金黃色葡萄球菌菌膜形成過程中過氧化氫酶變化的研究

楊存迪 - 李忠海,2 -,2 任佳麗,2 -,2

(1. 中南林業(yè)科技大學(xué)食品科學(xué)與工程學(xué)院，湖南 長沙 410004；2. 稻谷及副產(chǎn)品深加工國家工程實(shí)驗(yàn)室，湖南 長沙 410004)

金黃色葡萄球菌菌膜形成過程中過氧化氫酶變化的研究

楊存迪1YANGCun-di1李忠海1,2LIZhong-hai1,2任佳麗1,2RENJia-li1,2

(1. 中南林業(yè)科技大學(xué)食品科學(xué)與工程學(xué)院，湖南 長沙 410004；2. 稻谷及副產(chǎn)品深加工國家工程實(shí)驗(yàn)室，湖南 長沙 410004)

選擇食品工業(yè)中出現(xiàn)的典型細(xì)菌菌膜(金黃色葡萄球菌菌膜)，探討單一細(xì)菌菌膜形成中細(xì)菌自身產(chǎn)生的具有氧化還原活性的生物酶在菌膜形成與生長過程中的變化，并將其與菌膜的實(shí)時(shí)變化相對(duì)照，探索菌膜形成過程中的氧化還原活動(dòng)的變化，以尋求食品工業(yè)中可有效地控制菌膜污染的方法。對(duì)金黃色葡萄球菌菌膜中過氧化氫酶量的變化進(jìn)行實(shí)時(shí)監(jiān)測，并對(duì)不同培養(yǎng)時(shí)間段的菌膜所得到的檢測峰電流進(jìn)行作圖分析，結(jié)果顯示：細(xì)菌中過氧化氫酶的量隨著菌膜形成量的上升而上升，隨著菌膜的自溶分解現(xiàn)象而減小。可為金黃色葡萄球菌菌膜中的氧化代謝活動(dòng)研究提供理論依據(jù)與研究基礎(chǔ)。

金黃色葡萄球菌；菌膜；過氧化氫酶；SECM

根據(jù)細(xì)菌通過提升自身的抗氧化代謝途徑來提升自身耐藥性這一理論，抗生素等殺菌型藥物會(huì)刺激細(xì)菌細(xì)胞的呼吸作用，從而導(dǎo)致超氧化物的產(chǎn)生以及游離鐵的釋放[1]。游離鐵會(huì)激活芬頓反應(yīng)以羥自由基(OH·)產(chǎn)生有毒活性氧(ROS)，這些自由基能破壞蛋白質(zhì)、脂類、DNA而引起細(xì)胞死亡[2]。

細(xì)菌細(xì)胞通過上調(diào)自身的抗氧化酶來抗衡ROS，包括超氧化物歧化酶(SOD)和過氧化氫酶。由Nguyen的研究[2]可知，當(dāng)細(xì)菌受到外部環(huán)境的影響，自身營養(yǎng)吸收被限制時(shí)，由饑餓信號(hào)而引起的應(yīng)激反應(yīng)也會(huì)提升細(xì)菌的耐藥性。細(xì)菌黏附在實(shí)體表面并分泌多糖、糖蛋白等形成菌膜，菌膜的產(chǎn)生會(huì)導(dǎo)致細(xì)菌的整體活性下降，菌膜也會(huì)對(duì)細(xì)菌與環(huán)境外部的營養(yǎng)物質(zhì)交換起到一定程度的阻礙作用[3-5]。菌膜的產(chǎn)生會(huì)降低細(xì)菌的營養(yǎng)吸收導(dǎo)致應(yīng)激反應(yīng)產(chǎn)生，從而提升耐藥性，這也是形成菌膜后細(xì)菌難以徹底清除的重要原因之一。由此可見，對(duì)細(xì)菌菌膜形成中抗氧化酶變化過程的研究是抑制細(xì)菌耐藥性提升的關(guān)鍵。

中國對(duì)菌膜的研究起源于醫(yī)學(xué)方面，近年來才逐漸關(guān)注其在食品工業(yè)中的危害性。中國的菌膜研究主要集中在被膜形成條件、吸附界面影響、消毒劑作用、菌膜形成的分子機(jī)制等方面[6]。國外大部分菌膜研究主要集中在菌膜形成中菌體的表面性質(zhì)、胞外多糖、群體感應(yīng)信號(hào)分子的信號(hào)傳遞方面，其中菌膜中信號(hào)分子之間的作用又是研究的熱點(diǎn)[6-7]。綜合國內(nèi)外對(duì)菌膜的研究進(jìn)展可知，對(duì)于菌膜形成過程中細(xì)菌內(nèi)各類氧化還原代謝酶的研究與檢測十分缺乏。

本研究擬以掃描電化學(xué)顯微鏡(SECM)這一新型掃描探針顯微技術(shù)為研究工具，HQ與H2O2為氧化還原介質(zhì)，介導(dǎo)酶與電極間的電子傳遞，對(duì)食源性病原菌金黃色葡萄球菌菌膜形成中過氧化氫酶的具體變化過程進(jìn)行初步研究與探索[6]，以期為解決食品行業(yè)中菌膜污染問題提供一定的理論依據(jù)與研究基礎(chǔ)。

1 材料與方法

1.1 試劑與儀器

數(shù)控超聲波清洗器：KQ-100DB型，昆山市超聲儀器有限公司；

SECM掃描電化學(xué)顯微鏡、10 μm微電極探針、Ag/AgCl參比電極、鉑對(duì)電極：CHI900D/920D型，上海辰華儀器有限公司；

單人單面垂直凈化工作臺(tái)：SW-CJ-1D型，蘇州凈化有限公司；

生化培養(yǎng)箱：LRH-250-A型，韶關(guān)市泰宏醫(yī)療器械有限公司；

紫外分光光度儀：UV-1800型，島津分析儀器；

電子分析天平：ZA120R4型，上海贊維衡器有限公司；

金黃色葡萄球菌：CICC 21600，購于ACTT；

過氧化氫酶：2 KU/mg，上海源葉生物科技有限公司；

冰醋酸：分析純，上海源葉生物有限公司；

二茂鐵甲醇：分析純，湖北巨勝科技有限公司；

TSB(胰蛋白胨大豆肉湯)：MCA014型，鄭州亞世生物技術(shù)有限公司；

對(duì)苯二酚(HQ)：分析純，國藥集團(tuán)化學(xué)試劑有限公司；

過氧化氫：濃度為30%，湖北信康醫(yī)藥化工有限公司。

1.2 研究方法

1.2.1 溶液配制

(1) PBS(0.01 mol/L磷酸鹽緩沖液)：8 g NaCl、0.2 g KCl、1.44 g Na2HPO4和0.24 g KH2PO4，溶于800 mL蒸餾水中，用鹽酸調(diào)節(jié)溶液的pH至7.4，再定容至1 L。

(2) 4.00 mmol/L H2O2溶液：移取4.12 mL 30% H2O2，用緩沖液稀釋至100 mL，再稀釋100倍。低濃度H2O2溶液現(xiàn)配現(xiàn)用。

(3) 1 mmol/L HQ溶液：取0.11 g HQ，用緩沖液溶解定容至10 mL，再稀釋100倍，HQ有氧化還原活性，容易被氧氣氧化，所以現(xiàn)配現(xiàn)用(2，3，4，5 mmol/L HQ溶液同理配制)。

(4) TSB培養(yǎng)基：取30 g 胰蛋白胨大豆肉湯粉，加入到800 mL無菌水中，加熱攪拌至完全溶解，用0.1 mol/L鹽酸與0.1 mol/L氫氧化鈉將pH調(diào)整到7.2左右，再加入無菌水定容至1 000 mL。

1.2.2 金黃色葡萄球菌母液制備 將冷凍保藏(冷凍保藏溫度為-18 ℃)的金黃色葡萄球菌菌種取出，放入4 ℃的冰箱中約24 h，以便金黃色葡萄球菌菌種的活力恢復(fù)，達(dá)到活化目的。取1 μL活化好的菌種原液，在無菌環(huán)境中將其接種到制備好的TSB培養(yǎng)基中(TSB培養(yǎng)基的量為20 mL)，將TSB培養(yǎng)基放入恒溫振蕩培養(yǎng)箱(恒溫振蕩培養(yǎng)箱溫度為37 ℃，轉(zhuǎn)速為120 r/min)中培養(yǎng)約18 h后，用紫外分光光度儀在600 nm波長處檢測其OD值，并加入新鮮的無菌TSB培養(yǎng)基調(diào)節(jié)OD值到0.5，輕微振蕩將其混合均勻后放入4 ℃冰箱備用[7]。

1.2.3 金黃色葡萄球菌菌膜培養(yǎng) 將玻片與6孔細(xì)胞板放入75%的乙醇溶液浸泡5 min，取出后用無菌水反復(fù)沖洗干凈，自然風(fēng)干后放在紫外燈下滅菌30 min。在6孔細(xì)胞板中每孔加入3 mL培養(yǎng)基及100 μL菌懸液，將玻片豎直插在孔中，將6孔細(xì)胞板轉(zhuǎn)移至37 ℃恒溫培養(yǎng)箱中培養(yǎng)[8]。

因?yàn)榻瘘S色葡萄球菌為兼性厭氧型細(xì)菌，所以隨著培養(yǎng)時(shí)間的增長，在培養(yǎng)基的表面以及玻片與液面交界處形成一層菌膜，菌膜有較強(qiáng)的黏附性，在玻片上的菌膜不容易脫落，并且大小面積相對(duì)統(tǒng)一，方便后續(xù)的檢測工作[9]。

1.2.4 結(jié)晶紫染色檢測菌膜基本生長情況 在菌膜培養(yǎng)了12，24，36，48，60，72 h后分別取出6孔細(xì)胞板并做結(jié)晶紫染色檢測。

結(jié)晶紫染色檢測步驟：將培養(yǎng)好的玻片取出，用蒸餾水沖洗3次，除去多余的培養(yǎng)基與懸浮細(xì)菌，放入事先準(zhǔn)備好的干凈離心管中，在離心管中加入5 mL甲醇溶液固定菌膜15 min，吸出甲醇溶液，讓玻片自然風(fēng)干；在離心管中加入6 mL 0.01%的結(jié)晶紫溶液，室溫下染色15 min，取出玻片并用蒸餾水沖洗除去多余的染料，在37 ℃下烘干，然后放置至室溫，將玻片放入5 mL 33%冰醋酸中，在37 ℃下脫色30 min；以33%冰醋酸溶液為空白對(duì)照，用紫外分光光度計(jì)測溶液在600 nm處的OD值。以O(shè)D值的大小來反應(yīng)菌膜的大小，從而反映菌膜的基本生長情況[10]。

1.2.5 SECM確定HQ的最佳試驗(yàn)濃度 以pH為7.2的磷酸緩沖液配制濃度分別為1，2，3，4，5 mmol/L的HQ溶液，用SECM做其方波伏安曲線(掃描電壓為0～1 V)，以方波伏安曲線判斷各濃度HQ溶液檢測時(shí)電信號(hào)的強(qiáng)弱，由此確定出HQ的最佳檢測濃度[11]。

1.2.6 SECM檢測菌膜生長過程中過氧化氫酶的變化 在菌膜培養(yǎng)到4，8，12，16，20，24，28，32，36，40，44，48 h后，分別取出黏附有金黃色葡萄球菌菌膜的蓋玻片，放入準(zhǔn)備好的PBS緩沖液中，輕輕振蕩蓋玻片，清洗掉多余的懸浮細(xì)菌與培養(yǎng)基，將清洗后的蓋玻片在通風(fēng)工作臺(tái)中干燥15 min，以便于菌膜的固定[12]。

將干燥好的蓋玻片轉(zhuǎn)移至SECM檢測池中，分別加入4 mmol/L的HQ溶液與4 mmol/L的H2O2溶液各0.8 mL，保持檢測探針與玻片的距離為30 μm，并將檢測探針移動(dòng)到菌膜的正上方，每隔40 s做一個(gè)方波伏安曲線(掃描電壓為0～-0.8 V)，共做20個(gè)時(shí)間點(diǎn)，將20條方波伏安曲線中的峰值與檢測時(shí)間作圖，可得菌膜中過氧化氫酶的基本變化曲線[13]。

2 結(jié)果與分析

2.1 菌膜的結(jié)晶紫染色試驗(yàn)

將培養(yǎng)了12，24，36，48，60，72 h后的菌膜進(jìn)行結(jié)晶紫染色，脫色后在600 nm波長處測OD值(A、B、C組互為平行組，空白對(duì)照為33%冰醋酸)。由表1可知，菌膜在6孔板培養(yǎng)了12 h左右時(shí)，有少量菌膜開始出現(xiàn)并黏附在蓋玻片上，此時(shí)的OD值約為0.170；在培養(yǎng)了24 h后，菌膜在蓋玻片上的黏附量出現(xiàn)了明顯的增長OD值約為0.25；當(dāng)培養(yǎng)時(shí)間達(dá)到36 h左右時(shí)，菌膜在蓋玻片上的黏附量達(dá)到了最大值OD值約為0.33；在培養(yǎng)了48 h后，菌膜量出現(xiàn)下滑，測得OD值約為0.27；培養(yǎng)時(shí)間超過48 h后，菌膜量出現(xiàn)持續(xù)下滑，在60～72 h時(shí)，下滑趨勢趨于平緩。菌膜的整個(gè)生長是一個(gè)先上升再下降，最后趨于平緩的一個(gè)過程[14]。隨著培養(yǎng)的開始，懸浮的細(xì)菌會(huì)開始在實(shí)體表面黏附，慢慢聚集并分泌多糖與糖蛋白等，形成菌膜，當(dāng)菌膜量達(dá)到最大值后，菌膜會(huì)發(fā)生降解與自溶現(xiàn)象導(dǎo)致菌膜量持續(xù)下降，最后趨于穩(wěn)定(圖1)。菌膜的形成量與細(xì)菌的種類、培養(yǎng)基的選擇、培養(yǎng)溫度、細(xì)菌黏附材料條件等都有著密切的聯(lián)系。根據(jù)此次結(jié)晶紫染色試驗(yàn)結(jié)果，選擇將金黃色葡萄球菌菌膜的最佳培養(yǎng)時(shí)間定為36 h。

2.2 HQ最佳檢測濃度的確定

在檢測池中分別加入1 mL的1，2，3，4，5 mmol/L的HQ溶液，掃描電壓為0～1 V，并分別做方波伏安曲線。由圖2可知，電壓在0.4 V左右時(shí)，所有濃度的HQ溶液在此處出現(xiàn)了氧化峰(HQ本身具有還原性，在此處被氧化)。隨著HQ濃度的上升，電流隨之上升，5組濃度相比于空白組都有非常明顯的電流變化，1～3 mmol/L HQ溶液的檢測電流隨著濃度的上升穩(wěn)步上升，在3 mmol/L HQ濃度時(shí)達(dá)到最大，約為-1.30E-009 A(正負(fù)僅對(duì)應(yīng)電流方向，與大小無關(guān))，當(dāng)HQ溶液濃度為4，5 mmol/L時(shí)，電流相比于3 mmol/L HQ溶液出現(xiàn)了大幅上升，說明當(dāng)HQ濃度為4，5 mmol/L時(shí)SECM的檢測信號(hào)明顯優(yōu)于1～3 mmol/L的HQ溶液。5 mmol/L HQ溶液的電流強(qiáng)度相比于4 mmol/L HQ溶液增幅有限，變化并不明顯，而且過高的HQ溶液濃度可能對(duì)后續(xù)試驗(yàn)中的菌膜造成破壞，檢測電流過大也會(huì)對(duì)SECM儀器本身造成損耗，為減少儀器使用壽命[15]，所以本試驗(yàn)將HQ的最佳檢測濃度選為4 mmol/L，后續(xù)試驗(yàn)中所使用的HQ溶液濃度也是基于此次試驗(yàn)而統(tǒng)一選取為4 mmol/L。

表1 菌膜形成過程中OD值變化表Table 1 The change of OD value in the process of bacterial membrance formation

圖1 使用紫外分光光度儀在600 nm波長所得的菌膜 培養(yǎng)時(shí)間與吸光度曲線

Figure 1 Using the ultraviolet spectrophotometer at 600 nm wavelength obtained by the film culture time and absorbance curve

2.3 菌膜生長過程中過氧化氫酶的變化

將培養(yǎng)時(shí)間各異的金黃色葡萄球菌菌膜經(jīng)過通風(fēng)干燥處理后放入檢測池中，加入0.8 mL的4 mmol/L的HQ溶液與0.8 mL的4 mmol/L的H2O2溶液，將掃描電壓設(shè)為0～-0.8 V，做方波伏安曲線，每隔40 s做一次，記錄20次方波伏安曲線，并取其峰值，制作峰值電流與時(shí)間的關(guān)系曲線[16]。

HQ與H2O2本身為小分子物質(zhì)，而過氧化氫酶為胞內(nèi)酶。菌膜經(jīng)過干燥，不僅將菌膜固定在蓋玻片實(shí)體表面上，使其在檢測時(shí)會(huì)不隨意移動(dòng)甚至脫落，而且菌膜干燥后，菌膜與細(xì)菌本身細(xì)胞膜的通透性會(huì)發(fā)生變化，使得HQ與H2O2等小分子物質(zhì)易于通過，過氧化氫酶本身分子較大不能通過細(xì)胞膜。HQ與H2O2進(jìn)入金黃色葡萄球菌細(xì)胞后，在過氧化氫酶的催化下發(fā)生氧化還原反應(yīng)，生成BQ，BQ經(jīng)細(xì)菌細(xì)胞向胞外擴(kuò)散，檢測探針離菌膜很近，當(dāng)BQ擴(kuò)散出細(xì)胞后會(huì)很快進(jìn)入檢測探針前端的擴(kuò)散層，BQ在外部提供電勢的情況下，會(huì)被還原生成HQ，從而形成還原電流被SECM檢測到[17]。反應(yīng)公式：

HQ+H2O2→BQ+H2O，

(1)

BQ+2H++2e-→HQ。

(2)

所有時(shí)間段檢測出的方波伏安曲線峰電流與時(shí)間的曲線見圖3。

圖3 菌膜不同培養(yǎng)時(shí)間段方波伏安曲線峰 電流與檢測時(shí)間曲線Figure 3 Peak Current and Time Curve of Square Wave Voltammetry Curve of Different Culture Time

所有曲線的趨勢都是開始上升較快，后基本維持穩(wěn)定或稍有變化，其原因是HQ與H2O2經(jīng)過擴(kuò)散進(jìn)入細(xì)菌中需要穿過菌膜與細(xì)胞膜，這本身就需要一定時(shí)間，生成的BQ從細(xì)胞中進(jìn)入檢測探針擴(kuò)散層也需要一定時(shí)間，隨著HQ等反應(yīng)物的進(jìn)入，生成BQ的速率也越來越快，檢測電流成較快上升趨勢，當(dāng)反應(yīng)物在細(xì)菌細(xì)胞中達(dá)到飽和時(shí)，反應(yīng)速率基本恒定，檢測電流增長速度也變慢，最終達(dá)到動(dòng)態(tài)穩(wěn)定。圖3中曲線出現(xiàn)的不規(guī)律起伏與抖動(dòng)主要是由外界的噪聲所應(yīng)起的，或檢測池與溶液中存在少量雜質(zhì)在檢測過程中黏附在檢測探針上[18]。

為了進(jìn)一部對(duì)分析菌膜中過氧化氫酶與菌膜培養(yǎng)時(shí)間的關(guān)系，將所有培養(yǎng)時(shí)間段的菌膜方波伏安曲線峰電流取平均值，作出其與菌膜培養(yǎng)時(shí)間的關(guān)系曲線，見圖4。

根據(jù)圖4，當(dāng)金黃色葡萄球菌培養(yǎng)4 h后，有少量的細(xì)菌黏附在了蓋玻片的表面并開始形成菌膜，此時(shí)所檢測到的電流為3.561，隨著培養(yǎng)時(shí)間的上升，菌膜形成量也開始上升，檢測電流出現(xiàn)緩慢上升，菌膜培養(yǎng)時(shí)間到16 h時(shí)，檢測電流達(dá)到3.721E-009 A。但培養(yǎng)16～24 h時(shí)，菌膜的形成量上升，檢測電流卻大幅下降，在培養(yǎng)20 h時(shí)檢測電流達(dá)到最低，為3.309E-009 A。培養(yǎng)24～36 h時(shí)，檢測電流出現(xiàn)大幅上升，在36 h時(shí)達(dá)到最大為4.602E-009 A。培養(yǎng)36～48 h時(shí)，根據(jù)2.1(結(jié)晶紫染色法檢測菌膜的生長情況)的試驗(yàn)可知，菌膜因?yàn)樽陨淼姆纸馀c自溶現(xiàn)象，其形成量已經(jīng)出現(xiàn)下降，此時(shí)檢測電流由4.602E-009 A降至3.8E-009 A左右。

圖4 菌膜方波伏安曲線峰電流平均值 與菌膜培養(yǎng)時(shí)間曲線Figure 4 The Mean Value of Peak Current and the Culture Time Curve of Vesicular Curve

對(duì)于培養(yǎng)16～24 h時(shí)，菌膜形成量上升，檢測電流卻下降的現(xiàn)象可以解釋為：隨著菌膜量的上升，菌膜細(xì)菌中過氧化氫酶的形成量也出現(xiàn)了上升，但是生物酶的活性與生物本身的狀態(tài)以及生長時(shí)期有關(guān)，菌膜的形成本身也會(huì)減慢細(xì)菌的生長，使細(xì)菌的新陳代謝降低，細(xì)菌進(jìn)入“冬眠”狀態(tài)[19]，其過氧化氫酶的活性也出現(xiàn)了下降，所以催化HQ與H2O2的反應(yīng)速率不升反而下降，檢測電流也就出現(xiàn)了下滑。

綜上所述，結(jié)合2.1(結(jié)晶紫染色法檢測菌膜的生長情況)試驗(yàn)，整個(gè)培養(yǎng)過程中過氧化氫酶的變化可以大致總結(jié)如下：在培養(yǎng)0～4 h時(shí)，金黃色葡萄球菌開始從浮游菌狀態(tài)黏附在蓋玻片表面；培養(yǎng)4～16 h時(shí)，黏附在蓋玻片上的金黃色葡萄球菌開始形成菌膜，此時(shí)細(xì)菌中過氧化氫酶的也開始上升；培養(yǎng)16～24 h時(shí)，菌膜形成量繼續(xù)上升，過氧化氫酶的量也繼續(xù)上升，但因?yàn)榧?xì)菌本身活性出現(xiàn)下降，過氧化氫酶活性也隨即下降，此時(shí)過氧化氫酶活性下降對(duì)檢測電流的影響大于過氧化氫酶量上升的影響；培養(yǎng)24～36 h時(shí)，菌膜的形成量上升，并在36 h左右時(shí)達(dá)到最大，過氧化氫酶的量也隨之上升，在這個(gè)時(shí)間段中過氧化氫酶量上升對(duì)檢測電流的影響大于過氧化氫酶活性下降的影響；培養(yǎng)時(shí)間大于36 h后，菌膜開始產(chǎn)生自溶與分解，菌膜的形成量開始下降，過氧化氫酶的量也開始下降，細(xì)菌本身隨著培養(yǎng)時(shí)間的延長活性也同樣出現(xiàn)了下降。

3 結(jié)論

本試驗(yàn)通過對(duì)金黃色葡萄球菌菌膜中過氧化氫酶的實(shí)時(shí)監(jiān)測，并對(duì)不同培養(yǎng)時(shí)間段的菌膜所得到的檢測峰電流作圖分析，結(jié)果顯示：菌膜形成過程中細(xì)菌中過氧化氫酶的量是隨著菌膜量的上升而上升的，但過氧化氫酶的活性卻受細(xì)菌本身的影響而下降。此次試驗(yàn)研究使用最新電化學(xué)手段SECM對(duì)金黃色葡萄球菌菌膜中過氧化氫酶的變化過程進(jìn)行探索，為細(xì)菌菌膜中的氧化代謝活動(dòng)研究提供了一定的理論依據(jù)與研究基礎(chǔ)。但要使用SECM研究清楚金黃色葡萄球菌菌膜形成過程中的整個(gè)氧化代謝活動(dòng)還需要做大量的工作：在金黃色葡萄球菌菌膜形成過程中，其過氧化氫酶也是隨之上升的，但菌膜的形成本身會(huì)對(duì)細(xì)菌中酶的活性產(chǎn)生一定的影響，所以在整個(gè)變化過程中過氧化氫酶精確的數(shù)量變化還需要進(jìn)一步的探索與研究；菌膜中細(xì)菌之間的氧化代謝信號(hào)分子傳遞對(duì)細(xì)菌的氧化代謝活動(dòng)有著重要的意義，其信號(hào)分子具體對(duì)單個(gè)細(xì)菌中抗氧化酶有著怎樣的影響也還有待進(jìn)一步探究。

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Real-time Analysis of Hydrogen Peroxide in Staphylococcus aureus by SECM

(1.CollegeofFoodScienceandEngineering,CentralSouthUniversityofForestryandTechnology,Changsha,Hunan410004,China; 2.NationalEngineeringLaboratoryforRiceandBy-productDeepProcessing,Changsha,Hunan410004,China)

The typical bacterial membrane in the food industry (Staphylococcus aureus film) was chose to explore the single bacterial membrane in the formation of bacteria, and the production of their own activities with redox activity during the membrane formation and growth process was investigated. Comparing with the real-time changes of the bacterial membrane, the change of the redox activity was also studied to find the mechanism of controlling the bacterial pollution in the food industry. The real-time monitoring of catalase in Staphylococcus aureus membrane was carried out by analyzing the peak current obtained from the bacterial membrane of different culture periods. The results showed that the peroxidation of Staphylococcus aureus changes in the amount of catalase. The amount of catalase in the bacteria increases with the increase of the amount of bacterial membrane, and decreases with the autolysis of the membrane. This study would provide a theoretical and research basis for the study of oxidative metabolism in Staphylococcus aureus.

Staphylococcus aureus; bacterial membrane; catalase; SECM

10.13652/j.issn.1003-5788.2017.04.008