鎖陽多糖的提取及純化工藝

呂 鑫，顧志榮，祁 梅，張 銳，郭 燕，毛小文，葛 斌*

（1.甘肅中醫(yī)藥大學藥學院，甘肅 蘭州 730000；2.甘肅省人民醫(yī)院藥劑科，甘肅 蘭州 730000）

鎖陽是鎖陽科多年生肉質寄生草本植物鎖陽（Cynomorium songaricumRupr.）的干燥肉質莖，主要分布于甘肅、內蒙古、新疆、青海等地區(qū)的沙漠和半沙漠［1］。其性甘、溫，歸肝、腎、大腸經，功能補腎陽，益精血，潤腸通便，傳統(tǒng)醫(yī)學則用以治療早泄、陽痿、性欲低下、遺精絞痛及胃潰瘍等［2-3］。鎖陽中含有黃酮類、多糖類、三萜類、兒茶素類鞣質、有機酸、多種氨基酸及微量元素等多種化學成分［4-5］。其藥效成分鎖陽多糖（Cynomorium songari?cum polysaccharide，CSP）具有抗衰老、抗氧化、免疫調節(jié)等生物活性［6］?，F(xiàn)代研究表明，CSP能顯著改善衰老模型小鼠的學習記憶、記憶保持能力及認知功能，增加清除自由基能力，降低腦組織脂質過氧化損傷程度，保護海馬區(qū)神經元，改善學習記憶［7-8］。隨著CSP在臨床的參與度增加，為了提高藥物的利用率，優(yōu)化提取工藝和純化工藝，本研究主要針對CSP提取工藝、脫蛋白方法及脫色工藝，采用單因素實驗和正交實驗相結合的方法對CSP的提取工藝進行優(yōu)選；比較Sevage法、三氯乙酸（Trichloroacetic acid，TCA）法、木瓜蛋白酶法及醋酸鉛法對CSP蛋白脫除的效果，選擇最佳方法；采用單因素試驗和響應面試驗相結合的方法對CSP脫色工藝進行分析與優(yōu)化。本研究旨在優(yōu)選出較高的提取率、最佳的脫蛋白方法與較好的脫色率，為CSP的提取純化工藝研究提供穩(wěn)定可靠的理論依據，為CSP的工業(yè)化加工生產提供指導，為CSP生物活性研究奠定理論基礎。

1 儀器與試藥

UV8100A型紫外-可見分光光度計（北京萊伯泰科儀器有限公司），HY-4調速多用振蕩器（常州普天儀器制造公司），小型高速粉碎機，AL204型萬分之一電子天平（瑞士梅特勒-托利多公司），SB25-12DTD型超聲波清洗機（寧波新芝生物科技股份有限公司），HH-6型數(shù)顯恒溫水浴鍋（西安超杰儀器有限公司），DZF-6090型真空干燥箱（上海一恒科學儀器有限公司），DD-5M型低速大容量離心機（湘儀離心機儀器有限公司），EV351旋轉蒸發(fā)儀（北京萊伯泰科儀器有限公司），透析袋MD44，AB-8、HPD826、HPD100、D-101型大孔吸附樹脂（武漢市偉琪博星生物科技有限公司）。

鎖陽于2021年3月采集自內蒙，經甘肅中醫(yī)藥大學中藥鑒定教研室李碩副教授鑒定為鎖陽的干燥肉質莖。采集的新鮮藥材晾至完全干透，粉碎后過二號篩，60℃烘干，置干燥器中備用。葡萄糖（B21882-100 mg），購自上海源葉生物科技有限公司。石油醚（30～60）、無水乙醇、苯酚、丙酮、濃硫酸、氫氧化鈉、鹽酸、考馬斯亮藍G-250、牛血清白蛋白、三氯乙酸、木瓜蛋白酶等均為分析純。水為純化水。

2 方法與結果

2.1 標準曲線的制作［9］

精密稱取充分干燥至恒重的10 mg葡萄糖對照品，加50 mL純化水溶解，然后精密吸取1，2，3，4，6，7，8，9 mL置于25 mL量瓶中。分別從各容量瓶中吸取2 mL于25 mL具塞試管中，加入5%的苯酚溶液1 mL，搖勻后迅速加入5 mL濃硫酸顯色，振蕩，沸水浴15 min，取出冰水浴終止反應。以空白為參比，紫外分光光度計在490 nm處測得吸光度，以葡萄糖質量濃度X為橫坐標，吸光度Y為縱坐標，繪制標準曲線Y=13.382X+0.011 5，R2=0.999 4，由方程可知當葡萄糖質量濃度在0.008～0.072 mg·mL-1時，直線線性關系良好。

2.2 提取工藝操作過程

精密稱取鎖陽藥材粉末置于圓底燒瓶中，分別以料液比、提取時間、提取溫度、提取次數(shù)4個因素為對象進行提取，合并提取液后煮沸加熱30 min，冷凍靜置24 h，濾過，取上清液濃縮至一定體積后，經4 000 r·min-1離心10 min，取上層清液加入5倍體積的無水乙醇，4℃靜置12 h后離心，將所得沉淀用無水乙醇、丙酮、石油醚依次洗滌，每次至濾液幾乎澄清，所得沉淀即為鎖陽粗多糖。

2.2.1 單因素試驗設計

2.2.1.1 提取時間對CSP得率的影響

在提取溫度80℃、料液比（g∶mL）1∶20，提取次數(shù)1次的條件下，分別設定提取時間為60，90，120，150和180 min，探討提取時間對CSP提取率的影響。結果如圖1所示，多糖得率隨提取時間的增加而增加，在150 min達到最大值，再增加提取時間，多糖得率反而出現(xiàn)了下降的趨勢?？赡苁荂SP隨提取時間的延長而不斷溶出的同時，長時間的高溫加熱也會導致CSP結構的破壞和分解，且也可能存在因CSP分子內部沸騰引起擴散通道堵塞的情況，使其難以溶出導致得率降低［10］。因此，最佳提取時間為150 min。

圖1 提取時間對多糖得率的影響Fig.1 Effect of extraction time on the extraction yield of poly?saccharide

2.2.1.2 料液比對CSP得率的影響

在提取溫度80℃，提取時間150 min，提取次數(shù)1次的條件下，分別設定料液比（g∶mL）為1∶10，1∶20，1∶30，1∶40，1∶50，探討料液比對CSP得率的影響。結果如圖2所示，不同料液比對CSP得率影響較大，隨著加水倍量的增加，CSP得率逐漸增大，在料液比為1∶30時達最大值，隨后再增加加水倍量，多糖得率有所下降?？赡苁请S著加水倍量的增加使細胞內外滲透壓迅速改變，使其他物質溶出速度提高，影響到CSP的溶出，并且液料比過大，不僅延長了濃縮時間，浪費能源，而且會加大多糖的損失［11-12］。因此，最佳料液比為1∶30。

圖2 料液比對多糖得率的影響Fig.2 Effect of ratio of material and liquid on the extraction rate of polysaccharide

2.2.1.3 提取溫度對CSP得率的影響

在料液比（g∶mL）1∶30，提取時間為150 min，提取次數(shù)1次的條件下，分別設定提取溫度為60，70，80，90和100℃，探討提取溫度對CSP得率的影響。結果如圖3所示，提取溫度為60～90℃之間，隨著提取溫度的上升，CSP得率呈現(xiàn)先快速增加，后緩慢增加，再快速增加的趨勢。在90℃達到最大值，而將提取溫度升至100℃時，多糖得率呈現(xiàn)下降趨勢，可能是長時間的高溫使CSP結構遭到一定程度的破壞或使CSP出現(xiàn)降解［13］。因此，最佳提取溫度為90℃。

圖3 提取溫度對多糖得率的影響Fig.3 Effect of extraction temperature on the extraction yield of polysaccharide

2.2.1.4 提取次數(shù)對CSP得率的影響

在提取溫度為90℃，料液比（g∶mL）1∶30，提取時間為150 min的條件下，分別設定提取次數(shù)為1，2，3，4和5，探討提取次數(shù)對CSP得率的影響。結果如圖4所示，當提取次數(shù)為3次時，CSP得率迅速增加，為7.91%，隨后隨著提取次數(shù)的增加，多糖得率增加緩慢，為節(jié)省提取時間減少能源損耗，提取次數(shù)為3次較為合適。

圖4 提取次數(shù)對多糖得率的影響Fig.4 Effect of extraction times on the extraction yield of poly?saccharide

2.2.2 正交試驗設計與分析

根據單因素及預試驗結果選定水提時影響CSP提取率的提取時間（A）、料液比（B）、提取溫度（C）和提取次數(shù)（D）作為考察因素，以得率為考察指標，選用L9（34）正交表進行試驗。因素水平選取見表1，試驗設計及結果見表2，方差分析見表3。

表1 因素水平表Tab.1 Factors and levels

表3 方差分析Tab.3 Analysis of variance

由表2～3可知，各因素對CSP提取率的影響大小依次為C>B>A>D，最優(yōu)組合為A1B3C3D2，即確定CSP的最佳提取工藝為：將鎖陽藥材干燥至恒重，粉碎后，在提取時間為120 min，料液比為1∶40，提取溫度為100℃的情況下提取3次。將工藝放大50倍，在最佳條件下進行3次平行實驗，多糖提取率分別為8.27%、8.18%、8.02%，平均提取率為8.16%。

表2 正交試驗設計及結果Tab.2 Design and results of orthogonal test

2.3 脫蛋白工藝

2.3.1 蛋白質的含量測定［14］

稱取考馬斯亮藍G-250 10 mg溶于5 mL的95%乙醇中，加入85%磷酸10 mL，加水稀釋至100 mL，置于棕色量瓶中，得考馬斯亮藍溶液。精密稱取牛血清白蛋白10 mg，用少量水溶解并定容至100 mL，得0.1 g·L-1蛋白質標準溶液，置4℃冰箱中保存。精密量取蛋白標準溶液0.2，0.4，0.8，1.2，1.6，2.0，2.5，3.0 mL，分別置于10 mL量瓶中，各加入考馬斯亮藍溶液5.0 mL，加水定容，搖勻，室溫反應10 min。以水為空白。在595 nm處測定A，以A為縱坐標，質量濃度C為橫坐標，得回歸方程A=25.714C+0.022 2（R2=0.995 2），線性范圍0.002～0.03 mg·mL-1。

2.3.2 脫蛋白方法比較

來源于不同中藥的多糖，由于其理化性質的差異，脫蛋白工藝也不盡相同。如龍葵果［15］、駿棗多糖［16］用三氯乙酸法蛋白脫除效果最佳，肉蓯蓉［9］、馬齒莧［17］多糖用木瓜蛋白酶法蛋白脫除效果最佳。通過比較Sevage法、三氯乙酸（TCA）法、木瓜蛋白酶法、醋酸鉛法等脫蛋白方法，采用綜合評分的方法，優(yōu)選適合于CSP的脫蛋白工藝。公式如下：

2.3.2.1 Sevage法 量取CSP含量為5 mg·mL-1的多糖溶液，加入1/4倍量Sevage試劑［三氯甲烷-正丁醇（4∶1）（V/V）］，置于振蕩器上劇烈振搖20 min，4 000 r·min-1離心10 min，去除下層有機相及中間層蛋白質與Sevage試劑生成的乳膠物沉淀，收集上清液，重復操作7次。結果如圖5所示，隨著重復次數(shù)的增加，蛋白脫除率也隨之增大，但多糖的損失率也逐漸升高，可能是在去除游離蛋白的同時少數(shù)CSP也隨Sevage試劑沉淀了［18］。從綜合評分可以看出，Sevage法脫蛋白次數(shù)為1次時，蛋白脫除率為80.67%，多糖保留率為91.61%。

圖5 Sevag法脫蛋白結果Fig.5 Results of Sevag method

2.3.2.2 TCA法脫蛋白［19］

量取CSP含量為5 mg·mL-1的多糖溶液10 mL置于離心管中，分別加入不同梯度20%的TCA（0.5，1.0，1.5，2.0，2.5，3.0 mL），置于振蕩器上振搖20 min后靜置過夜，4 000 r·min-1離心10 min，取上清測定吸光度并計算蛋白質及多糖含量。結果如圖6所示，隨著TCA用量的增加，蛋白脫除率逐漸增加，當TCA用量達到1.5 mL時，蛋白脫除率基本趨于平衡。對多糖保留率而言，隨著TCA用量的增加，呈顯著下降趨勢。這是因為TCA與蛋白質結合沉淀時會吸附一定量的CSP，導致CSP含量下降［16］。綜合兩者結果得出，三氯乙酸用量為0.5 mL時，蛋白質脫除率為81.43%，多糖保留率為87.97%，綜合評分為84.70，此時脫蛋白效果最佳。

圖6 三氯乙酸法脫蛋白結果Fig.6 Results of removing protein of three chlo-roacetic acid method

2.3.2.3 醋酸鉛法脫蛋白［20］

量取CSP含量為5 mg·mL-1的鎖陽粗多糖溶液20 mL，加入不同體積（0.1，0.2，0.3，0.4，0.5，0.6 mL）5%醋酸鉛溶液，室溫靜置1 h后4 000 r·min-1離心10 min，取上清液測定蛋白質含量和多糖含量。結果如圖7所示，隨著醋酸鉛添加量的增加，蛋白脫除率呈緩慢上升，而多糖保留率顯著下降。根據綜合評分，發(fā)現(xiàn)醋酸鉛添加量在0.1 mL時CSP脫蛋白效果相對最好，蛋白脫除率為85.34%，多糖保留率為90.51%。

圖7 醋酸鉛脫蛋白結果Fig.7 Deproteinization effect of lead acetate addition method

2.3.2.4 木瓜蛋白酶法脫蛋白［21］

量取CSP含量為5 mg·mL-1的鎖陽粗多糖溶液10 mL置于具塞試管中，加入不同濃度的木瓜蛋白酶，在pH為7的條件下，先于37℃水浴中預熱10 min，然后在60℃的水浴條件下酶解3 h，最后沸水浴中滅活10 min，4 000 r·min-1離心10 min，取上清液測定蛋白質含量和多糖含量。結果如圖8所示，隨著酶濃度的增加，對蛋白脫除率無明顯影響，但對CSP的損耗逐漸增大。

圖8 木瓜蛋白酶脫蛋白結果Fig.8 Deproteinizing effect of papain

2.3.3 四種脫蛋白方法的比較

由表4所示，醋酸鉛法脫蛋白，蛋白脫除率為85.34%，多糖保留率為90.51%，綜合評分為87.93，優(yōu)于其他三種方式。

表4 四種脫蛋白方法的比較（n=3）Tab.4 Comparison of performance of four deprmteinization methods（n=3）

2.4 脫色工藝

2.4.1 大孔吸附樹脂篩選

經醋酸鉛對CSP脫蛋白后，CSP溶液中仍有大量色素共存，這不僅影響CSP的純度，而且也會為CSP含量的測定帶來干擾。因此，色素的脫除也是多糖純化中必不可少的過程。而不同型號的樹脂，包括其結構、極性、平均孔徑、比表面積等參數(shù)的不同，對色素和多糖的吸附也各有差異。因此，本研究精密稱取經預處理的AB-8、HPD826、HPD100、D-101型大孔吸附樹脂各1 g，置于100 mL具塞三角瓶中，取20 mL脫蛋白后的CSP溶液加入錐形瓶中，置于振蕩器上勻速振蕩120 min，4 000 r·min-1離心10 min，收集上清液，測定脫色率和多糖保留率，并采用綜合評分的方式，優(yōu)選最佳樹脂。由表5所示，HPD100對CSP溶液的脫色率和多糖保留率均最好，分別為73.16%和90.76%。其中，本研究所選4種樹脂均具有較大的比表面積，因此4種樹脂間脫色率差異不大；HPD100型大孔樹脂平均孔徑最小，CSP損耗最?。籇101樹脂平均孔徑最大，CSP損耗高達55.21%。由此可見，大孔樹脂的平均孔徑可能會影響多糖保留率。

表5 4種大孔吸附樹脂脫色效果Tab.5 Effect of decoloration of 4 types of macroporous adsorp?tion resin

2.4.2 靜態(tài)吸附動力學研究

精密稱取HPD100型大孔吸附樹脂5 g置于100mL具塞三角瓶中，加入100 mL脫蛋白CSP溶液，在室溫下置于振蕩器上勻速振蕩，每隔30 min取樣一次，測定多糖保留率和脫色率，繪制吸附動力學曲線。結果如圖9所示，在前150 min以內，隨著脫色時間的延長HPD100型大孔吸附樹脂脫色率明顯增加，累計脫色率為72.95%，而之后脫色率增加緩慢，累計增加5.62%。因此，選擇150min作為最優(yōu)脫色時間。

圖9 樹脂靜態(tài)吸附動力學曲線Fig.9 Dynamic decolorization on curves of HPD100 macropo?rousresin

2.4.3 靜態(tài)吸附單因素參數(shù)優(yōu)化

2.4.3.1 CSP含量對多糖保留率和脫色率的影響

在脫色pH為7、脫色時間150 min，樹脂用量（質量與體積比mg·mL-1）為5%的條件下，設定CSP含量分別為2，6，8，10，12 mg·mL-1。結果如圖10所示，隨著糖液濃度的增加，多糖保留率和脫色率都呈下降趨勢，但多糖保留率下降的趨勢較為平緩。其中，糖液濃度在2～6 mg·mL-1間時多糖保留率與脫色率均無明顯變化。因此，選擇6 mg·mL-1為CSP含量的中心點進行后續(xù)優(yōu)化。

圖10 多糖含量對脫色效果的影響Fig.10 Effect of polysaccharide content on decolorization

2.4.3.2 樹脂用量對多糖保留率和脫色率的影響

在脫色pH為7、脫色時間150 min，CSP含量為6 mg·mL-1的條件下，設定樹脂用量分別為5%，10%，15%，20%，25%。結果如圖11所示，隨著樹脂用量的增加，脫色率逐漸升高，多糖保留率逐漸降低。根據綜合評分，當樹脂用量為10%時，脫色率為83.21%，多糖保留率為80.85%。因此，選擇10%作為樹脂用量的中心點進行后續(xù)優(yōu)化。

圖11 樹脂用量對脫色效果的影響Fig.11 Effect of resin addition on decolorization

2.4.3.3 糖液pH對多糖保留率和脫色率的影響

在脫色時間150 min，CSP含量為6 mg·mL-1，樹脂用量為10%的條件下，設定pH分別為4.0，4.5，5.0，5.5，6.0，6.5，7.0。結果如圖12所示，隨著pH的增加，脫色率逐漸減低，多糖保留率先升高再降低，在pH為5.5時，脫色率為85.46%，多糖保留率為83.16%。因此，選擇5.5為pH的中心點進行后續(xù)優(yōu)化。

圖12 糖液pH對脫色效果的影響Fig.12 Effect of pH on decolorization

2.4.4 響應面設計及結果［22］

依據單因素考察結果，選取CSP含量（A）、樹脂用量（B）、糖液pH（C）、脫色時間（D）作為影響因素，脫色率作為評價指標（Y），通過Design-Expert 12軟件進行響應面設計。因素水平表見表6，試驗設計與結果見表7，方差分析見表8。

表6 因素水平Tab.6 Factors and levels

表7 試驗設計與結果Tab.7 Experimental design and results

表8 方差分析Tab.8 Analysis of variance

對試驗結果進行多元回歸分析，得方程Y=87.68-1.30A +6.39B -1.52C +0.86D +3.95AB -1.61AC +1.99AD +0.62BC -2.30BD +0.21CD -3.72A2-7.11B2-3.82C2-1.76D2。由方差分析得，模型顯著性檢驗P＜0.05，表明該模型具有統(tǒng)計學意義，自變量一次項A、B、C，二次項AB、AD、BD、A2、B2、C2、D2有顯著影響。失擬項P＞0.05，表明無失擬因素存在，可用上述回歸方程代替實驗真實點對試驗結果進行分析。模型R2=0.961 3，進一步說明模型擬合優(yōu)度較好，可用來進行HPD100型大孔吸附樹脂對CSP脫色工藝的初步分析和預測。最終確定，最優(yōu)脫色工藝為：CSP含量為6.23 mg·mL-1，樹脂用量為12.38%，糖液pH為5.41，脫色時間為149.59min，脫色率為89.26%。

通過Design expert 8.0.6軟件進行響應面分析，結果如圖13所示。由此可知，與因素A方向比較，B效應面曲線較陡，表明樹脂用量對脫色率的影響高于多糖含量；與A方向比較，C效應面曲線略陡，表明pH對脫色率的影響高于多糖含量；與D方向比較，A效應曲線略陡，表明CSP含量對脫色率的影響高于脫色時間；與C方向比較，B效應面曲線較陡，表明樹脂用量對脫色率的影響高于PH；與D方向比較，B效應曲線較陡，表明樹脂用量對脫色率的影響高于脫色時間；與D方向比較，C效應曲線較陡，表明pH對脫色率的影響高于脫色時間。綜上所述，各因素影響程度依次為B>C>A>D?？紤]實際操作情況，將優(yōu)化的脫色條件調整為CSP含量為6.0 mg·mL-1，樹脂用量為12.5%，糖液pH為5.4，脫色時間為150 min。在此條件下進行3次重復實驗，發(fā)現(xiàn)脫色率為88.03%，88.13%，88.31%，平均脫色率為88.16%，與預測值僅差1.10%。多糖保留率為81.92%，80.21%，82.39%，平 均 多 糖 保 留 率 為81.51%。因此，利用Design-Expert.V8.0.6.1軟件Box-Behnken設計模型對CSP的脫色率進行分析與預測是可行的。

圖13 響應面分析Fig.13 Response surface analysis

2.5 透析除雜

為進一步精制CSP，除去小分子雜質，脫蛋白過程中殘留鉛離子，將脫蛋白、脫色后的CSP溶液經減壓濃縮后裝入經預處理的透析袋，在4℃條件下蒸餾水透析48 h，白天每4 h換一次水，夜間12 h換一次水。透析后加入無水乙醇使含醇量達到80%以上，靜置隔夜后離心，沉淀經真空干燥得到鎖陽精制多糖。

3 討論

本研究通過正交實驗優(yōu)化CSP提取工藝，發(fā)現(xiàn)該方法操作簡便，易于推廣應用。在提取過程中發(fā)現(xiàn)提取液冷卻后會析出絮狀沉淀，加熱或者攪拌又使之澄清，并且醇沉后將沉淀復溶，靜置后底部仍有絮狀沉淀。研究組初步認為絮狀沉淀可能為鞣質類化合物和黏液質。有文獻報道［23］，鎖陽鞣質含量約在4.35%～9.79%范圍之內。為了排除鞣質等成分對多糖含量測定的影響，最終確定提取工藝為：提取時間為120 min，料液比為1∶40，提取溫度為100℃，提取次數(shù)為3次，合并提取液將其煮沸加熱30 min后，再4℃靜置24 h，濾過，取上清液濃縮至一定體積后，經4 000 r·min-1離心10 min，取上層清液加入無水乙醇使含醇量達到80%以上，4℃靜置12 h后離心，將所得沉淀用無水乙醇、丙酮、石油醚依次洗滌，每次至濾液幾乎澄清，所得沉淀即為鎖陽粗多糖。在此工藝條件下，將所得粗多糖復溶，溶液澄清，所得提取率更為合理。

比較4種脫蛋白方法發(fā)現(xiàn)，無論何種方法，隨著脫蛋白次數(shù)的增加或試劑添加量的增加，蛋白脫除率雖逐漸增加，但增幅較小，反觀對多糖保留率的影響極為敏感。一般情況下，Sevage法需多次振搖離心脫蛋白，方法繁瑣且操作耗時；TCA法已造成多糖結構的改變，且需靜置過夜，耗時長且會損失多糖的藥理活性；木瓜蛋白酶雖安全環(huán)保，但由于酶的專一性蛋白脫除效果并不理想，實驗過程中發(fā)現(xiàn)改變多糖溶液pH、酶解時間、酶解溫度等因素均不能明顯改變蛋白脫除率；所選醋酸鉛脫蛋白，不僅有較好的脫色率和多糖保留率，而且操作簡單，耗時短，成本低，適合工業(yè)化生產。但基于安全角度考慮，又進一步進行透析處理，旨在除去小分子雜質，在進一步純化CSP的同時，去除脫蛋白后CSP溶液中可能殘留的鉛離子。

大孔吸附樹脂具有大孔網狀結構及較大比表面積，具有吸附體積大、選擇性好、吸附快速、再生方便、價格便宜等優(yōu)點，與化學脫色方法相比幾乎不發(fā)生多糖降解［24-25］。本研究通過篩選合適樹脂，利用響應面法設計CSP的脫色條件，構建脫色率與CSP含量、樹脂用量、糖液pH和脫色時間四者之間的數(shù)學模型，確定最佳脫色工藝。研究過程中發(fā)現(xiàn)，在室溫下脫色效果最好。因此，因素考察中沒有涉及到脫色溫度。通過優(yōu)化CSP的水提工藝、脫蛋白及脫色工藝，旨在為更好的開發(fā)CSP提供一定的參考意義，為CSP的分離純化、結構解析及藥理活性探討奠定了一定的基礎。