水稻抽穗期途徑基因的磷酸化、泛素化研究進(jìn)展

王婧瑩 趙廣欣 邱冠凱 方軍, *

水稻抽穗期途徑基因的磷酸化、泛素化研究進(jìn)展

王婧瑩1, 2趙廣欣1, 2邱冠凱1, 2方軍1, 2, *

(1中國(guó)科學(xué)院東北地理與農(nóng)業(yè)生態(tài)研究所，黑龍江 哈爾濱 150081；2中國(guó)科學(xué)院大學(xué)，北京 100049;*通信聯(lián)系人, E-mail: fangjun@iga.ac.cn）

水稻是一種廣泛種植的兼性短日照植物。水稻抽穗期是直接影響產(chǎn)量和品種地域適應(yīng)性的重要農(nóng)藝性狀。因此，研究該性狀的影響因素并使植株在適宜的時(shí)間抽穗具有重要意義。水稻抽穗期作為一個(gè)復(fù)雜的數(shù)量性狀，受內(nèi)在基因網(wǎng)絡(luò)和外界光溫等條件的共同調(diào)控。目前，已經(jīng)鑒定和克隆出多個(gè)控制抽穗期的關(guān)鍵基因，發(fā)現(xiàn)磷酸化和泛素化修飾在抽穗期分子機(jī)制中起重要作用。本文介紹了水稻抽穗期光周期途徑的分子機(jī)制，重點(diǎn)闡述了磷酸化級(jí)聯(lián)反應(yīng)和泛素26S蛋白酶體系統(tǒng)對(duì)抽穗期調(diào)控的研究進(jìn)展，旨在為挖掘調(diào)控抽穗期的新作用機(jī)制和改良品種地域適應(yīng)性提供理論依據(jù)和實(shí)踐指導(dǎo)。

水稻；抽穗期；磷酸化；泛素化

水稻(L.)作為全球重要的糧食作物之一，是一種兼性短日照植物，即在短日照(在24 h晝夜周期中，日照長(zhǎng)度短于10 h)條件下早開(kāi)花，長(zhǎng)日照(日照長(zhǎng)度長(zhǎng)于14 h)條件下晚開(kāi)花[1]。抽穗期(heading date，HD)是指從播種到稻穗從劍葉中伸出所需要的天數(shù)，由內(nèi)在的多基因調(diào)控并受到外界光照、溫度等因素的影響[2]。水稻抽穗的時(shí)間直接決定著光合產(chǎn)物及營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)積累程度，并且間接決定了植株在不同緯度的生長(zhǎng)情況。因此，水稻抽穗期不僅對(duì)水稻籽粒的產(chǎn)量和品質(zhì)有直接影響，還對(duì)其地域適應(yīng)性起到了關(guān)鍵作用[3]。雙子葉模式植物擬南芥()主要通過(guò)6種途徑調(diào)控開(kāi)花時(shí)間：光周期途徑(photoperiod pathway)、春化途徑(vernalization pathway)、赤霉素途徑(gibberellin pathway)、自主開(kāi)花途徑(autonomous pathway)、溫度途徑(temperature pathway)和年齡途徑(age pathway)[4]。而現(xiàn)有對(duì)于單子葉模式植物水稻抽穗期的研究只有光周期調(diào)控機(jī)制相對(duì)清晰。

水稻抽穗期是一種復(fù)雜的數(shù)量性狀，各抽穗期基因（QTL）既相互獨(dú)立又協(xié)同互作，它們共同構(gòu)成了水稻抽穗期途徑網(wǎng)絡(luò)。目前，Gramene網(wǎng)站上公布的數(shù)據(jù)顯示，研究人員已定位618個(gè)抽穗期相關(guān)的QTL（http://archive.gramene.org/qtl/, 2020），它們分布于水稻的12條染色體上[5]。早期研究認(rèn)為控制水稻抽穗期途徑主要有兩條，具體如下：(,and) 信號(hào)通路是進(jìn)化保守的，分別對(duì)應(yīng)擬南芥(,and)的三個(gè)同源蛋白[6]。不同的是該擬南芥通路是長(zhǎng)日照條件下最主要的光周期開(kāi)花誘導(dǎo)途徑[7]，而在水稻中的通路則起到相反的作用。該通路受光感知和生物鐘調(diào)控，促進(jìn)表達(dá)，結(jié)合啟動(dòng)子并激活表達(dá)[8]。這種在長(zhǎng)日照條件下抑制開(kāi)花，在短日照條件下促進(jìn)開(kāi)花的活性改變是通過(guò)光敏色素介導(dǎo)的信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)途徑來(lái)完成的[9]。/--/(,,/)途徑是水稻特有的[10]，和在擬南芥基因組中沒(méi)有同源性，它們的表達(dá)受光敏色素(phytochromes)和隱花色素(cryptochromes)響應(yīng)生物節(jié)律的調(diào)控，和在葉片中感知光周期信號(hào)后，由Hd3a和RFT1蛋白組成的長(zhǎng)距離信號(hào)(成花素)傳遞到莖尖分生組織，進(jìn)而刺激水稻花器官生殖發(fā)育[11]。

然而，隨著近年來(lái)研究的深入，越來(lái)越多的研究結(jié)果表明，這兩個(gè)途徑并不是完全獨(dú)立的，即調(diào)控抽穗期的關(guān)鍵基因常常以復(fù)合物的形式來(lái)通過(guò)這兩個(gè)途徑共同行使功能。核因子Y (NUCLEAR FACTOR Y, NF-Y)轉(zhuǎn)錄因子，又稱(chēng)血紅素相關(guān)蛋白(Heme-associated proteins, HAPs)和CCAAT box-binding factors, CBFs)，NF-Y復(fù)合物是三聚體，由NF-YA (HAP2/CBF-B)、 NF-YB (HAP3/CBF-A)和NF-YC (HAP5/CBF-C)亞基組成，能夠與CCAAT盒的順式元件結(jié)合，調(diào)節(jié)基因表達(dá)[12]。水稻基因組包含10個(gè)，11個(gè)和7個(gè)基因[13]，其中(Days to Heading 8)即為[14]。Ghd7/Hd4和DTH8/Hd5都能與Hd1蛋白相互作用并形成復(fù)合物，在長(zhǎng)日條件下通過(guò)下調(diào)和/，共同抑制水稻抽穗[15]。Hd1與DTH8還能夠和OsNFYC7互作形成三聚體復(fù)合物，該復(fù)合物能夠與Hd3a啟動(dòng)子中的包含CCACA基序的保守應(yīng)答元件OsCORE2 (CO-responsive element 2)結(jié)合[16]。Ghd7或OsPRR37 (Pseudo-Response Regulator37)/ Hd2(Heading date 2)/ DTH7(Days to heading 7)/ Ghd7.1(Grain Number, Plant Height, and Heading Date7.1)也可以和DTH8、OsNFYC2形成三聚體[17]。這是因?yàn)镠d1、OsPRR37和Ghd7都含有保守的CCT結(jié)構(gòu)域，都能夠與NF-YB/YC二聚體形成三聚體復(fù)合物[18]。不同蛋白受外界條件影響參與到不同的信號(hào)途徑協(xié)同作用，這是植物進(jìn)化智慧的體現(xiàn)。

蛋白質(zhì)翻譯后修飾(post-translational modifications，PTMs)是指蛋白質(zhì)在翻譯中或翻譯后經(jīng)歷的一個(gè)共價(jià)加工過(guò)程，即通過(guò)在一個(gè)或幾個(gè)氨基酸殘基上加入或水解剪去修飾基團(tuán)從而改變蛋白質(zhì)的性質(zhì)和理化結(jié)構(gòu)，從而直接改變蛋白的結(jié)合能力與功能，并實(shí)現(xiàn)蛋白質(zhì)功能的指數(shù)級(jí)擴(kuò)增的生物過(guò)程[19]。翻譯后修飾在植物體內(nèi)是普遍發(fā)生的，且一個(gè)蛋白質(zhì)會(huì)有多種修飾位點(diǎn)，這極大地豐富了蛋白質(zhì)的種類(lèi)和功能。目前已發(fā)現(xiàn)300多種不同的翻譯后修飾，主要形式包括磷酸化、泛素化、糖基化、乙?；?、琥珀?；投辊；?、羧基化、核糖基化以及二硫鍵的配對(duì)等[20]。蛋白質(zhì)翻譯后修飾對(duì)蛋白功能影響具有多樣性，即同一氨基酸序列的不同氨基酸殘基發(fā)生同一種翻譯后修飾，產(chǎn)生不同種功能的蛋白質(zhì)；或同一氨基酸序列發(fā)生不同種翻譯后修飾，產(chǎn)生更為豐富的多種功能的蛋白質(zhì)，并參與更多的生物學(xué)過(guò)程[21]。蛋白質(zhì)的翻譯后修飾是一種可逆反應(yīng)，例如蛋白激酶和蛋白磷酸酶可分別通過(guò)磷酸化或去磷酸化調(diào)控蛋白質(zhì)功能，而在這一磷酸化修飾過(guò)程中，該肽段的分子量剛好增加或減少一個(gè)或幾個(gè)磷酸根的分子量[22]。需要說(shuō)明的是，蛋白質(zhì)發(fā)生翻譯后修飾，顯著改變蛋白的理化及構(gòu)象后，蛋白的表達(dá)水平不一定發(fā)生變化，但如果翻譯后修飾的狀態(tài)發(fā)生改變，蛋白的功能將發(fā)生顯著變化。蛋白質(zhì)翻譯后修飾廣泛參與到植物中以能量代謝為主的多種生理生化過(guò)程中，因此研究翻譯后修飾對(duì)揭示蛋白質(zhì)的生物學(xué)功能和作用機(jī)制具有重要意義。然而，相對(duì)于人類(lèi)、動(dòng)物和微生物的翻譯后修飾的鑒定和藥物靶向位點(diǎn)開(kāi)發(fā)研究，翻譯后修飾在植物中研究較少，且主要集中在擬南芥、水稻、小麥等模式植物中[23]。在已有的光周期調(diào)控水稻抽穗期的報(bào)道中，只有磷酸化與泛素化的內(nèi)容相對(duì)豐富，本文主要對(duì)這兩種翻譯后修飾對(duì)水稻抽穗期調(diào)控的影響作梳理與總結(jié)。

1 磷酸化級(jí)聯(lián)反應(yīng)調(diào)控水稻抽穗期

蛋白激酶和蛋白磷酸酶催化的蛋白質(zhì)磷酸化和去磷酸化是植物體內(nèi)存在的最普遍且最重要的信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)調(diào)節(jié)方式。其中，蛋白激酶作為一類(lèi)磷酸轉(zhuǎn)移酶，其主要作用是將ATP的γ磷酸基團(tuán)轉(zhuǎn)移到底物特定的氨基酸殘基上，從而使被磷酸化的蛋白對(duì)下游基因的表達(dá)進(jìn)行調(diào)控，進(jìn)而影響細(xì)胞的生長(zhǎng)、增殖和凋亡，最終使生命體代謝活動(dòng)變化[24]。

根據(jù)植物蛋白激酶特異性底物蛋白被磷酸化的氨基酸殘基種類(lèi)不同，可將其分為5類(lèi)：絲氨酸/蘇氨酸的羥基被磷酸化的絲氨酸/蘇氨酸蛋白激酶、酪氨酸的酚羥基被磷酸化的酪氨酸蛋白激酶、組氨酸、賴(lài)氨酸或精氨酸的咪唑環(huán)、胍基、ε-氨基被磷酸化的組氨酸/賴(lài)氨酸/精氨酸蛋白激酶、半胱氨酸的巰基被磷酸化的半胱氨酸蛋白激酶和?；涣姿峄於滨；?谷氨?；鞍准っ竅25]。

植物蛋白激酶由催化結(jié)構(gòu)域、調(diào)節(jié)結(jié)構(gòu)域和其他結(jié)構(gòu)域構(gòu)成。沒(méi)有活性的蛋白激酶全酶由催化亞基和調(diào)節(jié)亞基共同構(gòu)成的四聚體結(jié)構(gòu)。催化結(jié)構(gòu)域由近300個(gè)氨基酸殘基構(gòu)成，氨基酸序列高度保守，折疊起來(lái)在蛋白激酶內(nèi)側(cè)形成核心結(jié)構(gòu)域[26]。當(dāng)調(diào)節(jié)因子與調(diào)節(jié)亞基結(jié)合后，催化亞基暴露出來(lái)形成游離態(tài)，進(jìn)而磷酸化底物。

蛋白激酶通過(guò)兩種途徑參與植物體信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)：一是通過(guò)磷酸化調(diào)節(jié)蛋白質(zhì)的活性，絕大多數(shù)信號(hào)通路激活可逆，有些蛋白質(zhì)可以在磷酸化或去磷酸化后獲得活性；二是通過(guò)蛋白質(zhì)的磷酸化級(jí)聯(lián)反應(yīng)，磷酸化使信號(hào)逐級(jí)放大，進(jìn)而引發(fā)生物進(jìn)程[24]。

1.1 蛋白激酶CKⅠ與CK2α調(diào)控OsPRR37/Hd2和Ghd7/Hd4

Ⅰ型及Ⅱ型酪蛋白激酶(CKⅠ及CKⅡ)均屬于真核生物中普遍存在的高度保守的絲氨酸/蘇氨酸蛋白激酶家族，主要定位于細(xì)胞核、細(xì)胞質(zhì)、細(xì)胞膜和線粒體等部位，能夠催化肽鏈中鄰近酸性氨基酸殘基的絲氨酸/蘇氨酸磷酸化的酶，具有廣譜底物特異性及多種生物功能，在真核生物的生長(zhǎng)發(fā)育、生命節(jié)律、細(xì)胞周期、囊泡運(yùn)輸、胞間通訊等生命活動(dòng)中都起到重要的作用[27]。二者在結(jié)構(gòu)上有所不同，CKⅠ以單體形式存在，而CKⅡ能夠形成α2β2異源四聚體，其中α亞基是一種催化亞基，而β是調(diào)節(jié)亞基[28]。在擬南芥中，CKⅠ主要調(diào)控開(kāi)花時(shí)間和晝夜節(jié)律。藍(lán)光誘導(dǎo)的條件下，CKⅠ的兩個(gè)成員CK1.3和CK1.4能夠磷酸化藍(lán)光受體CRY2 (Cryptochrome 2)，并促進(jìn)其降解，從而影響擬南芥藍(lán)光信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)和晝夜節(jié)律[29]。此外，高度保守的生物鐘成分CKⅡ還可以與生物鐘核心振蕩器蛋白CCA1(Circadian clock associated 1)相互作用并使其磷酸化，從而獲得DNA結(jié)合活性并調(diào)控晝夜節(jié)律[30]。

在水稻中，()/能夠磷酸化擬南芥晝夜振蕩器組件LHY (Late elongatedhy pocotyl)的同源物OsLHY (late elongatedhy pocotyl)[31]；()/()編碼酪蛋白激酶CKⅠ，是長(zhǎng)日照條件下抽穗期負(fù)調(diào)節(jié)因子，其自然突變有利于長(zhǎng)日照下粳稻早開(kāi)花[32]。同一基因在不同品種中存在不同的基因型。越光背景的基因型與其他品種不同，所有其他基因型在這個(gè)位置編碼一個(gè)丙氨酸氨基酸，只有越光等位基因在非同義置換的核苷酸位置編碼蘇氨酸。的這一非同義替代能夠?qū)е滤镜墓庵芷诿舾行越档蚚32]。Hd6和Hd16都能夠磷酸化OsPRR37/Hd2，Hd16還能夠磷酸化Ghd7/Hd4，且本身也能自磷酸化。Hd6和Hd16分別與OsPRR37互作并磷酸化，但磷酸化OsPRR37的殘基不同。Hd6和Hd16均使OsPRR37的中段磷酸化，而含CCT結(jié)構(gòu)域的OsPRR37的C端只能被Hd16磷酸化。此外，Hd6和Hd16均未使包含PR結(jié)構(gòu)域的N端磷酸化[33]，磷酸化的確切位點(diǎn)以及這些位點(diǎn)對(duì)抽穗期影響的程度仍需要進(jìn)一步研究。

/是水稻中主要的長(zhǎng)日照開(kāi)花抑制子，屬于PRRs家族，是擬南芥的同源物。所有植物中的PRRs都能被磷酸化。水稻中含有5個(gè)擬南芥PRR基因的同源蛋白：OsPRR1/OsTOC1、OsPRR37、OsPRR59、OsPRR73和OsPRR95[34]。抑制的表達(dá)，從而抑制水稻成花素和的表達(dá)，或直接下調(diào)的表達(dá)，從而調(diào)控水稻抽穗[35]。受光敏色素B ()的調(diào)控，無(wú)論是長(zhǎng)短日照，突變體中的表達(dá)水平大幅下降[36]。

/含有CCT結(jié)構(gòu)域，同時(shí)控制水稻的每穗粒數(shù)、株高和抽穗期性狀，是一因多效基因[10]。是水稻在長(zhǎng)日照條件下最主要的開(kāi)花抑制子之一，在擬南芥中沒(méi)有同源蛋白，在長(zhǎng)日照條件下，的表達(dá)增強(qiáng)，抑制、和等下游基因的表達(dá)，進(jìn)而推遲了抽穗期[37]。功能缺失的自然突變體使水稻能夠在溫帶和較冷的地區(qū)種植。因此，在提高全球水稻產(chǎn)量和適應(yīng)性方面發(fā)揮了重要作用。

實(shí)驗(yàn)數(shù)據(jù)表明，無(wú)論日本晴還是越光背景，均能與互作，與越光背景的相比，日本晴背景互作較強(qiáng)且與全長(zhǎng)互作。在具有弱光周期敏感等位基因的近等基因系(日本晴背景越光基因型)中，長(zhǎng)日照條件下、和的轉(zhuǎn)錄水平升高，均高于日本晴，短日照條件下和的轉(zhuǎn)錄水平降低。功能性Hd16重組蛋白在體外磷酸化Ghd7。網(wǎng)站預(yù)測(cè)Ghd7的Ser-68為Hd16磷酸化位點(diǎn)[38]。這說(shuō)明Hd16通過(guò)磷酸化修飾調(diào)控激活蛋白Ghd7，并使其與Hd1互作，進(jìn)而下調(diào)、和等下游基因，最終顯著推遲開(kāi)花。

和在長(zhǎng)日照條件下的開(kāi)花抑制效應(yīng)是加性的，OsPRR37在突變體中促進(jìn)抽穗，反之，它會(huì)通過(guò)與Ghd7相互作用，共同抑制的表達(dá)從而延遲抽穗，這兩種主要的開(kāi)花抑制因子和的自然變異使其降低甚至喪失感光性，對(duì)水稻在最北部地區(qū)生長(zhǎng)的季節(jié)和區(qū)域適應(yīng)性具有重要意義[39]。

1.2 蛋白激酶OsK4與蛋白配體HDR1結(jié)合調(diào)控Hd1/Ehd1

Ehd1是細(xì)胞分裂素信號(hào)通路中的B型反應(yīng)調(diào)節(jié)RR(response regulator)蛋白家族，含有受體R(Receiver)結(jié)構(gòu)域和保守的脫氧核糖核酸G (GARP DNA)結(jié)合結(jié)構(gòu)域[11]，其中R結(jié)構(gòu)域的磷脂酰肌醇蛋白聚糖酶D-D-K(Asp-Asp-Lys)基序中間的Asp被磷酸化能夠增強(qiáng)Ehd1的轉(zhuǎn)錄激活活性[40]。Asp-63是Ehd1的磷酸化位點(diǎn)，當(dāng)該位點(diǎn)被谷氨酸替代時(shí)(D63E)，其抽穗期顯著縮短，即與野生型植株相比，在短日照條件下提前3 d，在長(zhǎng)日照條件下提前21 d，成花基因和的轉(zhuǎn)錄水平也較高。這說(shuō)明Asp在第63位殘基的磷酸化對(duì)于Ehd1誘導(dǎo)成花至關(guān)重要[40]。

蛋白激酶OsK4與蛋白配體HDR1結(jié)合可以調(diào)控和。HDR1是一種起源古老的蛋白配體，能夠編碼一個(gè)由210個(gè)氨基酸組成的分子量約為23 kD的蛋白質(zhì)，是苔蘚中SNF1/AMPK/SnRK1激酶配體PpSKI的同源物。蛋白激酶PpSKI作為能量計(jì)量器，通過(guò)關(guān)閉耗能過(guò)程和調(diào)動(dòng)能量?jī)?chǔ)備來(lái)幫助細(xì)胞適應(yīng)低能量條件，該功能不僅局限于對(duì)代謝的影響，還對(duì)發(fā)育和模式形成也有顯著影響[41]。而在水稻中，主要表現(xiàn)為開(kāi)花負(fù)調(diào)控因子：在長(zhǎng)日照條件下，比野生型早30 d開(kāi)花；而在短日照條件下，二者差異不顯著。編碼的核蛋白在葉片和花器官中最活躍。與和表達(dá)模式相似，即在短日照條件下和長(zhǎng)日照條件下，均在黃昏后積累，黎明前達(dá)到峰值，之后迅速衰減。因此認(rèn)為，有可能通過(guò)不同途徑調(diào)控水稻開(kāi)花，上調(diào)，抑制表達(dá)，或獨(dú)立參與通路[42]。是另一個(gè)水稻開(kāi)花的抑制因子。體內(nèi)外實(shí)驗(yàn)均表明，蛋白激酶OsK4和其同源蛋白OsK3都直接與HDR1相互作用。表現(xiàn)出與相同的調(diào)控模式，即在中，表達(dá)量增加，表達(dá)量急劇下降進(jìn)而導(dǎo)致的上調(diào)，而僅在長(zhǎng)日條件下表達(dá)量上調(diào)[43]。OsK4在體內(nèi)可以磷酸化Hd1，且HDR1是OsK4磷酸化Hd1所必需的[44]。OsK4在擬南芥中的同源蛋白AtSnRK1是一種非典型AMPK，該家族成員包括催化α亞基和非催化β和γ亞基，每個(gè)亞基類(lèi)型存在多種同型異構(gòu)體，并產(chǎn)生各種同工酶[45]。HDR1可能在水稻中扮演非催化的β或γ亞基的功能。事實(shí)上，HDR1、OsK4與Hd1可相互作用進(jìn)而形成復(fù)合物從而調(diào)控長(zhǎng)日條件下水稻開(kāi)花。

1.3 蛋白激酶參與成花復(fù)合物

Hd3a和RFT1分別為水稻在短日照和長(zhǎng)日照行使主要功能的成花素[46]，二者均以復(fù)合物的形式行使功能，即FAC (Florigen Activation Complex)模型，F(xiàn)AC的晶體結(jié)構(gòu)由2個(gè)Hd3a/RFT1蛋白、1個(gè)14-3-3蛋白二聚體和1個(gè)OsFD1蛋白二聚體共同組成的異源六聚體[47]。在水稻葉片感知光周期等信號(hào)后，在體內(nèi)進(jìn)行一系列復(fù)雜的信號(hào)級(jí)聯(lián)反應(yīng)，首先Hd3a/RFT1在細(xì)胞質(zhì)中與14-3-3蛋白結(jié)合，此時(shí)，14-3-3二聚體蛋白的兩側(cè)各結(jié)合1個(gè)Hd3a/RFT1單體，形成一個(gè)厚而深的W形結(jié)構(gòu)，Hd3a/RFT1- 14-3-3復(fù)合物進(jìn)入細(xì)胞核后，位于復(fù)合物中心的OsFD1二聚體再通過(guò)與14-3-3蛋白的磷酸化絲氨酸結(jié)合位點(diǎn)相互作用，進(jìn)而激活下游開(kāi)花基因轉(zhuǎn)錄，最終該復(fù)合物組成的長(zhǎng)距離信號(hào)(成花素)通過(guò)韌皮部傳遞到莖尖分生組織，刺激水稻花器官生殖發(fā)育，誘導(dǎo)成花[48]。

OsFD1包含1個(gè)保守的bZIP結(jié)構(gòu)域和2個(gè)功能基序：SAP (RXXSAP) 和LSL[T(A/V)LSLNS]，而當(dāng)SAP基序中的第192位絲氨酸殘基突變?yōu)楸彼?SI92A)后，OsFD1蛋白彌散在細(xì)胞質(zhì)中，14-3-3與磷酸化OsFD1的磷酸絲氨酸產(chǎn)生的特征性緊密轉(zhuǎn)彎被破壞，OsFD1不能與14-3-3互作，轉(zhuǎn)錄水平急劇下降，這表明OsFD1蛋白磷酸化是FAC形成與花分生組織基因表達(dá)的前提和關(guān)鍵[48]。這種情況不是個(gè)例，RFT1也能與成花素受體14-3-3蛋白相互作用，但關(guān)鍵位點(diǎn)E105K自然突變后會(huì)使RFT1失去功能，不能與14-3-3蛋白相互作用[49]?；蛲蛔兡軌?qū)е鲁樗肫谘舆t。實(shí)驗(yàn)數(shù)據(jù)顯示，20個(gè)品系在武漢自然短日照條件下的抽穗期推遲了16.97±0.51 d，在人工短日照條件下的抽穗期推遲了9.10±0.54 d；-OE植物的抽穗期(81.00±1.56 d)早于野生型中花11(89.00±0.82 d)，而()-OE植物的抽穗期與野生型不存在顯著性差異[50]。

OsCIPK3是一個(gè)鈣調(diào)神經(jīng)磷酸酶B類(lèi)似蛋白(CBL)相互作用的蛋白激酶，含有445個(gè)氨基酸，包含1個(gè)蛋白激酶結(jié)構(gòu)域和1個(gè)NAF結(jié)構(gòu)域(一種允許鈣傳感器與其靶激酶相互作用的新型蛋白質(zhì)相互作用結(jié)構(gòu)域)，與擬南芥中的AtCIPK26和AtCIPK3同源，在水稻中能夠與OsFD1互作并磷酸化[51]。OsCIPK3 N端的蛋白激酶結(jié)構(gòu)域與OsFD1的C端的bZIP結(jié)構(gòu)域的完整性是二者相互作用的必備條件[50]。蛋白激酶OsCIPK3可以在體外自磷酸化，也能直接與OsFD1相互作用，使OsFD1磷酸化，使包含RFT1的FAC形成，最終啟動(dòng)水稻的開(kāi)花。突變導(dǎo)致長(zhǎng)日條件下抽穗期較晚，比野生型推遲了20.25 d，而短日照條件下與野生型一致。將3個(gè)逆轉(zhuǎn)錄轉(zhuǎn)座子Tos17插入到的第13內(nèi)含子中，可獲得o突變體[49]。和均優(yōu)先在莖尖和幼葉中表達(dá)。

PMF1 (Calcineurin B-like Interacting Protein Kinase)也是CIPK家族蛋白激酶，同樣含有1個(gè)蛋白激酶結(jié)構(gòu)域和1個(gè)NAF結(jié)構(gòu)域。PMF1與OsFD1共定位于細(xì)胞核，能通過(guò)N端的蛋白激酶結(jié)構(gòu)域與OsFD1直接互作并磷酸化修飾OsFD1。此外，二者的組織表達(dá)模式高度統(tǒng)一，都在莖尖組織表達(dá)最活躍。PMF1同樣在長(zhǎng)日條件下行使功能，能夠影響基因表達(dá)并調(diào)控水稻成花轉(zhuǎn)換，也能負(fù)調(diào)控和表達(dá)[52]。

綜上，磷酸化的OsFD1是水稻在長(zhǎng)日條件下開(kāi)花的前提，而或許有另一個(gè)未知的蛋白激酶在短日照條件下磷酸化OsFD1，這還需進(jìn)一步研究。

2 泛素26S蛋白酶體系統(tǒng)介導(dǎo)水稻抽穗期

泛素(Ubiquitin，Ub)是一種高度保守的由76個(gè)氨基酸組成的小分子蛋白質(zhì)[53]。泛素化是指通過(guò)一系列酶的催化作用，泛素共價(jià)結(jié)合到底物蛋白上的過(guò)程[54]。泛素化級(jí)聯(lián)反應(yīng)過(guò)程通常需要3種酶的協(xié)同作用：E1泛素激活酶(ubiquitinactivating enzyme)、E2泛素偶聯(lián)酶(ubiquitinconjugating enzymes)和E3泛素連接酶(ubiquitin-ligase enzymes)[55]。

一般來(lái)說(shuō)，E1首先利用ATP提供的能量活化泛素分子生成Ub-E1復(fù)合體。該復(fù)合體通過(guò)轉(zhuǎn)酯作用將Ub轉(zhuǎn)移到E2上形成Ub-E2復(fù)合體。Ub-E2復(fù)合體將Ub轉(zhuǎn)移到底物蛋白有兩種途徑：第一種是E3特異性識(shí)別底物蛋白后直接將Ub的C端連接到底物蛋白賴(lài)氨酸(Lys)殘基ε-氨基上；第二種是先將Ub通過(guò)轉(zhuǎn)酯作用轉(zhuǎn)移到E3上，再由E3特異性識(shí)別底物蛋白后將Ub的C端連接到底物蛋白賴(lài)氨酸(Lys)殘基ε-氨基上[53]。與磷酸化相似，泛素化也同樣是一個(gè)可逆過(guò)程，去泛素化酶(deubiquitinating enzymes，DUBs)可以通過(guò)水解泛素分子間或泛素與底物蛋白之間的肽鍵或異肽鍵，從而逆轉(zhuǎn)泛素化修飾，再通過(guò)26S蛋白酶體催化各種蛋白質(zhì)底物的泛素化，實(shí)現(xiàn)靶向降解[56]。

26S蛋白酶體是由20S核心顆粒(Core protease，CP)和19S調(diào)節(jié)顆粒(Regulatory particle，RP)組成的蛋白酶復(fù)合體，主要分布在細(xì)胞核與細(xì)胞質(zhì)中。CP呈明顯中空的圓柱形狀，以不依賴(lài)于ATP和泛素的方式行使蛋白水解酶功能，將底物蛋白降解成小肽或游離的氨基酸。RP結(jié)合到CP兩端，形成26S蛋白酶體，它依賴(lài)于ATP水解提供的能量，其功能為將已結(jié)合泛素的目標(biāo)蛋白遞送到蛋白酶體進(jìn)行降解[57]。泛素26S蛋白酶體系統(tǒng)(ubiquitin 26S proteasome system，UPS)能夠改變植物的蛋白質(zhì)組，參與如細(xì)胞周期調(diào)控、信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)、生物與非生物脅迫等重要生命活動(dòng)過(guò)程，在植物的生長(zhǎng)過(guò)程中發(fā)揮著重要且廣泛的作用[58]。

2.1 E3泛素連接酶泛素化抽穗期主效基因Hd1

E3泛素連接酶家族龐大、種類(lèi)繁多，根據(jù)其結(jié)構(gòu)，可分為單亞基和多亞基兩大類(lèi)[59]。其中，單亞基E3根據(jù)結(jié)構(gòu)域又主要分為HECT (homologous to e6-associated protein carboxyl terminus)、U-box、RING (really interesting new gene)以及CRLs (cullin-RING ligases)4類(lèi)[60]；而多亞基E3復(fù)合體主要包含4個(gè)亞類(lèi)，分別為APC、BTB、DDB、SCF復(fù)合體[61]。

HAF1 (Heading date Associated Factor 1)是一個(gè)包含C3HC4 RING結(jié)構(gòu)域的E3泛素連接酶，能夠精確調(diào)節(jié)水稻中積累的時(shí)間和確保短日照條件下的適當(dāng)光周期響應(yīng)[62]。RING結(jié)構(gòu)域是一個(gè)由約50個(gè)氨基酸組成的富含Cys的結(jié)構(gòu)域，通過(guò)含有8個(gè)空間保守的Cys和His殘基的金屬配體，以螯合2個(gè)鋅離子來(lái)實(shí)現(xiàn)泛素向底物蛋白的轉(zhuǎn)移[63]。在水稻中，HAF1能夠與Hd1相互作用。實(shí)驗(yàn)數(shù)據(jù)表明，Hd1的第2個(gè)B-box鋅指結(jié)構(gòu)域是與HAF1相互作用所必需的，而Hd1的CCT結(jié)構(gòu)域是非必需的[61]。HAF1形成同源二聚體可能是Hd1泛素化的先決條件，HAF1在形成一個(gè)二聚體后，才能具有E3泛素連接酶活性，行使泛素化功能[64]。HAF1以Hd1為靶點(diǎn)，通過(guò)26S蛋白酶體實(shí)現(xiàn)泛素依賴(lài)性降解，從而調(diào)控Hd1在植物體內(nèi)的富集豐度。無(wú)論長(zhǎng)短日照，突變體開(kāi)花時(shí)間都較晚，而雙突變體在短日照條件下的抽穗期晚于，但在長(zhǎng)日照條件下抽穗期與相似。在短日照條件下，通過(guò)Hd1高水平的積累，從而延遲開(kāi)花。在長(zhǎng)日照條件下，可能通過(guò)泛素化除外的其他開(kāi)花基因參與穗期調(diào)控。也有報(bào)道說(shuō)明，可能與相互作用，并參與水稻光周期調(diào)控生長(zhǎng)的新途徑[62]。

2.2 E3泛素連接酶調(diào)控節(jié)律表達(dá)

是一種擬南芥的開(kāi)花抑制因子[65]，它不是生物振蕩器的中心元件，而是ELF3-ELF4-LUX ARRHYTHMO (LUX)調(diào)節(jié)晝夜節(jié)律的晚間復(fù)合物的重要組成部分，主要作用為介導(dǎo)光信號(hào)調(diào)控生物鐘[66]。在光周期途徑中，位于和的上游[67, 68]，無(wú)功能的能夠縮短花期，并降低擬南芥的光敏感性[65]。

水稻主要通過(guò)抑制和的表達(dá)來(lái)促進(jìn)開(kāi)花，在中花11背景下，其突變會(huì)導(dǎo)致水稻在長(zhǎng)日照條件下的抽穗期延遲[69]。雙突變體的抽穗期與相同，說(shuō)明在長(zhǎng)日照條件下，主要通過(guò)影響下游的從而調(diào)控抽穗期。此外，一些生物鐘相關(guān)基因的節(jié)律性表達(dá)模式在中有所改變，、、和等基因的轉(zhuǎn)錄水平明顯降低。因此，與擬南芥相似，也是生物鐘基因節(jié)律性表達(dá)所必需的[69]。

HAF1是OsELF3蛋白降解的特異性分子，通過(guò)26S蛋白酶體途徑介導(dǎo)OsELF3蛋白的泛素化。OsELF3的C端558殘基(L558S)上的亮氨酸被絲氨酸取代，從而終止了與HAF1的相互作用。這個(gè)在OsELF3與HAF1互作域內(nèi)的氨基酸變異是導(dǎo)致粳稻抽穗期變異的主要原因。GWAS數(shù)據(jù)表明，攜帶(L)型等位基因的粳稻品種分布在高緯度地區(qū)，而攜帶(S)型等位基因的品種分布在低緯度地區(qū)，而絕大多數(shù)包含(L)等位基因的材料比包含(S)等位基因的材料更早開(kāi)花；粳稻品種中花11攜帶(L)型等位基因，而秈稻品種珍汕97攜帶(S)型等位基因，只有中花11葉片的總蛋白提取物中提取的HAF1可以降解MBP-OsELF3(L)，這進(jìn)一步表明OsELF3(L)蛋白在粳稻材料中發(fā)揮了作用，并可能有助于其提前開(kāi)花。HAF1只能將OsELF3(L)泛素化和降解，而不能將OsELF3(S)泛素化，這種存在著秈粳差異的調(diào)控模式，對(duì)研究不同水稻品種地理分布差異的原因具有積極意義[70]。

2.3 OsGI通過(guò)26S蛋白酶體降解Ghd7

水稻中含有3個(gè)光敏色素基因，即()、()和()[71]，均可與下游信號(hào)中間體直接互作，調(diào)節(jié)下游基因表達(dá)和生理反應(yīng)[72]。OsPHYA和OsPHYB能夠直接與Ghd7相互作用，而OsPHYC不與Ghd7互作。在突變體中，Ghd7蛋白含量下降[73]，這說(shuō)明Ghd7蛋白的穩(wěn)定性可能受光敏色素的調(diào)節(jié)。

OsGI與水稻中的Ghd7在光照下共同定位于細(xì)胞核并直接相互作用。OsPHYA和OsPHYB僅與全長(zhǎng)Ghd7相互作用，與Ghd7-N或Ghd7-CCT不相互作用；而OsGI不僅與全長(zhǎng)Ghd7相互作用，還與Ghd7-N和Ghd7-CCT相互作用。這表明光敏色素可能與OsGI競(jìng)爭(zhēng)與Ghd7的相互作用，從而干擾了OsGI與Ghd7的相互作用。然而，OsGI不僅與全長(zhǎng)Ghd7相互作用，還與Ghd7-N和Ghd7-CCT相互作用。這些結(jié)果表明，光敏色素可能與OsGI競(jìng)爭(zhēng)與Ghd7的相互作用，從而干擾了OsGI與Ghd7的相互作用[74]。促進(jìn)長(zhǎng)日照條件下的轉(zhuǎn)錄[75]。自然長(zhǎng)日照條件下日本晴背景共過(guò)表達(dá)和植株的抽穗期早于單獨(dú)表達(dá)的株系4～7 d，且在共過(guò)表達(dá)和植株中，下游基因和的表達(dá)水平高于單過(guò)表達(dá)。然而，盡管共過(guò)表達(dá)植株中的基因的轉(zhuǎn)錄水平較高，無(wú)論在長(zhǎng)日照還是短日照條件下，其Ghd7蛋白質(zhì)濃度比單過(guò)表達(dá)低得多，這可能是因?yàn)镺sGI參與了Ghd7蛋白穩(wěn)定性的控制。經(jīng)過(guò)26S蛋白酶體特異性抑制劑MG132處理后的單過(guò)表達(dá)和共過(guò)表達(dá)、植株中的Ghd7蛋白濃度均顯著升高，表明OsGI可能通過(guò)26S蛋白酶體促進(jìn)Ghd7蛋白的轉(zhuǎn)換，從而消除對(duì)長(zhǎng)日照條件下開(kāi)花的抑制作用[74]。

光周期敏感基因()編碼一個(gè)血紅素加氧酶，參與光敏色素發(fā)色團(tuán)生物合成，短日照條件下能促進(jìn)水稻提早開(kāi)花[76]。在突變體制備的原生質(zhì)體中，OsGI和Ghd7的相互作用強(qiáng)于野生型。在連續(xù)光照條件下，野生型原生質(zhì)體中的原定位于細(xì)胞質(zhì)中的OsPHYA和OsPHYB向細(xì)胞核中遷移，表明光照促進(jìn)了OsPHYA和OsPHYB的核導(dǎo)入，這與擬南芥中的情況相符[77]，而在突變體背景下，光敏色素不能有效導(dǎo)入細(xì)胞核抑制OsGI和Ghd7之間的相互作用，因此，在依賴(lài)于OsGI的進(jìn)程中，Ghd7的降解速度更快。這些結(jié)果表明，OsPHYA和OsPHYB可能通過(guò)阻斷OsGI和Ghd7之間的相互作用來(lái)促進(jìn)Ghd7的穩(wěn)定[75]。

2.4 26S蛋白酶體調(diào)控成花素運(yùn)輸

擬南芥FTIP1與韌皮部伴生細(xì)胞中的FT相互作用，并特異性地介導(dǎo)FT蛋白從伴生細(xì)胞向韌皮部篩管細(xì)胞的運(yùn)動(dòng)[78]。水稻OsFTIP1是擬南芥FTIP1最接近的同源蛋白，包含三個(gè)C2結(jié)構(gòu)域和一個(gè)PRT_C磷酸核糖基轉(zhuǎn)移酶C端結(jié)構(gòu)域，同樣是水稻成花素RFT1從伴生細(xì)胞輸出到篩管細(xì)胞的必需蛋白，在調(diào)控長(zhǎng)日照條件下水稻開(kāi)花時(shí)間中發(fā)揮了重要作用[79]。

OsFTIP1是多個(gè)C2結(jié)構(gòu)域和跨膜區(qū)蛋白(MCTPs)家族的成員[80]，僅包含3個(gè)C2結(jié)構(gòu)域的截?cái)嗟腛sFTIP1的N端與RFT1相互作用，而全長(zhǎng)的OsFTIP1與之沒(méi)有相互作用。進(jìn)一步實(shí)驗(yàn)表明，第三個(gè)C2結(jié)構(gòu)域是OsFTIP1與RFT1相互作用所必需的[79]。OsFTIP1特異性地介導(dǎo)了RFT1從韌皮部伴生細(xì)胞向篩管細(xì)胞的輸出，從而影響了RFT1通過(guò)韌皮部向SAM的運(yùn)輸。雙突的開(kāi)花時(shí)間晚于各自的單個(gè)突變體，這表明兩種蛋白可能對(duì)水稻開(kāi)花產(chǎn)生協(xié)同效應(yīng)，或與其他參與調(diào)控水稻開(kāi)花時(shí)間的未知共調(diào)控因子獨(dú)立作用[79]。

磷脂酰肌醇3-/4-激酶(PI3/4K)家族蛋白OsUbDKg4，包含2個(gè)N端的UBL結(jié)構(gòu)域和1個(gè)C端的PI3/4K結(jié)構(gòu)域[81]，可與OsFTIP1相互作用，通過(guò)26S蛋白酶體OsRPN10調(diào)節(jié)OsFTIP1在葉片中的降解，進(jìn)而影響RFT1向莖尖分生組織轉(zhuǎn)運(yùn)[82]。這些結(jié)果為水稻成花素運(yùn)輸提供了一種機(jī)制上的理解，并揭示了一種迄今為止未知的機(jī)制，該機(jī)制動(dòng)態(tài)調(diào)節(jié)水稻成花素的運(yùn)輸[83]。

2.5 RNA代謝與泛素化調(diào)控水稻開(kāi)花

在動(dòng)物、植物和真菌中存在包含與RNA結(jié)合相關(guān)結(jié)構(gòu)域的E3連接酶蛋白[84]，這表明泛素化和RNA代謝之間的聯(lián)系是一種古老的、進(jìn)化上保守的機(jī)制。水稻花斑葉基因()編碼一個(gè)U-box結(jié)構(gòu)域/ARM重復(fù)型E3泛素連接酶，參與調(diào)節(jié)水稻的程序性細(xì)胞死亡(programmed cell death, PCD)、防御和開(kāi)花時(shí)間[85]。U-box結(jié)構(gòu)域包含大約70個(gè)氨基酸, 其組成成分與RING指結(jié)構(gòu)域類(lèi)似, 但缺少鋅螯合Cys和組氨酸(His)殘基[86]。

SPIN1 (SPL11-interacting protein1)是一種能夠與RNA/DNA結(jié)合的含有KH結(jié)構(gòu)域的STAR家族蛋白[87]。STAR域是一個(gè)三部基序，一個(gè)KH域兩側(cè)有兩個(gè)子域，稱(chēng)為QUA1和QUA2[87]。SPL11和SPIN1在細(xì)胞核內(nèi)發(fā)生互作，SPIN1的N端區(qū)域和SPL11的ARM區(qū)域的完整性是二者相互作用的先決條件[88]。SPIN1的N端區(qū)域與現(xiàn)已知的任何結(jié)構(gòu)域沒(méi)有同源性，或可認(rèn)為其編碼了一個(gè)新的蛋白-蛋白相互作用域。

SPL11在體外既泛素化SPIN1，又負(fù)調(diào)控mRNA水平。突變體在短日照條件下的開(kāi)花時(shí)間與野生型IR64相比沒(méi)有顯著差異，而在長(zhǎng)日照條件下卻延遲開(kāi)花；而無(wú)論在長(zhǎng)短日照條件下，-RNAi的抽穗期都與野生型無(wú)顯著差異(水稻中已發(fā)現(xiàn)包括SPIN1在內(nèi)的7個(gè)旁系同源物，它們之間可能存在功能冗余，這可能是沉默沒(méi)有顯著影響開(kāi)花時(shí)間的原因)，過(guò)表達(dá)開(kāi)花延遲，這說(shuō)明在水稻中，作為開(kāi)花時(shí)正向調(diào)節(jié)因子，作為開(kāi)花抑制因子，負(fù)調(diào)節(jié)的表達(dá)[89]。SPL11與SPIN1的互作調(diào)節(jié)了水稻開(kāi)花時(shí)間控制的翻譯后修飾機(jī)制。

RBS1 (RNA-binding and SPIN1-interacting 1)是一種新型的水稻hnRNP-R型RNA結(jié)合蛋白，包含三個(gè)RRM結(jié)構(gòu)域，在體外具有RNA結(jié)合活性。RRM是異質(zhì)核糖核蛋白(hnRNP)[90]中最常見(jiàn)的結(jié)構(gòu)域之一。RBS1在細(xì)胞核中與SPIN1相互作用，作為介導(dǎo)的信號(hào)通路中的組分，同樣負(fù)調(diào)控水稻開(kāi)花過(guò)程。

在短日照條件和長(zhǎng)日照條件下，過(guò)量表達(dá)都會(huì)導(dǎo)致水稻開(kāi)花延遲，但其敲除突變體和基因沉默植株均未有抽穗期表型。在過(guò)表達(dá)植株中，的表達(dá)量與野生型相似，但的表達(dá)量降低進(jìn)而影響水稻成花素Hd3a的產(chǎn)生，最終延遲抽穗。這表明可能通過(guò)抑制介導(dǎo)的機(jī)制來(lái)調(diào)控水稻開(kāi)花[91]。蛋白質(zhì)印跡分析顯示，在過(guò)表達(dá)植物和突變體中的RBS1蛋白積累量增加，在過(guò)表達(dá)植物中SPIN1的蛋白積累量同樣增加，這些結(jié)果表明RBS1和SPIN1之間存在正相關(guān)，而SPL11和RBS1之間存在負(fù)相關(guān)。與是水稻開(kāi)花抑制因子，而是水稻開(kāi)花時(shí)間的正調(diào)控因子。

由于上述內(nèi)容中僅有OsFD1和HAF1蛋白具有在短日照條件下影響抽穗期的功能，且調(diào)控途徑尚不明朗，故不在圖中呈現(xiàn)。

Fig.1.Phosphorylation and ubiquitylation regulation network of rice flowering under long daylight condition.

3 展望

關(guān)于磷酸化和泛素化的功能及其作用機(jī)制的研究已成為植物分子生物學(xué)等領(lǐng)域的研究熱點(diǎn)。該生物過(guò)程對(duì)于水稻抽穗期這一性狀起到積極作用。例如，主效基因的改變對(duì)于種質(zhì)資源的遠(yuǎn)途遷徙具有重要的調(diào)控作用，但當(dāng)在相鄰省份或相近積溫帶進(jìn)行種質(zhì)資源引進(jìn)時(shí)，我們就可以通過(guò)影響磷酸化

或泛素化過(guò)程，對(duì)該品種的抽穗期進(jìn)行微調(diào)，以期更適應(yīng)當(dāng)?shù)氐牡乩憝h(huán)境和氣候條件，達(dá)到穩(wěn)產(chǎn)、優(yōu)質(zhì)的效果。當(dāng)然，對(duì)于整個(gè)水稻抽穗期調(diào)控網(wǎng)絡(luò)來(lái)說(shuō)，關(guān)于這方面的研究還是較少且不夠深入，涉及到的許多機(jī)制尚不清晰。

首先，光周期是參與水稻開(kāi)花時(shí)間的決定性因素，而溫度是決定開(kāi)花時(shí)間的另一個(gè)重要的環(huán)境因素。在長(zhǎng)日照和低溫條件下，、和的表達(dá)受到強(qiáng)烈抑制。有研究表明，適應(yīng)高緯度地區(qū)的水稻品種具有光周期不敏感性和高溫響應(yīng)[92]。然而，磷酸化與泛素化修飾是否參與到溫度調(diào)控水稻抽穗，我們尚不可知。

其次，在現(xiàn)已發(fā)現(xiàn)的磷酸化與泛素化修飾過(guò)程影響光周期途徑的調(diào)控機(jī)理有待深入研究。磷酸化與泛素化的研究尚未形成體系，糖基化等其他翻譯后修飾過(guò)程未報(bào)道。克隆更多的與抽穗期相關(guān)的基因，并開(kāi)展他們之間的相互關(guān)系的研究，尋找新的修飾類(lèi)型，深入研究其基因表達(dá)的分子機(jī)制應(yīng)成為未來(lái)重點(diǎn)研究的對(duì)象。

再次，我們對(duì)現(xiàn)有的翻譯后修飾功能酶的認(rèn)知仍局限在其結(jié)構(gòu)和生理生化功能的表層認(rèn)知，對(duì)于蛋白激酶磷酸化修飾等的具有廣譜性的下游底物挖掘，底物本身的信息和被修飾或去修飾之后所發(fā)生的變化，以及同一功能酶其在不同的信號(hào)通路中所發(fā)揮的重要作用的研究尚在初級(jí)階段。受翻譯后修飾的細(xì)胞周期變化和修飾蛋白豐度較低等因素影響，翻譯后修飾的位點(diǎn)時(shí)空特征仍不清楚；磷酸化與去磷酸化、泛素化與去泛素化等動(dòng)態(tài)過(guò)程也為開(kāi)展研究增加了難度；并且，由于同一蛋白可能受到多種翻譯后修飾，他們之間的相互關(guān)系與交叉作用也是非常值得探討的問(wèn)題。

綜上所述，由于翻譯后修飾的普遍性、多樣性和復(fù)雜性等，對(duì)其在整體水平上認(rèn)識(shí)還比較困難，所以對(duì)現(xiàn)已發(fā)現(xiàn)的磷酸化與泛素化修飾的作用機(jī)理以及生物學(xué)意義還有待進(jìn)一步的研究。以上對(duì)參與水稻抽穗期的蛋白激酶、泛素連接酶、26S蛋白酶體等的結(jié)構(gòu)、功能以及其作用的分子機(jī)制的分析將為水稻開(kāi)花在翻譯后修飾水平上的調(diào)控研究提供新線索，并最終為完善水稻抽穗期的調(diào)控網(wǎng)絡(luò)提供新的思路和培育地域適應(yīng)性強(qiáng)的水稻新品種提供理論依據(jù)。

[1] Izawa T.Adaptation of flowering-time by natural and artificial selection inand rice[J]., 2007, 58: 3091-3097.

[2] Tsuji H, Tamaki S, Komiya R, Shimamoto K.Florigen and the photoperiodic control of flowering in rice[J]., 2008, 1: 25-35.

[3] Fujino K, Sekiguchi H.Mapping of QTLs conferring extremely early heading in rice (L.)[J]., 2005, 111: 393-398.

[4] Fornara F A, de Montaigu A, Coupland G.SnapShot: Control of flowering in[J]., 2010, 141: 550.

[5] Masahiro Y, Takuji S.Genetic and molecular dissection of quantitative traits in rice[J]., 1997, 35: 145-153.

[6] Hayama R, Yokoi S, Tamaki S, Masahiro Y, Ko S.Adaptation of photoperiodic control pathways produces short-day flowering in rice[J]., 2003, 422: 719-722.

[7] Kardailsky I, Shukla V K, Ahn J H, Dagenais N, Christensen S K, Nguyen J T, Chory J, Harrison M J, Weigel D.Activation tagging of the floral inducer FT[J]., 1999, 286: 1962-1965.

[8] Hayama R, Izawa T, Shimamoto K.Isolation of rice genes possibly involved in the photoperiodic control of flowering by a fluorescent differential display method[J]., 2002, 43: 494-504.

[9] Yano, M, Katayose, Y, Ashikari, M, Yamanouchi U, Monna L, Fuse T, Baba T, Yamamoto K, Umehara Y, Nagamura Y, Sasaki T., a major photoperiod sensitivity quantitative trait locus in rice, is closely related to theflowering time gene CONSTANS[J]., 2001, 12: 2473-2484.

[10] Xue W Y, Xing Y Z, Weng X Y, Tang W J, Wang L, Zhou H J, Yu S B, Xu C G, Li X H, Zhang Q F.Natural variation inis an important regulator of heading date and yield potential in rice[J]., 2008, 40: 761-767.

[11] Doi K, Izawa T, Fuse T, Yamanouchi U, Kubo T, Shimatani Z, Yano M, Yoshimura A., a B-type response regulator in rice, confers shortday promotion of flowering and controlsgene expression independently of Hd1[J]., 2004, 18: 926-936.

[12] Nardini M, Gnesutta N, Donati G, Gatta R, Forni C, Fossati A, Vonrhein C, Moras D, Romier C, Bolognesi M, Mantovani R.Sequence-specific transcription factor NF-Y displays histone-like DNA binding and H2B-like ubiquitination[J]., 2013, 152: 132-143.

[13] Thirumurugan T, Ito Y, Kubo, T, Serizawa A, Kurata N.Identification, characterization and interaction of HAP family genes in rice[J]., 2008, 279: 279-289.

[14] Petroni K, Kumimoto R W, Gnesutta N, Calvenzani V, Fornari M, Tonelli C, Ben F, Mantovani R.The promiscuous life of plant NUCLEAR FACTOR Y transcription factors[J]., 2012, 24: 4777-4792.

[15] Du A P, Tian W, Wei M G, Yan W, He H, Zhou D, Huang X, Li S G, Ouyang X H.The DTH8-Hd1 module mediates day-length-dependent regulation of rice flowering[J]., 2017, 10: 948-961.

[16] Goretti, D, Martignago, D, Landini, M, Brambilla V, Gómez-Ariza J, Gnesutta N, Galbiati F, Collani S, Takagi H, Terauchi R, Mantovani R, Fornara F.Transcriptional and post-transcriptional mechanisms limit heading date 1(Hd1) function to adapt rice to high latitudes[J]., 2017, 13: e1006530.

[17] Shen C C, Liu H Y, Guan Z Y, Yan J J, Zheng T, Yan W H, Wu C Y, Zhang Q F, Yin P, Xing Y Z.Structural Insight into DNA Recognition by CCT/NF-YB/YC Complexes in Plant Photoperiodic Flowering[J]., 2020, 32(11): 3469-3484.

[18] Gnesutta N, Kumimoto R W, Swain S, Chiara M, Siriwardana C, Horner D S, Ben F Holt 3rd, Mantovani R. CONSTANS imparts DNA sequence specificity to the histone fold NF-YB/NF-YC dimer., 2017, 29: 1516-1532.

[19] 劉靜, 李亞超, 周夢(mèng)巖, 吳鵬飛, 馬祥慶.植物蛋白質(zhì)翻譯后修飾組學(xué)研究進(jìn)展[J].生物技術(shù)通報(bào), 2021, 37 (1): 67-76

Liu J, Li Y C, Zhou M Y, Wu P F, Ma X Q.Advances in posttranslational modification of plant proteins[J]., 2021, 37(1): 67-76.

[20] Withers J, Dong X N.Post-translational regulation of plant immunity[J]., 2017, 38: 124-132.

[21] Zhou S R, Zhu S S, Cui S, Hou H G, Wu H Q, Hao B Y, Cai L, Xu Z, Liu L L, Jiang L, Wang H Y, Wan J M.Transcriptional and post-transcriptional regulation of heading date in rice[J]., 2021, 230: 943-956.

[22] Millar A H, Heazlewood J L, Giglione C, Holdsworth M J, Bachmair A, Schulze W X.The scope, functions, and dynamics of posttranslational protein modifications[J]., 2019, 70: 119-151.

[23] Ruan B J, Dai P, Wang W, Sun J, Zhang W, Zhen Y, Yang J.Progress on post-translational modification of proteins[J]., 2014, 7: 1027-1037

[24] Garrett R H.生物化學(xué).影印版[M].北京: 高等教育出版社, 2005．

Garrett R H.Photocopy[M].Beijing: Higher Education Press, 2005.

[25] 孫大業(yè), 馬力耕.細(xì)胞信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)[M]．第2版．北京: 科學(xué)出版社, 1998: 350-355.

Sun D, Ma L.Cell Signal Transduction[M].Version 2.Beijing: Science Press, 1998: 350-355.

[26] Hanks S K, Quinn A M.Protein kinase catalytic domain sequence database: Identification of conserved features of primary structure and classification of family members[J]., 1991, 200: 38-62.

[27] Gross S D, Anderson R A.Casein kinase: I.Spatial organization and positioning of a multifunctional protein kinase family[J]., 1998, 10: 699-711.

[28] Knippschild U, Gocht A, Wolff S, Huber N, L?hler J, St?ter M.The casein kinase1 family: Participation in multiple cellular processes in eukaryotes., 2005, 17(6): 675-689

[29] Tan S T, Dai C, Liu H T, Xue H W.casein kinase1 proteins CK1.3 and CK1.4 phosphorylate cryptochrome2 to regulate blue light signaling[J]., 2013, 25: 2618-2632.

[30] Daniel X, Sugano S, Tobin E M.CK2 phosphorylation of CCA1 is necessary for its circadian oscillator function in[J]., 2004, 101: 3292-3297.

[31] Ogiso E, Takahashi Y, Sasaki T, Yano M, Izawa T.The role of Casein Kinase II in flowering time regulation has diversified during evolution[J]., 2010, 152: 808-820.

[32] Dai C, Xue H W.Rice early flowering1, a CKI, phosphorylates DELLA protein SLR1 to negatively regulate gibberellin signalling[J]., 2010, 29: 1916-1927.

[33] Kwon C T, Koo B H, Kim D, Yoo S C, Paek N C.Casein Kinases I and 2α Phosphorylatepseudo-response regulator 37 (OsPRR37) in photoperiodic flowering in rice[J]., 2014: 1029-1032.

[34] Murakami M, Matsushika A, Ashikari M, Yamashino T, Mizuno T.Circadian-associated rice pseudo response regulators (OsPRRs): Insight into the control of flowering time[J].,, 2005, 69: 410-414.

[35] Koo B H, Yoo S C, Park J W, Kwon C T, Lee B D, An G, Zhang Z Y, Li J J, Li Z Z, Paek N C.Natural variation in OsPRR37 regulates heading date and contributes to rice cultivation at a wide range of latitudes[J]., 2013, 6: 1877-1888.

[36] Gao H, Jin M, Zheng X M, Chen J, Yuan D Y, Xin Y Y, Wang M Q, Huang D Y, Zhang Z, Zhou K N, Sheng P K, Ma J, Ma W W, Deng H F, Jiang L, Liu S J, Wang H Y, Wu C Y, Yuan L P, Wan J M., a major quantitative locus determining photoperiod sensitivity and regional adaptation in rice[J]., 2014, 111: 16337-16342.

[37] Weng X Y, Wang L, Wang J, Hu Y, Du H, Xu C G, Xing Y Z, Li X H, Xiao J H, Zhang Q F.Grain number, plant height, and heading date7 is a central regulator of growth, development, and stress response[J]., 2014, 164: 735-747.

[38] Huang H D, Lee T Y, Tseng S W, Horng J T.KinasePhos: A web tool for identifying protein kinase-specific phosphorylation sites[J].2005, 33: W226-W229.

[39] Li X F, Liu H Z, Wang M Q, Liu H L, Tian X J, Zhou W J, Lü T X, Wang Z Y, Chu C C, Fang J, Bu Q Y.Combinations ofandgenes determine rice adaptability to Heilongjiang Province, northern limit of China[J]., 2015, 57: 698-707.

[40] Cho L H, Yoon J, Pasriga R, An G.Homodimerization ofis required to induce flowering in rice[J]., 2016, 170(4): 2159-2171.

[41] Thelander M, Nilsson A, Olsson T, Johansson M, Girod P A, Schaefer D G, Zr?d J P, Ronne H.The moss genesandencode nuclear SnRK1 interacting proteins with homologues in vascular plants[J]., 2007, 64: 559-573.

[42] Sun X H, Zhang Z G, Wu J X, Cui X A, Feng D, Wang K, Xu M, Zhou L, Han X, Gu X F, Lu T G.Theregulator HDR1 associates with the kinase OsK4 to control photoperiodic flowering[J]., 2016, 12(3): e1005927.

[43] Lu C A, Lin C C, Lee K W, Chen J L, Huang L F, Ho S L, Liu H J, Hsing Y I, Yu S M.The SnRK1A protein kinase plays a key role in sugar signaling during germination and seedling growth of rice[J]., 2007, 19: 2484-2499.

[44] Thelander M, Olsson T, Ronne H.Snf1-related protein kinase 1 is needed for growth in a normal daynight light cycle[J]., 2004, 23: 1900-1910.

[45] Emanuelle S, Hossain M I, Moller I E, Pedersen H L, Allison M L, van de Meene, Doblin M S, Koay A, Oakhill J S, Scott J W, Willats W G T, Kemp B E, Bacic A, Gooley P R, Stapleton D I.SnRK1 fromis an atypical AMPK[J].2015, 82: 183-192.

[46] Komiya R, Ikegami A, Tamaki S, Yokoi S, Shimamoto K.andare essential for flowering in rice[J]., 2008, 135: 767-774.

[47] Tamaki S.Matsuo S, Wong H L, Yokoi S J, Shimamoto K.Hd3a protein is a mobile flowering signal in rice[J]., 2007, 316: 1033-1036.

[48] Taoka K, Ohki I, Tsuji H, Furuita K, Hayashi K, Yanase T, Yamaguchi M, Nakashima C, Purwestri Y A, Tamaki S, Ogaki Y, Shimada C, Nakagawa A, Kojima C, Shimamoto K.14-3-3 proteins act as intracellular receptors for rice Hd3a florigen[J]., 2011, 476: 332-335.

[49] Zhao J, Chen H Y, Ren D, Tang H W, Qiu R, Feng J L, Long Y M, Niu B X, Chen D P, Zhong T Y, Liu Y G, Guo J X.Genetic interactions between diverged alleles of() and()/() control differential heading and contribute to regional adaptation in rice ()[J]., 2015, 208(3): 936-948.

[50] Peng Q, Zhu C M, Liu T, Zhang S, Feng S J, Wu C Y.Phosphorylation of OsFD1 by OsCIPK3 promotes the formation of RFT1-containing florigen activation complex for long-day flowering in rice[J]., 2021, 14(7): 1135-1148.

[51] Peng Y B, Hou F X, Bai Q, Xu P Z, Liao Y X, Zhang H Y, Gu C J, Deng X S, Wu T, Chen X Q, Ali A, Wu X J.Rice calcineurin B-like protein interacting protein kinase 31 (OsCIPK31) is involved in the development of panicle apical spikelets[J]., 2018, 9: 1661.

[52] 彭強(qiáng).蛋白激酶PMF1調(diào)控水稻抽穗期的分子機(jī)理研究[D].武漢: 華中農(nóng)業(yè)大學(xué), 2020.

Peng Q.Molecular mechanism of protein kinase PMF1 regulating rice heading hate in rice[D].Wuhan: Huazhong Agricultural University, 2020.

[53] Stone S L.Role of the ubiquitin proteasome system in plant response to abiotic stress[J]., 2019, 343: 65-110.

[54] Yu F F, Xie Q.Ubiquitination modification precisely modulates the ABA signaling pathway in plants[J]., 2017, 39(8): 692-706.

[55] McClellan A J, Laugesen S H, Ellgaard L.Cellular functions and molecular mechanisms of non-lysine ubiquitination[J]., 2019, 9(9): 190147.

[56] Dittmar G, Winklhofer K F.Linear Ubiquitin Chains: Cellular Functions and Strategies for Detection and Quantification[J]., 2019, 7: 915.

[57] Fennell L M, Rahighi S, Ikeda F.Linear ubiquitin chain-binding domains[J]., 2018, 285 (15): 2746-2761.

[58] Wang F, Shi Y G.Progress in structural biology of 26S proteasome[J]., 2014, 44: 965-974.

[59] Pickart C M, Eddins M J.Ubiquitin: Structures, functions, mechanisms[J].2004, 1695: 55-72.

[60] Chen L Y, Hellmann H.Plant E3 ligases: Flexible enzymes in a sessile world[J]., 2013, 6(5): 1388-1404.

[61] Vierstra R D.The ubiquitin-26S proteasome system at the nexus of plant biology[J]., 2009, 10: 385-397.

[62] Yang Y, Fu D, Zhu C M, He Y Z, Zhang H J, Liu T, Li X H, Wu C Y.The RING-finger ubiquitin ligase HAF1 mediatesdegradation during photoperiodic flowering in rice[J]., 2015, 27: 2455-2468.

[63] Stone S L, Hauksdóttir H, Troy A, Herschleb J, Kraft E, Callis J.Functional analysis of the RING-type ubiquitin ligase family of[J]., 2005, 137(1): 13-30.

[64] Feltham R, Bettjeman B, Budhidarmo R, Mace P D, Shirley S, Condon S M, Chunduru S K, McKinlay M A, Vaux D L, Silke J, Day C L.Smac mimetics activate the E3 ligase activity of cIAP1 protein by promoting RING domain dimerization[J]., 2011, 286: 17015-17028.

[65] Zagotta M T, Hicks K A, Jacobs C I, Young J C, Hangarter R P, Meeks-Wagner D R.Thegene regulates vegetative photomorphogenesis and the photoperiodic induction of flowering[J]., 1996, 10: 691-702.

[66] Covington M F, Panda S, Liu X L, Strayer C A, Wagner D R, Kay S A.ELF3 modulates resetting of the circadian clock in[J]., 2001, 13: 1305-1315.

[67] Fowler S, Lee K, Onouchi H, Samach A, Richardson K, Morris B, Coupland G, Putterill J.GIGANTEA: A circadian clock-controlled gene that regulates photoperiodic flowering inand encodes a protein with several possible membrane-spanning domains[J]., 1999, 18: 4679-4688.

[68] Suarez-Lopez P, Wheatley K, Robson F, Onouchi H, Valverde F, Coupland G.CONSTANS mediates between thecircadian clock and the control of flowering in[J]., 2001, 410(6832): 1116-1120.

[69] Yang Y, Peng Q, Chen G X, Li X H, Wu C Y.OsELF3 is involved in circadian clock regulation for promoting flowering under long-day conditions in rice[J]., 2013, 6: 202-215.

[70] Matsubara K, Ogiso-Tanaka E, Hori K, Ebana K, Ando T, Yano M.Natural variation in Hd17, a homolog ofELF3 that is involved in rice photoperiodic flowering[J]., 2012, 53: 709-716.

[71] Kay S A, Keith B, Shinozaki K, Chua N H.The sequence of the rice phytochrome gene[J]., 1989, 17(7): 2865-2866.

[72] Sheerin D J, Menon C, Oven-Krockhaus S Z, Enderle B, Zhu L, Johnen P, Schleifenbaum F, Stierhof Y D, Huq E, Hiltbrunner A.Light-activated Phytochrome A and B interact with members of the SPA family to promote photomorphogenesis inby reorganizing the COP1/SPA complex[J]., 2015, 27(1): 189-201.

[73] Weng X Y, Wang L, Wang J, Hu Y, Du H, Xu C G, Xing Y Z, Li X H, Xiao J H, Zhang Q F.is a central regulator of growth, development, and stress response[J]., 2014, 164: 735-747.

[74] Zheng T H, Sun J, Zhou S R, Chen S H, Lu J, Cui S, Tian Y L, Zhang H, Cai M H, Zhu S S, Wu M M, Wang Y H, Jiang L, Zhai H Q, Wang H Y, Wan J M.Post-transcriptional regulation of Ghd7 protein stability by phytochrome and OsGI in photoperiodic control of flowering in rice[J]., 2019, 224: 306-320.

[75] Itoh H, Nonoue Y, Yano M, Izawa T.A pair of floral regulators sets critical day length forflorigen expression in rice[J]., 2010, 42: 635-638.

[76] Andrés F, Galbraith D W, Talón M, Domingo C.Analysis ofsheds light on the role of phytochromes in photoperiodic flowering in rice[J]., 2009, 151(2): 681-690.

[77] Kircher S, Gil P, Kozma-Bognár L, Fejes E, Speth V, Muller T H, Bauer D, Adám E, Sch?fer E, Nagy F.Nucleocytoplasmic partitioning of the plant photoreceptors phytochrome A, B, C, D, and E is regulated differentially by light and exhibits a diurnal rhythm[J]., 2002, 14: 1541-1555.

[78] Liu L, Liu C, Hou X L, Xi W Y, Shen L S, Tao Z, Wang Y, Yu H.FTIP1 is an essential regulator required for florigen transport[J]., 2012, 10: e1001313.

[79] Song S Y, Chen Y, Liu L, Wang Y W, Bao S J, Zhou X, Norman Teo Z W, Mao C Z, Gan Y B, Yu H. OsFTIP1-mediated regulation of florigen transport in rice is negatively regulated by the ubiquitin-like domain kinase OsUbDKg4[J]., 2017, 29: 491-507.

[80] Liu L, Zhu Y, Shen L H, Yu H.Emerging insights into florigen transport[J]., 2013, 16: 607-613.

[81] Galv?o R, Kota U, Soderblom E, Goshe M, Boss W.Characterization of a new family of protein kinases fromcontaining phosphoinositide 3/4-kinase and ubiquitin-like domains[J]., 2008, 409: 117-127.

[82] Balla A, Balla T.Phosphatidylinositol 4-kinases: Old enzymes with emerging functions[J]., 2006, 16(7): 351-361.

[83] Fruman D A, Meyers R E, Cantley L C.Phosphoinositide kinases[J]., 1998, 67: 481-507.

[84] Lucas J I, Arnau V, Marin I.Comparative genomics and protein domain graph analyses link ubiquitination and RNA metabolism[J]., 357(1): 9-17.

[85] Liu J L, Li W, Ning Y S, Shirsekar G, Cai Y H, Wang X L, Dai L Y, Wang Z L, Liu W D, Wang G L.The U-box E3 ligase SPL11/PUB13 is a convergence point of defense and flowering signaling in plants[J]., 2012, 160(1): 28-37.

[86] Zeng L R, Park C H, Venu R C, Gough J, Wang G L.Classification, expression pattern, and E3 ligase activity assay of rice U-box-containing proteins[J]., 2008, 1(5): 800-815.

[87] Vernet C, Artzt K.STAR, a gene family involved in signal transduction and activation of RNA[J]., 1997, 13(12): 479-484.

[88] Vega-Sa′nchez M E, Zeng L, Chen S B, Leung H, Wang G L.SPIN1, a K homology domain protein negatively regulated and ubiquitinated by the E3 ubiquitin ligase SPL11, is involved in flowering time control in rice[J]., 2008, 20(6): 1456-1469.

[89] Lorkovi? Z J, Barta A.A Genome analysis: RNA recognition motif (RRM) and K homology (KH) domain RNA-binding proteins from the flowering plant[J]., 2002, 30: 623-635.

[90] Cai Y H, Vega-Sa′nchez M E, Park C H, Bellizzi M, Guo Z J, Wang G L.RBS1, an RNA binding protein, interacts with SPIN1 and is involved in flowering time control in rice[J]., 2014, 9(1): e87258.

[91] Sun C H, Chen D, Fang J, Wang P G, Deng X J, Chu C C.Understanding the genetic and epigenetic architecture in complex network of rice flowering pathways[J]., 2014, 5(12): 889-898.

Advances in Research on the Modification of the Heading Date Genes in Rice by Phosphorylation and Ubiquitination Pathways

WANG Jingying1, 2, ZHAO Guangxin1, 2, QIU Guankai1, 2, FANG Jun1, 2, *

(1Northeast Institute of Geography and Agroecology, Chinese Academy of Sciences, Harbin 150081, China;2University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China;*Corresponding author, E-mail: fangjun@iga.ac.cn)

Rice is a facultative short-day plant that is widely cultivated.Heading date (also known as flowering time) of rice is an important agronomic trait that directly affects grain yield and regional adaptability of rice varieties.Therefore, it is of great significance to study the influencing factors of this trait and make the plants bloom at appropriate time.Heading date, as a complex quantitative trait, is regulated by internal genetic network and exogenous factors such as photoperiod and temperature.At present, several key genes controlling heading date have been identified and cloned.It is found that phosphorylation and ubiquitylation play an important role in the molecular mechanism of rice heading date.This paper introduces the molecular mechanism of photoperiod pathway of heading date, and expounds the progress in research on the regulation of phosphorylation cascade and ubiquitin 26S proteasome system on flowering time, aiming at laying a theoretical basis and providing practical guidance for the new mechanism in regulating heading date, and for regional adaptability of improved varieties.

rice; heading date; phosphorylation; ubiquitylation

10.16819/j.1001-7216.2022.210707

2021-07-20;

2021-09-06。

國(guó)家自然科學(xué)基金資助項(xiàng)目(U20A2025); 省院科技合作專(zhuān)項(xiàng)(2021SYHZ0032)。