枸杞色素及多糖的不同提取次序?qū)ζ涞寐始翱寡趸钚缘挠绊?/h1>

2019-06-25 09:03:30李文君王成章葉建中季金金

天然產(chǎn)物研究與開發(fā)訂閱 2019年6期 收藏

關(guān)鍵詞：正己烷濾液枸杞

李文君，王成章*，葉建中，季金金

1中國林業(yè)科學(xué)研究院林產(chǎn)化學(xué)工業(yè)研究所；2南京林業(yè)大學(xué)化工學(xué)院， 南京 210042

枸杞屬植物枸杞(LyciumbarbarumL.)為多棘刺落葉小灌木，具有很強(qiáng)的抗旱能力，在我國的寧夏、青海、甘肅、新疆等地分布較廣。其漿果枸杞子在《神農(nóng)本草經(jīng)》中引為上品，是我國傳統(tǒng)名貴中藥材，素有“紅寶”美稱[1]。其味甘、性平，有清肝、潤肺、滋補(bǔ)肝腎、強(qiáng)筋骨、抗癌的功效，既含有碳水化合物、脂肪、蛋白質(zhì)、核黃素、胡蘿卜素、磷、鈣、鐵、鋅，還含有多種維生素及玉蜀黍黃素[2]。21世紀(jì)初就開始了枸杞子的有效成分與藥理學(xué)的研究，現(xiàn)代醫(yī)藥表明，枸杞子中含有的甜菜堿、枸杞色素和枸杞多糖為枸杞子的主要活性物質(zhì)。其中，枸杞色素為枸杞漿果中各種呈色物質(zhì)的總稱，主要成分是類胡蘿卜素及其酯，具有消炎、抗疲勞、抗氧化、延緩衰老和預(yù)防腫瘤等重要的生物學(xué)功能，是食品和化妝品天然的著色物質(zhì)。枸杞多糖(LBP)是由多個單糖或衍生物聚合而成的大分子活性化合物，其結(jié)構(gòu)按LBP-I、LBP-II、LBP-III、LBP-IV的順序水溶性依次遞減，不溶于乙醇、丙酮等有機(jī)溶劑[3]，具有調(diào)節(jié)機(jī)體免疫力[4]，控制腫瘤生長和細(xì)胞突變，延緩衰老，提高適應(yīng)能力，并具有抗疲勞和加速消除疲勞作用[5,6]，已成為保健食品的一種重要功能性添加劑而且顯示出良好的應(yīng)用前景。目前，枸杞色素作為食用色素其提取方法主要有水浸提、有機(jī)溶劑浸提、皂化提取、微波或者超聲處理、超臨界流體萃取等，而其多糖的提取方法主要有水提法、堿液提取法、酶解提取法、微波法、超聲波萃取法等[7]，所以枸杞色素和多糖在提取方式上有相似之處，故當(dāng)對同一批樣品，即提取枸杞色素又提取枸杞多糖，就可能會對兩者的含量造成影響，但是，目前這一方面的研究國內(nèi)還未見報(bào)道。因此，本文將通過實(shí)驗(yàn)論證這一點(diǎn)，通過不同提取次序考察其對枸杞多糖和色素的得率及其抗氧化活性的影響，這將為枸杞子中色素和多糖后續(xù)同批次的綜合加工利用提供一定的參考。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

1.1.1 原料

寧夏枸杞子，60 ℃烘干后，放入干燥器中冷卻24 h，研碎過200目篩得枸杞粉，4 ℃干燥保存?zhèn)溆谩?/p>

1.1.2 試劑

乙醇、乙酸乙酯、石油醚、三氯甲烷、環(huán)己烷均為分析級，正己烷為色譜級。

1.1.3 儀器

數(shù)顯恒溫水浴鍋，HH-6，國華電器有限公司；實(shí)驗(yàn)室純水機(jī)，F(xiàn)A2004，南京易普易達(dá)科技發(fā)展有限公司；恒溫干燥箱，XMTD-8222，上海精宏實(shí)驗(yàn)設(shè)備有限公司；紫外可見分光光度計(jì)，UV765，上海怡電儀器公司。

1.2 方法

1.2.1 枸杞色素的提取工藝探究

1.2.1.1 枸杞色素提取率分析方法的建立

由于枸杞色素的主要成分為脂溶性類胡蘿卜素類化合物，故本實(shí)驗(yàn)中對枸杞色素的提取率分析以β-胡蘿卜素為指標(biāo)，故需要測定的其標(biāo)準(zhǔn)曲線如下：

稱10.0 mg的β-胡蘿卜素于25 mL的容量瓶中，正己烷定容至刻度線，配制4.0 mg/mL標(biāo)準(zhǔn)溶液。分別取0.5、1.0、1.5、2.0、2.5、3.0 mL的上述標(biāo)準(zhǔn)溶液于10 mL的容量瓶中，正己烷定容至刻度線，分別得濃度為0.02、0.04、0.06、0.08、0.10、0.12 mg/mL的溶液，以蒸餾水同法做空白參比，在其最大吸收波長448 nm下的吸光度值A(chǔ)，以標(biāo)準(zhǔn)溶液濃度為橫坐標(biāo)x，吸光度值A(chǔ)為縱坐標(biāo)y，得到標(biāo)準(zhǔn)曲線為y=0.187 8x+0.011 11,R2=0.997 8。

圖1 β-胡蘿卜素標(biāo)準(zhǔn)曲線Fig.1 β-carotene standard curve

1.2.1.2 枸杞色素的提取

枸杞色素的提取過程是利用索氏提取器熱回流進(jìn)行，主要提取其中的脂溶性色素，分別考察了提取溶劑、提取次數(shù)、提取時間、提取溫度、料液比等因素對枸杞色素提取率的影響，基本方法為：稱取10 g的枸杞粉末置于圓底燒杯中，加入100 g的石油醚溶液，于80 ℃水浴鍋中加熱進(jìn)行索式提取，1 h后過濾，殘?jiān)性俅蔚谷?00 g的石油醚繼續(xù)提取1 h，將兩次的濾液濃縮，在25 mL容量瓶中加入正己烷定容至刻度，繼續(xù)稀釋500倍，利用紫外分光光度計(jì)測量其吸光度值。

1.2.2 枸杞多糖的提取工藝探究

1.2.2.1 枸杞多糖的分析方法的建立

枸杞多糖是一種水溶性多糖，在枸杞中含量約為7.09%，已明確該多糖系蛋白多糖，分析枸杞多糖的提取率，以α-無水葡萄糖標(biāo)準(zhǔn)品為指標(biāo)，故需要測定的其標(biāo)準(zhǔn)曲線如下：

采用苯酚-硫酸比色法[8]，α-無水葡萄糖作為標(biāo)準(zhǔn)品配制標(biāo)準(zhǔn)溶液，在485 nm處測吸光度值A(chǔ)，以標(biāo)準(zhǔn)溶液濃度為橫坐標(biāo)x，吸光度值A(chǔ)為縱坐標(biāo)y，得標(biāo)準(zhǔn)曲線為y=8.713 9x-0.043 9，R2=0.993 5。

圖2 α-無水葡萄糖標(biāo)準(zhǔn)曲線Fig.2 α-anhydrous glucose standard curve

1.2.2.2 傳統(tǒng)工藝提取枸杞多糖

取10 g枸杞粉置于普通回流裝置中，加入氯仿與甲醇混合溶劑(氯仿∶甲醇=2∶1)，在60 ℃回流脫脂2次，每次2 h，濾出溶劑，殘?jiān)L(fēng)干后取80%乙醇適量，60℃回流2次，每次2 h，回收乙醇，再以50～60 ℃水提2次，共4 h，液固比為1∶15～1∶30[9]，合并濾液濃縮至20 mL左右，以4～5倍95%的乙醇沉淀，放置24 h，抽濾，所得固形物先后以95%乙醇、無水乙醇、丙酮依次洗滌、真空干燥(50 ℃)[10]，即得固形物枸杞多糖粗粉。

1.2.2.3 水提取枸杞多糖

取10 g枸杞粉置于普通回流裝置中，加入超純水回流2次，每次2 h，液固比為1∶15～1∶30，合并濾液濃縮至20 mL左右，以4～5倍95%的乙醇沉淀，放置24 h，抽濾，所得固形物先后以95%乙醇、無水乙醇、丙酮依次洗滌、真空干燥(50 ℃)，即得固形物枸杞多糖粗粉。

1.2.2.4 超聲輔助提取枸杞多糖[11]

取10 g枸杞粉置于100 mL燒杯中，加適量超純水超聲提取2次，每次30 min，過濾，濾液于50～70 ℃濃縮，最后用95%乙醇沉淀，放置24 h，抽濾，所得固形物先后以95%乙醇、無水乙醇、丙酮依次洗滌、真空干燥(50 ℃)，即得枸杞多糖粗粉。

1.3 枸杞色素、枸杞多糖的抗氧化活性研究[12-16]

1.3.1 枸杞色素、枸杞多糖對DPPH·的清除能力

DPPH·的單電子，在510 nm處有強(qiáng)吸收，且其乙醇水溶液呈紫色，加入待測物后，通過檢測其在該波長下的吸光度值的變化，利用公式(1)計(jì)算出DPPH·的清除率，以此評價(jià)待測物的抗氧化活性能力。

分別取4 mL濃度為0.025 mg/mL的DPPH·的乙醇溶液，加入6支試管中，依次加入0.2 mL濃度為0、0.01、0.015、0.02、0.025、0.03 mg/mL的枸杞色素、枸杞多糖和抗壞血酸(Vc)溶液立即搖勻，在室溫遮光反應(yīng)30 min，然后利用紫外可見光分光光度計(jì)在517 nm波長下，檢測其吸光度值：

DPPH·清除率(S%)=(1-A30/A0)×100%

(1)

其中，A30是指分別加入了枸杞色素、枸杞多糖和Vc并反應(yīng)30 min后溶液體系的吸光度值，A0是指體系未加入枸杞色素、枸杞多糖和Vc時溶液體系的吸光度值。

1.3.2 枸杞色素、枸杞多糖對·OH的清除能力

將H2O2與Fe2+混合產(chǎn)生的·OH，可與體系中的水楊酸結(jié)合生成紫色物質(zhì)，在530 nm波長下具有最大吸收峰。加入待測物后，通過檢測其在該波長下的吸光度值的變化，利用公式(2)計(jì)算出DPPH·的清除率，以此評價(jià)待測物的抗氧化活性能力。

分別量取2 mL濃度為9 mmol/L 的FeSO4溶液和2 mL濃度為9 mmol/L的H2O2溶液，加入6支試管中，依次加入0.2 mL濃度為0、0.01、0.015、0.02、0.025、0.03 mg/mL的枸杞色素、枸杞多糖和抗壞血酸(Vc)溶液，搖勻，靜置10 min，再加入2 mL的9 mmol/L的水楊酸溶液，搖勻，在37 ℃下反應(yīng)30 min，以超純水作為參比，然后利用紫外可見光分光光度計(jì)在510 nm波長下，檢測其吸光度值：

·OH清除率(S%)=1-[(AX-AX0)/A0]×100%

(2)

其中，A0為空白對照的吸光度值，AX為加入樣品溶液的吸光度值，AX0為不加顯色劑H2O2的吸光度值。

2 結(jié)果與討論

2.1 枸杞色素的提取工藝研究

2.1.1 不同提取溶劑對枸杞色素得率的影響

利用1.2.1.2的方法，考察不同提取溶劑如石油醚、三氯甲烷、乙酸乙酯、環(huán)己烷、正己烷、乙醇、80%乙醇等對枸杞色素得率的影響，料液比1∶10，于80 ℃下索式提取2次，每次1 h，僅改變提取溶劑，將兩次的濾液濃縮，在25 mL容量瓶中加入正己烷定容至刻度，繼續(xù)稀釋500倍，利用紫外分光光度計(jì)測量其吸光度值，其實(shí)驗(yàn)結(jié)果如圖3(A)所示。由實(shí)驗(yàn)結(jié)果可知，三氯甲烷和正己烷溶劑對枸杞色素得率的影響相差無幾，但是考慮到安全性和經(jīng)濟(jì)性，本實(shí)驗(yàn)采用正己烷進(jìn)行提取枸杞色素。

圖3 提取溶劑對枸杞色素得率的影響Fig.3 Effect of different factors on the yield of Lycium barbarum pigment

2.1.2 不同提取次數(shù)對枸杞色素得率的影響

利用1.2.1.2的方法，考察不同的提取次數(shù)如提取1、2、3、4和5次對枸杞色素得率的影響，以正己烷為提取溶劑，料液比1∶10，于80 ℃下索式提取，僅改變提取次數(shù)，將每次的濾液濃縮，在25 mL容量瓶中加入正己烷定容至刻度，繼續(xù)稀釋500倍，利用紫外分光光度計(jì)測量其吸光度值，其實(shí)驗(yàn)結(jié)果如圖3(B)所示。由實(shí)驗(yàn)結(jié)果可知，提取次數(shù)為2次時，枸杞色素的得率最高，因此，本實(shí)驗(yàn)的提取次數(shù)為2次。

2.1.3 不同提取時間對枸杞色素得率的影響

利用1.2.1.2的方法，考察提取時間如提取0.50、1.00、1.50、2.00、2.50、3.00 h對枸杞色素得率的影響，故以正己烷為提取溶劑，料液比1∶10，于80 ℃下索式提取2次，僅改變提取時間，將兩次的濾液濃縮，在25 mL容量瓶中加入正己烷定容至刻度，繼續(xù)稀釋500倍，利用紫外分光光度計(jì)測量其吸光度值，其實(shí)驗(yàn)結(jié)果如圖3(C)所示。由實(shí)驗(yàn)結(jié)果可知，在提取時間為1.5 h時枸杞色素得率較高，但與提取時間為1 h時的枸杞色素得率相差不大，考慮到經(jīng)濟(jì)問題，在本實(shí)驗(yàn)中選擇提取時間為1 h。

2.1.4 不同料液比對枸杞色素得率的影響

利用1.2.1.2的方法，考察不同料液比如料液比為1∶5、1∶10、1∶15、1∶20、1∶25對枸杞色素得率的影響，故以正己烷為提取溶劑，提取2次，每次1 h，于80 ℃下索式提取2次，每次1 h，僅改變料液比，將兩次的濾液濃縮，在25 mL容量瓶中加入正己烷定容至刻度，繼續(xù)稀釋500倍，利用紫外分光光度計(jì)測量其吸光度值，其余試驗(yàn)條件不變，其實(shí)驗(yàn)結(jié)果如圖3(D)所示。由實(shí)驗(yàn)結(jié)果可知，料液比在1∶10時枸杞色素得率最高，因此，本實(shí)驗(yàn)后續(xù)過程選擇1∶10料液比進(jìn)行。

2.1.5 不同提取溫度對枸杞色素得率的影響

利用1.2.1.2的方法，考察不同提取溫度如75、80、85、90 ℃對枸杞色素得率的影響，故以正己烷為提取溶劑，提取2次，每次1 h，料液比1∶10時，僅改變提取溫度，將兩次的濾液濃縮，在25 mL容量瓶中加入正己烷定容至刻度，繼續(xù)稀釋500倍，利用紫外分光光度計(jì)測量其吸光度值，其實(shí)驗(yàn)結(jié)果如圖3(E)所示。由實(shí)驗(yàn)結(jié)果可知，提取溫度為80 ℃時，枸杞色素得率最高，因此本實(shí)驗(yàn)后續(xù)過程選擇提取溫度為80 ℃。

2.1.6 驗(yàn)證試驗(yàn)

綜上所述，枸杞色素的提取工藝為以正己烷為提取溶劑，提取2次，每次1 h，料液比1∶10，提取溫度為80 ℃，色素得率較高。因此，為了驗(yàn)證該條件的正確性，在此條件下進(jìn)行三組平行實(shí)驗(yàn)，得其枸杞色素的得率分別為3.8%、3.9%、4.1%，平均得率為3.93%。

2.2 枸杞多糖提取工藝研究

在本部分實(shí)驗(yàn)中的枸杞子原料粉末為首先利用2.1.6中的最佳條件將枸杞色素提取出來后的烘干的料渣，故本部分試驗(yàn)是先提取后枸杞色素后再進(jìn)行提取枸杞多糖。

2.2.1 不同提取工藝對枸杞多糖得率的影響

圖4 不同因素對枸杞多糖得率的影響Fig.4 Effect of different factors on the yield of Lycium barbarum polysaccharides

利用1.2.2.2和1.2.2.3的方法，考察不同提取工藝如傳統(tǒng)工藝提取方法、普通水提取和索式水提法對枸杞多糖得率的影響，其余條件如料液比、提取時間、提取溫度等都相同，測定其中多糖含量時，首先將提取得到的粗多糖粉末，配制成0.10 mg/mL 的溶液，紫外檢測其中α-無水葡萄糖的含量，實(shí)驗(yàn)結(jié)果如圖4(A)所示。由實(shí)驗(yàn)結(jié)果可知，在傳統(tǒng)脫脂法、普通水提法和索式水提法三種工藝過程中，索式水提法得到的枸杞多糖較多，因此，本實(shí)驗(yàn)后續(xù)實(shí)驗(yàn)中將采用索式水提法進(jìn)行。

2.2.2 不同料液比對枸杞多糖得率的影響

利用1.2.2.3的方法，考察不同料液比1∶10、1∶15、1∶20、1∶25、1∶30對枸杞多糖的影響，利用索式水提法，僅改變料液比，于90 ℃下索式提取2次，每次2 h，合并濾液濃縮至20 mL左右，以4～5倍95%的乙醇沉淀，放置24 h，抽濾，所得固形物先后以95%乙醇、無水乙醇、丙酮依次洗滌、真空干燥(50 ℃)，即得固形物枸杞多糖粗粉。測定其中多糖含量時，首先將提取得到的粗多糖粉末，配制成0.10 mg/mL 的溶液，紫外檢測其中α-無水葡萄糖的含量，實(shí)驗(yàn)結(jié)果如圖4(B)所示。由實(shí)驗(yàn)結(jié)果可知，當(dāng)料液比為1∶15時對枸杞多糖得率的影響最顯著，因此，本實(shí)驗(yàn)后續(xù)實(shí)驗(yàn)中將采用1∶15的料液比進(jìn)行。

2.2.3 不同提取時間對枸杞多糖得率的影響

利用1.2.2.3的方法，考察不同提取時間如1.00、1.50、2.00、2.50、3.00 h對枸杞多糖得率的影響，利用索式水提法，料液比為1∶15，于90 ℃下索式提取2次，僅改變提取時間，合并濾液濃縮至20 mL左右，以4～5倍95%的乙醇沉淀，放置24 h，抽濾，所得固形物先后以95%乙醇、無水乙醇、丙酮依次洗滌、真空干燥(50 ℃)，即得固形物枸杞多糖粗粉。測定其中多糖含量時，首先將提取得到的粗多糖粉末，配制成0.10 mg/mL 的溶液，紫外檢測其中α-無水葡萄糖的含量，實(shí)驗(yàn)結(jié)果如圖4(C)所示。由實(shí)驗(yàn)結(jié)果可知，提取時間在1.5 h時最佳。

2.2.4 不同提取次數(shù)對枸杞多糖得率的影響

利用1.2.2.3的方法，考察考察不同提取次數(shù)如提取1次、2次、3次、4次對枸杞多糖得率的影響，利用索式水提法，料液比為1∶15，提取時間為1.5 h，于90 ℃下索式提取，僅改變提取次數(shù)，每次2 h，合并濾液濃縮至20 mL左右，以4～5倍95%的乙醇沉淀，放置24 h，抽濾，所得固形物先后以95%乙醇、無水乙醇、丙酮依次洗滌、真空干燥(50 ℃)，即得固形物枸杞多糖粗粉。測定其中多糖含量時，首先將提取得到的粗多糖粉末，配制成0.10 mg/mL 的溶液，紫外檢測其中α-無水葡萄糖的含量，實(shí)驗(yàn)結(jié)果如圖4(D)所示。由實(shí)驗(yàn)結(jié)果可知，提取2次時枸杞多糖的得率最高，因此，后續(xù)工作中提取2次。

2.2.5 不同提取溫度對枸杞多糖得率的影響

利用1.2.2.3中方法，考察不同提取溫度如85、90、95、100 ℃對枸杞多糖得率的影響，利用索式水提法，料液比為1∶15，僅改變提取溫度，提取時間為1.5 h，提取2次，合并濾液濃縮至20 mL左右，以4～5倍95%的乙醇沉淀，放置24 h，抽濾，所得固形物先后以95%乙醇、無水乙醇、丙酮依次洗滌、真空干燥(50 ℃)，即得固形物枸杞多糖粗粉。測定其中多糖含量時，首先將提取得到的粗多糖粉末，配制成0.10 mg/mL 的溶液，紫外檢測其中α-無水葡萄糖的含量，實(shí)驗(yàn)結(jié)果如圖4(E)所示。由實(shí)驗(yàn)結(jié)果可知，提取溫度為100 ℃時，提取效果最佳。

2.2.6 驗(yàn)證試驗(yàn)

綜上所述，枸杞多糖以索式水提時，料液比為1∶15，提取時間為1.5 h，提取2次，提取溫度為100 ℃時，多糖得率較高。因此，為了驗(yàn)證該條件的正確性，在此條件下進(jìn)行三組平行實(shí)驗(yàn)，枸杞多糖的得率分別為4.28%、4.46%、4.09%，平均得率為4.28%。

2.3 超聲提取法提取枸杞多糖

同上，在本部分實(shí)驗(yàn)中的枸杞子原料粉末也是為首先利用2.1.6中的最佳條件將枸杞色素提取出來后的烘干的料渣，故本部分試驗(yàn)是先提取枸杞色素后再進(jìn)行提取枸杞多糖。

2.3.1 不同超聲時間對枸杞多糖得率的影響

圖5 不同超聲時間對枸杞多糖得率的影響Fig.5 Effect of different ultrasonic factors on the yield of Lycium barbarum polysaccharides

利用1.2.2.4的方法，考察不同超聲時間如10、20、30、40、50、60 min時對枸杞多糖得率的影響，料液比1∶10，20%超聲功率(最大功率1 200 W)下超聲2次，僅改變超聲時間，過濾，濾液于50～70 ℃濃縮，最后用95%乙醇沉淀，放置24 h，抽濾，所得固形物先后以95%乙醇、無水乙醇、丙酮依次洗滌、真空干燥(50 ℃)，即得枸杞多糖粗粉。將提取得到的粗多糖粉末，配制成0.10 mg/mL 的溶液，紫外檢測其中α-無水葡萄糖的含量，實(shí)驗(yàn)結(jié)果如圖5(A)所示。由實(shí)驗(yàn)結(jié)果可知，超聲20 min時，提取的效果最佳。

2.3.2 不同超聲功率對枸杞多糖得率的影響

利用1.2.2.4的方法，考察不同超聲功率如10%、15%、20%、25%、30%對枸杞多糖得率的影響，僅改變超聲功率，料液比1∶10，超聲2次，每次20 min，過濾，濾液于50～70 ℃濃縮，最后用95%乙醇沉淀，放置24 h，抽濾，所得固形物先后以95%乙醇、無水乙醇、丙酮依次洗滌、真空干燥(50 ℃)，即得枸杞多糖粗粉。將提取得到的粗多糖粉末，配制成0.10 mg/mL 的溶液，紫外檢測其中α-無水葡萄糖的含量，實(shí)驗(yàn)結(jié)果如圖5(B)所示。由實(shí)驗(yàn)結(jié)果可知，超聲效率25%時，超聲提取多糖的效果最佳。

2.3.3 不同料液比對枸杞多糖得率的影響

利用1.2.2.4的方法，考察不同超聲料液比如1∶10、1∶15、1∶20、1∶25、1∶30對枸杞多糖得率的影響，僅改變料液比，25%超聲功率下每次超聲2次，每次20 min，過濾，濾液于50～70 ℃濃縮，最后用95%乙醇沉淀，放置24 h，抽濾，所得固形物先后以95%乙醇、無水乙醇、丙酮依次洗滌、真空干燥(50 ℃)，即得枸杞多糖粗粉。將提取得到的粗多糖粉末，配制成0.10 mg/mL 的溶液，紫外檢測其中α-無水葡萄糖的含量，實(shí)驗(yàn)結(jié)果如圖5(C)所示。由實(shí)驗(yàn)結(jié)果可知，超聲料液比1∶10的條件下，超聲提取的效果最佳。

2.3.4 驗(yàn)證試驗(yàn)

綜上所述，枸杞多糖以超聲水提時，超聲20 min，超聲功率25%，料液比為1∶10，多糖得率較高。因此，為了驗(yàn)證該條件的正確性，在此條件下進(jìn)行三組平行實(shí)驗(yàn)，得其枸杞多糖的得率分別為5.35%，5.26%，5.08%，平均得率為5.23%。

2.4 枸杞多糖提取后枸杞色素的提取

由上可知，枸杞多糖的最佳提取條件為超聲水提，可能是枸杞色素由于枸杞子已經(jīng)過高溫提取而損失，但超聲又使枸杞子細(xì)胞進(jìn)一步的充分破碎，且超聲產(chǎn)生的熱量又促使枸杞多糖溶解，因此在此條件下，超聲水提法(5.23%)提取得到的枸杞多糖得率高于索氏水提(4.28%)。經(jīng)超聲水提未經(jīng)處理過的枸杞子，然后再利用枸杞色素提取的最佳條件進(jìn)行提取。結(jié)果發(fā)現(xiàn)，此時枸杞多糖的平均得率為7.45%，而枸杞色素的平均得率為2.48%。

2.5 不同提取次序?qū)﹁坭缴睾丸坭蕉嗵强寡趸钚缘挠绊?/h3>

考察不同提取提取次序?qū)﹁坭缴睾丸坭蕉嗵强寡趸钚缘挠绊?，通過相同濃度下的枸杞色素、枸杞多糖和Vc對DPPH·和·OH的自由基清除率來確定，由于提取次序不同，不僅造成了先提取的枸杞色素和枸杞多糖分別比后提取的得率高，也會由于提取過程的影響對不同提取次序下的枸杞色素和枸杞多糖產(chǎn)生影響。具體結(jié)果如圖6所示：其中，枸杞色素1和枸杞多糖2分別代表先提枸杞色素然后再提的枸杞多糖，而枸杞色素2和枸杞多糖1則代表先提的枸杞多糖然后再提的枸杞色素。圖6表明，在同樣溶液濃度下，Vc對DPPH·和·OH的自由基清除率基本都是最大的，而枸杞色素和枸杞多糖則隨著濃度的升高，抗氧化活性逐漸增強(qiáng)，尤其是枸杞色素1在濃度升高到0.60 mg/mL及更高時，對DPPH·自由基的清除能力十分接近Vc。另外，圖6(A)和(B)均可發(fā)現(xiàn)，不同提取次序?qū)τ阼坭缴睾投嗵堑挠绊懖煌?，對枸杞多糖的影響不大，但對枸杞色素的影響比較大，這可是能在先提取枸杞多糖時，所用溶劑把枸杞色素上的脂質(zhì)保護(hù)膜部分的破壞掉了，導(dǎo)致色素部分氧化造成的。同樣條件下，枸杞色素的抗氧化活性較枸杞多糖的強(qiáng)，所以枸杞色素受影響的情況較為明顯一點(diǎn)?？傮w上，枸杞色素1和枸杞多糖1對DPPH·自由基清除率都較高，枸杞多糖1對·OH自由基清除率都較高，其抗氧化活性接近Vc。

3 結(jié)論

綜上，在以正己烷為提取溶劑，提取2次，每次1 h，料液比1∶10，提取溫度為80 ℃時，可得到3.93%的枸杞色素，然后料渣通過超聲水提，在超聲20 min，超聲功率25%，料液比為1∶10的條件下可得到5.23%的枸杞多糖。改變提取順序，在同樣的提取條件下，可分別得到7.45%的枸杞多糖，2.48%的枸杞色素。因?yàn)殍坭蕉嗵鞘且环N易溶于熱水或稀酸、稀堿溶液，能被乙醇、丙酮等有機(jī)溶劑析出的蛋白多糖，超聲提取法提取時，超聲波能夠破碎植物的細(xì)胞壁，從而可大幅度提高有效成分提取率。而枸杞色素則由于其本身性質(zhì)的不穩(wěn)定性，在先提取枸杞多糖時也會將枸杞色素部分的溶解出去，故后提取枸杞色素時其得率較低。同時，提取次序的改變對于枸杞色素和枸杞多糖的抗氧化活性都有一定的影響，但對枸杞色素的影響更大一點(diǎn)?？傮w上，枸杞色素1和枸杞多糖1對DPPH·自由基清除率都較高，枸杞多糖1對·OH自由基清除率都較高，其抗氧化活性接近Vc。在后續(xù)的研究中，將對多個提取條件的交互效應(yīng)以及提取次序的改變對其他成分的改變和影響進(jìn)行更多的深入研究。

圖6 枸杞色素、枸杞多糖及Vc的抗氧化活性Fig.6 Antioxidant activity of Lycium barbarum pigment,Lycium barbarum polysaccharide and Vc

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