急性胰腺炎中胰腺腺泡細胞信號轉導通路

劉瑞霞 王婧 陰赪宏

急性胰腺炎中胰腺腺泡細胞信號轉導通路

劉瑞霞 王婧 陰赪宏

急性胰腺炎(acute pancreatitis, AP)是一種炎癥反應所致的胰腺腺泡細胞損傷、間質水腫和出血，并可導致局部和全身并發(fā)癥。各種因素如膽結石、酒精、局部缺血、遺傳等似乎都首先影響胰腺腺泡細胞，引起胰腺腺泡細胞胰酶活化，誘發(fā)局部炎癥反應[1]。AP發(fā)病機制中胰腺腺泡細胞受到多種細胞因子調控，這些細胞因子通過結合細胞表面受體，激活細胞內不同的信號轉導通路，使胰腺腺泡細胞的功能結構發(fā)生變化。

一、胰腺腺泡細胞表面受體

胰腺腺泡細胞表面存在多種受體，這些受體與其相應的細胞因子結合，啟動信號轉導網(wǎng)絡系統(tǒng)，從胰蛋白酶分泌、凋亡、壞死、炎癥反應等多個方面調控腺泡細胞，在AP發(fā)生、發(fā)展中起關鍵作用。

1．蛋白酶激活受體-2：蛋白酶激活受體-2(protease activated receptor-2, PAR-2)是一種G蛋白耦聯(lián)受體，能將多種蛋白酶與細胞聯(lián)系在一起，使細胞外信號傳遞到細胞內。PAR-2由細胞外區(qū)(N-末端或細胞外袢)、跨膜區(qū)(7個跨膜螺旋)及細胞內區(qū)(C-末端或細胞內袢)組成。其中N-末端含絲氨酸蛋白酶裂解位點，在PAR-2激活過程中起關鍵作用，C端在受體活化后起介導信號轉導作用。

胰腺腺泡細胞高表達PAR-2受體，且胰蛋白酶是目前發(fā)現(xiàn)最有效的PAR-2生理激活劑，而胰蛋白酶過度活化是AP發(fā)病的關鍵起因，因而PAR-2與AP的關系引起了人們的關注。Olejar等[2]在?；悄懰徕c誘導的大鼠急性胰腺炎模型中發(fā)現(xiàn)，成模1 d胰腺腺泡細胞中PAR-2蛋白表達即顯著增加。Namkung等[3]分別用胰蛋白酶和PAR-2活化肽刺激原代培養(yǎng)的胰腺腺泡細胞，結果發(fā)現(xiàn)二者均能引起胞內游離Ca2+短暫增加，但1分鐘后無論是延長刺激時間還是增加濃度均不能進一步增加游離Ca2+，提示在胰蛋白酶作用下PAR-2能使Ca2+信號通路快速脫敏，阻止Ca2+信號持續(xù)激活導致的胰腺腺泡細胞損傷甚至死亡。使用PAR-2活化肽預處理腺泡細胞再暴露于低濃度膽汁酸時細胞死亡率下降，提示AP時PAR-2能拮抗胰腺腺泡細胞損傷。

2．血管緊張素受體：胰腺局部存在完整而獨立的腎素-血管緊張素系統(tǒng)(renin angiotensin, system, RAS)，原代胰腺腺泡細胞、AR42J細胞(大鼠胰腺腺泡細胞株)中均發(fā)現(xiàn)有血管緊張素Ⅱ(angiotensinⅡ, AngⅡ)1型受體(AT1R)、2型受體(AT2R)表達。

RAS有多種不同的血管緊張素活性肽，AngⅡ是目前研究比較透徹的一種，因此對于AngⅡ的兩種受體AT1R和AT2R研究較多。胰腺腺泡細胞AngⅡ的生物學作用大多由AT1R 受體介導[4]，AngⅡ與AT1R結合可促進腺泡細胞分泌α-淀粉酶、脂肪酶等消化酶[4]；AngⅡ激活AT1R能增加腺泡細胞中還原性煙酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸(NADPH)氧化酶表達，NADPH氧化酶催化細胞內活性氧(ROS)產生，ROS既能通過氧化性損傷直接損傷腺泡細胞，又能進一步活化細胞內核因子-κB(NF-κB)促使多種炎癥因子如IL-1、IL-6、TNF-α等釋放，引起胰腺腺泡細胞損傷[5]。另外，胰腺腺泡細胞表面激活的AT1R還能影響腺泡細胞微循環(huán)，損傷腺泡細胞[6]，但具體機制目前尚不清楚。

在AP發(fā)生、發(fā)展中AT2R的作用與AT1R相反[7]。AT1R阻斷劑Losartan、L-158809可顯著抑制AP的發(fā)生和發(fā)展[5]，而AT2R阻斷劑CGP42112和PD123319對膽囊收縮素(CCK)及雨蛙素誘導的胰腺腺泡細胞損傷均無影響[4]。

除了AT1R和AT2R，近年研究發(fā)現(xiàn)胰腺腺泡細胞表面還存在另一種血管緊張素活性肽受體——Mas受體。Mas受體主要與Ang(1-7)結合，生物學作用與AT1R相反[8-9]。很低劑量的Ang(1-7)與其受體結合后即可抑制AngⅡ的作用[10]。筆者近期的研究亦證實，Ang(1-7)在重癥急性胰腺炎(SAP)發(fā)生及發(fā)展中起保護作用。多種血管緊張素活性肽均能與胰腺腺泡細胞表面受體結合，它們的親和力大小依次為：AngⅡ≥AngⅢ>AngⅠ>Ang(1-7)>Ang(1-6)。但除了AngⅡ，這些血管活性肽在胰腺腺泡細胞表面的受體及它們的生物學功能目前尚有許多不明之處。

3．膽囊收縮素受體：胰腺腺泡細胞膜上存在膽囊收縮素受體(CCKR)，CCKR有兩種，即CCKR-A和CCKR-B。CCKR是一種異源性三聚體，屬G蛋白耦聯(lián)受體家族，在CCK及其類似物雨蛙素作用下，能激活磷脂酶C(PLC)導致三磷酸肌醇(IP3)和二酰甘油(DG)的釋放和游離Ca2+升高，在DG和Ca2+的共同作用下激活蛋白激酶C(PKC)，致使胰腺腺泡細胞分泌大量胰酶，導致腺泡細胞自身破壞。

另外，在AP發(fā)病中CCKR還可通過增加游離Ca2+水平和激活PKC兩條途徑誘導腺泡細胞NF-κB活化，活化的NF-κB除了能激活炎癥反應，還能反饋性增加游離Ca2+濃度，引發(fā)腺泡細胞內鈣依賴性消化酶原，特別是蛋白水解酶原的大量活化，致使細胞質內能抑制胰蛋白酶原顆粒與腺泡細胞質膜結合的Munc18蛋白降解，胰酶釋放出細胞增加。

二、胰腺腺泡細胞內信號轉導通路

近年來，普遍被關注的有Ca2+信號通路、絲裂原活化蛋白激酶(MAPK)通路、NF-κB通路、PI3K/AKT通路、NADPH通路等。這些通路作用機制復雜，一種細胞因子可激活多條信號轉導通路；一條信號轉導通路也可以被多種細胞因子激活。與此同時，這些通路又受到多種因素調節(jié)，在細胞內形成錯綜復雜的作用網(wǎng)絡。根據(jù)其對腺泡細胞作用不同分述以下通路。

1．胰蛋白酶異常分泌和活化信號通路：目前比較明確的促胰蛋白酶分泌信號通路有兩條：CCK-8→CCKA receptor→Gqa→PLC→DAG/IP3通路和CCK-8→CCKA receptor→Gqa→PLD→PI3K通路，二者均可引起游離Ca2+水平增加，促進胰蛋白酶分泌。另外有研究證實，AP時腺泡細胞膜上多種受體均可引起細胞內環(huán)磷酸腺苷(cAMP)水平升高，通過cAMP依賴性蛋白激酶A(PKA)通路促進胰蛋白酶生成增多[11]。

胰腺腺泡細胞內胰蛋白酶原活化被認為是AP發(fā)病的始動環(huán)節(jié)。目前關于細胞內胰酶活化機制有兩種學說：(1)融合學說。溶酶體水解酶(LH)和消化酶原(ZD)在腺泡細胞內相互融合，溶酶體水解酶組織蛋白酶B激活胰蛋白酶原。(2)胰蛋白酶原介導自動活化學說。但Van Acker等[12]研究發(fā)現(xiàn)組織蛋白酶B抑制劑CA074Me對胰腺腺泡細胞內胰蛋白酶和炎癥反應均無影響。而Ca2+依賴性蛋白酶鈣調磷酸酶(PP2B)可能介導了胰蛋白酶原的自動活化。Shah等[13]研究發(fā)現(xiàn)，應用PP2B抑制劑FK506或具有細胞穿透性的PP2B抑制肽均能顯著降低腺泡細胞中胰蛋白酶活性，并且不影響游離Ca2+水平和胰酶的分泌，因此PP2B可能是游離Ca2+的下游信號分子，能直接引起細胞內胰蛋白酶原的自動活化。

2．炎癥反應相關信號轉導通路：AP無論病因如何，最終結果總是局部和全身性炎癥反應，這與疾病早期階段胰腺腺泡細胞產生的促炎癥因子有關。多種信號通路參與了炎癥反應過程，在這些信號分子中NF-κB扮演者關鍵角色，MAPK信號通路被認為是調控炎癥反應的中心環(huán)節(jié)。

研究證實[14]，CCK、L-精氨酸、氧化損傷等刺激胰腺腺泡細胞表面多種受體使游離Ca2+水平升高，激活NF-κB，激活的NF-κB與TNF-α、IL-1、IL-6基因的NF-κB結合位點結合，增加這些炎癥因子的mRNA和蛋白表達水平，加速炎癥進展。另外，有研究發(fā)現(xiàn)，CCK、TNF-α還能通過腺泡細胞內PKC通路激活NF-κB[15]。Gukovsky等[16]研究發(fā)現(xiàn)，PI3K抑制劑LY294002和Wortmannin能抑制CCK誘導的小鼠胰腺腺泡細胞NF-κB激活，PI3K催化亞基p110γ基因敲除小鼠中腺泡細胞NF-κB的活性降低，提示Ca2+信號通路及PKC、PI3K信號通路在胰腺腺泡細胞NF-κB激活中起著重要作用。

MAPK是一組分布于胞質中具有絲氨酸(Ser)和酪氨酸(Thr)雙重磷酸化能力的蛋白激酶，是介導細胞外信號引起細胞核反應的重要信號系統(tǒng)，包括細胞外調節(jié)蛋白激酶(ERK)、c-Jun氨基端激酶(JNK)、p38絲裂原活化蛋白激酶(p38MAPK)和巨絲裂原活化蛋白(BMK1)。其中ERK1/2、p38MAPK和JNK是調控腺泡細胞炎癥反應的重要信號通路，CCK與其受體結合后能直接激活ERK1/2、p38MAPK和JNK信號通路[17-18]。另有研究證實，AP時氧化應激產生的活性氧也能激活ERK1/2、p38MAPK和JNK信號通路[19]。激活的MAPK通過進一步激活活化因子-1(activating factor-1, AP-1)和NF-κB，促進TNF-α、IL-1、IL-6、IL-8等炎癥因子的釋放。

新近研究發(fā)現(xiàn)，甲狀旁腺激素相關蛋白(parathyroid hormone-related protein，PTHrP)[20]和成纖維細胞生長因子21(Fibroblast growth factor 21，F(xiàn)GF21)[21]與腺泡細胞炎癥反應有關，但具體作用機制尚不明確。

3．氧化應激信號通路：AP發(fā)展中，氧化應激產生大量ROS，如過氧化氫、超氧化物、羥基及單態(tài)氧等，這些ROS不僅能破壞胰腺腺泡細胞骨架結構和損傷線粒體，還能作為化學誘導因子和細胞內第二信使促使腺泡細胞炎癥因子表達和凋亡。

在AP的炎癥應答過程中，ROS和致炎因子發(fā)揮協(xié)同效應，激活共同的MAPK和NF-κB信號通路，導致炎癥的級聯(lián)擴增[22-23]。Ju等[24]新近研究發(fā)現(xiàn)，減少胰腺腺泡細胞ROS生成能顯著抑制Jak2/Stat3通路、MAPK信號通路介導的炎癥因子產生，并減少關鍵的細胞因子——轉化生長因子-β1 (TGF-β1)表達。

已有研究證實，異常增多的ROS通過細胞內Ca2+依賴性方式誘導大鼠胰腺腺泡細胞株AR42J凋亡[25]。Fujimori等[26]利用過氧化氫刺激大鼠原代胰腺腺泡細胞，腺泡細胞凋亡和壞死顯著增加，血管活性腸肽(VIP)通過cAMP/PKA通路可抑制過氧化氫引起的腺泡細胞損傷。Booth等[27]用膽汁酸TLC-S刺激小鼠和人的原代胰腺腺泡細胞，發(fā)現(xiàn)細胞內和線粒體內ROS增加，均能促進腺泡細胞凋亡。但有關ROS誘導胰腺腺泡細胞凋亡的信號轉導機制目前尚不清楚。

4．凋亡與壞死相關信號轉導通路：在各種損傷因素的作用下，胰腺腺泡細胞的死亡方式與胰腺炎的嚴重程度密切相關。如細胞以壞死方式死亡，則最終導致SAP的發(fā)生；如細胞以凋亡方式死亡，則出現(xiàn)急性水腫型胰腺炎。

膽汁酸、CCK、L-精氨酸等誘導的胰腺腺泡細胞內游離Ca2+可刺激線粒體合成ATP，但持續(xù)高水平游離Ca2+能損傷細胞線粒體，減少ATP合成和釋放，造成依賴ATP的Ca2+外流受阻，ROS生成增多，引起細胞凋亡。進一步增多的游離Ca2+可抑制細胞凋亡，引起細胞壞死，壞死的細胞產生毒性物質損傷鄰近細胞。實驗證實[25]，雨蛙素所致AP模型中，胰腺腺泡細胞NADPH氧化酶的亞單位Nox1、p27phox、p47phox和p67phox被激活，產生氧自由基導致細胞凋亡。給予NADPH氧化酶抑制劑二亞苯基碘鎓后，胰腺腺泡細胞的凋亡誘導因子、Caspase-3、DNA斷裂、TUNEL染色、細胞活力等指標均降低。表明NADPH氧化酶激活后是通過Caspase途徑誘導細胞凋亡的發(fā)生。

盡管AP時胰腺腺泡細胞信號轉導尚有許多不明之處，但綜合近幾年的研究逐步形成以下共識：胰腺腺泡細胞表面的多種受體在相關細胞因子作用下調節(jié)信號轉導網(wǎng)絡系統(tǒng)，這些信號通路對腺泡細胞胰酶分泌、炎癥反應、氧化應激、凋亡等有協(xié)同或拮抗作用。這些受體與通路的研究也就成為AP治療研究的靶向。

[1] Klar E, Werner J. New pathophysiologic knowledge about acute pancreatitis. Chirurg, 2000, 71: 253-264.

[2] Olejár T, Matej R, Zadinova M, et al. Expression of proteinase-activated receptor 2 during taurocholate-induced acute pancreatic lesion development in Wistar rats. Int J Gastrointest Cancer, 2001, 30: 113-121.

[3] Namkung W, Han W, Luo X, et al. Protease-activated receptor 2 exerts local protection and mediates some systemic complications in acute pancreatitis. Gastroenterology, 2004, 126: 1844-1859.

[4] Tsang SW, Cheng CH, Leung PS. The role of the pancreatic renin-angiotensin system in acinar digestive enzyme secretion and in acute pancreatitis. Regul Pept, 2004, 119: 213-219.

[5] Chan YC, Leung PS. Angiotensin II type 1 receptor-dependent nuclear factor-kappaB activation-mediated proinflammatory actions in a rat model of obstructive acute pancreatitis. J Pharmacol Exp Ther, 2007, 323: 10-18.

[6] Chan WP, Fung ML, Nobiling R, et al. Activation of local renin-angiotensin system by chronic hypoxia in rat pancreas. Mol Cell Endocrinol, 2000, 160: 107-114.

[7] Ulmasov B, Xu Z, Tetri LH, et al. Neuschwander-Tetri BA. Protective role of angiotensin II type 2 receptor signaling in a mouse model of pancreatic fibrosis. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol, 2009, 296: G284-G294.

[8] Prasannarong M, Santos FR, Henriksen EJ. ANG-(1-7) reduces ANG II-induced insulin resistance by enhancing Akt phosphorylation via a Mas receptor-dependent mechanism in rat skeletal muscle. Biochem Biophys Res Commun, 2012, 426: 369-373.

[9] Guimar?es GG, Santos SH, Oliveira ML, et al. Exercise induces renin-angiotensin system unbalance and high collagen expression in the heart of Mas-deficient mice. Peptides, 2012, 38: 54-61.

[10] Keidar S, Kaplan M, Gamliel-Lazarovich A. ACE2 of the heart: From angiotensin I to angiotensin (1-7). Cardiovasc Res, 2007, 73: 463-469.

[11] Chaudhuri A, Husain SZ, Kolodecik TR, et al. Cyclic AMP-dependent protein kinase and Epac mediate cyclic AMP responses in pancreatic acini. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol, 2007, 292: G1403-1410.

[12] Van Acker GJ, Weiss E, Steer ML, et al. Cause-effect relationships between zymogen activation and other early events in secretagogue-induced acute pancreatitis. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol, 2007, 292: G1738-G1746.

[13] Shah AU, Sarwar A, Orabi AI, et al. Protease activation during in vivo pancreatitis is dependent on calcineurin activation. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol, 2009, 297: G967-G973.

[14] Dawra R, Sharif R, Phillips P, et al. Development of a new mouse model of acute pancreatitis induced by administration of Larginine. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol, 2007, 292: G1009-G1018.

[15] Satoh A, Gukovskaya AS, Reeve JR Jr, et al. Ethanol sensitizes NF-kappaB activation in pancreatic acinar cells through effects on protein kinase C-epsilon. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol, 2006, 291: G432-G438.

[16] Gukovsky I, Cheng JH, Nam KJ, et al. Phosphatidylinositide 3-kinase gamma regulates key pathologic responses to cholecystokinin in pancreatic acinar cells. Gastroenterology, 2004, 126: 554-566.

[17] Dabrowski A, Tribillo I, Dabrowska MI, et al. Activation of mitogen-activated protein kinases in different models of pancreatic acinar cell damage. Z Gastroenterol, 2000, 38: 469-481.

[18] Perides G, Sharma A, Gopal A, et al. Secretin differentially sensitizes rat pancreatic acini to the effects of supramaximal stimulation with caerulein. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol, 2005, 289: G713-G721.

[19] Yubero S, Ramudo L, Manso MA, et al. The role of redox status on chemokine expression in acute pancreatitis. Biochim Biophys Acta, 2009, 1792: 148-154.

[20] Bhatia V, Kim SO, Aronson JF, et al. Role of parathyroid hormone-related protein in the pro-inflammatory and pro-fibrogenic response associated with acute pancreatitis. Regul Pept, 2012, 175: 49-60.

[21] Johnson CL, Weston JY, Chadi SA, et al. Fibroblast growth factor 21 reduces the severity of cerulein-induced pancreatitis in mice. Gastroenterology, 2009, 137: 1795-1804.

[22] Escobar J, Pereda J, Arduini A, et al. Cross-talk between oxidative stress and pro-inflammatory cytokines in acute pancreatitis: a key role for protein phosphatases. Curr Pharm Des, 2009, 15: 3027-3042.

[23] Escobar J, Pereda J, Arduini A, et al. Oxidative and nitrosative stress in acute pancreatitis. Modulation by pentoxifylline and oxypurinol. Biochem Pharmacol, 2012, 83: 122-130.

[24] Ju KD, Lim JW, Kim KH, et al. Potential role of NADPH oxidase-mediated activation of Jak2/Stat3 and mitogen-activated protein kinases and expression of TGF-beta1 in the pathophysiology of acute pancreatitis. Inflamm Res, 2011, 60: 791-800.

[25] Yu JH, Kim KH, Kim DG, et al. Diphenyleneiodonium suppresses apoptosis in cerulein-stimulated pancreatic acinar cells. Int J Biochem Cell Biol, 2007, 39: 2063-2075.

[26] Fujimori N, Oono T, Igarashi H, et al. Vasoactive intestinal peptide reduces oxidative stress in pancreatic acinar cells through the inhibition of NADPH oxidase. Peptides, 2011, 32: 2067-2076.

[27] Booth DM, Murphy JA, Mukherjee R, et al. Reactive oxygen species induced by bile acid induce apoptosis and protect against necrosis in pancreatic acinar cells. Gastroenterology, 2011, 140: 2116-2125.

2012-10-25)

(本文編輯：呂芳萍)

10.3760/cma.j.issn.1674-1935.2013.04.024

國家自然科學基金青年基金(81000187)；高校博士點基金(20101107110002)

100050 北京，北京友誼醫(yī)院感染內科

陰赪宏，Email:modscn@yahoo.com.cn