黑米花色苷微膠囊的制備

趙麗艷，王磊，任婷，劉長姣

（吉林工商學院糧油食品深加工吉林省高校重點實驗室，吉林長春130507）

黑米是脫去谷殼的黑色糙米，具有很高的營養(yǎng)價值，有“補血米”，“神仙米”等的美稱[1]。研究表明，黑米具有許多功能，如清除人體自由基、輔助治療缺鐵性貧血、改善人體的免疫調(diào)節(jié)等[2-3]。研究證實，黑米所表現(xiàn)出來的生理保健作用主要與黑米中富含的花色苷色素有關。研究人員發(fā)現(xiàn)花色苷對腸道益生菌，如雙歧桿菌、嗜酸乳桿菌等具有增殖作用，對金黃色葡萄球菌、大腸桿菌等有害菌具有抑制作用，但花色苷屬小分子物質(zhì)，在上消化道就會被吸收，難以到達腸道[4]。因此，人體食用花色苷后，如何使其能夠順利到達腸道，起到促進腸道益生菌增殖作用，是花色苷開發(fā)利用需要解決的問題之一。

近年來，微膠囊技術已應用到食品領域，它是一種可以限制目標成分與系統(tǒng)其它部分或與外部環(huán)境之間的接觸，以達到保護及控制等效果的技術[5-6]。本文將利用微膠囊造粒機制備黑米花色苷微膠囊，并探討其在胃腸模擬液中的釋放性質(zhì)，同時考察其在自然光和空氣中存放的穩(wěn)定性，為黑米花色苷的開發(fā)利用提供研究基礎。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

矢車菊素-3-葡萄糖苷對照品：上海市源葉生物科技有限公司；黑米花色苷提取物（花色苷含量25%）：西安瑞盈生物科技有限公司；海藻酸鈉（直徑0.15mm）：瑞士步琦有限公司；氯化鈣、乙醇（均為分析純）：北京化工廠；試驗用水為蒸餾水。

1.2 儀器與設備

B-390微膠囊造粒機：瑞士步琦有限公司；I5分光光度計：濟南海能儀器股份有限公司；CP214電子天平：常州市奧豪斯儀器有限公司；WH-2微型旋渦混合儀：上海滬西分析儀器廠有限公司；THZ-92A氣浴恒溫振蕩器：上海博訊醫(yī)療生物儀器股份有限公司。

1.3 微膠囊制備工藝流程和操作要點

微膠囊制備工藝流程見圖1。

圖1 微膠囊制備工藝流程Fig.1 The processing of microcapsules

1）海藻酸鈉溶液：按照設計稱取適量海藻酸鈉，加入約90℃水中溶解，混合均勻后冷卻至室溫（20℃），加水定容至100 mL，配制成不同濃度的海藻酸鈉溶液，作為壁材[7]。

2）氯化鈣溶液：按照設計稱取適量氯化鈣，加水溶解并定容至100 mL，配制成不同濃度的氯化鈣溶液。

3）壁芯混合液：準確稱取適量黑米花色苷提取物，分別與按照試驗設計的壁芯質(zhì)量比與海藻酸鈉溶液混合，均質(zhì)5min得壁芯混合液。

4）微膠囊滴制：按照試驗設計選擇所需的壁芯混合液、噴頭孔徑、氯化鈣溶液，設備5號電極、頻率為190 Hz、壁芯混合液流速為9.5 mL/min。

1.4 黑米花色苷微膠囊的制備試驗設計

1.4.1 噴頭孔徑對微膠囊中花色苷包埋率的影響

稱取2.67 g黑米花色苷提取物粉末，置于4.0%海藻酸鈉溶液中，配制成壁芯比為3∶1的壁芯混合液，均質(zhì) 5 min，選擇孔徑分別為 0.1、0.3、0.45、0.75、1.0 mm的噴頭，在制粒條件穩(wěn)定后，用3.0%氯化鈣溶液接收，計時制粒1 min，利用分光光度法測量氯化鈣中花色苷含量，計算包埋率。

1.4.2 壁芯比對微膠囊中花色苷包埋率的影響

稱取2.67 g黑米花色苷提取物，置于4.0%海藻酸鈉溶液中，配制成壁芯比分別為 2 ∶1、3 ∶1、4 ∶1、5 ∶1、6∶1的壁芯混合液，均質(zhì)5 min，噴頭孔徑為0.45 mm，制粒條件穩(wěn)定后，用3.0%氯化鈣溶液接收，計時制粒1 min，利用分光光度法測量氯化鈣中花色苷含量，計算包埋率。

1.4.3 海藻酸鈉濃度對微膠囊中花色苷包埋率的影響

稱取2.67 g黑米花色苷提取物，置于濃度分別為2.0%、3.0%、4.0%、5.0%和6.0%的海藻酸鈉溶液中，配制成壁芯比為3∶1的壁芯混合液，均質(zhì)5 min，噴頭孔徑為0.45 mm，制粒條件穩(wěn)定后，用3.0%氯化鈣溶液接收，計時制粒1 min，利用分光光度法測量氯化鈣中花色苷含量，計算包埋率。

1.4.4 氯化鈣濃度對微膠囊中花色苷包埋率的影響

稱取2.67 g黑米花色苷提取物，置于濃度為4.0%的海藻酸鈉溶液中，配制成壁芯比為3∶1的壁芯混合液，均質(zhì)5 min，噴頭孔徑為0.45 mm，制粒條件穩(wěn)定后，分別用濃度為1.0%、2.0%、3.0%、4.0%和5.0%的氯化鈣溶液接收，計時制粒1min，利用分光光度法測量氯化鈣中花色苷含量，計算包埋率。

1.5 花色苷標準曲線的繪制

精確稱量Cy-3-G標準品2.5 mg，置于25 mL棕色容量瓶中，按參考文獻[8]制備并繪制標準曲線，得標準曲線方程為y=52.829x+0.008 3，R2=0.999 4，其線性范圍為0～0.020 mg/mL。

1.6 花色苷包埋率計算方法

壁芯混合液配制完成后，根據(jù)黑米花色苷提取物中花色苷含量和配制用量，計算壁芯混合液中花色苷濃度。按照試驗設計，制備黑米花色苷微膠囊后，取氯化鈣溶液適量，按照1.5測定并計算氯化鈣溶液中花色苷濃度，則花色苷包埋率計算公式（1）如下：

式中：Y為花色苷包埋率，%；C1為壁芯混合液中花色苷濃度，mg/mL；V1為消耗壁芯混合液體積，mL；C2為氯化鈣濾液中花色苷濃度，mg/mL；V2為氯化鈣濾液體積，mL。

1.7 胃腸模擬液中的釋放試驗

參考文獻[9]進行胃模擬液和腸模擬液配置和釋放試驗，得到pH 1.2的胃模擬液和pH 6.8的小腸模擬液。取一定質(zhì)量的花色苷微膠囊，分別加入到25 mL胃模擬液或25 mL小腸模擬液中，37℃水浴條件下，50 r/min下振蕩反應，每30 min取模擬液測定花色苷的含量，計算釋放度。

1.8 花色苷釋放度計算公式

式中：Z為花色苷釋放度，%；C3為模擬液中花色苷濃度，mg/mL；Y為花色苷包埋率，%；V3為模擬液體積，mL；m 為微膠囊質(zhì)量，g。

1.9 花色苷微膠囊穩(wěn)定性測定

1.9.1 自然光照對微膠囊穩(wěn)定性的試驗

準確稱取微膠囊0.20 g，真空包裝后置于室溫（20℃）條件下自然光照射20 d，每5 d取樣測定微膠囊中花色苷含量，以花色苷保留率為評價指標，考察自然光照對微膠囊中花色苷含量的影響[10]。

1.9.2 空氣對微膠囊穩(wěn)定性的試驗

準確稱取微膠囊0.20 g，置于暗室內(nèi)避光放置20 d，每5 d測其花色苷含量，以花色苷保留率為評價指標，考察空氣對微膠囊中花色苷含量的影響。

1.9.3 保留率計算公式

式中：S為花色苷保留率，%；B1為存放數(shù)天后微膠囊中花色苷含量，mg/g；B0為微膠囊中花色苷含量，mg/g。

所有試驗均平行3次，試驗結果以平均值表示。

2 結果與分析

2.1 噴頭孔徑對花色苷包埋率的影響

噴頭孔徑大小直接決定微膠囊直徑大小，并影響芯材的包埋率。試驗選用噴頭孔徑大小分別為0.1、0.3、0.45、0.75、1.0 mm 的噴頭，結果見圖 2。

圖2 噴頭孔徑對花色苷包埋率的影響Fig.2 Effect of needle aperture on imbedding ratio of anthocyanins

當噴頭孔徑大小在0.1 mm～0.45 mm之間時，花色苷包埋率隨噴頭孔徑的增大而增大。當孔徑為0.45 mm時，包埋率達到最大值99.28%；增大噴頭孔徑為0.75 mm和1.0 mm時，花色苷的包埋率降低。這可能是因為在微膠囊制備過程中，噴頭孔徑過大形成的微膠囊液滴粒徑過大，微膠囊成型所需時間增長，因而導致成型效果變差，花色苷更多的溶解到固化溶液中，導致黑米花色苷包埋率下降。因此，制備黑米花色苷微膠囊的最佳噴頭孔徑確定為0.45 mm。

2.2 壁芯比對微膠囊中花色苷包埋率的影響

在制備微膠囊的過程中，壁芯比是制備微膠囊的一個重要影響因素。壁芯混合液中合理的壁芯比可以確保微膠囊中含有一定量的芯材成分，同時不影響微膠囊的成型效果，試驗結果如圖3。

由圖3可知，花色苷包埋率隨著壁芯比的增大呈現(xiàn)先增大后減小的趨勢。當壁芯比增加到3∶1時，花色苷包埋率達到最大值99.28%。當壁芯比為2∶1時，壁材用量較低，不能完全包埋芯材，可能會使芯材附著在壁材表面，導致包埋率較低。繼續(xù)增加壁材比例，壁芯混合液較黏稠，流動性差，微膠囊成型效果差，導致芯材溶到氯化鈣溶液中，降低花色苷包埋率。因此確定制備黑米花色苷微膠囊的最佳壁芯比為3∶1。

2.3 海藻酸鈉濃度對花色苷包埋率的影響

在制備微膠囊的過程中，海藻酸鈉作為壁材，與固化劑反應，形成一層海藻酸鈣的薄膜包裹花色苷，因此海藻酸鈉的濃度會直接影響微膠囊的成型效果。不同海藻酸鈉濃度對花色苷包埋率的影響見圖4。

圖4 海藻酸鈉濃度對花色苷包埋率的影響Fig.4 Effect of sodium alginate concentration on imbedding ratio of anthocyanins

由圖4可知，隨著海藻酸鈉濃度增加，包埋率先增大后減小。當海藻酸鈉濃度為4.0%時，花色苷的包埋率達到最大值。海藻酸鈉濃度在2.0%～4.0%之間時，微膠囊成型效果越來越好，花色苷包埋率逐漸增大；但當其超過4.0%時，壁芯混合溶液就會過于黏稠，導致微膠囊成型效果不好，包埋率下降，因此，確定制備黑米花色苷微膠囊的最佳海藻酸鈉濃度為4.0%。

2.4 氯化鈣濃度對微膠囊中花色苷包埋率的影響

在微膠囊制備過程中，氯化鈣作為固化劑，濃度直接影響Ca2+與Na+的置換效果，其濃度過高或過低，均會影響Ca2+充分置換Na+，從而導致膠囊整體結構不穩(wěn)定，花色苷包埋率下降[7]。氯化鈣濃度對花色苷包埋率的影響如圖5所示。

圖5 氯化鈣濃度花色苷包埋率的影響Fig.5 Effect of CaCl2concentration on imbedding ratio of anthocyanins

由圖5可知，隨著氯化鈣濃度的增加，包埋率先增大后減小。當其濃度為3.0%時，花色苷包埋率達到最高值99.82%。隨著其濃度繼續(xù)增加，花色苷包埋率隨之降低。因此確定制備黑米花色苷微膠囊的最佳氯化鈣濃度為3.0%。

2.5 花色苷在胃腸模擬液中的緩釋

人們進食后，食物在胃中可以存在4.0 h左右；而在人體內(nèi)，益生菌大多存在于腸道中，因此花色苷微膠囊應在胃液中存在4.0 h以上且不易被溶解，然后到達腸道，在腸道內(nèi)溶解，才能更好地實現(xiàn)花色苷對腸道益生菌的增殖促進作用。黑米花色苷微膠囊在胃及腸模擬液中的釋放試驗結果如圖6所示。

圖6 花色苷微膠囊在胃腸模擬液中的緩釋Fig.6 The releasing of anthocynins in the stomach and intestine simulated liquid

由圖6可知在4.0 h內(nèi)，微膠囊中的花色苷在胃模擬液中的釋放度升高趨勢非常緩慢，3.0 h時僅為5%，繼續(xù)延長時間變化不明顯。這表明在4.0 h內(nèi)，花色苷微膠囊可以在胃模擬液中保持花色苷的低釋放率。在腸模擬液中，花色苷釋放度隨時間的延長，上升趨勢較快，在3.0 h時達到91.32%，基本完成芯材成分的釋放。由此可知，以海藻酸鈉為壁材制備的黑米花色苷微膠囊可以延遲花色苷在胃液中釋放，實現(xiàn)在腸道中釋放，有利于花色苷在腸道中發(fā)揮功效。

2.6 微膠囊穩(wěn)定性測定

花色苷具有較強的還原能力，其穩(wěn)定性受不同條件如溫度、光照、氧氣、pH值等條件影響。本文分別考察自然光照和空氣對微膠囊中花色苷保留率的影響，結果如圖7所示。

2.6.1 自然光照對微膠囊穩(wěn)定性的影響

由圖7可知，在自然光下，隨著放置時間的延長，微膠囊中花色苷的保留率逐漸降低。在0～5 d之間，降低幅度最大；存放20 d后，微膠囊中花色苷保留率降低到47.71%。由此可知經(jīng)微膠囊技術包埋的花色苷，在自然光照下穩(wěn)定性仍會受到影響，所以花色苷微膠囊應避光存放，降低光照對花色苷含量的影響。

圖7 自然光和空氣對微膠囊穩(wěn)定性影響Fig.7 Effect of light and atmosphere on the stability of microcapsules

2.6.2 空氣對微膠囊穩(wěn)定性影響

由圖7可知，在空氣下存放的微膠囊，花色苷的保留率隨存放時間的延長而逐漸降低，放置20 d后，花色苷保留率降低到47.95%。由此可知花色苷雖然經(jīng)過包埋處理，但空氣仍然會影響其中花色苷的穩(wěn)定性，因此花色苷微膠囊在保存時，應隔絕空氣存放。

3 結論

本文通過單因素試驗確定了黑米花色苷微膠囊制備的最佳工藝：壁芯比為3∶1、噴頭孔徑為0.45 mm、海藻酸鈉濃度為4.0%、氯化鈣濃度為3.0%。在此條件下，制得的微膠囊中花色苷的包埋率達到99%以上。胃及腸模擬液釋放試驗證明，黑米花色苷微膠囊在胃模擬液中能夠保持4.0 h以上，在腸模擬液中隨著時間的延長逐漸溶解，證明花色苷可以在腸模擬液中釋放，有利于花色苷在腸道中發(fā)揮功效。穩(wěn)定性試驗證明自然光和空氣對微膠囊化后的花色苷穩(wěn)定性仍有較大的影響，因此應盡量避光和隔絕空氣來保存黑米花色苷微膠囊。