大豆疫霉對根分泌物中異黃酮、氨基酸和糖的響應(yīng)

文景芝，吳 迪，陳宇飛，武文旭，所 冰，高新穎，張卓群，徐 瑩，宋光梅

（東北農(nóng)業(yè)大學(xué)農(nóng)學(xué)院，哈爾濱 150030）

大豆疫霉根腐病是典型土傳病害[1]，其病原菌大豆疫霉（Phytophthora sojae Kaufmann and Gerdemann）在自然界只侵染栽培大豆（Glycine max(L.)Merr）[2]。該菌于1948年首次在美國印第安納州發(fā)現(xiàn)，我國1989年在東北大豆產(chǎn)區(qū)分離獲得[3]。大豆疫霉是卵菌，其接種體游動孢子通過鞭毛與寄主根分泌的化合物互作定位寄主，侵染種子和根系[4]。Zentmyer報道植物產(chǎn)生的化學(xué)物質(zhì)對卵菌游動孢子具有趨化作用[5]。Chi等發(fā)現(xiàn)紫花苜蓿（Medicago sativa L.）幼根對引起苜蓿疫病大雄疫霉（Phytophthora megasperma Drechs）有趨化作用，但其信號分子尚不清楚[6]。研究發(fā)現(xiàn)，游動孢子游動方向易受多種化學(xué)物質(zhì)影響。

Graham鑒定大豆種子和根分泌物中含多種類黃酮（flavonoid）和異黃酮類（isflavonoid）物質(zhì)，發(fā)現(xiàn)90%異黃酮大豆黃素（daidzein）和染料木素（genistein）存在于大豆根尖伸長區(qū)[7]。Morris等首次報道daidzein和genistein對大豆疫霉游動孢子有趨化作用，可使正在游動的大豆疫霉游動孢子迅速成囊并萌發(fā)，但對非病原菌無效[8]。Riggs等也發(fā)現(xiàn)根尖伸長區(qū)含高濃度異黃酮，該區(qū)域可有效吸引大豆疫霉游動孢子，認(rèn)為daidzein和genistein是大豆疫霉識別和定位其寄主信號分子[9]。研究表明，當(dāng)大豆根分泌daidzein和genistein濃度達(dá)10 nmol·L-1以上時可吸引大豆疫霉游動孢子，但其他6種疫霉（P.capsici，P.cryptogea，P.parasitica，P.medicaginis，P.megasperma Alfalfa，P.megasperma Douglas）和1種腐霉（Pythium irregulare）游動孢子不易被daidzein和genistein吸引[8,10]。由此可見，大豆疫霉對異黃酮敏感趨向性一部分由寄主范圍決定。

Riggs等用基因表達(dá)沉默方法將異黃酮合成酶基因敲除，終止異黃酮合成，發(fā)現(xiàn)大豆根仍可吸引大量大豆疫霉游動孢子[9]。Graham也發(fā)現(xiàn)異黃酮合成酶基因沉默的大豆對大豆疫霉感病性增強(qiáng)，說明除異黃酮外，可能還有其他信號分子參與大豆疫霉與大豆根互作[11]。

Donaldson等研究證實(shí)，外源氨基酸和可溶性糖可影響3種腐霉（Pythium aphanidermatum，P.catenulatum，P.dissotocum）游動孢子行為[12]。Suo等研究證實(shí)這些外源氨基酸和可溶性糖影響大豆疫霉游動孢子行為，但是否存在于根分泌物中及其在相對原位濃度對大豆疫霉游動孢子是否有趨化作用尚不清楚[13]。Tyler等研究發(fā)現(xiàn)寄主特異性物質(zhì)和非特異性物質(zhì)均影響疫霉菌游動孢子趨化性、成囊及孢囊萌發(fā)，影響疫霉菌對寄主植物侵染[14]。

本研究旨在明確寄主大豆和非寄主菜豆根分泌物中異黃酮、氨基酸和可溶性糖相對原位濃度及其對大豆疫霉游動孢子侵染前行為影響（大豆疫霉對游動孢子趨化性、成囊以及孢囊萌發(fā)影響），闡明這些物質(zhì)在大豆疫霉選擇寄主過程中作用，為進(jìn)一步研究大豆疫霉侵染大豆和不侵染非寄主分子機(jī)制奠定基礎(chǔ)。

1 材料與方法

1.1 材料

1.1.1 大豆疫霉菌株及植物品種

大豆疫霉菌株Eps597-3，由東北農(nóng)業(yè)大學(xué)植物病理實(shí)驗(yàn)室保存，致病型為1a,3c,7。大豆感病品種Sloan和抗病品種Williams82由Dr.Sung M.Lim（University of Arkansas）提供，其中Sloan（rps）不含任何已知抗疫霉根腐病基因，可被大豆疫霉任何生理小種侵染；Williams82含有抗疫霉根腐病基因Rps1k，對菌株Eps597-3表現(xiàn)抗病；非寄主菜豆（Phaseolusvulgaris L.）一點(diǎn)紅，市售，為黑龍江省主栽品種，非寄主，不感染大豆疫霉。

1.1.2 試劑

2種大豆異黃酮（色譜純級）：大豆黃素（daidzein）和染料木素（genistein）購自Sigma公司（上海，中國）。

18種氨基酸（色譜純級）和6種可溶性糖（色譜純級）由上海融禾醫(yī)藥科技發(fā)展有限公司生產(chǎn)（上海，中國）。氨基酸包括丙氨酸（Ala）、精氨酸（Arg）、天冬酰胺（Asn）、天冬氨酸（Asp）、谷氨酸（Glu）、甘氨酸（Gly）、胱氨酸（H-Cys）、組氨酸（His）、羥脯氨酸（Hypro）、異亮氨酸（Ile）、賴氨酸（Lys）、蛋氨酸（Met）、苯丙氨酸（Phe）、脯氨酸（Pro）、絲氨酸（Ser）、蘇氨酸（Thr）、色氨酸（Trp）、纈氨酸（Val）；可溶性糖包括阿拉伯糖（Ara）、果糖（Fru）、半乳糖（Gal）、葡萄糖（Glu）、麥芽糖（Mal）和蔗糖（Suc）。以上試劑作為色譜分析標(biāo)準(zhǔn)品，若根分泌物中含該物質(zhì)，則配制成相對原位濃度用于趨化作用試驗(yàn)。

1.2 試驗(yàn)方法

1.2.1 根分泌物收集及組分測定

于2017年5月初在東北農(nóng)業(yè)大學(xué)園藝站盆栽大豆Sloan、Williams82和菜豆一點(diǎn)紅，4～6葉期，將植株完整拔出，依次用自來水、蒸餾水和去離子水將根部沖洗干凈，取15～20 g植物根系浸入100 mL滅菌去離子水中，根部作遮光處理。滴加濃磷酸避免微生物對根分泌物分解。同時等量滅菌去離子水中滴1滴濃磷酸作平行對照，該滅菌去離子水即為后續(xù)對照中去離子水，消除濃磷酸影響。陽光下培養(yǎng)5 h，根分泌物釋放到去離子水中。將含根分泌物去離子水用3層滅菌濾紙過濾2次，濾液經(jīng)孔徑0.22μm濾膜過濾，冷凍真空干燥器（Marin Christ，Osterode，Sachsen，Germany）濃縮成粉末狀，于無菌干燥器內(nèi)備用。一般浸泡15～20 g植物根系100 mL滅菌去離子可冷凍干燥成0.36 g粉末。

分別取3種根分泌物粉末，按1 g根干重對應(yīng)1 mL濃縮液比例加超純水溶解，0.22μm濾膜過濾，取400μL于小離心管中，100μL 10% 磺基水楊酸混合，0.22μm濾膜過濾，濾液于4℃冰箱中靜置60 min，4℃下14 500 r·min-1離心15 min，取上清液在相同條件下再次離心5 min，取上清液用超純水按1∶1（v/v）稀釋，0.22μm濾膜過濾后備用。以2種異黃酮、18種氨基酸和6種可溶性糖為標(biāo)準(zhǔn)品對3個根分泌物樣品中26種組分含量作HPLC分析（日本島津LC-10A高效液相色譜儀，島津公司，京都，日本；德國安米諾西斯A200氨基酸分析儀，柏林，德國）。

1.2.2 大豆疫霉游動孢子對根分泌物組分趨化性

在充滿游動孢子懸浮液（2×104個·mL-1）趨化性測定室兩端分別插入充滿超純水毛細(xì)管和充滿充滿待測溶液（將外源物質(zhì)用超純水配制成根分泌物中相對原位濃度）毛細(xì)管[13]。記錄25 min時兩只毛細(xì)管中游動孢子數(shù)量。室溫下作9次生物學(xué)重復(fù)。

1.2.3 根分泌物組分對大豆疫霉游動孢子成囊影響

將新鮮游動孢子懸浮液與待測溶液混合后（終濃度為試驗(yàn)所需濃度）加至凹玻片凹槽內(nèi)，以等量超純水游動孢子懸浮液為對照。30 min時記錄各處理游動孢子成囊率。室溫下作3次生物學(xué)重復(fù)。

1.2.4 根分泌物組分對大豆疫霉游動孢子萌發(fā)影響

利用渦旋混合器使游動孢子成囊，將游動孢子懸浮液與待測溶液混合后（二者終濃度為試驗(yàn)所需濃度）加至凹玻片凹槽內(nèi)，以等量超純水游動孢子懸浮液為對照。將凹玻片放入含無菌潤濕紗布培養(yǎng)皿中保濕，靜置培養(yǎng)18 h。顯微鏡下觀察各處理孢囊萌發(fā)數(shù)。試驗(yàn)在室溫下作3次生物學(xué)重復(fù)。

1.2.5 數(shù)據(jù)分析

用 Excel 2003（Microsoft, Redmond,Washington,USA）及 SPSS 20.0（Statistical Product and Service Solutions,IBM,Armonk,New York,USA）作數(shù)據(jù)分析。

表1 寄主大豆和非寄主菜豆根分泌物中異黃酮、氨基酸和可溶性糖種類及含量Table1 Kindsand contentsof isoflavones,freeamino acidsand solublesugarsin the host and non-host root exudates (ng·μL-1)

2 結(jié)果與分析

2.1 根分泌物中異黃酮、氨基酸和可溶性糖種類及含量

分別對非寄主菜豆一點(diǎn)紅、抗病品種Williams82和感病品種Sloan根分泌物中2種大豆異黃酮、18種氨基酸和6種可溶性糖含量作HPLC分析。由表1可知，3個品種根分泌物中均含異黃酮daidzein和genistein，但寄主與非寄主間及感病品種與抗病品種間在含量上均無顯著性差異。3個品種genistein含量均顯著高于daidzein，約高6～8倍。

根分泌物中氨基酸種類分別為一點(diǎn)紅18種、Williams82 9種和Sloan 5種，其中Val、Hypro、Ser和H-Cys均存在于3個品種根分泌物中。除HCys在一點(diǎn)紅根分泌物中濃度顯著低于其在Williams82和Sloan根分泌物中濃度外（約低1.6倍），其他氨基酸在根分泌物中濃度均為非寄主顯著高于寄主，抗病品種略高于感病品種（見表1）。

6種可溶性糖中，Glu、Suc、Fru和Ara均存在于3個品種根分泌物中，Gal僅存在于Williams82根分泌物中，Mal在3個品種根分泌物中均不存在。Ara、Glu和Suc在Sloan根分泌物中含量最高，F(xiàn)ru在一點(diǎn)紅中含量最高（見表1）。

續(xù)表

2.2 根分泌物組分對大豆疫霉游動孢子趨化作用

2.2.1 異黃酮及其混合液對大豆疫霉游動孢子趨化作用

游動孢子對3個品種根分泌物中相對原位濃度異黃酮daidzein和genistein趨化性較強(qiáng)，相對原位濃度不同，趨化性強(qiáng)度存在差異。Daidzein在Sloan根分泌物中含量最多，吸引游動孢子數(shù)最少，一點(diǎn)紅根分泌物中含量最少，吸引游動孢子數(shù)最多。Genistein在一點(diǎn)紅根分泌物中含量最少，吸引游動孢子數(shù)也最少，在Sloan和Williams82中含量相同，吸引游動孢子數(shù)量相同。兩種異黃酮混合后對大豆疫霉游動孢子趨化作用表現(xiàn)為減效（與簡單相加相比較，下文均用SUM表示），其中Williams82約減效60%，一點(diǎn)紅約減效48%，Sloan約減效22%，但游動孢子對異黃酮混合液仍有趨化性，Sloan趨化性促進(jìn)指數(shù)為1.72，Williams82趨化性促進(jìn)指數(shù)為1.55，一點(diǎn)紅趨化性促進(jìn)指數(shù)為0.87（見圖1 a）。

圖1 異黃酮及其混合液對大豆疫霉游動孢子（2×104個·mL-1）趨化作用Fig.1 Promotion index of the isoflavones and their mixture to taxis,encystment,and germination of zoosporesor cysts(2×104 z·mL-1)of Phytophthora sojae

3個品種根分泌物中相對原位濃度異黃酮daidzein和genistein均顯著促進(jìn)游動孢子快速成囊，促進(jìn)程度差異顯著。一點(diǎn)紅根分泌物中daidzein對游動孢子成囊促進(jìn)作用最顯著，約為Williams82 1.6倍和Sloan 2倍。3個品種根分泌物中g(shù)enistein對游動孢子成囊促進(jìn)無顯著差異。2種異黃酮混合后對游動孢子成囊促進(jìn)作用呈一定程度減效，一點(diǎn)紅減效約76%，Williams82約減效63%，Sloan約減效36%，減效后異黃酮混合液對游動孢子成囊仍有促進(jìn)作用，Sloan成囊率促進(jìn)指數(shù)為0.82，Williams82成囊率促進(jìn)指數(shù)為0.50，一點(diǎn)紅成囊率促進(jìn)指數(shù)為0.38（見圖1b）。

3個品種根分泌物中相對原位濃度異黃酮daidzein和genistein均顯著促進(jìn)游動孢子萌發(fā)，促進(jìn)程度不同。Sloan根分泌物中daidzein對游動孢子萌發(fā)促進(jìn)作用最顯著，其次是Williams82，一點(diǎn)紅根分泌物中daidzein促進(jìn)作用最弱。3個品種根分泌物中g(shù)enistein對游動孢子萌發(fā)促進(jìn)作用無顯著差異。2種異黃酮混合后對大豆疫霉游動孢子萌發(fā)促進(jìn)作用顯著減效，其中一點(diǎn)紅約減效78%，Williams82和Sloan分別約減效67%和73%，但減效后異黃酮混合液對游動孢子萌發(fā)仍有促進(jìn)作用，Sloan萌發(fā)率促進(jìn)指數(shù)為0.21，Williams82萌發(fā)率促進(jìn)指數(shù)為0.14，一點(diǎn)紅萌發(fā)率促進(jìn)指數(shù)為0.08（見圖1c）。

2.2.2 氨基酸及其混合液對大豆疫霉游動孢子趨化作用

游動孢子對3個品種根分泌物中18種氨基酸均具較強(qiáng)趨化性，但由于相對原位濃度不同，趨化性強(qiáng)度存在差異。4種氨基酸（Val、Hypro、Ser和H-Cys）中，Val在一點(diǎn)紅中含量最多，但游動孢子對其趨化性最不顯著；H-Cys在一點(diǎn)紅根分泌物中含量最低，游動孢子對其趨化性最弱，約為Williams82和Sloan0.6倍；游動孢子對Williams82根分泌物中Hypro以及Sloan根分泌物中Ser趨化性最顯著，但游動孢子對Hypro和Ser趨化性與其根分泌物中濃度無顯著相關(guān)性。氨基酸混合后對大豆疫霉游動孢子趨化作用也減效，其中一點(diǎn)紅約減效96%，Williams82約減效88%，Sloan約減效19%，減效后氨基酸混合液對游動孢子趨化性仍有顯著促進(jìn)作用，Sloan趨化性促進(jìn)指數(shù)為2.69，Williams82趨化性促進(jìn)指數(shù)為1.54，一點(diǎn)紅趨化性促進(jìn)指數(shù)為0.89（見圖2-a1-a3）。

一點(diǎn)紅、Williams82和Sloan根分泌物中絕大多數(shù)相對原位濃度氨基酸均顯著促進(jìn)游動孢子成囊，少數(shù)種類氨基酸抑制游動孢子成囊，如一點(diǎn)紅根分泌物中His、Phe、H-Cys和Pro，Williams82根分泌物中Pro及Sloan根分泌物中Phe和H-Cys抑制游動孢子成囊。氨基酸混合后對大豆疫霉游動孢子成囊影響減效94%～99%，但仍有顯著促進(jìn)作用，Sloan成囊率促進(jìn)指數(shù)為0.42，Williams82成囊率促進(jìn)指數(shù)為0.22，一點(diǎn)紅成囊率促進(jìn)指數(shù)為0.05（見圖2-b1-b3）。

菜豆、Williams82和Sloan根系分泌物中絕大多數(shù)相對原位濃度氨基酸均顯著促進(jìn)游動孢子萌發(fā)，少數(shù)種類氨基酸抑制游動孢子萌發(fā)。但一點(diǎn)紅根分泌物中Gly、Ile、Trp和Arg抑制游動孢子萌發(fā)。此外一點(diǎn)紅中Phe和H-Cys，Williams82中Pro及Sloan中Phe和H-Cys也抑制游動孢子萌發(fā)。Sloan中5種和Williams82中9種氨基酸混合液對孢囊萌發(fā)有促進(jìn)作用，但促進(jìn)作用顯著低于簡單相加之和（分別降低92%和68%），且Sloan促進(jìn)作用高于Williams82。一點(diǎn)紅中18種氨基酸混合液表現(xiàn)減效作用，且由促進(jìn)變?yōu)橐种谱饔茫ㄒ妶D2-c1-c3）。

2.2.3 可溶性糖及其混合液對大豆疫霉游動孢子趨化作用

處理25 min后，游動孢子對3個品種根分泌物中不同可溶性糖均具較強(qiáng)趨化性，但由于相對原位濃度不同，趨化性強(qiáng)度存在差異。寄主和非寄主根分泌物中均含Glu、Suc、Fru和Ara，其中一點(diǎn)紅根中相對原位濃度Glu、Fru和Suc吸引游動孢子數(shù)量顯著高于Williams82和Sloan，而Ara吸引游動孢子數(shù)量在一點(diǎn)紅、Williams82和Sloan之間差異不顯著?？扇苄蕴腔旌虾笥幸欢p效作用，其中Williams82減效約91%，Sloan減效約75%，一點(diǎn)紅減效約72%，3個品種可溶性糖混合液對游動孢子的趨化性仍有顯著促進(jìn)作用，一點(diǎn)紅趨化性促進(jìn)指數(shù)為2.57，Sloan趨化性促進(jìn)指數(shù)為2.40，Williams82趨化性促進(jìn)指數(shù)為0.86（見圖3-a）。

3個品種根分泌物中相對原位濃度可溶性糖均可促進(jìn)游動孢子成囊，但因濃度不同，促進(jìn)效果存在差異。處理30 min后，Williams82根分泌物中Glu、Suc、Fru和Ara對游動孢子成囊促進(jìn)作用最顯著?？扇苄蕴腔旌虾笥袦p效作用，一點(diǎn)紅減效約29%，Williams82和Sloan分別減效約53%和55%，混合液對游動孢子成囊仍有顯著促進(jìn)作用，Williams82成囊率促進(jìn)指數(shù)為4.83，一點(diǎn)紅成囊率促進(jìn)指數(shù)為4.51，Sloan成囊率促進(jìn)指數(shù)為3.11（見圖3-b）。

圖2 氨基酸及其混合液對大豆疫霉游動孢子（2×104個·mL-1）趨化作用Fig.2 Promotion index of the the 18 kinds of amino acidsand their mixtureto taxis,encystment,and germination of zoosporesor cysts(2×104 z·mL-1)of Phytophthora sojae

3個品種根分泌物中相對原位濃度可溶性糖均可促進(jìn)孢囊萌發(fā)。其中相對原位濃度Glu對孢囊萌發(fā)率促進(jìn)作用在3個品種間差異不顯著；相對原位濃度Fru對孢囊萌發(fā)促進(jìn)作用表現(xiàn)為Williams82和Sloan顯著高于一點(diǎn)紅；相對原位濃度Suc對孢囊萌發(fā)促進(jìn)作用表現(xiàn)為一點(diǎn)紅和Sloan顯著高于Williams82；相對原位濃度Ara對孢囊萌發(fā)促進(jìn)作用表現(xiàn)為一點(diǎn)紅顯著高于Williams82和Sloan。Sloan和Williams82根分泌物中可溶性糖混合后有一定減效作用，分別減效約86%和51%，但對孢囊萌發(fā)仍有促進(jìn)作用，且Sloan促進(jìn)作用低于Williams82。一點(diǎn)紅根分泌物中可溶性糖混合液對孢囊萌發(fā)影響由促進(jìn)變?yōu)橐种谱饔茫ㄒ妶D3-c）。

2.2.4 異黃酮、氨基酸及可溶性糖混合液對大豆疫霉游動孢子趨化作用

圖3 可溶性糖及其混合液對大豆疫霉游動孢子（2×104個·mL-1）趨化作用Fig.3 Promotion index of thethe 6 kinds of Soluble sugar and their mixture to taxis,encystment,and germination of zoosporesor cysts(2×104 z·mL-1)of Phytophthora sojae.

將所有試驗(yàn)組分按3種根分泌物中原位濃度混合后測定其對大豆疫霉游動孢子趨化作用。結(jié)果表明，3個混合液對游動孢子3個生理指標(biāo)均表現(xiàn)為顯著促進(jìn)或抑制作用，且促進(jìn)或抑制作用顯著低于其SUM值，表明3類物質(zhì)混合后發(fā)生顯著減效作用，減效程度由強(qiáng)到弱依次是一點(diǎn)紅、Williams82及Sloan。

3類物質(zhì)混合后9個試驗(yàn)中，僅趨化性試驗(yàn)中一點(diǎn)紅處理由促進(jìn)逆轉(zhuǎn)為抑制，促進(jìn)指數(shù)為-0.75，其他8個試驗(yàn)均表現(xiàn)為不同程度促進(jìn)作用。

趨化性試驗(yàn)中Sloan促進(jìn)指數(shù)為2.02，Williams82促進(jìn)指數(shù)為1.73；成囊試驗(yàn)中一點(diǎn)紅促進(jìn)指數(shù)為0.26，Williams82促進(jìn)指數(shù)為0.51，Sloan促進(jìn)指數(shù)為1.05；萌發(fā)試驗(yàn)中一點(diǎn)紅促進(jìn)指數(shù)為1.63，Williams82促進(jìn)指數(shù)為0.94，Sloan促進(jìn)指數(shù)為0.76（見圖4）。

圖4 三類物質(zhì)混合后對大豆疫霉游動孢子（2×104個·mL-1）趨化作用Fig.4 Promotion index of the the all the test components mixture to taxis,encystment,and germination of zoospores or cysts(2×104 z·mL-1)of Phytophthora sojae

3 討論與結(jié)論

大豆疫霉主要利用游動孢子傳播和擴(kuò)散，游動孢子具雙鞭毛[15]，當(dāng)游動孢子感受到寄主根分泌物中特異性信號時，即游向這類物質(zhì)，利用該類物質(zhì)找到寄主[8,10,16]。游動孢子接觸到根表面即休止并吸附在根表面開始萌發(fā)侵染。

寄主特異性物質(zhì)如異黃酮，寄主非特異性物質(zhì)如氨基酸均影響疫霉菌游動孢子趨化性、成囊及孢囊萌發(fā)和寄主植物侵染[16]。本文用HPLC測定寄主大豆和非寄主菜豆根分泌物中異黃酮、氨基酸和可溶性糖含量，發(fā)現(xiàn)異黃酮含量在寄主大豆和非寄主菜豆間無顯著差異，對游動孢子趨化作用差異不顯著，說明根分泌物中2種異黃酮不是唯一決定大豆疫霉寄主范圍化學(xué)信號，與Riggs等研究結(jié)果一致[9]。氨基酸和糖種類和含量在寄主大豆抗、感品種與非寄主菜豆間差異顯著，且3種根分泌物中氨基酸和可溶性糖均影響游動孢子趨化性、成囊及萌發(fā)，但由于種類和相對原位濃度不同，影響程度和方式不同，絕大多數(shù)物質(zhì)對游動孢子趨化性、成囊及萌發(fā)有顯著促進(jìn)作用，少數(shù)有抑制作用。本文中氨基酸Hypro、Ser、Val和His及可溶性糖Ara均影響大豆疫霉游動孢子，Donaldson等測定結(jié)果表明，這些物質(zhì)不影響腐霉（P.aphanidermatum、P.catenulatum和P.dissotocum）游動孢子[12]，這種差異可能與疫霉和腐霉游動孢子受體不同有關(guān)，因?yàn)橛蝿渔咦訉瘜W(xué)信號響應(yīng)通過受體介導(dǎo)[14]。

Donaldson等在研究外源氨基酸和可溶性糖對Pythium aphanidermatum、P.catenulatum和P.dissotocum游動孢子趨化性、成囊和萌發(fā)影響時發(fā)現(xiàn)，Glu和Asp在與其他氨基酸混合發(fā)生不同程度減少或阻止對游動孢子吸引，說明不同種類氨基酸混合后會發(fā)生互作，對游動孢子趨化作用發(fā)生改變[12]。本試驗(yàn)分別測定非寄主菜豆、寄主大豆抗、感病品種根分泌物相對原位濃度異黃酮混合液、氨基酸混合液、可溶性糖混合液及異黃酮、氨基酸和可溶性糖混合液對大豆疫霉游動孢子趨化作用發(fā)現(xiàn)，無論是同類還是三類物質(zhì)混合均發(fā)生顯著減效作用，說明各組分間發(fā)生相互干擾。由于非寄主菜豆根分泌物中氨基酸種類和含量均顯著高于感病大豆和抗病大豆，而非寄主菜豆減效程度最強(qiáng)，因此認(rèn)為減效作用強(qiáng)度與參與混合物質(zhì)含量和濃度呈正相關(guān)，推測這些物質(zhì)有共用受體，導(dǎo)致作用效果受阻。趨化性試驗(yàn)中，菜豆根分泌物中異黃酮、氨基酸、可溶性糖單獨(dú)混合僅表現(xiàn)減效作用，但3種物質(zhì)混合后促進(jìn)指數(shù)為負(fù)數(shù)（多次重復(fù)試驗(yàn)），可視為趨避作用，說明非寄主根分泌物組分之間互作復(fù)雜，是菜豆成為非寄主原因之一。

大豆根系分泌物中除本試驗(yàn)異黃酮、氨基酸和可溶性糖外，還包括烴、有機(jī)酸、醇、酚、醛、苯、脂肪酸、苯甲酸及其衍生物等有機(jī)化合物[17]，其中很多物質(zhì)已證實(shí)對微生物有趨化作用，如大豆根分泌物中芳香酸、二羧酸對慢生型大豆根瘤菌（Bradyrhizobium japonicum）有吸引作用，對大豆與根瘤菌共生關(guān)系具有重要作用[18]。 腐霉（Pythium）和疫霉（Phytophthora）對根系分泌物中乙醇有趨化性[19]。對微生物有趨化作用化學(xué)物質(zhì)，可能也對大豆疫霉游動孢子有趨化作用。

[1] Duniway J M.Water relations of water molds[J].Annual Review of Phytopathology,1979,17:431-460.

[2] Tyler B M.Phytophthora sojae:Root rot pathogen of soybean and model oomycete[J].Mol Plant Pathol，2007,8(1):1-8.

[3] 文景芝,揭?guī)r,田苗,等.黑龍江省東部大豆疫霉群體結(jié)構(gòu)及其時空動態(tài)[J].東北農(nóng)業(yè)大學(xué)學(xué)報,2017,48(5):1-8.

[4] Deacon JW,Donaldson SP.Molecular recognition in the homing responses of zoosporic fungi,with special reference to Pythium and Phytophthora[J].Molecular Plant Pathology,1993,97(10):1153- 1171.

[5] Zentmyer G A.Chemotaxis of zoospores for root exudates[J].Science,1961,133(3464):1595-1596.

[6] Chi C C,Sabo F E.Chemotaxis of zoospores of Phytophthora megasperma to primary roots of alfalfa seedlings[J].Canadian Journal of Botany,1978,56(7):795-800.

[7] Graham T L.Flavonoid and isoflavonoid distribution in developing soybean seedling tissues and in seed and root exudates[J].Plant Physiology,1991,95(2):594-603.

[8] Morris P F,Ward E W B.Chemoattraction of zoospores of the soybean pathogen,Phytophthora sojae,by isoflavones[J].Physiological and Molecular Plant Pathology,1992,40(1):17-22.

[9] Riggs K.Chemotaxis of Phytophthora sojae zoospores to soybean roots is altered by isoflavone silencing[D].Columbus:Ohio State University,2010.

[10] Latijnhouwers M,Ligterink W,Vleeshouwers V G,et al.A Galpha subunit controls zoospore motility and virulence in the Potato late blight pathogen Phytophthora infestens[J].Molecular Microbiology,2004,51(4):925-936.

[11] Graham M Y.RNA interference of soybean isoflavone synthase genes leads to silencing in tissues distal to the transformation site and to enhanced susceptibility to Phytophthora sojae[J].Plant Physiology,2005,137(4):1345-1353.

[12] Donaldson SP,Deacon JW.Effects of amino acids and sugars on zoospore taxis,encystment and cyst germination in Pythium aphanidermatum（Edson）Eitzp.,P.catenulatum Matthews and P.dissotocum Drechs[J].New Phytologist,1993,123(2):289-295.

[13] Suo B,Chen Q M,Wu W X,et al.Chemotactic responses of Phytophthora sojae zoospores to amino acids and sugars in root exudates[J].Journal of General Plant Pathology,2016,82(3):142-148.

[14] Tyler B M.Molecular basis of recognition between Phytophthora pathogens and their hosts[J].Phytopathology,2002,40(4):137-167.

[15] Hardham A R.Cell biology of plant-oomycete interactions[J].Cell Microbiol,2007,9(1):31-39.

[16] Morris P F,Bone E,Tyler B M.Chemotropic and contact responses of Phytophthora sojae hyphae to soybean isoflavonoids and artificial substrates[J].Plant Physiology,1998,117(4):1171-1178.

[17] 李業(yè)成.正茬、連作大豆根系分泌物化感作用的初步研究[D].哈爾濱:東北農(nóng)業(yè)大學(xué),2010.

[18] Singh T,Arora D K.Motility and chemotactic response of Pseudomonas fluorescenstoward chemoattractants present in the exudate of Macrophomina phaseolina[J].Microbiological Research,2001,156(4):343-351.

[19] Allen R N,Newhook F J.Chemotaxis of zoospores of Phytophthora cinnamomi to ethanol in capillaries of soil pore dimensions[J].Transactions of the British Mycological Society,1973,61(2):287-302.