茶多酚對鹽脅迫下小麥幼苗葉片生理特性的影響

司廉邦,李嘉敏,黎桂英,蔣曉煜,呂麗榮,楊穎麗

西北師范大學生命科學學院, 蘭州 730070

鹽害是影響植物生長發(fā)育和限制農業(yè)產量的世界性環(huán)境問題之一。據(jù)統(tǒng)計,世界上鹽漬化的土地面積約9.5億hm2,占全球陸地總面積的10%左右[1]。土壤鹽堿化主要是由于氣候干燥引起地面蒸發(fā)加劇,導致土壤板結而造成。我國鹽漬化土地約有1億hm2,主要分布在西北、東北和華北的干旱、半干旱地區(qū)。葉綠素是植物光合作用過程中吸收光能的重要色素,葉綠素熒光直接反映光合作用的實際及最大光合效率、反應中心開放程度和植物熱耗散等情況[2]。鹽脅迫可能會導致葉綠體結構損傷、光合色素含量減少,因此抑制植物的生長發(fā)育。李學孚等[3]研究發(fā)現(xiàn),高濃度NaCl處理下葡萄‘鄞’幼苗的葉綠素含量、光系統(tǒng)II(photosystem II, PS II)最大光化學效率(maximal photochemical efficiency,Fv/Fm)、PSⅡ潛在活性(potential activities of PS II,Fv/F0)、光合電子傳遞效率(photosynthetic electron transfer efficiency, ETR)以及光化學淬滅(photochemical quenching, qP)均下降,而非光化學淬滅(non-photochemical quenching, qN)增大。鹽脅迫也會引起植物細胞水分缺失,通過滲透脅迫影響各種代謝活動,造成活性氧如過氧化氫(hydrogen peroxide, H2O2)等的積累[4]。例如,鹽脅迫改變了植物組織中多胺代謝過程,導致二胺氧化酶(diamine oxidase, DAO)和多胺氧化酶(polyamine oxidase, PAO)活性增強,通過氧化腐胺和亞精胺產生H2O2[5- 6]。

茶多酚(tea polyphenols, TP)是茶葉中以兒茶素為主要成分的多酚類化合物,又名茶鞣質[7]。TP的基礎結構是α -苯基苯丙吡喃,具有抗衰老、抗輻射、抗腫瘤、抗菌等特殊的生理功能,被廣泛應用于動物醫(yī)學研究[8]。研究表明,TP能夠清除活性氧,減少活性氧的生成,還可通過猝滅活性氧,增強抗氧化酶活性[9]。因此,TP作為一種新型天然的抗氧化劑在食品保鮮和植物抗逆等方面也得以應用。李翠英等[10]報道,低濃度的茶多酚處理對杏果實在貯藏期抗氧化酶系統(tǒng)有一定的激活作用,有利于杏果實的貯藏。于明革[11]研究發(fā)現(xiàn),TP處理明顯改善了鉛處理下茶樹的生長發(fā)育,使干物質積累量增加,而茶樹體內鉛的含量降低。我們在前期的研究中發(fā)現(xiàn),TP有效地緩解了鹽誘導的小麥根中滲透性調節(jié)物的積累和鈣元素含量的減少[12]。

小麥是世界范圍種植的重要糧食作物之一。近年來,由于種植業(yè)結構的調整,小麥種植面積減少,但小麥的消費量及消費水平有增無減[13]。土壤鹽漬化會引發(fā)土壤肥力下降導致土地荒蕪,限制植物生存降低作物產量,進而制約農業(yè)可持續(xù)發(fā)展。然而,鹽堿地沒有被化肥、農藥污染,可作為我國耕地的后備資源。因此,改良小麥品種,提高小麥在干旱及鹽堿地的生存能力及產量具有重要的現(xiàn)實意義。春小麥新品種“隴春30號”由甘肅省農科院小麥研究所選育,主要種植在甘肅河西走廊酒泉、張掖、武威等部分干旱、鹽堿地區(qū)[14]。有關該小麥在鹽環(huán)境中生存的生理生態(tài)特性的相關研究較少。此外,未見TP對鹽脅迫植物葉綠素熒光特性及多胺代謝酶DAO和PAO活性影響的相關報道。本研究主要分析了TP與NaCl單獨或復合脅迫對小麥“隴春30號”幼苗葉綠素含量、葉綠素熒光參數(shù)等生理特性的影響,為進一步闡明并揭示TP改變鹽脅迫植物生理特性的調控機制提供理論依據(jù),為發(fā)現(xiàn)并研究揭示TP對植物鹽脅迫損害的緩解作用及機制奠定基礎。

1 材料與方法

1.1 材料與處理

春小麥(TriticumaestivumL.)“隴春30號”購自甘肅省農科院,TP由甘肅特色植物有效成分制品工程技術研究中心提供。小麥種子用0.1%的氯化汞表面消毒10 min,流水沖洗后置于溫度為25℃的黑暗狀態(tài)下萌發(fā)24 h。挑選萌發(fā)一致的種子放入培養(yǎng)皿,置于25℃、12 h/12 h (300 μmol m-2s-1光照/黑暗)的培養(yǎng)箱培養(yǎng)。分別用以下方法處理對照用1/4 Hoagland營養(yǎng)液培養(yǎng),150 mmol/L NaCl、25 mg/L TP、100 mg/L TP、150 mmol/L NaCl+25 mg/L TP 和150 mmol/L NaCl+100 mg/L TP的處理用1/4 Hoagland營養(yǎng)液配制。每個處理均設置3個重復,每兩天更換一次處理液,待幼苗生長6 d后,取葉片測定各項指標。

1.2 生理指標的測定1.2.1 葉綠素含量的檢測

取0.5 g小麥葉片加入4 mL 95%的乙醇研磨,11000g離心10 min,取上清液,在沉淀中加入等體積的提取液混勻再次離心,然后將兩次的上清液用25 mL容量瓶定容。用紫外分光光度計測定663 nm和646 nm處的吸光值,按Lichtenhale[15]的方法計算葉綠素含量[mg/g FW(鮮重, fresh weight) ]。

1.2.2葉綠素熒光參數(shù)的檢測

參考Demmig-Adams和Adams[16]的方法并用葉綠素熒光成像儀IMAGING-PAM測定。在溫度為25℃±2℃、濕度為45%±3%的環(huán)境下,所測幼苗材料暗適應30 min后,測量初始熒光(the minimum fluorescence yield in the dark-adapted state,F0)和最大熒光(the maximum fluorescence yield in the dark-adapted state,Fm),計算暗適應下PS II潛在Fv/Fm=(Fm-F0)/Fm。當所測材料在作用光的實時熒光(the relative steady-state fluorescence,Fs)達到穩(wěn)態(tài)后20 s打開飽和脈沖光,測得最大熒光(the maximum fluorescence yield in the light-adapted state,Fm′),然后在遠紅光下測定光適應下葉片的最小熒光(the minimum fluorescence yield in the light-adapted state,F0′)。從儀器中直接導出光適應下PS II的實際光量子產量[actual light quantum yield,Y(II)]、qP、NPQ、ETR等參數(shù)[2]。

1.2.3H2O2含量的測定

參照Yin等[17]的方法。植物材料0.5 g加入5 mL 0.1% (m/V)的三氯乙酸冰浴研磨,12000g離心30 min,取上清液加入10 mmol/L的磷酸緩沖液(phosphate buffer, PBS)和1 mol/L的碘化鉀,測波長在390 nm處的吸光值。

1.2.4細胞壁過氧化物酶(cell wall-peroxidase, cw-POD)、DAO、PAO活性的檢測

參照Lee與Lin[18]的方法提取細胞壁,取小麥葉片0.5 g,加入2 mL 50 mmol/L PBS (pH 5.8)提取液冰浴研磨,1000g離心10 min,沉淀重懸浮洗滌,洗滌3次,收集沉淀加入2 mL 1 mmol/L NaCl溶液,30℃搖床孵育2 h,1000g離心10 min,取上清酶液備用。

參照Dos Santos等[19]的方法測定cw-POD活性。100 μL酶液加入2.9 mL含7.2 mmol/L愈創(chuàng)木酚的50 mmol/L PBS (pH 8.5),以11.8 mmol/L H2O2啟動反應,在470 nm處以20 s為時間間隔掃描2 min。

DAO活性的檢測參照Naik等[20]的方法。1 g小麥葉片加入含有20 mmol/L愈創(chuàng)木酚的50 mmol/L PBS (pH7.0)提取液,冰浴研磨后16000g離心20 min,取上清酶液加入含10 mmol/L腐胺和0.1 mmol/L磷酸吡哆醛的50 mmol/L PBS (pH7.8),30℃孵育1 h,然后加入1 mL 20% 的三氯乙酸終止反應,放置30 min后5000g離心15 min,取上清加入1 mL茚三酮復合物(250 mg茚三酮溶于6 mL乙酸和4 mL磷酸),沸水浴30 min后加入1 mL冰乙酸,測定510 nm處吸光值。

參照Asthir等[21]的方法檢測PAO活性。取新鮮小麥葉片1 g加入2 mL含有5 mmol/L二硫蘇糖醇的100 mmol/L PBS (pH7.0)中冰浴研磨,16000g離心20 min,取沉淀加入含1 mmol/L NaCl的100 mmol/L PBS (pH7.0)再次提取后,16000g離心20 min,取450 μL酶液加入300 μL反應液[50 U 過氧化氫酶(catalase, CAT)和0.1% 2-氨基苯甲醛],以250 μL內含10 mmol/L亞精氨的50 mmol/L PBS (pH6.0)啟動反應,30℃孵育3 h后加入1 mL 10%高氯酸終止反應,6500g離心10 min,取上清于430 nm處測定吸光值。

1.3 數(shù)據(jù)的處理與分析

數(shù)據(jù)的處理利用SPSS 17.0進行統(tǒng)計分析,采用單因素(one-way ANOVA)和Duncan法進行方差分析和多重比較,各處理組均設3個重復,結果用平均值(X)±標準誤(SE)表示。采用Origin 7.5 軟件作圖,用不同小寫字母表示顯著性差異(P<0.05)。

2 結果與分析

2.1 不同處理對小麥幼苗葉綠素含量的影響

由表1可知,150 mmol/L NaCl處理下小麥幼苗葉片Chla(葉綠素a, chlorophyll a)、Chlb(葉綠素b, chlorophyll b)和總葉綠素含量與對照比,分別降低約34%、60%和42%,葉綠素a/b (ratio of chlorophyll a and chlorophyll b, Chla/b)值顯著增大,不同濃度TP(25 mg/L和100 mg/L)處理下以上參數(shù)與對照比無顯著變化。與NaCl單獨處理相比,25 mg/L TP的添加不影響Chlb的含量與Chla/b值,而Chla和總葉綠素含量顯著增加；不同的是,150 mmol/L NaCl+100 mg/L TP處理下這些指標較鹽單獨處理分別增加約28%、50%和34%。同時,25 mg/L TP不影響鹽誘導的Chla/b變化,而100 mg/L TP則使該比值顯著減小。

表1 不同處理下小麥幼苗葉中葉綠素含量(mg/g FW)的變化

2.2 不同處理對小麥幼苗葉光系統(tǒng)Fv/Fm與Y (II)的影響

Fv/Fm是暗適應下植物葉綠體PS II潛在的最大光化學效率,是研究光抑制或各種環(huán)境脅迫影響光合作用的重要指標[22]。圖1顯示,150 mmol/L NaCl處理下小麥幼苗葉中的Fv/Fm較對照顯著降低約25%,而25 mg/L TP或100 mg/L TP單獨處理不影響該參數(shù)。此外,不同濃度TP的添加誘導鹽脅迫小麥葉片F(xiàn)v/Fm顯著升高,與單獨鹽處理相比分別增加約1.19倍和1.18倍。

Y(Ⅱ)表示光化學能量轉換的有效量子產量,被稱為光適應下PS Ⅱ的實際光量子產量[22]。從圖1中可以看出,Y(II)值在150 mmol/L NaCl處理下與對照相比顯著降低約23%,25 mg/L或100 mg/L TP處理下該參數(shù)較對照的變化均未達到顯著水平。25 mg/L和100 mg/L TP不影響鹽處理對小麥幼苗葉片光系統(tǒng)Y(II)的抑制作用。

圖1 不同處理對小麥幼苗葉Fv/Fm與Y (II)的變化(數(shù)值為平均數(shù)±標準誤差)Fig.1 Changes of Fv/Fm and Y (II) in wheat leaves under different treatments(mean±SE)Fv/Fm:最大光化學效率Maximal photochemical efficiency; Y (II):實際光量子產量 Actual light quantum yield; CK:對照 Control; 150 NaCl、25 TP (茶多酚 Tea polyphenols)、100 TP、25 TP+和100 TP+分別表示: 150 mmol/L NaCl、25 mg/L TP、100 mg/L TP、150 mmol/L NaCl+25 mg/L TP和150 mmol/L NaCl+100 mg/L TP; 不同小寫字母表示各處理間差異顯著(P<0.05)

圖2 不同處理下小麥幼苗葉qP與NPQ的變化(數(shù)值為平均±標準誤差)Fig.2 Changes of qP and NPQ in wheat leaves under different treatments(mean±SE)qP:光化學淬滅 Photochemical quenching; NPQ:非光化學淬滅 Non-photochemical quenching; 150 NaCl、25 TP、100 TP、25 TP+和100 TP+分別表示: 150 mmol/L NaCl、25 mg/L TP、100 mg/L TP、150 mmol/L NaCl+25 mg/L TP和150 mmol/L NaCl+100 mg/L TP; 不同小寫字母表示各處理間差異顯著(P<0.05)

2.3 不同處理對小麥幼苗葉光系統(tǒng)qP與NPQ的影響

qP可以反映光合作用反應中心的開放程度[23]。從圖2中可以看出,150 mmol/L NaCl處理下qP較對照減小約53%,而25 mg/L或100 mg/L TP處理對小麥幼苗葉該參數(shù)無影響。與鹽單獨處理相比,25 mg/L或100 mg/L TP的添加使NaCl處理小麥幼苗葉的qP均呈顯著性增大,分別增加約57%和83%(圖2)。

NPQ反映了PS II天線色素吸收的光能以熱能的形式耗散掉而不能用于光合電子傳遞的光能[24]。如圖2所示,與未處理的小麥幼苗相比,150 mmol/L NaCl處理下NPQ顯著增加為對照的2.15倍,而25 mg/L或100 mg/L TP處理下NPQ均無明顯變化。150 mmol/L NaCl+25mg/L TP和150 mmol/L NaCl+100 mg/L TP處理下小麥葉片NPQ與鹽單獨處理相比分別減少約19%和28%。

2.4 不同處理對小麥幼苗葉光系統(tǒng)ETR的影響

ETR反映的是實際光照條件下表觀電子傳遞速率[23]。NaCl處理下小麥幼苗光系統(tǒng)ETR與對照比顯著降低約23%,而不同濃度TP單獨處理不影響小麥葉ETR(圖3)。與單獨鹽處理相比,150 mmol/L NaCl+25 mg/L TP或150 mmol/L NaCl+100 mg/L TP處理使ETR顯著增大約12%和15% (圖3)。

2.5 不同處理對小麥幼苗葉H2O2含量的影響

如圖4所示,150 mmol/L NaCl或25 mg/L TP處理誘導小麥葉H2O2含量分別增加為對照的1.53倍、1.14倍,100 mg/L TP不影響H2O2含量；25 mg/L或100 mg/L TP緩解了鹽誘導的小麥幼苗葉中H2O2的積累,與NaCl單獨處理相比使H2O2產生分別減少約14%和25%。

圖3 不同處理下小麥幼苗葉光合電子傳遞效率(Photosynthetic electron transfer efficiency, ETR)的變化(數(shù)值為平均數(shù)±標準誤差)Fig.3 Change of ETR in wheat leaves under different treatments(mean±SE)150 NaCl、25 TP、100 TP、25 TP+和100 TP+分別表示:150 mmol/L NaCl、25 mg/L TP、100 mg/L TP、150 mmol/L NaCl+25 mg/L TP和150 mmol/L NaCl+100 mg/L TP; 不同小寫字母表示各處理間差異顯著(P<0.05)

圖4 不同處理下小麥葉過氧化氫(Hydrogen peroxide, H2O2)含量的變化(數(shù)值為平均數(shù)±標準誤差)Fig.4 Change of H2O2 content in wheat leaves under different treatments(mean±SE) 150 NaCl、25 TP、100 TP、25 TP+和100 TP+分別表示: 150 mmol/L NaCl、25 mg/L TP、100 mg/L TP、150 mmol/L NaCl+25 mg/L TP和150 mmol/L NaCl+100 mg/L TP; 不同小寫字母表示各處理間差異顯著(P<0.05)

2.6 不同處理對小麥幼苗葉cw-POD、DAO和PAO活性的影響

如表2所示,與未處理幼苗相比,150 mmol/L NaCl或25 mg/L TP處理下小麥葉片cw-POD活性顯著升高約189%和28%,而100 mg/L TP處理不影響該酶活性。不同濃度(25 mg/L和100 mg/L) TP的添加使NaCl處理小麥幼苗葉cw-POD活性顯著降低,與單獨NaCl處理相比分別降低約38%和54%。

與對照相比,鹽脅迫誘導小麥幼苗葉片DAO和PAO活性分別增加約14%和31%；25 mg/L TP處理下DAO活性無明顯變化,而PAO活性升高約16%；100 mg/L TP處理下DAO和PAO活性均降低約為對照的66%和73%,且差異均達到顯著性水平。低濃度TP緩解了鹽誘導的DAO和PAO活性的增加,與單獨NaCl處理相比分別降低約33%和31%,而100 mg/L TP的添加不影響鹽誘導的兩種酶活性的變化。

表2 不同處理下小麥幼苗葉中cw-POD、DAO和PAO (U/mg protein)活性的變化

3 討論

葉綠素是植物進行光合作用的重要色素。鹽脅迫使菜豆幼苗葉片和沙棗苗木的葉綠素a、葉綠素b和總葉綠素含量均降低[22, 24],這可能是由于Na+和Cl-直接對葉綠體有一定的損害[25],或鹽脅迫增強了植物體內葉綠素酶的活性從而加劇了葉綠素的降解[26]。Chla和Chlb是光系統(tǒng)天線復合體的重要組成成分,大部分Chla和全部Chlb的作用是吸收與傳遞光能,只有少部分的Chla具有轉化光能的作用[27]。本研究中,NaCl單獨處理導致小麥幼苗葉綠素含量減少,而Chla/b值增大,表明鹽脅迫造成了葉綠素的降解,且對Chlb的破壞作用強于對Chla的作用,從而減弱鹽脅迫下小麥葉片對光能的吸收和傳遞。相似,海水結合二硫蘇糖醇處理的菠菜葉片[28]和水分脅迫下地楓皮[29]葉綠素含量降低,而Chla/b值卻增大。另據(jù)報道,鉛鋅單獨或復合脅迫下山蒼子幼苗葉綠素b、葉綠素a+b含量均呈先升后降的趨勢,而葉綠素a/b值均低于對照[30]。不同的是,TP單獨處理不影響小麥葉片光合色素含量(表1)。由此可見,逆境脅迫下葉綠素含量的變化與植物種類、脅迫類型及脅迫程度等因素有關。穩(wěn)定的光合色素有利于植物正常的光合作用和提高植物的耐鹽性[26]。Chla/b值在一定范圍內越小,表明對植物光能的吸收率越高[31]。我們在研究中還發(fā)現(xiàn),不同濃度TP能夠有效緩解鹽脅迫下小麥葉綠素的降解,這有利于增強鹽脅迫小麥幼苗對光能的吸收和傳遞,有利于光合作用的進行,從而提高了小麥對鹽環(huán)境的適應性。此外,100 mg/L TP的加入使NaCl處理幼苗的Chla/b值減小,表明100 mg/L TP加入對Chlb破壞的緩解作用強于對Chla。

在正常環(huán)境中,葉綠素吸收的光能主要通過光合電子傳遞、葉綠素熒光發(fā)射和熱耗散等途徑消耗。葉綠素熒光參數(shù)反映了植物葉片吸收、傳遞、耗散和分配光能的能力[23],常被用來判斷逆境脅迫下植物葉片光系統(tǒng)的受損程度。有文獻報道,NaCl脅迫導致菜豆幼苗和假單胞藻PS II的Fv/Fm、Y(II)、qP和ETR顯著減小,而NPQ顯著增大[22,32]。另據(jù)報道,鹽脅迫抑制了鞭金藻的光合活性,使Fv/Fm、qP和ETR降低,而NPQ在鞭金藻3011增加卻在鞭金藻8701呈先增大后減小的變化趨勢[33]。Fv/Fm值的降低是光抑制發(fā)生的重要特征[28],qP值減小反映了PS II天線色素吸收的光能用于光化學電子傳遞的份額減少[34]。NPQ反映了PS II天線色素吸收的光能以熱能的形式耗散掉而不能用于光合電子傳遞的光能。未見TP影響植物葉綠素熒光特性的相關研究報道。與前人研究部分結果相似,NaCl單獨處理下小麥幼苗Fv/Fm、Y(II)、qP和ETR均減小,而NPQ顯著增大,但TP單獨處理下這些指標無顯著變化。這些結果表明NaCl單獨處理明顯降低了小麥葉片對光能的吸收效率,使PS II傳遞電子的能力下降,部分光能無法用于光反應,以熱形式耗散掉的比例顯著增高。有研究者認為,鹽脅迫誘導qP減小而NPQ增大,說明在光合作用過程中破壞性過度能量可通過熱能的形式耗散[35],減少對光合機構的損傷。因此,本研究結果同時也表明,NaCl脅迫下小麥幼苗可能通過提高NPQ,消耗PS II不能利用的過剩光能,從而使PS II反應中心免受因吸收過多光能而引起的光氧化和光抑制傷害。此外,TP的加入使NaCl處理小麥幼苗Fv/Fm、qP和ETR顯著增大,而NPQ顯著減小。由上可知,NaCl脅迫顯著降低了小麥幼苗葉片PS II對光能的利用率,增大了對光能的熱耗散；TP的添加有效地提高了鹽脅迫小麥幼苗PS II在光下的運行速率及接受和傳遞電子的能力,增強了光合活性,減少了光能的熱耗散。

植物在逆境脅迫下,由于活性氧代謝加劇導致體內ROS過度積累,且植物光合能力的降低可能與ROS包括H2O2的產生有關。因為H2O2作為一種強氧化劑可以穿過質膜直接攻擊葉綠體使其功能受阻[36]。有文獻報道,耐鹽品種水稻在鹽脅迫下葉綠素含量降低可能與ROS介導的葉綠素降解有關[37]。蔣明義等甚至認為,滲透脅迫降低植株葉片色素含量的主要原因是ROS的氧化作用[38]。本研究中,NaCl或25 mg/L TP單獨處理均誘導小麥幼苗葉片H2O2含量顯著增加,且鹽脅迫的誘導效應更強,相比較25 mg/L TP的誘導效應弱,而100 mg/L的TP不影響H2O2的產生。H2O2產生的這些變化趨勢結合相應處理下葉綠素含量的變化似乎表明,鹽脅迫誘導過多H2O2的積累可能與小麥幼苗葉綠素含量的減少有關,而鹽脅迫引起的Fv/Fm、Y(Ⅱ)、qP和ETR減小是否涉及H2O2的積累有待進一步的研究。相似,陳新斌等的研究表明,菠菜葉片中活性氧大量積累,導致光合色素降解加劇[28]。鎘的積累也可通過觸發(fā)植物體內過量的ROS產生,引起重要的細胞結構如膜功能紊亂,破壞葉綠體結構[39]。我們在本研究中還發(fā)現(xiàn),兩種濃度TP的加入可緩解NaCl處理誘導的小麥葉片H2O2的積累,與此同時鹽脅迫對葉綠素的破壞作用也減弱,這進一步說明鹽脅迫誘導的小麥幼苗葉片葉綠素含量減少可能與H2O2的積累有關。因此,TP通過抑制NaCl處理小麥幼苗葉片H2O2的產生,進而減弱NaCl處理對小麥幼苗葉綠素的破壞及對葉綠體結構的損害,提高NaCl處理小麥幼苗的光合能力。逆境脅迫誘導植物ROS過多的產生會對植物產生傷害甚至細胞的死亡[40]。本研究中,TP的添加緩解了鹽脅迫誘導的H2O2的產生,從而減弱了因活性氧積累而對植物造成的傷害,增強了小麥幼苗對鹽環(huán)境的適應能力。

植物細胞壁上的cw-POD是植物體內H2O2產生酶之一,主要通過質外體NADH的氧化而產生H2O2[41]。除此之外,植物多胺代謝途徑中的PAO和DAO兩種酶也可能參與H2O2的產生,其中DAO在催化腐胺(Put)去氨基化的過程中生成H2O2,PAO在催化精胺和亞精胺氧化脫氨最終生成Put的過程中產生H2O2[42]。有文獻報道,NaCl處理下水稻幼苗離子結合態(tài)cw-POD活性與H2O2的產生均增強[43]。另據(jù)報道,鹽脅迫使藥用人參中DAO活性顯著增加,而PAO活性呈現(xiàn)先增強后減弱的變化趨勢[44]。本實驗中,NaCl處理誘導小麥葉片cw-POD、PAO和DAO活性顯著升高,25 mg/L TP單獨處理下cw-POD活性增強,而100 mg/L TP處理顯著抑制PAO和DAO活性。有研究者通過組織化學染色和電鏡觀察并結合酶活性分析表明,ABA處理誘導了玉米葉片cw-POD及質外體PAO活性的升高,且這兩種酶均參與了ABA誘導的H2O2的積累[45]。相似的結果在以大蒜幼苗玻璃質化為材料的研究中也被觀察到[46]。另據(jù)報道,鹽處理下水稻根中DAO活性與H2O2的積累有關[43],番茄H2O2的產生依賴于PAO活性[5],而NH4Cl處理下水稻DAO活性與H2O2的積累無關[43]。更為重要的是,本研究中NaCl處理對cw-POD、PAO和DAO活性的誘導效應更強,且伴隨著更多H2O2的產生,而25 mg/L TP單獨處理對cw-POD和PAO活性的誘導效應較弱。結合他人的研究,可以推測NaCl或25 mg/L TP單獨處理誘導的cw-POD、PAO和/或DAO活性升高可能與H2O2的積累有關。我們在本實驗中還發(fā)現(xiàn),25 mg/L TP的使用顯著地減弱了鹽脅迫對小麥幼苗葉cw-POD、PAO和DAO活性的誘導作用,而100 mg/L TP只對鹽脅迫誘導的cw-POD活性的升高有緩解作用,這些可能是TP的加入導致NaCl處理下小麥葉H2O2產生減少的原因。盡管已有的研究表明,逆境脅迫下cw-POD、DAO和PAO活性可能與H2O2積累有關,然而依賴于這三種酶的H2O2積累是否涉及逆境脅迫改變植物葉綠素含量及其熒光特性,有待于進一步研究。

綜上所述,鹽脅迫導致小麥幼苗葉綠素含量減少,光系統(tǒng)Fv/Fm、Y(Ⅱ)、qP和ETR減小,NPQ增大,而單獨TP處理不影響這些指標。TP的添加有效地減弱了鹽脅迫誘導的這些效應,導致葉綠素含量增加,光合電子傳遞效率和光化學反應速率增大,對光能利用率增強而熱耗散減弱,增強了NaCl處理小麥幼苗的光合活性,同時降低了鹽處理小麥幼苗葉片的cw-POD、DAO和PAO活性,減少了H2O2的產生,從而減弱了鹽脅迫對小麥幼苗的傷害作用,提高了小麥幼苗對鹽環(huán)境的耐受性。