中等強度游泳運動對海馬突觸可塑性的調(diào)節(jié)

馬春蓮，丁海超，梅志強，柳 華，楊 翼

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中等強度游泳運動對海馬突觸可塑性的調(diào)節(jié)

馬春蓮1，丁海超2，梅志強2，柳 華3，楊 翼3

1.武漢體育學(xué)院 體育科技學(xué)院, 湖北 武漢 430205; 2.武漢體育學(xué)院 研究生院, 湖北 武漢 430079; 3.武漢體育學(xué)院 健康科學(xué)學(xué)院, 湖北 武漢 430079

目的：探索中等強度游泳運動對海馬突觸可塑性影響的時效性及延續(xù)性特點。方法：雄性SD大鼠48只，隨機分為對照組（CG）、3天運動組（3D）、7天運動組（7D）、15天運動組（15D）、5周運動組（5W）、5周運動后延遲1周組（P5W），利用免疫熒光、電鏡、Western blot技術(shù)分別對各組大鼠海馬組織進行細胞增殖、突觸可塑性、突觸結(jié)構(gòu)蛋白表達的檢測。結(jié)果：CG、3D、7D、15D、5W、P5W組大鼠海馬齒狀回顆粒細胞下層細胞增殖率（%）分別為31.70±1.57、40.19±2.40、36.74±4.06、51.70±5.93、52.90±6.10、51.97±1.47，15D、5W、P5W組大鼠細胞增殖率均顯著性高于對照組（＜0.05）；5W、P5W組突觸數(shù)目、PSD厚度顯著性高于CG組（＜0.05，＜0.001），5W、P5W組的突觸間隙寬度顯著性小于CG組（＜0.05，＜0.001），15D組PSD厚度顯著性高于CG組（＜0.05）；海馬結(jié)構(gòu)蛋白MAP2的表達5W組、P5W組顯著性高于CG組（＜0.05，＜0.001），15D、5W、P5W組SYP的表達顯著性高于CG組（＜0.05）。結(jié)論：中等強度游泳運動誘導(dǎo)的海馬可塑性變化具有運動時間依賴性；運動誘導(dǎo)的突觸可塑性變化在停止運動后還具有延續(xù)性。

運動；海馬；突觸可塑性

突觸在內(nèi)外環(huán)境改變的情況下通過修飾其組織結(jié)構(gòu)提高機能稱為突觸可塑性[12]。海馬的突觸可塑性是海馬依賴性學(xué)習(xí)、記憶、認知能力提高的生物學(xué)基礎(chǔ)。海馬內(nèi)部組織的病變與帕金森、阿爾茨海默氏癥、癲癇、抑郁等神經(jīng)、精神疾病的發(fā)病有關(guān)[4,26]，而海馬的突觸可塑性為以上疾病的預(yù)防和治療提供了新思路。運動作為一種強烈的機體刺激，廣泛地參與了海馬突觸可塑性的調(diào)節(jié)。有研究證明，運動參與調(diào)節(jié)了海馬神經(jīng)干細胞的分化[38]，新生神經(jīng)細胞的存活和成熟[21]。中等強度運動還可以增加樹突棘的活性、蘑菇狀棘的密度以及促進樹突棘的生長，調(diào)節(jié)其與現(xiàn)存神經(jīng)通路的整合[40]。此外，運動也參與了突觸結(jié)構(gòu)蛋白表達的調(diào)節(jié)[3]，誘發(fā)突觸長時程增強（long-term potentiation, LTP），逆轉(zhuǎn)老年大鼠增齡性LTP的下降[34,35]，從而維持突觸的信息傳遞效率。

大量研究資料顯示，體育運動可對海馬突觸可塑性產(chǎn)生有益作用[2]。但是，文獻中關(guān)于運動與海馬突觸可塑性時效關(guān)系的研究尚未見報道。本實驗研究中，我們以不同運動時長的中等強度游泳運動對大鼠進行干預(yù)，通過免疫熒光、電鏡和western blot技術(shù)，試圖從海馬細胞增殖、突觸可塑性等方面，探索運動對海馬突觸可塑性的影響，以及中等強度游泳運動調(diào)節(jié)海馬突觸可塑性的時效關(guān)系。在老齡化社會背景下，為更好地利用體育運動這一種低成本、非藥物手段提高認知能力、預(yù)防和治療某些神經(jīng)、精神疾病提供理論參考。

1 材料與方法

1.1 實驗動物分組及運動方案

2月齡SD大鼠48只，適應(yīng)性喂養(yǎng)1周后隨機分為對照組（CG）、3天運動組（3 D）、7天運動組（7 D）、15天運動組（15 D）、5周運動組（5 W）、5周運動后延遲1周組（P5 W），每組8只。CG組常規(guī)飼養(yǎng)不運動，運動組參照張鈞等中等強度運動方案[5]，進行無負重游泳運動。各運動組在正式運動干預(yù)前一天進行適應(yīng)性游泳15 min。3D、7D、15D組分別進行3、7、15天的游泳運動（1次/天，40分鐘/次）。5 W及P5 W組均進行5周的游泳運動（5天/周，1次/天，40 min/次），P5 W在運動方案結(jié)束后，進行1周常規(guī)飼養(yǎng)后取材進行各種測試。

1.2 BrdU腹腔注射

BrdU為胸腺嘧啶的衍生物，可標記脫氧胸腺嘧啶核苷來標記正在分裂的細胞，是細胞增殖的常用標記物[36]。將BrdU溶解于0.9%的生理鹽水，配制成20 mg/ml濃度的溶液，避光于4℃冰箱暫時儲存。注射計劃在大鼠取材前3天開始，按照50 mg/kg體重的標準[29]，進行腹腔注射，每天1次，連續(xù)注射3天[25]。

1.3 海馬取材

大鼠斷頭，從枕骨大孔開顱取腦組織置于冰上，從大腦皮質(zhì)后緣前方2 mm處，將大腦皮質(zhì)向縱深切入1 mm，掀開大腦皮質(zhì)暴露出海馬并分離。將分離出的海馬根據(jù)需要分別浸泡于4%多聚甲醛溶液或戊二醛電鏡液中進行固定，以便制備石蠟切片和用于電鏡檢測。用于Western blot檢測的海馬置于EP管存放于-80℃冰箱。

1.4 免疫熒光檢測

將4%多聚甲醛固定后的海馬制成石蠟切片，將切片用二甲苯脫蠟，梯度酒精復(fù)水，置于EDTA緩沖液微波中火至沸修復(fù)2次。自然冷卻切片，PBS清洗（5 min×3次），3%雙氧水消除內(nèi)源性過氧化物酶活性，室溫孵育10 min。用PBS清洗（5 min×3次），5% BSA封閉30 min。加入50 μl BrdU抗體（鼠抗，1:100稀釋）覆蓋組織，4℃過夜。PBS清洗（5 min×3次），加70 μl CY3標記的山羊抗鼠二抗（1:50稀釋）覆蓋組織，4℃孵育50 min。PBS清洗（5 min×3次），加70 μl DAPI染液覆蓋組織，室溫避光孵育5 min。PBS清洗（5 min×3次），滴加適量的熒光淬滅劑覆蓋組織，甘油緩沖液封片，熒光顯微鏡下觀察并拍照。用Image Pro Plus 6.0圖像分析系統(tǒng)將熒光圖片進行細胞計數(shù)、保存，計算細胞增殖率。

1.5 透射電鏡檢測

海馬經(jīng)戊二醛電鏡液固定2 h后，將其CA1區(qū)切成1 mm3大的小塊，重新放入新的電鏡液中固定。用環(huán)氧樹脂對固定后的海馬組織滲透、包埋，之后進行超薄切片。用乙酸雙氧鈾和檸檬酸鉛雙重染色。透射電鏡下依次從3 000到 10 000倍逐漸放大并觀察海馬組織、拍照保存。用Adobe Photoshop CS6 打開5 000倍的海馬電鏡圖片，計數(shù)相同視野下突觸個數(shù)并記錄，為后期的統(tǒng)計分析做準備。用Image Pro Plus 6.0圖像分析系統(tǒng)打開10 000倍的海馬電鏡圖片，測量每張圖片上每個突觸的突觸活性區(qū)的長度、突觸間隙寬度、突觸后致密物厚度。

1.6 Western blot實驗

將海馬組織剪碎與20倍于組織體積的裂解液充分混合，進行5 min的勻漿和超聲，4℃離心機12 000 rpm離心 10 min，取上清并置于-80 ℃保存。BCA法測試總蛋白，計算樣本總蛋白的濃度，將上清與上樣緩沖液按比例混勻，100℃煮10 min，使蛋白變性。制備8 %和12 %的分離膠，分別用以檢測微管相關(guān)蛋白2（Microtubule associated protein 2, MAP2）和突觸囊泡蛋白（Synaptophysin, SYP），去離子水封膠，待分離膠凝固后倒掉去離子水加入濃縮膠，插入梳齒。將制備好的膠加入蛋白樣品和蛋白Marker各40 μg，先恒壓80 V電泳至溴酚藍在濃縮膠與分離膠交界處，后恒壓120 V至溴酚藍到凝膠底部。將電泳后的膠轉(zhuǎn)到NC膜上（MAP2轉(zhuǎn)膜150 min，SYP轉(zhuǎn)膜90 min）。轉(zhuǎn)膜后，以5%的脫脂奶粉溶液，室溫搖床上封閉1h，TBST緩沖液清洗（10 min×3次）。5% BSA稀釋過的一抗溶液孵育（Abcam公司的Anti-MAP2 1:1 000，Anti-SYP 1:1 000，CST公司的Anti-GAPDH 1:3 000），搖床搖動4℃過夜。一抗孵育后，PBS洗膜（15 min×3次），HRP標記的二抗溶液孵育2 h（CST公司Anti-rabbit IgG HRP 按1:20 000比例用5%脫脂奶粉稀釋）。二抗孵育后，TBST緩沖液清洗（10 min×3次），ECL工作液顯影曝光，采集圖片。應(yīng)用Image J.exe圖像處理系統(tǒng)讀取計算各條帶OD值。

1.7 統(tǒng)計學(xué)分析

2 實驗結(jié)果

2.1 運動誘發(fā)齒狀回顆粒下層細胞的增殖

圖1 各組大鼠海馬齒狀回免疫熒光染色（200倍，*P＜0.05 vs CG組）

Figure 1 Immunofluorescence Staining of Dentate Gyrus in Each Group

圖1所示，藍色顆粒為4',6-二脒基-2-苯基吲哚（4',6-diamidino-2-phenylindole，DAPI）標記的海馬顆粒細胞核，紅色為BrdU標記的新生神經(jīng)細胞。各組海馬齒狀回顆粒細胞下層都出現(xiàn)了被BrdU標記為紅色的新生細胞。對照組BrdU標記的新生細胞較少，而且細胞排列疏松，運動組陽性顆粒數(shù)目多，細胞排列緊密，尤其是5W、P5W組。統(tǒng)計發(fā)現(xiàn)，CG、3D、7D、15D、5W、P5W組大鼠海馬齒狀回顆粒細胞下層細胞增殖率（%）分別為31.70±1.57、40.19±2.40、36.74±4.06、51.70±5.93、52.90±6.10、51.97±1.47。15D、5W、P5W組大鼠的細胞增殖率均顯著性高于CG組（＜0.05），3組之間沒有統(tǒng)計學(xué)差異。3D、7D組細胞增殖率均高于CG組，但沒有統(tǒng)計學(xué)差異（＞0.05）。3D組細胞增殖率比7D組高，相比CG組出現(xiàn)一個急劇增加的波動，但沒有統(tǒng)計學(xué)差異（表1）。

表1 各組大鼠海馬齒狀回細胞增殖率

（*＜0.05 vs CG組）

2.2 運動誘發(fā)海馬突觸產(chǎn)生可塑性

電鏡觀察發(fā)現(xiàn)，在5 000倍視野下CG組海馬CA1區(qū)域有空泡出現(xiàn)，線粒體數(shù)目較少，突觸分布稀疏，而運動組線粒體分布較多，突觸排列密集（圖2）。CG、5W、P5W組每個視野突觸數(shù)目分別為4.67±0.24個、4.89±0.45個、3.22±0.28個，5W、P5W組顯著性高于CG組（＜0.05，表2）。相比CG組，3D、7D、15D組海馬CA1區(qū)突觸數(shù)目略有增加，分別為3.44±0.34個、4.00±0.33個、4.33±0.33個，突觸數(shù)目增加呈運動時間依賴趨勢，但CG、3D、7D、15D組之間并沒有統(tǒng)計學(xué)差異（＞0.05）。

圖2 各組大鼠海馬CA1區(qū)突觸（5 000倍）

Figure 2 Electron Microscope of the Synapses in Hippocampal CA1 Area

注：*＜0.05 vs CG 組，#＜0.05 vs 3D組，箭頭所指為突觸。

10 000倍視野下可見CG組突觸間隙較寬、PSD厚度較薄，突觸囊泡不清晰。運動組突觸間隙較窄、PSD增厚，突觸囊泡清晰（圖3）。對各組的突觸活性區(qū)長度、突觸間隙寬度及PSD厚度進行測量及統(tǒng)計分析(表2)。結(jié)果表明，游泳運動沒有造成各組之間突觸活性區(qū)長度的差異（＞0.05）。5W、P5W、CG組大鼠的突觸間隙分別為20.86±0.61 nm、20.40±0.80 nm、25.16±0.99 nm，5W、P5W組的突觸間隙寬度顯著性小于CG組，顯著性水平分別為＜0.05和＜0.01。5W、P5W組突觸間隙寬度沒有統(tǒng)計學(xué)差異（＞0.05），但P5W組的間隙寬度略低于5W組，顯著性低于3D組（＜0.05）。CG、3D、7D、15D組的突觸間隙寬度分別為25.16±0.99 nm、24.62±1.02 nm、24.10±1.02 nm、23.71±1.45 nm，組間沒有統(tǒng)計學(xué)差異（＞0.05）。各組突觸間隙寬度值對比發(fā)現(xiàn)，運動對突觸間隙寬度的影響同樣呈現(xiàn)出運動時間依賴趨勢。對PSD厚度的計算發(fā)現(xiàn)，15 D組PSD厚度顯著性高于CG組（＜0.05）。5W組和P5W組的PSD厚度極顯著性高于CG組（＜0.001），P5W組還顯著性高于3 D組（＜0.05）。15D、5W、P5W組的PSD厚度之間沒有統(tǒng)計學(xué)差異。CG、3D、7D組間PSD厚度也沒有顯著性差異，但同樣表現(xiàn)出隨運動時間延長依賴性增加趨勢（表2）。

圖3 各組大鼠海馬CA1區(qū)代表性突觸（10 000倍）

Figure 3 Representative Synapses of Hippocampal CA1 Area

注：*＜0.05，**＜0.01，***＜0.001 vs CG組，#＜0.05 vs 3D組

表2 大鼠海馬CA1區(qū)突觸相關(guān)指標

*＜0.05，**＜0.01，***＜0.001 vs CG組，#＜0.05 vs 3D 組

2.3 運動上調(diào)了突觸結(jié)構(gòu)相關(guān)蛋白的表達

Western blot法檢測各組大鼠海馬MAP2和SYP的表達（圖4）。海馬MAP2的表達具有隨運動時間延長依賴性增高的趨勢。其中，5W組MAP2表達最高，P5W組MAP2的表達略回落，5W組MAP2的表達極顯著性高于CG組（＜0.01），顯著性高于3D組和7D組（＜0.05），P5W組MAP2的表達顯著性高于CG組（＜0.05）。5W組和P5W組之間沒有統(tǒng)計學(xué)差異。SYP蛋白對運動刺激相對敏感，3D、7D組SYP的表達與CG組相比，沒有出現(xiàn)顯著性變化，但15D組SYP的表達顯著性上調(diào)（＜0.05）。5W組SYP的表達最高，P5W組略回落，兩組SYP蛋白的表達均極顯著性地高于對照組（＜0.01），顯著性地高于3D組（＜0.05），5W組SYP的表達還顯著性高于7D組（＜0.05）。

圖4 各組大鼠海馬MAP2（A）和SYP（B）的蛋白表達

Figure 4 A. The Expression and Bar Graph of Hippocampal MAP2(A) and SYP(B) in Each Group

注：*＜0.05，**＜0.001 vs CG組；#＜0.05 vs 3D組；$＜0.05 vs 7D組

3 分析討論

3.1 運動與海馬顆粒下層細胞的增殖

在20世紀60年代，人們發(fā)現(xiàn)在嚙齒類動物腦內(nèi)存在神經(jīng)干細胞，1988年，Eriksson等利用BrdU標記技術(shù)首次證實人類海馬中存在神經(jīng)細胞增殖[16]。海馬齒狀回顆粒下層的神經(jīng)干細胞終生不斷分化神經(jīng)細胞[20]。新生神經(jīng)細胞產(chǎn)生后，可以與其它神經(jīng)元建立突觸聯(lián)系，被募集到既存的神經(jīng)通路[30]，參與海馬依賴性的功能調(diào)節(jié)。主動轉(zhuǎn)輪運動可以顯著性地促進海馬神經(jīng)干細胞的分化[38]，調(diào)節(jié)新生神經(jīng)元的成熟及神經(jīng)通路的整合[40]。運動強度是調(diào)節(jié)海馬神經(jīng)增殖的重要因素，乳酸閾上強度運動可以顯著性增加海馬細胞增殖，而乳酸閾下強度運動可以促進新生神經(jīng)元的存活和成熟[21]。

本研究結(jié)果顯示（圖1，表1），3天、7天的短期運動雖然能輕微上調(diào)海馬顆粒下層細胞的增殖率，但與對照組相比沒有顯著性差異（＞0.05）。15天、5周中等強度的游泳運動皆顯著性地促進了海馬顆粒下層細胞增殖率，5周游泳運動停止1周后細胞增殖率也未下降。海馬神經(jīng)細胞增殖是認知能力增強的基礎(chǔ)[38]，運動誘導(dǎo)海馬神經(jīng)增殖的同時也伴隨著空間認知能力及齒狀回LTP的增強[39]。新生神經(jīng)元相比成熟神經(jīng)元由于興奮性比較高，更易于被募集到現(xiàn)有的神經(jīng)網(wǎng)絡(luò)[33]，建立新的功能性突觸，活化神經(jīng)網(wǎng)絡(luò)，調(diào)節(jié)由于神經(jīng)細胞衰老、病變等導(dǎo)致的功能失調(diào)，恢復(fù)或提高神經(jīng)信息傳遞效率[17]。本實驗結(jié)果提示，中等強度游泳運動對海馬神經(jīng)細胞增殖的調(diào)節(jié)具有時間依賴特性，15天及更長時間的中等強度游泳運動誘導(dǎo)海馬產(chǎn)生細胞增殖，運動誘導(dǎo)的海馬細胞增殖效果具有延續(xù)性。運動誘導(dǎo)的新生神經(jīng)元在功能上可以替代已經(jīng)衰老或損傷的神經(jīng)元，從而提高功能性和非功能性突觸的比率，活化海馬神經(jīng)傳遞網(wǎng)絡(luò)，提高海馬依賴性的功能。有趣的是，相比CG組、7D組，3天游泳運動使海馬齒狀回細胞增殖率出現(xiàn)了急劇增高的波動。房國梁等研究發(fā)現(xiàn)，急性有氧運動會使大鼠海馬組織PI3K mRNA及其蛋白表達出現(xiàn)急性反應(yīng)[1]。大鼠進行一次1h急性有氧運動，運動后12hPI3K p110 mRNA含量達到最高，24hPI3K p110蛋白含量達到最高，48hPI3K mRNA及其蛋白表達量均下降至對照組水平。本研究中3D組海馬齒狀回細胞增殖率表現(xiàn)出急劇增加的波動，應(yīng)該是短期運動誘發(fā)海馬齒狀回細胞增殖率先增高后降低的急性反應(yīng)過程。但是，短期運動誘發(fā)的急性反應(yīng)并沒有使3D組海馬齒狀回細胞增殖率出現(xiàn)顯著性增高。

3.2 運動對突觸數(shù)量和結(jié)構(gòu)可塑性的影響

突觸是神經(jīng)元之間發(fā)生功能聯(lián)系的結(jié)構(gòu)基礎(chǔ)。在記憶形成過程中，某些突觸被誘導(dǎo)產(chǎn)生活性依賴的突觸可塑性是信息儲存的前提條件，也是學(xué)習(xí)、記憶等認知活動產(chǎn)生的分子生物學(xué)基礎(chǔ)[32]。在中樞神經(jīng)系統(tǒng)中，突觸數(shù)量的多少直接影響中樞神經(jīng)系統(tǒng)信息傳遞的效率。本研究結(jié)果顯示（圖2，表2），對照組海馬CA1區(qū)突觸數(shù)量較少，排列稀疏，運動使大鼠海馬CA1區(qū)突觸數(shù)量增加。5周中等強度的游泳運動可以使突觸密度顯著性增加（＜0.05）。5周運動誘導(dǎo)的突觸增加效應(yīng)在運動停止1周后仍然具有延續(xù)性。3天、7天、15天等中等強度的游泳運動誘使海馬CA1區(qū)突觸數(shù)量逐漸增加，但相比對照組突觸數(shù)量并未發(fā)生顯著性變化。研究結(jié)果提示，運動誘導(dǎo)突觸顯著性增加需要一定的時間閾值才可以發(fā)生，少于15天的短期運動是不容易使突觸數(shù)量發(fā)生顯著性增加的。

突觸活性區(qū)是突觸前神經(jīng)末梢突觸囊泡釋放的位置[10]。突觸活性區(qū)長度是神經(jīng)遞質(zhì)釋放效率和遞質(zhì)受體數(shù)量多少的重要影響因素，其復(fù)雜的分子結(jié)構(gòu)介導(dǎo)著突觸傳遞的速度、精度和可塑性[23]。本研究結(jié)果顯示（圖3，表2），短到3天長到5周的中等強度游泳運動皆未使突觸活性區(qū)長度產(chǎn)生變化，表現(xiàn)出突觸活性區(qū)的長度對運動刺激反應(yīng)的惰性。

大腦中的信息整合由突觸的數(shù)量及突觸快速反應(yīng)的動力學(xué)所決定[31,9]，后者取決于突觸間隙內(nèi)神經(jīng)遞質(zhì)的濃度[7]。窄的突觸間隙可以提升間隙內(nèi)神經(jīng)遞質(zhì)的濃度，易于使突觸受體電流達到最大值，從而增強突觸受體的激活[27]，提高信息傳遞效率。有研究顯示，14天豐富環(huán)境使中動脈阻塞模型大鼠海馬突觸間隙顯著性變窄[37]。本研究中，3天、7天、15天中等強度的游泳運動使突觸間隙寬度表現(xiàn)出運動時間依賴性降低的趨勢，15天的游泳運動使突觸間隙寬度產(chǎn)生了量變，這種量變還并未達到質(zhì)變的閾值（圖3，表2）。突觸傳遞效率和突觸間隙寬度有密切的相關(guān)性，當突觸寬度分布在12～20 nm之間時，突觸傳遞效率達到最高值[27]。本研究中，5W及P5W組突觸間隙寬度分別為20.86±0.61 nm、20.40±0.80 nm，已經(jīng)非常接近最優(yōu)突觸間隙范圍。根據(jù)本研究突觸間隙寬度值隨運動時間延長而降低的趨勢推理，進行5周以上中等強度的運動應(yīng)該可以使突觸達到最佳突觸間隙，從而進一步提高突觸信息傳遞效率和認知能力。

突觸后致密物（postsynaptic density，PSD）是位于神經(jīng)元突觸后膜特異化的細胞骨架蛋白，參與管理和濃縮化學(xué)性突觸的神經(jīng)遞質(zhì)受體，調(diào)節(jié)突觸效能，是突觸可塑性的重要影響因素[8]。PSD-95是目前研究最廣泛的一種興奮性突觸PSD支架蛋白，環(huán)境、行為、藥物等因素會影響PSD的厚度，從而影響突觸傳遞效率。有研究結(jié)果顯示，7天的自由轉(zhuǎn)輪運動可以使海馬PSD-95蛋白表達發(fā)生顯著性上調(diào)[19]。但本實驗中，7天中等強度的游泳運動并未使PSD產(chǎn)生顯著性地增加（＞0.05）。產(chǎn)生這種結(jié)果差異的原因或許由于PSD-95只是PSD的一種組成部分，7天運動導(dǎo)致的PSD-95顯著性變化并不能使總PSD產(chǎn)生質(zhì)的改變。此外，不同的檢測方法和造模方式也是產(chǎn)生結(jié)果差異可能的原因。文獻資料顯示，高強度跑臺運動使PSD-95的表達出現(xiàn)抑制，而4周中等強度跑臺運動使PSD-95表達出現(xiàn)顯著性增加[3]。以上研究結(jié)果與本研究中5周中等強度游泳運動使PSD厚度極顯著性增加（＜0.001）的結(jié)果一致，并且本研究發(fā)現(xiàn)，運動誘導(dǎo)的PSD厚度增加的效應(yīng)具有延續(xù)性。

3.3 運動與突觸結(jié)構(gòu)相關(guān)蛋白的表達

樹突結(jié)構(gòu)的微小改變可以很大程度地改變總的樹突蛋白受體的輸入和輸出，在神經(jīng)元活性方面甚至比樹突棘密度還重要[11,18]。MAP2存在于神經(jīng)元胞體及樹突，其表達增加是樹突生長的標志[13]。神經(jīng)發(fā)生過程中，MAP2可以同時與微管及F-微絲相互作用，這種能力對于突觸發(fā)芽至關(guān)重要[14]。此外，MAP2參與了樹突的延長及樹突棘的修飾過程，是突觸結(jié)構(gòu)動態(tài)變化的重要參數(shù)[28]。突觸囊泡是運輸神經(jīng)遞質(zhì)到突觸間隙以及通過與質(zhì)膜融合使神經(jīng)元間信號擴散的細胞器[6]。SYP是位于軸突末梢中突觸囊泡上的一種囊泡吸附蛋白[22]，是最先被發(fā)現(xiàn)的突觸蛋白之一，廣泛表達于哺乳動物大腦的突觸，參與調(diào)節(jié)突觸囊泡的?？?、融合和內(nèi)吞以及突觸的丟失和可塑性[6,24]。本研究中（圖4），MAP2及SYP蛋白的表達都表現(xiàn)出隨運動時間延長依賴性增高的趨勢。5周中等強度的游泳運動使MAP2、SYP高度表達（＜0.01），運動停止1周后MAP2、SYP的表達略有回落，該結(jié)果與Bressloff等學(xué)者的研究一致[8]。Derksen等學(xué)者研究發(fā)現(xiàn)，3天跑臺運動能使MAP2蛋白表達顯著性增加，在復(fù)雜運動技能學(xué)習(xí)的第1、3、5天就使SYP增加[15]。本研究結(jié)果顯示，SYP相比MAP2對運動更加敏感，15天中等強度的游泳運動顯著性地上調(diào)SYP的表達（＜0.05），而3天、7天的短期運動并未達到如上述文獻所述的效應(yīng)（圖4）。

4 結(jié)論

中等強度游泳運動誘導(dǎo)的海馬突觸可塑性變化具有隨運動時間延長而增加的依賴性。

運動誘導(dǎo)的突觸可塑性變化在停止運動后還具有延續(xù)性。

[1] 房國梁,李鵬飛,于濤,等.急性有氧運動對大鼠海馬組織PI3K/ Akt/GSK3β信號通路的影響[J].北京體育大學(xué)學(xué)報,2016,39(4): 55-59.

[2] 馬春蓮,楊翼.運動影響腦可塑性及其分子機制研究進展[J].中國運動醫(yī)學(xué)雜志,2015,34(8): 821-826.

[3] 任鶴菲,陳立軍,于利人,等.不同強度運動負荷對大鼠認知情緒變化及NMDA受體、PSD-9和KIF-17mRNA和蛋白表達的影響[J].中國康復(fù)醫(yī)學(xué)雜志,2016, 31(7):746-751.

[4] 王莉智,和榮麗,楊桂姣,等.自主跑輪運動對阿爾茨海默病模型小鼠學(xué)習(xí)記憶能力和海馬內(nèi)炎性細胞因子表達的影響[J].中國運動醫(yī)學(xué)雜志,2017,36(4):328-332.

[5] 張鈞, 陳曉鶯,許豪文. 運動對心肌細胞中凋亡調(diào)控基因表達的影響[J].體育科學(xué),2005,25(8):79-82.

[6] ADAMS D J, ARTHUR C P, STOWELL M H. Architecture of the synaptophysin/synaptobrevincomplex: structural evidence for an entropic clustering function at the synapse [J]. Sci Rep, 2015, 5(9): 1-9.

[7] BERGLES D E, DZUBAY J A, JAHR C E. Glutamate transporter currents in bergmann glial cells follow the time course of extrasynaptic glutamate [J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 1997, 94 (26): 14821-14825.

[8] BRESSLOFF P C, EARNSHAW B A. A dynamic corral model of receptor trafficking at a synapse [J]. Biophys J, 2009, 96(5): 1786-1802.

[9] CHADDERTON P, MARGRIE T W, HAUSSER M. Integration of quanta in cerebellar granule cells during sensory processing [J]. Nature, 2004, 428(6985): 856-860.

[10] CHEN J, MIZUSHIGE T, NISHIMUNE H. Active zone density is conserved during synaptic growth but impaired in aged mice [J]. J Comp Neurol, 2012, 520(2): 434-452.

[11] CHEN J L, NEDIVI E. Neuronal structural remodeling: is it all about access? [J]. Curr Opin Neurobiol, 2010, 20(5): 557-562.

[12] COSTA R P, BEATRIZ E P, MIZUSAKI P,Functional consequences of pre- and postsynaptic expression of synaptic plasticity [J]. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci, 2017, 372(1715): 1-10.

[13] CZIKK M J, TOTTEN S, HAMMOND R,Microtubule-associated protein 2 and synaptophysin in the preterm and near- term ovine fetal brain and the effect of internittent umbilical cord occlusion [J]. Reprod Sci, 2015, 22(3): 367-376.

[14] DEHMELT L, HALPAIN S. The MAP2/Tau family of microtub-ule-associated proteins [J]. Genome Biol, 2005, 6(1): 204.

[15] DERKSEN M J, WARD N L, HARTLE K D,MAP2 and synaptophysin protein expression following motor learning suggests dynamic regulation and distinct alterations coinciding with synaptogenesis [J]. Neurobiol Learn Mem, 2007, 87(3): 404-415.

[16] ERIKSSON P S, PERFILIEVA E, BJORK-ERIKSSON T,. Neurogenesis in the adult human hippocampus [J]. Nat Med. 1998, 4(11): 1313-1317.

[17] HANSE E, SETH H, RIEBE I. AMPA-silent synapses in brain development and pathology [J]. Nat Rev Neurosci, 2013, 14(12): 839-850.

[18] HARMS K J, DUNAEVSKY A. Dendritic spine plasticity: looki-ng beyond development [J]. Brain Res, 2007, 1184(12): 65-71.

[19] HU S, YING Z, GOMEZ-PINILLA F,. Exercise can increase small heat shock proteins (sHSP) and pre- and post-synaptic prote-ins in the hippocampus [J]. Brain Res, 2009, 1249(7): 191-201.

[20] HUESTON C M, CRYAN J F, NOLAN Y M. Stress and adolescent hippocampal neurogenesis: diet and exercise as cognitive modula-tors [J].Transl Psychiatry, 2017, 7(4): 1-17.

[21] INOUE K, OKAMOTO M, SHIBATO J,Long-term mild, rather than intense, exercise enhances adult hippocampal neurogenesis and greatly changes the transcriptomic profile of the hippocampus [J]. PloS one, 2015, 10(6):e0128720.

[22] ISHIBASHI H. Increased synaptophysin expression through whis-ker stimulation in rat [J]. Cell Mol Neurobiol, 2002, 22(2): 191-195.

[23] KITTEL R J, HECKMANN M. Synaptic vesicle proteins and active zone plasticity [J]. Front Synaptic Neurosci, 2016, 8(4): 1-8.

[24] KWON S E, CHAPMAN E R. Synaptophysin regulates the kineti-cs of synaptic vesicle endocytosis in central neurons [J]. Neuron, 2011, 70(5): 847-854.

[25] LITTLEFIELD A M, SETTI S E, PRIESTER C,Voluntary exercise attenuates LPS-induced reductions in neurogenesis and increases microglia expression of a proneurogenic phenotype in aged mice [J]. J Neuroinflammation, 2015, 12(1): 138-150.

[26] SAMPATH D, SATHYANESAN M, NEWTON S,Cognitive dysfunction in major depression and Alzheimer’s disease is associated with hippocampal–prefrontal cortex dysconnectivity [J]. Neuropsychiatr Dis Treat, 2017, 13(6):1509-1519.

[27] SAVTCHENKO L P, RUSAKOV D A. The optimal height of the synaptic cleft [J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2007, 104(6): 1823-1828.

[28] SHELTON M A, NEWMAN J T, GU H,Loss of microtu-bule-associated protein 2 immunoreactivity linked to dendritic spine loss in schizophrenia [J]. Biol Psychiatry, 2015, 78(6): 374-385.

[29] SNYDER J S, CAMERON H A. Could adult hippocampal neuro-genesis be relevant for human behavior? [J]. Behav Brain Res, 2012, 227(2): 384-390.

[30] SONG J, ZHONG C, BONAGUIDI M A,Neuronal circuitry mechanism regulating adult quiescent neural stem-cell fate decisi-on [J]. Nature, 2012, 489(7414): 150-154.

[31] STUART G J, HAUSSER M. Dendritic coincidence detection of EPSPs and action potentials [J]. Nat Neurosci, 2001, 4(1): 63-71.

[32] TAKEUCHI T, DUSZKIEWICZ A J, MORRIS RICHARD G M. Restoring synaptic plasticity and memory in mouse models of Alzheimer’s disease by PKR inhibition [J]. Mol Brain, 2017, 10 (12): 57.

[33] TASHIRO A, SANDLER V M, TONI N,NMDA-receptor-mediated, cell-specific integration of new neurons in adult dentate gyrus [J]. Nature, 2006, 442(7105): 929-933.

[34] VAN PRAAG H. Exercise and the brain: something to chew on [J]. Trends Neurosci, 2009, 32(5): 283-290.

[35] VOSS M W, HEO S, PRAKASH R S,. The influence of aerobic fitness on cerebral white matter integrity and cognitive function in older adults: results of a one-year exercise intervention [J]. Hum Brain Mapp, 2013, 34(11): 2972-2985.

[36] WOJTOWICZ J M, KEE N. BrdU assay for neurogenesis in rodents [J]. Nat Protoc, 2006, 1(3): 1399-1405.

[37] XU X, YE L, RUAN Q. Environmental enrichment induces synaptic structural modification after transient focal cerebral ischemia in rats [J]. Exp Biol Med, 2009, 234(3): 296-305.

[38] YAU S Y, GIL-MOHAPEL J, CHRISTIE B R,Physical exercise-induced adult neurogenesis: a good strategy to prevent cognitive decline in neurodegenerative diseases? [J]. Biomed Res Int, 2014, 2014(2):1-20.

[39] ZAGAAR M, DAO A, LEVINE A,Regular exercise preven-ts sleep deprivation associated impairment of long-term memory and synaptic plasticity in the CA1area of the hippocampus [J]. Sleep, 2013, 36(5): 751-761.

[40] ZHAO C, TENG E M, SUMMERS R G,. Distinct morpholo-gical stages of dentate granule neuron maturation in the adult mouse hippocampus [J]. J Neurosci, 2006, 26(1): 3-11.

Regulation of Moderate Intensity Swimming Exercise on Hippocampal Synaptic Plasticity

MA Chun-lian1, DING Hai-chao2, MEI Zhi-qiang2, LIU Hua3, YANG Yi3

Wuhan Sports University, Wuhan 430205 China.

Objective: To explore the timeliness and continuity characteristics about the influence of moderate intensity swimming on hippocampal synaptic plasticity. Methods: 48 male SD rats were randomly divided into control group (CG) , 3 days ( 3D ), 7 days ( 7D ), 15 days (15 D ), 5 weeks ( 5 W ) exercise groups and 1 week delayed group after 5 weeks exercise ( P5W ). Immunofluorescence, electron microscopy and Western blot technology were used to detect the cell proliferation, synaptic plasticity and synaptic structure associated protein expression respectively in the hippocampal tissue of different swimming rat groups. Results: The proliferation rate (%) of hippocampal dentate gyrus granular cell were 31.70±1.57, 40.19±2.40, 36.74±4.06, 51.70±5.93, 52.90±6.10, 51.97±1.47 of CG, 3D, 7D, 15D, 5W, P5W group respectively, the proliferation rate of 15D, 5W, P5W groups were significantly higher than that of control group (＜0.05). The synapse numbers and PSD thickness of 5W, P5W groups were significantly higher than that in CG group （＜0.05 or＜0.001）, the synaptic cleft width of 5W, P5W groups was significantly lower than that in CG group （＜0.05 or＜0.001）, the PSD thickness of 15D group was significantly higher than that of CG group（＜0.05）. The expression of hippocampal structural protein MAP2 in 5W, P5W groups was significantly higher than that in CG group（＜0.05 or＜0.001）, and the expression of SYP in 15D, 5W, P5W groups was significantly higher than that in CG group (＜0.05). Conclusions: The hippocampal plasticity induced by moderate intensity swimming has time dependent characteristic and the synaptic plasticity induced by exercise has continuity after the cessation of exercise.

1000-677X(2018)03-0034-06

10.16469/j.css.201803004

G804.5

A

2018-01-26；

2018-03-06

國家自然科學(xué)基金青年項目(81700280);湖北省自然科學(xué)基金(2017CFB361);湖北省高等學(xué)校優(yōu)秀中青年科技創(chuàng)新團隊項目(T201523);湖北省人文社會科學(xué)項目(16G281)。

馬春蓮,女,講師,博士,主要研究方向為運動與認知健康促進,Email:459270899@qq.com;丁海超,女,在讀碩士研究生,研究方向為運動康復(fù)理論與應(yīng)用,Email: 8451175 71@qq.com;梅志強,男,在讀碩士研究生,研究方向為運動康復(fù)理論與應(yīng)用,Email:474580908@qq.com。