基因組為模板擴增得到的產(chǎn)物(1 309 bp)；泳道4-以GK-B-F/GK-B-R為引物,a45的基因組為模板擴增得到的產(chǎn)物

2.2 突變株與親本菌株的發(fā)酵實驗

2.2.1 模擬白酒發(fā)酵的基本發(fā)酵性能

模擬白酒發(fā)酵條件檢測重組菌株的發(fā)酵性能以及風味物質,分別對發(fā)酵液中的CO2排放質量、剩余還原糖的質量濃度和酒精度(體積分數(shù))進行測定。如表3所示,a45ΔBAT2、a45-AWT和a45-BAI菌株發(fā)酵產(chǎn)生的CO2排放的質量、剩余還原糖的質量濃度和酒精度(體積分數(shù))與a45沒有顯著性差異。

表3 突變菌株和親本菌株的基本發(fā)酵性能

2.2.2 模擬白酒發(fā)酵生成的主要風味物質

用GC檢測蒸餾的酒樣中主要乙酸酯和高級醇的質量濃度。如圖4所示,突變株a45-AWT發(fā)酵生成的乙酸乙酯和乙酸異戊酯的質量濃度分別為835.27和63.68 mg/L,比a45分別高29.14和10.26倍,正丙醇、異丁醇和異戊醇的質量濃度分別為57.59、17.23和154.43 mg/L,分別比a45降低了17.2%、31.1%和54.5%。突變株a45-BAI的乙酸乙酯和乙酸異戊酯的質量濃度分別為267.88和10.73 mg/L,分別比a45高867%和89.4%,分別比a45-AWT降低67.9%和83.2%。正丙醇、異丁醇、異戊醇的質量濃度分別為69.58、24.99和339.59 mg/L,分別較原始菌株a45降低了22.8%、49.4%和12.5%,分別比a45-AWT升高了20.8%、45.0%和120%。突變株a45-BAI的高級醇的質量濃度為501.18 mg/L,較原始菌株a45降低了14.8%,比a45-AWT升高了70.5%。

圖4 突變菌株和親本菌株的乙酸酯和高級醇生成量

出發(fā)菌株a45發(fā)酵產(chǎn)生的乙酸乙酯和乙酸異戊酯的質量濃度比是4.9,敲除BAT2時乙酸乙酯和乙酸異戊酯之間的質量濃度比為5.63,提高了14.8%。菌株a45-AWT的乙酸乙酯和乙酸異戊酯之間的質量濃度比為13.36,比a45提高了1.37倍。菌株a45-BAI的乙酸乙酯和乙酸異戊酯的質量濃度比為25.02,比出發(fā)菌株高4.1倍,比a45-AWT提高了87.3%。

出發(fā)菌株a45發(fā)酵產(chǎn)生的高級醇與乙酸酯之間的質量濃度比為17.64,敲除BAT2時高級醇與乙酸酯之間的質量濃度比為14.68,升高了78.7%。菌株a45-AWT的高級醇與乙酸酯之間的質量濃度比為1.80,比a45降低了97.8%。菌株a45-BAI的高級醇與乙酸酯之間的質量濃度比為32.80,比a45降低了89.8%,比a45-AWT提高了4.48倍。

表4 突變菌株和親本菌株的發(fā)酵結果

2.3 ATF1及IAH1基因相對表達量的檢測

檢測了重組菌株a45-AWT和a45-BAI中ATF1基因及IAH1基因的轉錄水平。如圖5所示,在敲除BAT2且過表達ATF1時,ATF1的相對表達水平提高了43.66倍,IAH1的相對表達水平無顯著性差異。在敲除BAT2并且過表達ATF1和IAH1時,IAH1的相對表達水平提高了45.5倍,ATF1的相對表達水平提高了34.84倍,表明IAH1和ATF1基因的過表達提高了其轉錄水平,乙酸乙酯和乙酸異戊酯的適量增長是ATF1和IAH1的共同調(diào)控作用。

a-重組菌株的ATF1相對表達量；b-重組菌株的IAH1相對表達量

2.4 突變株與親本菌株生長性能的比較

為了檢測其生長性能,考察了親本菌株和突變菌株在30 ℃培養(yǎng)條件下的生長情況。如圖6所示,與原始菌株a45相比,突變株和出發(fā)菌整體生長趨勢基本一致,穩(wěn)定期菌體密度相似,表明重組菌株的生長性能沒有顯著影響。

圖6 菌株的生長曲線

3 結論

乙酸乙酯和乙酸異戊酯是白酒中調(diào)節(jié)風味的關鍵微量成分,適量提高白酒中乙酸乙酯和乙酸異戊酯含量可以協(xié)調(diào)白酒的味道。IAH1最初被發(fā)現(xiàn)時,其編碼的酶被證明具有水解乙酸異戊酯的功能,隨著研究深入,學者發(fā)現(xiàn)其對別的乙酸酯也有著水解作用,敲除IAH1基因顯著升高了乙酸乙酯、乙酸異戊酯和乙酸異丁酯的產(chǎn)量[29],本實驗前期的研究也表明敲除IAH1基因顯著上調(diào)了乙酸乙酯和乙酸異戊酯的產(chǎn)量[30],這與我們的研究相一致。從結果來看,其對乙酸異戊酯作用的傾向大于乙酸乙酯,過表達IAH1基因乙酸乙酯的質量分數(shù)顯著降低了67.9%,乙酸異戊酯的質量分數(shù)顯著降低了83.2%,這印證了學者對其酶學性質的研究,底物酶對乙酸異戊酯的活性高于乙酸乙酯[31]。學者已經(jīng)對IAH1編碼的酶進行結晶解析,后續(xù)對其理性設計,有望實現(xiàn)對某些酯的特異性改造,在白酒發(fā)酵中會有更強的應用[10]。

本實驗室前期以工業(yè)釀酒酵母菌株AY12的單倍體a45為出發(fā)菌株,敲除BAT2同時過表達ATF1,構建了1株低產(chǎn)高級醇高產(chǎn)乙酸酯菌株a45-AWT,但其乙酸異戊酯含量過高,因此本研究以a45-AWT為親本菌株,在Gal80位點上過表達IAH1基因,成功構建了a45-BAI菌株。a45-BAI菌株的乙酸異戊酯的質量分數(shù)比a45-AWT降低了83.2%,雖然乙酸乙酯的質量分數(shù)也降低了67.9%,但仍然比野生菌株a45提高了8.67倍,高級醇的質量分數(shù)比野生菌株a45降低了14.8%。a45-BAI菌株與野生型菌株的生長性能沒有顯著差別,且具有高產(chǎn)乙酸乙酯、適量產(chǎn)乙酸異戊酯、低產(chǎn)高級醇的特點,可顯著改善白酒產(chǎn)品的風味和品質。