姜黃素共晶光動力對副溶血性弧菌生物被膜的作用

古偉明，馬皓然，孫建霞，劉丹

(廣東工業(yè)大學 輕工化工學院, 廣東 廣州，510006)

近年來食品生產(chǎn)加工過程的微生物污染導致嚴重的安全問題，對消費者的健康構(gòu)成巨大威脅。副溶血性弧菌(Vibrioparahaemolyticus)是一種嗜鹽的食源性致病菌，廣泛存在于海產(chǎn)品中，可直接依附在海產(chǎn)品的表面形成生物被膜。生物被膜又稱生物膜、菌膜等，是由吸附于固體表面或氣液界面的微生物相互黏附在一起，并嵌入其所分泌的胞外多聚物中而形成的固著微生物群落。副溶血性弧菌一旦形成生物被膜，會對外界刺激產(chǎn)生抗性并且會促使更多細菌協(xié)同共生，同時生物被膜具有嚴重的致病性，會導致難以解決的食品質(zhì)量安全問題。

常見用于控制致病菌生物被膜的方法主要分為物理和化學技術(shù)，包括超聲波、低電流、抗生素等。蘇澤紅等[1]發(fā)現(xiàn)布魯姆林式脈沖系統(tǒng)能有效殺滅副溶血性弧菌,且細胞毒性下降；許愈等[2]的研究表明，僅用超聲波處理，副溶血性弧菌的數(shù)量只減少了0.63 lgCFU/mL；而這些方法對生物被膜的控制具有局限性，如成本高、效率低、出現(xiàn)耐藥性，對人類和環(huán)境產(chǎn)生負面影響。

光動力滅活(photodynamic inactivation, PDI)是一種新型殺菌技術(shù)，以其優(yōu)良的殺菌效果、成本低等優(yōu)點受到了廣泛的關(guān)注。PDI的原理是采用特定波長的光源激發(fā)光敏劑(photosensitizer，PS)以產(chǎn)生活性氧化物氧化破壞蛋白質(zhì)和DNA等生物大分子，從而實現(xiàn)對病原微生物的有效滅活。PS是決定PDI效果的關(guān)鍵因素，它可以提高PDI的有效性、選擇性和安全性，然而部分天然PS存在水溶性低的問題，因此目前PDI的大部分研究集中在天然PS的合成或改進。

姜黃素(curcumin, CUR)具有來源廣泛、毒副作用小、光效率高等特點，已成為食品殺菌領(lǐng)域最有潛力的天然PS[3]。CORRA等[4]發(fā)現(xiàn)，CUR介導的PDI可以顯著減少牛肉、豬肉和雞肉中大腸桿菌和金黃色葡萄球菌的污染。HUANG等[5]研究表明，CUR介導的PDI技術(shù)通過破壞胞內(nèi)DNA和蛋白質(zhì)可以有效控制單核細胞增生李斯特氏菌浮游菌及其生物被膜的形成。盡管CUR在PDI中具有顯著作用，但由于其低溶解性，在食品工業(yè)中的應用受到限制[6]。因此，研究如何提高CUR的溶解度是很有意義的。

共晶是由藥物活性成分和共晶形成物之間通過分子相互作用(氫鍵、范德華力等)形成，不改變組分的各自結(jié)構(gòu)，而使物理化學性質(zhì)(如溶解度、生物利用度)得到改善[7]。為了提高CUR的溶解度并保持其原有的光敏特性，已嘗試將CUR分別與氨基酸、酸、糖、羥基喹啉和苯三醇合成共晶[8]，然而目前關(guān)于CUR共晶應用于PDI的研究較少。本研究通過制備姜黃素的D-酪氨酸共晶(CUR-D-Tyr co-crystals, CDC)，探究CDC介導的光動力對副溶血性弧菌及其生物被膜的作用效果，并初步研究其作用機制，為食品的非熱加工提供新思路。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

副溶血性弧菌ATCC17802，廣東微生物菌種保存中心；姜黃素(純度>98%)，上海譜振生物科技有限公司；D-酪氨酸(Tyr)，上海麥克林生物化學有限公司；LED燈(450～460 nm，20 W)，江蘇徐州愛佳電子科技有限公司；TSB培養(yǎng)基，廣東環(huán)凱微生物科技有限公司；其他試劑，廣東廣州鐸洋生物科技有限公司。

1.2 儀器與設(shè)備

D8 ADVANCE粉末X射線衍射，德國布魯克公司；STA449F5熱重分析儀，德國耐馳公司；FP-1100-C全自動生長曲線儀，芬蘭Bioscreen公司；UV-1800PC紫外-可見光分光光度計，上海美譜達儀器有限公司；LD-Y96A多功能微孔板讀板機，山東萊恩德公司；LSM 800高分辨率激光共聚焦顯微鏡，德國蔡司公司；RE-52AA旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)器，上海亞榮生化儀器廠。

1.3 實驗方法

1.3.1 共晶的制備

量取100.0 mg姜黃素和50.0 mgD-Tyr(摩爾比為1∶1)，分別用100 mL無水乙醇、25 mL PBS(pH=6.0)溶解，隨后混合上述溶液，避光連續(xù)攪拌3 h，置于黑暗處貯藏直至溶液完全揮發(fā)，最終得到自然揮發(fā)制備的姜黃素共晶(CDC)；按上述同樣的條件混合溶液后，避光連續(xù)攪拌3 h后，在50 ℃下減壓蒸餾，最終得到減壓蒸餾制備的姜黃素共晶(CDX)；按同樣的比例混合CUR和D-酪氨酸，用研缽將其研磨至顏色均勻的粉末，即得研磨制備的姜黃素共晶(CDY)[9]。

1.3.2 粉末X-射線衍射

通過粉末X射線衍射分析樣品晶體結(jié)構(gòu)[10]，測試條件為：掃描角度為5～50 ℃，速度為0.02 ℃/s，Cu靶，λ=1.540 598 A，步長為0.013 130 3°。

1.3.3 溶解度的測定

溶解度根據(jù)田會婷等[11]和劉紅星等[12]的方法進行改進。分別建立CUR、CDC、CDX、CDY的標準曲線，在10 mL刻度試管分別加入不同體積的母液(0.06 g/L)，用體積分數(shù)為95%的乙醇定容使各試管終質(zhì)量濃度為0.001、0.002、0.004、0.008、0.012、0.016 g/L，再以同樣濃度的乙醇為參比液在425 nm處測定吸光度。用0.5%乙醇分別溶解過量的姜黃素及3種姜黃素共晶，將其在4 000 r/min下離心5 min，測定上清液在425 nm處的吸光度。

1.3.4 菌株的培養(yǎng)

取微量甘油保存的副溶血性弧菌(ATCC17802)在TSB固體培養(yǎng)基上劃平板，置于恒溫培養(yǎng)箱過夜活化，再挑取單菌落接種到10 mL TSB液體培養(yǎng)基，置于恒溫搖床(200 r/min)過夜培養(yǎng)，傳代2次后將其稀釋至6 lgCFU/mL備用。

1.3.5 PDI對副溶血性弧菌的最小抑菌濃度

通過自動生長曲線分析儀測定CUR和CDC介導的PDI對副溶血性弧菌的最小抑菌濃度(minimum inhibitory concentration, MIC)[13]。往100孔板的樣品孔中加入100 μL TSB培養(yǎng)基，再往第一列樣品孔加入100 μL 0.3 mg/mL的藥液，采用二倍稀釋法進行梯度稀釋，棄去最后一列孔中100 μL的廢液，再往每個孔中加入100 μL 6 lgCFU/mL的菌液，置于LED藍光下(20 W，40～45 mW/cm2，450～460 nm，下同)照射20 min。再添加同等條件下的黑暗孵育組，設(shè)置兩組對照，分別加入無菌水(control)和1%二甲基亞砜(dimethyl sulfoxide，DMSO)，每個濃度設(shè)置3個平行，下同。最后測定每隔1 h的生長曲線，周期為18 h。

1.3.6 結(jié)晶紫定量檢測生物被膜生物量

參考羅俊[14]的方法，往96孔板的每個樣品孔中加入100 μL的菌液，再往孔板中分別加入系列不同質(zhì)量濃度(0.010、0.005 0、0.002 5、0.00 g/L)的藥液，藍燈下光照20 min，置于恒溫培養(yǎng)箱中孵育24 h后，棄去孔板中溶液，往每個孔中注入200 μL無菌水洗滌，重復3次。接著每個樣品孔中注入200 μL結(jié)晶紫染色15 min，棄去廢液，用流水緩慢沖洗孔板，將多余的染料沖走，最后再往每個樣品孔中加入200 μL體積分數(shù)為95%的乙醇，靜置15 min后測定其在570 nm下的吸光度，觀察其對生物被膜的抑制效果。

1.3.7 酶解實驗

在96孔板中培養(yǎng)生物被膜至成熟后，往實驗組分別加入0.1 g/L 200 μL Proteinase K、2.0 mg/mL DNaseI和10 μmol/L高碘酸鈉，對照組加入無菌水，恒溫培養(yǎng)3 h，最后棄去孔板中溶液，用無菌水洗滌3次，根據(jù)1.3.6的方法使用結(jié)晶紫染色處理，于570 nm 下測定吸光度[15]。

1.3.8 胞外聚合物的提取

取1 mL 6 lgCFU/mL的菌液注入24孔板，分別添加不同質(zhì)量濃度的藥液(0.005 0、0.002 5、0.001 3、0.00 g/L)，光照20 min，恒溫培養(yǎng)24 h，棄去孔板中菌液，無菌水洗滌3次。瀝干多余水分后往每個樣品孔中加入1 mL無菌PBS(pH=7.0)，反復吹打直至被膜脫落，收集被膜混合液，細胞破碎儀破碎8 min后，在12 000 r/min下冷凍離心10 min，收集上清液。往上清液中加入15 mL無水乙醇，置于4 ℃下避光貯藏24 h，同樣條件下離心30 min，棄去上清液，用無菌水洗滌3次，再加入18 mL無菌水，超聲至完全溶解，冷藏備用。

1.3.9 光動力對生物被膜胞外聚合物的影響

1.3.9.1 對胞外DNA的影響

向5 mL 6 lgCFU/mL的菌液中分別加入1.6 mL 0.01 mg/mL的CUR和CDC，置于藍燈下照射20 min后再置于搖床中孵育2 h。隨后在12 000 r/min下離心10 min，棄去上清液，用5 mL預冷的無菌水重懸菌株，再在相同的條件下離心回收菌株，將其重懸于含有5 mL Triton X-100的Tirs-HCl(0.05 mol/L，pH=7.0)緩沖溶液，最后置于全自動生長曲線分析儀每隔30 min測定其在600 nm處的吸光度，持續(xù)8 h[15]。

1.3.9.2 對胞外多糖的影響

分別吸取葡萄糖標準溶液(1 mg/mL)0、0.1、0.2、0.3、0.4、0.5、0.6、0.7、0.8、0.9、1.0 mL于試管中，將各試管用蒸餾水補充至1.0 mL，隨后往各試管中加入0.5 mL體積分數(shù)為5%的苯酚溶液，再逐滴加入2.5 mL體積分數(shù)為98%的濃硫酸，混勻后置于90 ℃中水浴反應30 min，待溶液溫度冷卻至室溫后，測定其在490 nm處的吸光度，最后繪制葡萄糖的標準曲線。根據(jù)苯酚-硫酸法[14]測定胞外多糖的相對含量。取1 mL 1.3.8提取的胞外聚合物混合液于試管中，往其中加入0.5 mL 5%的苯酚溶液，再逐滴加入2.5 mL 98%的濃硫酸，混勻后置于90 ℃中水浴反應30 min，測定其在490 nm處的吸光度。

1.3.9.3 對胞外蛋白的影響

分別吸取蛋白質(zhì)標準溶液(0.5 mg/mL)0、1、2、4、8、12、16、20 μL于96孔板中，將各孔用無菌水補充至20 μL，再往各孔加入250 μL的G-250染料，靜置5 min后，測定其在570 nm處的吸光度，最后繪制蛋白質(zhì)的標準曲線。根據(jù)Bradford蛋白質(zhì)測試盒測定胞外蛋白的相對含量。取20 μL 1.3.8制備的胞外聚合物混合液于試管中，往其中加入250 μL的G-250染料，靜置5 min后，測定其在570 nm處的吸光度。

1.3.9.4 激光掃描熒光顯微鏡(laser scaning conforcal microscope, LSCM)觀察生物被膜生長情況

在玻底培養(yǎng)皿培養(yǎng)的生物被膜經(jīng)過PDI處理后，在恒溫培養(yǎng)箱孵育24 h后棄去混合液，用無菌水洗滌培養(yǎng)皿，重復3次，再往培養(yǎng)皿中注入200 μL SYTO9/PI混合染料，搖勻后置于黑暗處靜置15 min，隨后棄去混合液，用同樣的方法清洗培養(yǎng)皿，干燥后置于LSCM下隨機挑選視野進行拍照。

1.3.10 數(shù)據(jù)處理

所有實驗均重復3次，采用IBM SPSS 21.0對實驗數(shù)據(jù)進行統(tǒng)計分析，在95%置信區(qū)間下，采用ANOVA分析各組之間的顯著差異，應用Duncan’s法確定各組平均值之間的顯著差異，P<0.05表示差異顯著。采用Origin lab Origin 2018作圖。

2 結(jié)果與分析

2.1 共晶的制備及篩選

如圖1-a所示，CUR和CDC、CDX、CDY在425 nm處具有相同的最大吸收波長。在體積分數(shù)為0.5%的乙醇中CUR的溶解度為0.001 3 g/L，而同等條件下，CDX的溶解度為0.010 7 g/L，CDY的溶解度為0.000 8 g/L，而CDC具有最高的溶解度為0.010 9 g/L，是CUR的8.58倍(圖1-b)，故挑選CDC及CDX繼續(xù)研究。

不同方法制備的姜黃素共晶的粉末X射線衍射如圖1-c所示，CUR的特征峰出現(xiàn)在8.80°、12.18°、14.62°、17.13°、21.10°、23.36°、24.65°、25.58°和28.96°，這與陳德等[16]的結(jié)果相近，D-Tyr的特征峰出現(xiàn)在13.48°、15.39°、18.00°、20.30°、24.69°、25.77°、27.20°、28.76°、36.46°和42.62°，CDC的特征峰出現(xiàn)在7.10°、14.03°、15.11°、17.97°、19.70°和25.4°，CDX的特征峰出現(xiàn)在8.83°、15.24°、17.24°、17.91°、24.80°、25.75°，與原始成分相比，姜黃素共晶的特征峰均發(fā)生改變，且呈現(xiàn)出不同于各組分的新晶體結(jié)構(gòu)；晶體衍射峰強度變?nèi)酰@可能是在制備過程中晶體結(jié)構(gòu)受到破壞，導致形成了非晶體成分。

熱重分析檢測CDC在25～290 ℃的熱穩(wěn)定性，CUR和CDX、CDC具有相似的分解溫度，整個升溫過程中CUR、CDX和CDC的質(zhì)量損失分別為5.05%、23.13%、7.95%(圖1-d)，這說明CDC具有比CDX更好的熱穩(wěn)定性。當溫度上升至70 ℃時，CDC出現(xiàn)失重，失重率達3.1%，這是共晶制備時殘留乙醇的特征，溫度上升至200 ℃時，CDC出現(xiàn)第二次失重，CDC發(fā)生分解。

上述結(jié)果表明，本實驗成功制備了3種異于CUR和D-Tyr的姜黃素共晶，CDC展現(xiàn)出較高的溶解度，且具有比CDX更好的熱穩(wěn)定性，故繼續(xù)探究CDC對副溶血性弧菌的作用效果。

a-紫外全波長掃描；b-溶解度；c-粉末X射線衍射；d-熱重分析圖1 姜黃素及共晶的表征Fig.1 Characterization of curcumin and its co-crystals

2.2 CDC介導的PDI對副溶血性弧菌生物被膜的抑制效果

副溶血性弧菌的自動生長曲線如圖2-a～圖2-c所示，光照20 min后，當CUR和CDC的質(zhì)量濃度分別大于0.010 g/L和0.005 0 g/L時，菌懸液的OD值保持在0.4以下，菌株出現(xiàn)生長滯后的現(xiàn)象[17](P<0.05)，這說明在PDI過程中，CDC展現(xiàn)出比CUR更低的MIC。D-Tyr作為細菌生物膜信號分子，本身不具備抗菌能力[18]，因此不存在協(xié)同抗菌作用，而CDC作為PS的抗菌效果更好可能是晶體結(jié)構(gòu)發(fā)生改變，CDC的溶解性得到提升，生物利用度得以提高，進而增強PDI的光效率，后續(xù)采用小于MIC的CDC對生物被膜的作用進行進一步研究。

不同濃度的藥物在光照20 min后對副溶血性弧菌生物被膜的總生物量的抑制效果影響如圖2-d所示。與對照組相比，光照組的生物被膜抑制率均大于對照組，光照處理引起生物被膜總生物量顯著的變化(P<0.05)；在光照組中，CDC組的生物被膜抑制率基本高于CUR組，且隨著CDC濃度的升高，抑制率也逐漸增加，當CDC質(zhì)量濃度為0.002 5 g/L(1/2MIC)，光照時間為20 min時，生物被膜抑制率為60.17%，而同等條件下，CUR組的生物被膜抑制率為42.17%；當CDC質(zhì)量濃度提高到0.005 0 g/L(MIC)，其抑制率達到91.80%，而CUR的抑制率為57.07%(P<0.05)。

DENG等[19]發(fā)現(xiàn)0.05 g/L的亞甲基藍在可見光下光照25 min后，使副溶血性弧菌完全失活。雷歡等[20]通過比較4種防腐劑對2株副溶血性弧菌的作用，發(fā)現(xiàn)殼聚糖具有最小的MIC(1.25 mg/mL)，且其對生物被膜形成的抑制效果最顯著，在MIC時對2株菌生物被膜的抑制率分別為70.98%、67.90%。LU等[21]研究了肉桂提取物對副溶血性弧菌的抗菌及抗生物膜活性，結(jié)果顯示MIC為6.25 mg/mL，且MIC抑制率為75.46%。綜合上述結(jié)果表明，CDC介導的PDI對副溶血性弧菌具有良好的抑制效果，且CDC在天然黃酮化合物CUR的基礎(chǔ)上合成，沒有傳統(tǒng)防腐劑劑量的嚴格限制，產(chǎn)生作用的濃度更小，效果良好，具有廣泛的應用前景。

2.3 CDC介導的PDI對副溶血性弧菌生物被膜的作用機理

通過酶解實驗探究副溶血性弧菌生物被膜胞外聚合物的主要成分。在成熟的生物被膜中加入proteinase K、高碘酸鈉、DNaseI，分別用于檢測胞外蛋白、胞外多糖、胞外DNA(eDNA)。結(jié)果顯示，高碘酸鈉組剩余生物被膜量最少，總生物量減少將近87.99%，Proteinase K組總生物量減少16.50%，DNaseI組剩余生物被膜量最多，總生物量減少7.21%(圖3-a)，由此推測副溶血性弧菌生物被膜胞外基質(zhì)成分主要是多糖，其次是蛋白，eDNA含量最少。

a-CUR介導的PDI下菌株的生長曲線；b-CDC介導的PDI下菌株的生長曲線；c-光照或黑暗下菌株的生長曲線； d-PDI對副溶血性弧菌生物被膜的抑制作用圖2 不同濃度的CUR和CDC介導的PDI對副溶血性弧菌及其生物被膜的作用Fig.2 Effects of different concentrations of CUR and CDC-mediated PDI on Vibrio parahaemolyticus and its biofilm

eDNA是細菌生物被膜基質(zhì)的關(guān)鍵組分之一，其在釋放到胞外后，吸附在菌體表面并向外延伸，從而促進生物被膜的形成。通過自溶實驗檢測PDI對副溶血性弧菌破裂的影響，間接證明PDI對eDNA的作用。結(jié)果如圖3-b所示，實驗組和對照組無明顯差異(P>0.05)，表明CDC不抑制副溶血性弧菌自溶作用，因此也可以間接證明CDC對eDNA的釋放幾乎沒有作用，這與曹鳳嬌[15]的結(jié)果一致。

胞外蛋白在生物被膜的形成過程中發(fā)揮各種作用，如參與對宿主細胞的黏附、與胞外多糖相互作用以形成被膜的三維結(jié)構(gòu)等。如圖3-c所示，在黑暗條件下，0.005 0 g/L CDC和CUR作用后，胞外蛋白的含量分別減少20.78%和7.05%，而當經(jīng)過PDI處理后，隨著PS濃度的升高，胞外蛋白的含量在逐漸下降，0.005 0 g/L CDC和CUR作用后胞外蛋白的抑制率分別為89.01%和52.37%，故CDC介導的光動力對副溶血性弧菌胞外蛋白的分泌具有顯著抑制作用(P<0.05)。

胞外多糖執(zhí)行一系列功能，包括促進對生物和非生物表面的黏附，構(gòu)成和維護生物膜結(jié)構(gòu)，同時在抗菌劑處理時起著保護細胞的作用。如圖3-d所示，經(jīng)過PDI處理的生物被膜胞外多糖含量遠低于對照組(無光照)。此外，當CDC質(zhì)量濃度為0.001 3 g/L(1/4MIC)時，胞外多糖的分泌量降低了72.04%，而同等條件下CUR組的胞外多糖和對照組相比，并未出現(xiàn)下降的趨勢。隨著PDI中PS濃度的提高，胞外多糖的含量也在降低，0.005 0 g/L(MIC)的CDC在光照20 min后，胞外多糖的分泌量降低了94.07%，CUR在同樣條件下，胞外多糖的分泌量降低了61.58%，因此CDC介導的光動力能顯著抑制副溶血性弧菌胞外多糖的產(chǎn)生(P<0.05)。副溶血性弧菌生物被膜胞外聚合物的主要成分呈動態(tài)變化，胞外多糖和胞外蛋白的變化趨勢具有一致性，且胞外多糖和胞外蛋白含量越少，生物被膜的生物量越少，而單純eDNA含量變化并未發(fā)現(xiàn)生物被膜生物量的顯著改變，這可能是由于胞外蛋白和胞外多糖共同構(gòu)成成熟的被膜骨架，而eDNA在其中主要起調(diào)控的作用。

激光共聚焦結(jié)果如圖4所示，未經(jīng)任何處理的副溶血性弧菌的生物被膜呈現(xiàn)致密緊湊的生物結(jié)構(gòu)，經(jīng)過CUR介導的PDI處理后，生物被膜呈現(xiàn)稀疏分散的生物結(jié)構(gòu)，經(jīng)過CDC介導的PDI處理后，生物被膜呈現(xiàn)極其稀疏且不均勻的生物結(jié)構(gòu)。

a-酶解實驗；b-胞外DNA；c-胞外蛋白；d-胞外多糖圖3 PDI對副溶血性弧菌生物被膜胞外聚合物的影響Fig.3 Effect of PDI on the extracellular polymers in biofilm

a-對照組；b-CUR；c-CDC圖4 不同藥物介導的PDI下副溶血性弧菌的CLSM圖像Fig.4 CLSM images of Vibrio parahaemolyticus under PDI mediated by different drugs

溶解度和生物利用度呈正相關(guān)的關(guān)系[22]，這是CDC介導的PDI對副溶血性弧菌生物被膜的抑制效果優(yōu)于CUR的原因之一。同時，D-氨基酸在細菌穩(wěn)定期產(chǎn)生并釋放到胞外基質(zhì)，可以改變肽聚糖結(jié)構(gòu)并有效抑制細菌生物膜的形成和(或)裂解已形成的生物膜[23]，而D-Tyr還被證實可減弱生物菌膜對PDI的抗性，增大PDI的光效率[24]。因此，在PDI過程中，CDC可以更加有效的抑制副溶血性弧菌生物被膜胞外多糖和胞外蛋白的分泌，破壞生物被膜的三維結(jié)構(gòu)，延緩生物被膜的成熟，從而對副溶血性弧菌生物被膜展現(xiàn)出更顯著的抑制作用。此外，已有研究將姜黃素介導的光動力技術(shù)應用于水產(chǎn)食品中的霍利斯格里蒙特菌和溶藻弧菌等[25]，且展示出良好的滅菌效果，因此姜黃素共晶介導的光動力在食源性致病菌的滅活方法上具有一定的借鑒意義。

3 結(jié)論

本研究通過3種方法成功制備CUR共晶，其中CDC具有與CUR不同的晶體結(jié)構(gòu)，且其溶解度是CUR的8.58倍?？咕Y(jié)果顯示，CDC的MIC(0.005 g/L)比CUR(0.01 g/L)更低，0.005 g/L的CDC介導的PDI對生物被膜的抑制率為91.80%，而CUR的抑制率僅為57.07%。生物被膜胞外聚合物表明，CDC介導的PDI可顯著減少胞外多糖和胞外蛋白的含量，從而使得生物被膜難以形成三維立體結(jié)構(gòu)，減少生物被膜的生物量。盡管CDC展現(xiàn)出良好的光效率，但其在食品基質(zhì)中應用的可能性以及對食品感官和理化特性的影響還需要深入研究。