聚合高分子電解質(zhì)分離純化蛋白質(zhì)

張海花，李司，童富淡

浙江理工大學 生命科學學院，杭州 310018

聚合高分子電解質(zhì)分離純化蛋白質(zhì)

張?；?，李司，童富淡

浙江理工大學 生命科學學院，杭州 310018

聚合高分子電解質(zhì)含有大量陽離子或陰離子，通過靜電作用結(jié)合帶相反電荷的蛋白質(zhì)，生成聚合高分子電解質(zhì)-蛋白質(zhì)復合物，電解質(zhì)-蛋白質(zhì)復合物通過橋連作用或疏水作用形成沉淀顆粒；聚合高分子電解質(zhì)的選擇性沉淀作用受電解質(zhì)的分子量、添加劑量、溶液離子強度和pH的影響。用高分子電解質(zhì)從大規(guī)模的低濃度溶液中選擇性地沉淀目的蛋白質(zhì)，為生物工程的下游處理開辟了一條新途徑。

聚合高分子電解質(zhì)沉淀，蛋白質(zhì)分離純化，堿性蛋白，生物工程

目的蛋白質(zhì)濃縮是從大規(guī)模的低濃度溶液中純化回收目的蛋白的關(guān)鍵步驟之一，而選擇性沉淀是最常用的有效方法。在多種沉淀方法中，聚合高分子電解質(zhì)沉淀反應(yīng)由于它的低消耗、高蛋白回收率、處理量大、設(shè)備簡單等優(yōu)勢引起了越來越多研究者的高度重視[3-5]。聚合高分子電解質(zhì)沉淀技術(shù)還具有聚合高分子電解質(zhì)用量少 (0.05%~0.1%，W/V)、選擇性強的特點，高分子電解質(zhì)-蛋白質(zhì)復合物沉淀能重溶于一定離子強度的溶液，目的蛋白質(zhì)保持生物活性，同時能形成高濃度的蛋白質(zhì)溶液[6-7]。

1. 聚合高分子電解質(zhì)的理化性質(zhì)

高分子電解質(zhì)具有線型和交聯(lián)型兩種形式，呈現(xiàn)球狀、線團、螺旋狀和伸展的構(gòu)象；由于內(nèi)在因素 (化學本性、酸堿基團的分布、共聚物的組成和疏水性等) 和外在因素 (pH、溫度、溶液的離子強度和溶劑的熱力學性質(zhì)等) 的影響，會發(fā)生線團與球狀、螺旋狀與線團構(gòu)象的轉(zhuǎn)變，以及溶液與凝膠、體積收縮與膨脹等變化。聚合高分子電解質(zhì)分為聚陽離子電解質(zhì)和聚陰離子電解質(zhì)，分別選擇性沉淀酸性蛋白和堿性蛋白[8]。

1.1 聚陽離子電解質(zhì)

聚乙烯基亞胺 (Polyethylenimine，PEI；[CH2CH (NH2)]n)， DEAE-纖 維 素 (Diethylaminoethylcellulose，DEAE，[C2H7O2(OH)2OCH2COONa]n) 和Poly-(dimethyla-mine-co-epi-chlorohydrin-coethylene diamine (PDEHED；[N (CH3)2ClCH2CH (OH) CH2NH CH2CH2NH]n) 都是高分子聚陽離子電解質(zhì)，在溶液中解離產(chǎn)生帶正電荷基團，能與帶負電荷基團的化合物結(jié)合，如與帶負電荷的DNA及細胞表面標記結(jié)合，促進靶細胞對DNA的攝取，或者保護DNA免受核酸酶降解；能沉淀酸性蛋白，如重組 β-葡萄糖苷酸酶 (Recombinant β-glucuronidase，rGUS；分子量68.2 kDa，pI值約5.5)[9]。

PEI是一種多聚陽離子電解質(zhì)，結(jié)構(gòu)特點是每隔3個原子出現(xiàn)一個氨基氮，構(gòu)成多聚網(wǎng)狀結(jié)構(gòu)[10]。PEI在酸性環(huán)境中帶正電荷，與DNA結(jié)合生成顆粒狀復合物，也能與細胞表面的蛋白多糖、酸性蛋白結(jié)合，通過內(nèi)吞作用進入細胞。PEI分為線性 PEI (Linear polyethylenimine，LPEI) 和支鏈型 PEI (Branched polyethylenimine，BPEI)。

1.2 聚陰離子電解質(zhì)

聚丙烯酸 (Polyacrylic acid，PAA)、聚丙烯酸納鹽 (Polyacrylic acid sodium salt，PAASS)、聚乙烯磺酸鈉 (Polyvinyl sulfonate，PVS) 和羧甲基纖維素(Carboxymethyl cellulose，CMC) 都是高分子聚陰離子電解質(zhì)，在溶液中解離產(chǎn)生帶負電荷基團，能與帶正電荷基團的化合物結(jié)合[11]。如PAA選擇性沉淀溶菌酶、核糖體失活蛋白等堿性蛋白質(zhì)[12-13]。

2 聚合高分子電解質(zhì)沉淀蛋白質(zhì)的作用機理

Chen等[1]和 Clark等[3]研究了聚合高分子電解質(zhì)沉淀蛋白質(zhì)的機理，提出“兩步法反應(yīng)”學說：即蛋白質(zhì)-高分子電解質(zhì)復合物的形成和復合物分子相互聚集成絮狀沉淀。當聚合高分子電解質(zhì)被添加到蛋白質(zhì)溶液中時，通過靜電吸引、氫鍵或疏水作用，聚合高分子電解質(zhì)與蛋白分子迅速反應(yīng)生成不溶性復合物；不溶性復合物聚集成更大的微粒體，形成絮狀沉淀。

Hill等[14]研究了高分子電解質(zhì)與蛋白質(zhì)分子之間的靜電吸附-電性中和作用和高分子多聚體的橋連 (Bridging) 作用。靜電吸附-電性中和作用指高分子多聚體膠粒表面強烈吸附異種離子、膠粒或鏈狀離子帶異種電荷的部位，中和部分電荷，減少靜電斥力，使之容易接近而互相吸附，形成復合物；吸附橋連作用是指高分子物質(zhì)與膠粒的吸附和橋連，即高分子鏈的一端吸附了某一膠粒后，另一端吸附另一膠粒，形成“膠粒-高分子-膠?！钡男跄w。

3 聚合高分子電解質(zhì)沉淀蛋白質(zhì)的影響因素

蛋白質(zhì)-高分子電解質(zhì)復合物的形成受高分子電解質(zhì)的分子量、添加劑量、溶液離子強度和pH的影響；影響沉淀微粒成長為絮凝體的因素還包括攪拌強度，即攪拌速度和攪拌時間，既要為絮凝體的成長創(chuàng)造良好的碰撞機會，又要防止已形成的絮凝體被打碎，因而攪拌強度要小，但時間要比較長[1]；而粗提液中雜質(zhì)成分也干擾高分子電解質(zhì)對目的蛋白的特異性吸附。

3.1 高分子電解質(zhì)的添加劑量、分子量、溶液離子強度和pH對沉淀作用的影響

Clark等[3,6]研究了蛋清白蛋白-羧甲基纖維素(CMC) 沉淀反應(yīng)中聚合高分子電解質(zhì)的劑量和添加方式對沉淀反應(yīng)的影響，結(jié)果顯示蛋清白蛋白的回收量僅與CMC的添加量有關(guān)，與添加方式無關(guān)。Chen等[1]和Kim等[4]在聚丙烯酸-溶菌酶沉淀實驗中也證實目的蛋白的回收率主要與高分子電解質(zhì)的添加劑量成正比。Kim 等[15]研究了聚合高分子電解質(zhì)的分子量和添加劑量對聚丙烯酸-溶菌酶系統(tǒng)的影響，發(fā)現(xiàn)PAA的沉淀效果與其分子量成正比；同樣的反應(yīng)條件下，高分子量PAA沉淀蛋白質(zhì)的效率更高。

Clark和 Glatz[6]研究了溶液中離子強度對沉淀微粒大小的影響，離子強度能減少蛋白質(zhì)與帶相反電荷的高分子電解質(zhì)之間的相互作用；溶液離子強度大，溶液中的蛋白質(zhì)會被更多的帶相反電荷的離子包圍，妨礙高分子電解質(zhì)與蛋白質(zhì)的結(jié)合。Sternberg等[16]在聚丙烯酸-溶菌酶沉淀反應(yīng)中發(fā)現(xiàn)隨著 NaCl濃度的升高，聚丙烯酸-溶菌酶復合物溶解度變大，有利于高分子電解質(zhì)-蛋白質(zhì)復合物的重溶和高分子電解質(zhì)的回收。

聚陽離子電解質(zhì)與目的蛋白沉淀反應(yīng)時溶液pH值一般在該蛋白的等電點以上；聚陰離子電解質(zhì)與目的蛋白沉淀反應(yīng)時溶液 pH值一般在該蛋白的等電點以下。溶液pH值越偏離蛋白質(zhì)的等電點，蛋白質(zhì)所帶的電荷越多，更加利于與高分子電解質(zhì)的結(jié)合，但極端pH環(huán)境能使蛋白質(zhì)變性，降低蛋白質(zhì)的沉淀率；一般在聚合高分子電解質(zhì)和蛋白質(zhì)帶相反電荷的pH值范圍內(nèi)選擇一個最佳pH值，既要使聚合高分子電解質(zhì)-蛋白質(zhì)沉淀反應(yīng)的pH位于目的蛋白質(zhì)穩(wěn)定的pH值范圍，又要有利于聚合高分子電解質(zhì)-蛋白質(zhì)沉淀的形成。PAA沉淀堿性蛋白時，沉淀的形成與溶液 pH值偏離蛋白質(zhì)的等電點程度有關(guān)，目的蛋白質(zhì)的等電點pI值越大，越有利于PAA與蛋白質(zhì)之間離子鍵的形成；如魚精蛋白等電點 pI為12.2，PAA沉淀反應(yīng)的溶液pH值為9.5、8.5、7.5、6.5和5.0時，沉淀率分別為85%、88%、83%、63%和79%，當溶液pH為3.5時，魚精蛋白變性，沉淀率僅為10%[17]；而苦瓜種仁堿性蛋白的等電點pI為8.7~9.5，PAA沉淀反應(yīng)的溶液pI為4.0時，沉淀率僅為40%[13]。同時，蛋白質(zhì)的性質(zhì)也影響沉淀率，如胰蛋白酶等電點pI為11.2~11.4，PAA沉淀反應(yīng)的溶液pH為3.0時，沉淀率為98%[18]；核糖核酸酶等電點pI為9.1，PEI沉淀反應(yīng)的溶液pH為7.0時，沉淀率為90%[16,18]。

3.2 攪拌作用對沉淀顆粒的影響

Kim等[19]系統(tǒng)研究了各種因素對 PAA沉淀溶菌酶的影響。當帶負電荷的PAA添加到帶有正電荷的溶菌酶溶液中時，借助布朗運動和靜電吸附-電性中和作用，生成PAA-溶菌酶沉淀復合物[19-21]；PAA-溶菌酶沉淀復合物相互聚集，同時繼續(xù)吸附游離的溶菌酶分子，形成直徑 0.1~1 μm 的初級粒子(Primary particle)。 根 據(jù) 斯 莫 盧 霍 夫 斯 基(Smoluchowski) 碰撞理論[22]，PAA-溶菌酶沉淀復合物的生成和聚集是與布朗運動有關(guān)的聚集反應(yīng)，單位體積內(nèi)二元運動的頻率主要依靠溶液的環(huán)境及聚合體的性質(zhì)，如反應(yīng)體系的溫度、溶液的粘性、PAA的添加方式及其分子量等因素[23]。如果反應(yīng)體系的條件不改變，生成的初級粒子大小與反應(yīng)體系的攪拌力度成反比[19,24]，表明在電性中和階段生成初級粒子時溶菌酶與聚丙烯酸之間的作用模式隨著攪拌強度的變化而變化。

初級粒子在剪切碰撞 (Shear-induced collisions)中生成較大的絮凝體，這時布朗運動不再是主要因素，而“同向移動” (“Othokinetic” aggregation) 聚合機制占據(jù)了支配地位。根據(jù)Smoluchowski理論，這個階段碰撞頻率的主要影響因素是在布朗運動中生成的溶菌酶沉淀物數(shù)目和液體流剪切速率 (Shear rate)，這一反應(yīng)的主要機理是橋連吸附作用；絮狀沉淀粒徑的大小決定于 PAA-溶菌酶復合物中 PAA上剩余的位點[1,3]。Kim等[19]在 PAA沉淀溶菌酶試驗中還研究了影響PAA橋連的各種因素，如混合強度、PAA劑量和溶液離子強度等。增加混合液的機械攪拌力、PAA劑量和降低離子強度可以提高PAA橋連吸附作用。反應(yīng)剛開始時 (混合階段)，粒徑大小隨溶液振蕩速度的增加而增加，與PAA的量無關(guān)；振蕩速度超過1 000 r/min時，沉淀粒徑便隨著振蕩速度的增加而減小，直到穩(wěn)定在一定粒徑。除了溶液pH、離子強度等因素外，一分子PAA結(jié)合溶菌酶的數(shù)目還與PAA鏈的長度 (PAA鏈長度與其分子量相關(guān)) 有直接的關(guān)系，所以為了充分發(fā)揮PAA的橋連吸附作用，應(yīng)使它的長鏈生長到最大限度；同時，可解離基團達到最大的離解度并充分暴露，產(chǎn)生更多的帶電部位，與蛋白質(zhì)微粒的碰撞機會更多，絮凝效果可提高數(shù)倍。分子量為4×106的PAA長鏈分子具有足夠多的位點與溶菌酶結(jié)合。混合不充分或者PAA用量過少，形成的沉淀復合物不能聚集成更大的微粒，加入的PAA主要結(jié)合溶液中過量的溶菌酶分子或者是形成富含溶菌酶的復合物[24-25]。

3.3 雜質(zhì)對沉淀作用的影響

聚合高分子電解質(zhì)沉淀蛋白質(zhì)的作用機理是蛋白質(zhì)與聚合體之間的離子作用形成聚合高分子電解質(zhì)-蛋白質(zhì)復合物，這些復合物通過鹽鍵或借助殘余電荷或通過疏水作用進一步形成更大的絮凝體[8]；但是大量的雜質(zhì)可能粘附到靶蛋白上，或吸附到多聚體上，或間接與帶電基團作用干擾沉淀的形成。如植酸 (Phytic acid) 是植物性飼料中普遍存在的抗營養(yǎng)因子，其中以玉米、麥麩、米糠、豆籽粕、菜籽粕、棉籽粕等的含量較高。植酸能與蛋白質(zhì)形成復合物，影響菜籽粕 (Canola) 蛋白質(zhì)的等電點沉淀作用[26]；植酸在低于蛋白質(zhì)等電點的酸性條件下，與蛋白質(zhì)反應(yīng)生成植酸-蛋白質(zhì)二元復合物；在高于蛋白質(zhì)等電點的堿性條件下，植酸以金屬陽離子為橋生成植酸-金屬陽離子-蛋白質(zhì)三元復合物；同時，植酸也可能與聚合高分子電解質(zhì)如 PEI結(jié)合生成沉淀，從而使分離植物材料蛋白的PEI用量提高[27]。

3.4 聚合高分子電解質(zhì)的選擇與去除

選擇高分子電解質(zhì)時，最重要是高分子電解質(zhì)-蛋白質(zhì)復合物復溶后，高分子電解質(zhì)能否與蛋白質(zhì)解離并去除，同時要關(guān)注高分子電解質(zhì)是否干擾目的蛋白質(zhì)的后續(xù)純化處理，而有些沉淀劑禁用于食品或藥品。

高分子電解質(zhì)-蛋白質(zhì)復合物復溶后的溶液含有聚合高分子電解質(zhì)，高分子電解質(zhì)的去除、回收或重新利用取決于目的蛋白質(zhì)的后續(xù)應(yīng)用，如PAA沉淀胰蛋白酶時，當胰蛋白酶應(yīng)用于皮革軟化時，PAA就沒有必要去除[17]。根據(jù)聚合高分子電解質(zhì)與目的蛋白分子量的差異可以采用超慮法去除高分子電解質(zhì)，如PAA沉淀溶菌酶和牛血清白蛋白時可分別選擇 MWCO 1 00 000和MWCO 3 000 00回收PAA并重新利用[28]。沉淀法也是去除高分子電解質(zhì)的有效方法，聚陽離子電解質(zhì)可以與Ca2+或者Ba2+結(jié)合生成沉淀，如PAA沉淀溶菌酶和苦瓜種仁堿性蛋白時，利用PAA與Ca2+結(jié)合成生成不溶于水的沉淀除去，這樣PAA不能再重新利用[13]。

4 高分子電解質(zhì)在蛋白質(zhì)分離純化過程中的應(yīng)用

近30年來，人們已經(jīng)用多種聚合高分子電解質(zhì)分離純化不同材料中的蛋白質(zhì)。1974年 Sternberg和Hershberger[16]用PAA從蛋清中分離純化溶菌酶，產(chǎn)物的酶比活力提高9倍；1978年Hill等[25]以CMC處理奶酪生產(chǎn)的副產(chǎn)品乳清，高效去除糖類和脂肪，獲得高純度乳清蛋白。Hollera等[9]使用PEI從轉(zhuǎn)基因煙草中分離純化重組β-葡萄糖苷酸酶 (rGUS)，與用陰離子交換柱純化 rGUS的方法比較，兩者的得率分別是85%~90%和66%~90%，但是PEI沉淀法顯著降低實驗成本，縮短實驗時間，減少勞動工作量；筆者使用PAA從苦瓜種仁中選擇性沉淀具有抗腫瘤功能的堿性蛋白[12]。表明PAA能吸附不同分子量和不同來源的堿性蛋白，是堿性蛋白分離純化有效方法之一。2009年McDonald等[29]用聚陰離子高分子電解質(zhì)PVS從中華倉鼠卵巢細胞培養(yǎng)液中分離純化人源單克隆抗體IgG1，當溶液pH為5.0時，提取率為95%。2009年Boeris等[30]使用PVS從牛胰腺中分離純化胰凝乳蛋白酶，當溶液pH為2.5時，胰凝乳蛋白酶提取率為61%。2011年Cappella等[31]用Eudragit?L100和Eudragit?S100分離純化牛胰凝乳蛋白酶，當溶液pH為4.6時，Eudragit?L100沉淀胰凝乳蛋白酶的提取率為95%，當溶液pH為5.4時，Eudragit?S100沉淀胰凝乳蛋白酶的提取率為60%。

利用生物反應(yīng)器生產(chǎn)功能蛋白是蛋白質(zhì)工程的核心內(nèi)容之一，而轉(zhuǎn)基因動植物系統(tǒng)是一種高效的生物反應(yīng)器，生物工程中下游處理方法的缺乏和重組蛋白的低回收率限制了動、植物生物反應(yīng)器的利用效率[32]，聚合高分子電解質(zhì)選擇沉淀帶異種電荷蛋白質(zhì)，為生物工程的下游處理開辟了一條途徑。

REFERENCES

[1] Chen W, Walker S, Berg JC. The mechanism of floc formation in protein precipitation by polyelectrolytes. Chem Eng Sci, 1992, 47(5): 1039?1045.

[2] Zaman F, Kusnadi AR, Glatz CE. Strategies for recombinant protein recovery from canola by precipitation. Biotech Prog, 1999, 15(3): 488?492.

[3] Clark KM, Glatz CE. Polymer dosage considerations in polyelectrolyte precipitation of protein. Biotech Prog, 1987, 3(4): 241?247.

[4] Kim WS, Kim WS. Lysozyme precipitation with polyacrylic acid in semi-batch reactor. Hwahak Konghak, 2000, 38(2): 236?243.

[5] Ma JF, Hoang H, Myint T, et al. Using precipitation by polyamines as an alternative to chromatographic separation in antibody purification processes. J Chromatogr B, 2010, 878(9/10): 798?806.

[6] Clark KM, Glatz CE. Protein fractionation by precipitation with carboxymethyl cellulose // Hamel JP, Hunter JB, Sikdar SK. Downstream Processing and Bioseparation. ACS Symp Ser 419. Washington DC: ACS Press, 1990: 170?187.

[7] Jervis L, Pierpoint WS. Purification technologies for plant proteins. J Biotechnol, 1989, 11(2/3): 161?198.

[8] Niederauer MQ, Glatz CE. Selective precipitation // Fiechter A. Advances in Biochemical Engineering/Biotechnology. New York: Springer-Verlag, 1992: 159?188.

[9] Holler C, Vaughan D, Zhang CM. Polyethyleneimine precipitation versus anion exchange chromatography in fractionating recombinant β-glucuronidase from transgenic tobacco extract. J Chromatogr A, 2007, 1142(1): 98?105.

[10] Demeneix B, Behr JP. Polyethylenimine (PEI). Adv Genet, 2005, 53: 217?230.

[11] Lali A, Balan S , John R, et al. Carboxymethyl cellulose as a new heterobifunctional ligand carrier for affinity precipitation of proteins. Bioseparation, 1998, 7 (4/5): 195?205.

[12] Zhang CM , Lillie R, Cotter J, et al. Lysozyme purifcation from tobacco extract by polyelectrolyte precipitation. J Chromatogr A, 2005, 1069(1): 107?112.

[13] Zhang HH, Wang QM, Hu JS, et al. The method and influencing factors of alkalescency protein purification from bitter melon (Momordica charantia) seeds by polyacrylicacid precipitation. Chin J Biotech, 2007, 23(4): 735?740.張海花, 汪俏梅, 胡家恕, 等. 聚丙烯酸分離純化苦瓜種仁堿性蛋白的方法及影響因素. 生物工程學報, 2007, 23(4): 735?740.

[14] Hill RD, Zadow JG. The precipitation of whey proteins by carboxymethyl cellulose of differing degrees of substitution. J Dairy Res, 1974, 41(3): 373?380.

[15] Kim HS, Kim WS. Model for removal of lysozyme by polyelectrolyte precipitation of polyacrylic acid in MSMPR reactor. Miami: A I Ch E Annual Meeting, Session 163, 1998.

[16] Sternberg M, Hershberger D. Separation of protein with polyacrylic acids. Biochim Biophys Acta, 1974, 342(1): 195?206.

[17] Porfiri MC, Braia M, Farruggia B, et al. Precipitation with poly acrylic acid as a trypsin bioseparation strategy. Process Biochem, 2009, 44(9): 1046?1049.

[18] Dubin PL, Gao J, Mattison K. Protein purification by selective phase separation with polyelectrolytes. Sep Purif Methods, 1994, 23(1): 1?16.

[19] Kim WS, Kim HS, Hirasawa I, et al. Combination mechanism of lysozyme with polyacrylic acid at equilibrium in polyelectrolyte precipitation. J Chem Eng Japan, 2001, 34(10): 1244?1250.

[20] Kennedy JF, Cabral JMS. Recovery Processes for Biological Materials. New York: Wiley, 1993: 33.

[21] Levich VG. Physicochemical Hydrodynamics. Englewood Cliffs: Prentice-Hall, 1962: 207.

[22] Kusters KA, Wijers JG, Thoenes D. Aggregation kinetics of small particles in agitated vessel. Chem Eng Sci, 1997, 52(1): 107?121.

[23] Petenate AM, Glatz CE. Isoelectric precipitation of soy protein: I. Factors affecting particle size distribution. Biotechnol Bioeng, 1983, 25(12): 3049?3058.

[24] Walles WE. Role of flocculant molecular weight in the coagulation of suspensions. J Coll Inter Sci, 1968, 27(4): 797?803.

[25] Hill RD, Zadow JG. Recovery of whey proteins from precipitated complexes of carboxymethyl cellulose and protein. J Dairy Res, 1978, 45: 77?83.

[26] Blaicher FM, Elstner F, Stein W, et al. Rapeseed protein isolates: effect of processing on yield and composition of protein. J Agric Food Chem, 1983, 31(2): 358?362.

[27] Menkhaus TJ, Eriksson SU, Whitson PB, et al. Host selection as a downstream strategy: polyelectrolyte precipitation of β-glucuronidase from plant extracts. Biotechnol Bioeng, 2002, 77(2): 148?154.

[28] Bozzano AG, Glatz CE. Separation of proteins from polyelectrolytes by ultrafiltration. J Membr Sci, 1991, 55(1/2): 181?198.

[29] McDonald P, Victa C, Carter-Franklin JN, et al. Selective antibody precipitation using polyelectrolytes: a novel approach to the purification of monoclonal antibodies. Biotechnol Bioeng, 2009, 102(4): 1141?1151.

[30] Boeris V, Romanini D, Farruggia B, et al. Purification of chymotrypsin from bovine pancreas using precipitation with a strong anionic polyelectrolyte. Process Biochem, 2009, 44(5): 588?592.

[31] Cappella LV, Boeris V, Picó G. A simple method of chymotrypsin concentration and purifcation from pancreas homogenate using Eudragit?L100 and Eudragit?S100. J Chromatogr B, 2011, 879(13/14): 1003?1007.

[32] Oscar JM, Goddijn, Pen J. Plants as bioreactors. Trends Biotechnol, 1995, 13(9): 379?387.

Polyelectrolyte as vehicles for isolation and purification of protein: a review

Haihua Zhang, Si Li, and Fudan Tong
College of Life Sciences, Zhejiang Sci-Tech University, Hangzhou 310018, China

Polyelectrolyte with a large number of cations or anions could precipitate the oppositely charged proteins to form polyelectrolyte-protein complexes, which then aggregated to form larger particles via electrostatic attraction or hydrophobic interaction. The precipitation was affected by the molecular weight and concentration of the polyelectrolyte as well as the ionic strength and pH of the solution. The use of precipitation is an efficient method for selective separation of proteins from crude biological mixtures in the downstream processes of bioengineering.

polyelectrolyte precipitation, protein isolation and purification, basic protein, bioengineering

在生物工程領(lǐng)域，特別是在食品、醫(yī)藥等領(lǐng)域中常常涉及到大規(guī)模的蛋白質(zhì)分離提純過程。由于樣品體積大、目的蛋白質(zhì)濃度低及各種蛋白質(zhì)之間物理化學性質(zhì)的相似性致使目的蛋白分離成本很高。降低分離成本和提高回收率是蛋白質(zhì)分離工程的主要目標。雖然層析法有較高的靈敏度和分離度，在分離純化過程中占據(jù)了主導地位，但是成本高、處理量較小，適合蛋白分離的后期純化階段；而沉淀法常用于生物工程下游的前處理過程，不僅能對蛋白質(zhì)進行分餾和濃縮，整個過程消耗低、目的蛋白質(zhì)不變性，也是層析法發(fā)揮高靈敏度和分離度的前提[1-2]。

April 7, 2011; Accepted: June 20, 2011

Supported by:Natural Science Foundation of Zhejiang Province, China (No. Y3110354), Department of Education Scientific Research Program of Zhejiang Province (No. 200909740).

Fudan Tong. Tel: +86-571-86843516; E-mail: fdtong@zstu.edu.cn

浙江省自然科學基金 (No. Y3110354), 浙江省教育廳科研項目 (No. 200909740) 資助。