濃香型酒醅微生物菌群演替規(guī)律及其空間異質(zhì)性

胡曉龍，王康麗，余苗，田瑞杰，張治剛，王永亮，趙東，何培新，魏濤*

1(鄭州輕工業(yè)大學(xué) 食品與生物工程學(xué)院，河南 鄭州， 450000)2(河南仰韶酒業(yè)有限公司博士后創(chuàng)新實踐基地，河南 三門峽, 472000) 3(賈湖酒業(yè)集團有限責(zé)任公司，河南 漯河, 462400)4(五糧液集團有限公司，四川 宜賓, 644000)

濃香型白酒作為我國優(yōu)勢傳統(tǒng)發(fā)酵食品的典型代表，其生產(chǎn)工藝主要采用復(fù)雜且獨特的開放、固態(tài)續(xù)糟、泥窖發(fā)酵模式，包括原輔料處理、續(xù)醅拌和、混蒸混燒、涼糟下曲、分層入池、多微共酵、長期貯存、精心勾調(diào)及成品包裝等上百道工序[1-2]。泥窖內(nèi)真核及原核微生物長期進行的物質(zhì)和能量交換、轉(zhuǎn)化是形成濃香型白酒呈香物質(zhì)及獨特風(fēng)格的主要驅(qū)動力[3-4]。

酒醅作為微生物發(fā)酵的主要載體和白酒呈香物質(zhì)的直接來源，其微生物群落多樣性及其演替性一直是研究的熱點[3-11]。目前，濃香型酒醅中優(yōu)勢微生物已明晰，包括乳桿菌屬(Lactobacillus)、芽孢桿菌屬(Bacillus)、魏斯氏菌屬(Weissella)及片球菌屬(Pediococcus)等[5-8,12-13]，尤其是乳桿菌屬。但不同層次酒醅的物料配比、與黃水和窖泥接觸程度及發(fā)酵后期理化性質(zhì)的差異造成了酒醅微生物群落存在空間異質(zhì)性[3,9-11]。例如，趙東等[9]和呂輝等[10]研究(傳統(tǒng)可培養(yǎng)技術(shù))均發(fā)現(xiàn)上層酒醅細菌數(shù)量最多，下層酵母菌數(shù)量最多，且上述微生物數(shù)量均在發(fā)酵前期明顯增加，后期急劇下降。李家民等[11]研究利用變性梯度凝膠電泳(polymerase chain reation denaturing gradient gel electrophoresis)及克隆文庫技術(shù)發(fā)現(xiàn)最下層酒醅(又稱雙輪底)的微生物種類最豐富，其次是中層，中層糟和面糟的細菌群落結(jié)構(gòu)較為相似。然而，環(huán)境中僅有1%的微生物在實驗條件下可培養(yǎng)[14]，PCR-DGGE僅能檢測到優(yōu)勢微生物(>1%)[15]，克隆文庫分析則依賴于PCR擴增產(chǎn)物的連接轉(zhuǎn)化效率[16]，因此上述方法不能真實地反映出酒醅微生物群落多樣性及組成。目前，高通量測序技術(shù)作為解析復(fù)雜微生物菌群的強有力手段[17]，能更可靠地定量估計微生物群落結(jié)構(gòu)[18]。例如，肖辰等[7]采用高通量測序技術(shù)在瀘型酒醅中檢測到30個菌門涵蓋397個屬的細菌，并基于其組成差異將發(fā)酵過程劃分為前(0～5 d)、中(6～17 d)和后期(18～40 d)3個階段，且隨著發(fā)酵時間延長Lactobacillus顯著上升(P<0.05)并成為絕對優(yōu)勢菌(>70%)，而其他優(yōu)勢屬呈先上升后顯著下降的趨勢，如Bacillus和瘤胃球菌屬(Ruminococcus)。

盡管上述研究極大豐富了我們對四川等濃香型白酒主產(chǎn)區(qū)酒醅微生物群落多樣性、演替規(guī)律的認識[5-11]，但是，基于高通量測序分析酒醅微生物群落空間(上層、中層和下層)異質(zhì)性的研究鮮有報道。河南作為我國北方濃香型白酒主產(chǎn)區(qū)之一，其濃香型酒醅微生物群落演替規(guī)律及其在窖池上、中及下層分布的研究未見報道。此外，酒醅物料配比差異及其空間位置不同是造成其微生物群落α-及β-多樣性在窖池中空間異質(zhì)性主要因素，但空間位置的影響有多少尚不清晰。因此，本研究采用高通量測序技術(shù)，對河南產(chǎn)區(qū)賈湖酒業(yè)集團有限責(zé)任公司整個發(fā)酵過程中不同位置酒醅微生物群落α-及β-多樣性解析，該酒廠入池時的上、中、下層酒醅物料配比完全一致，以期揭示由空間位置為主要因素造成的酒醅微生物群落多樣性差異及其演替規(guī)律，為提升濃香型白酒生產(chǎn)工藝改進提供理論依據(jù)，同時有助于揭示我國濃香型白酒不同產(chǎn)區(qū)酒醅微生物群落的異同性。

1 材料與方法

1.1 試劑與儀器

2×Taq Master Mix、GoldView、D2000 DNA Ladder、6×DNA Loading Buffer，北京索萊寶科技有限公司；FastDNA?Spin Kit for Soil，美國MP公司。

C1000溫度梯度PCR儀，伯樂生命醫(yī)學(xué)產(chǎn)品(上海)有限公司；TGL-20M高速離心機，上海盧湘儀離心機儀器有限公司；DYY-8C電泳儀，北京市六一儀器廠；Mixer4K微型渦旋混合儀，生工生物工程(上海)股份有限公司；WD-9403C紫外儀，北京六一生物科技有限公司；NanoDrop2000微量分光光度計，賽默飛世爾科技公司。

1.2 酒醅樣品采集

酒醅樣品均來自河南省賈湖酒業(yè)集團有限責(zé)任公司(E113°21′15″～113°44′53″，N33°7′50″～33°30′22″)。隨機選取2口正常發(fā)酵窖池(3 m×2.5 m×1.8 m)，選定0(入窖時)、7、15、25、45和60 d(出窖時)6個具有代表性的發(fā)酵節(jié)點，參照WU等[19-20]描述的方法對每口窖池每個節(jié)點的上層(距窖頂0.5 m)、中層(距窖頂1.0 m)、下層(距窖底0.5 m)酒醅分別取樣并充分混勻后作為該層酒醅的代表樣品。因此，本研究共選取了2口窖池，每口窖池6個發(fā)酵節(jié)點，每個發(fā)酵節(jié)點的上、中、下層各選取1個代表樣品，共計36個酒醅樣品(樣品編號見表1)，采樣后迅速置于盛有干冰的取樣箱中運輸至實驗室，并保存于-20 ℃冰箱中備用。

表1 酒醅樣品編號Table 1 Sample numbers of fermented grains

1.3 樣品DNA提取

酒醅樣品的DNA提取采用FastDNA?Spin Kit for Soil試劑盒，具體的實驗步驟參見說明書。利用1.0%瓊脂糖凝膠電泳和微量分光光度計檢測提取后的DNA純度和濃度。

1.4 PCR擴增及 Illumina Hiseq 測序

本研究采用細菌通用引物338F(5′-ACTCCTACGGGAGGCAGCA-3′)和806R (5′-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3′)，擴增區(qū)域為16S rRNA基因V3～V4可變區(qū)。PCR擴增體系及條件參考文獻[20]中描述的方法。后續(xù)測序文庫構(gòu)建及Illumina HiSeq 2500雙端測序均委托北京百邁客生物科技有限公司完成。

1.5 高通量數(shù)據(jù)處理

數(shù)據(jù)下機后進行質(zhì)控，采用FLASH(version 1.2.11)[21]對原始數(shù)據(jù)進行拼接，并去除質(zhì)量Q<20(Trimmomatic[22], version 0.33)、含有N堿基及嵌合體(UCHIME[23]，version 8.1)的序列，從而得到高質(zhì)量的有效序列。然后將其進行聚類(USEARCH[24],version 10.0)，其中相似性≥97%的序列歸為1個OTU，將OTU代表序列與Silva數(shù)據(jù)庫[25]進行比對和物種注釋。采用Mothur計算各樣品群落α-多樣性指數(shù)，包括Chao1、Shannon及Simpson指數(shù)。通過β-多樣性分析比較不同酒醅樣品的微生物群落組成，主要采用binary jaccard、 bray curtis、 (un)weighted unifrac多種算法獲得相應(yīng)距離下的樣品，然后基于OTU信息進行層次聚類(UPGMA)樹構(gòu)建及PCA分析，基于優(yōu)勢屬進行熱圖分析(heml軟件)。

2 結(jié)果與分析

2.1 酒醅微生物群落的α-多樣性分析

36個酒醅樣品共獲得2 880 869對雙端序列， 經(jīng)拼接和質(zhì)控共得到2 702 161條有效序列，每個樣品測序深度為74 294～76 298條。當(dāng)測序深度超過20 000條時稀疏曲線進入平臺期(圖1)，表明本次測序深度(遠>20 000條)可覆蓋樣本中絕大多數(shù)微生物種群信息，且發(fā)酵0～7 d酒醅樣品中OTU數(shù)量高于發(fā)酵15～60 d的酒醅。此外，每個樣品有效序列的覆蓋率為99.9%～100%，表明基于有效序列的α-及β-多樣性分析能較好地反映酒醅微生物群落信息。

圖1 稀疏曲線Fig.1 Rarefaction curves of bacterial community in fermented grains during fermentation

通過有效序列聚類、OTU劃分及α-多樣性分析可知，每個樣品中OTU數(shù)量在75～212，Chao1指數(shù)在90.55～228.5，Simpson指數(shù)在0.05～0.83，Shannon指數(shù)在0.44～3.86。從原核微生物群落演替性來看(圖2-a)，各層酒醅中OTU數(shù)量整體上變化規(guī)律一致，即呈上升(0～7 d，上層除外)、顯著下降(7～15 d)(P<0.05)、穩(wěn)定或緩慢上升(15～45 d)、隨后下降(45～60 d)，但其數(shù)量在15～60 d的酒醅中無顯著差異(P>0.05)。各層酒醅中Chao1指數(shù)整體上變化規(guī)律與OTU數(shù)量變化規(guī)律基本一致(圖2-b)，且相同發(fā)酵節(jié)點下各層酒醅中Chao1指數(shù)的差異均不顯著。各層酒醅中Shannon指數(shù)變化規(guī)律基本上是先顯著下降(0～15 d)后穩(wěn)定(15～60 d)，其中0和7 d的Shannon指數(shù)維持在較高水平且無顯著差異(P>0.05)，Simpson指數(shù)變化規(guī)律與Shannon指數(shù)相反(圖2-c、圖2-d)。綜上，隨著發(fā)酵時間延長，3層酒醅的α-多樣性指數(shù)變化規(guī)律基本一致，其中7、15和45 d是微生物α-多樣性變化較大的發(fā)酵節(jié)點。整體上，各層次酒醅微生物多樣性在發(fā)酵前期(0～7 d)均較高(Shannon指數(shù)為2.45～3.19)，隨后明顯或顯著下降(7～15 d)，最后保持相對穩(wěn)定(15～60 d，Shannon指數(shù)為0.56～1.08)；各層次酒醅微生物豐富度變化情況與多樣性變化規(guī)律相似，但45 d之后各層酒醅微生物豐富度繼續(xù)下降，60 d最低(Chao1指數(shù)為102.55～130.88)。這與王鵬等[12]、ZHANG等[26]和劉凡等[27]研究結(jié)果較為相似，這可能是由于發(fā)酵前期(0～7 d)各層酒醅含有從大曲帶入的大量微生物，且酒醅營養(yǎng)豐富、具有一定的含氧量及酸度較適宜等宜于微生物生長繁殖，使得該階段酒醅中微生物多樣性及豐度均較高[8]。發(fā)酵7 d后各層次酒醅菌群多樣性及豐度均開始下降，這可能是由于酒醅處于完全厭氧發(fā)酵狀態(tài)，對好氧氣微生物的生長產(chǎn)生了抑制作用，且醇、酸含量升高抑制了酒醅中大部分不耐酸細菌種群的生長[28]。

從空間分布分析(圖2)，除0 d外，中層酒醅微生物Shannon指數(shù)在發(fā)酵過程中一直高于上層和下層酒醅，而OTU、Chao1指數(shù)及Simpson指數(shù)在不同層次酒醅樣品間的高低順序隨發(fā)酵時間變化而變化且無明顯規(guī)律，如0 d上層酒醅Chao1指數(shù)最大但60 d時最小。除15 d中層酒醅OTU數(shù)量顯著高于其他2層酒醅，25 d上層酒醅Simpson指數(shù)顯著高于中層酒醅，以及60 d中層酒醅Shannon指數(shù)顯著高于其他2層酒醅外，同一發(fā)酵節(jié)點的3層酒醅之間的微生物α-多樣性指數(shù)均沒有顯著差異(P<0.05)。綜上，酒醅微生物群落α-多樣性在本研究選取的窖池中基本上沒有明顯的空間異質(zhì)性，與張大鳳等[3]和李家民等[11]研究結(jié)果存在較大差異，這可能是由于四川的濃香型白酒生產(chǎn)所使用的窖池普遍較大且上甑時甑數(shù)較多，其糟醅的分層工藝十分精細，不同層次酒醅的物料(大曲、原料、酒醅及輔料等)配比有所不同[2]，因而上、中、下層糟醅的理化結(jié)構(gòu)等差異較大，進而導(dǎo)致入池的各層次酒醅理化性質(zhì)(如酸度及營養(yǎng)等)存在較大差異，而本研究所取濃香型白酒企業(yè)發(fā)酵窖池內(nèi)上、中、下層酒醅具有相同的物料配比，不同層次酒醅理化性質(zhì)差異較小。因此，推測窖池各層次酒醅的物料配比是影響其微生物群落空間異質(zhì)性的主要因素。

a-OTUs；b-Chao1指數(shù)；c-Simpson指數(shù)；d-Shannon指數(shù)圖2 酒醅發(fā)酵過程中OTU、Chao1、Simpson及Shannon多樣性指數(shù)分析Fig.2 Analysis of diversity index of OTU, Chao1, Simpson and Shannon during the fermentation process注：a,b,c代表同一層酒醅在不同天數(shù)間存在顯著性差異(P<0.05)；A,B代表相同天數(shù)酒醅在不同層次間存在顯著性差異(P<0.05)

2.2 酒醅發(fā)酵過程中微生物群落β-多樣性分析

2.2.1 門水平上的微生物群落結(jié)構(gòu)分析

在所有酒醅樣品中共檢測到9個門(圖3)，包括厚壁菌門(Firmicutes)、變形菌門(Proteobacteria)、放線菌門(Actinobacteria)、擬桿菌門(Bacteroidetes)、藍細菌門(Cyanobacteria)、綠彎菌門(Chloroflexi)、Epsilonbacteraeota、螺旋體門(Spirochaetes)及酸桿菌門(Acidobacteria)，其中前5個門為酒醅優(yōu)勢菌門(每個樣品中含量>1%)，在每個樣品中總含量達到99.60%～99.99%。這與之前諸多報道一致，表明酒醅的共性特征(如高醇、高酸)是上述菌門富集的主要因素。

圖3 各層酒醅發(fā)酵過程中門水平上的菌群結(jié)構(gòu)Fig.3 Bacterial structure at phylum level of fermented grains at different locations during fermentation

以時間軸分析，隨著發(fā)酵時間延長，各層次酒醅優(yōu)勢菌門的數(shù)量均在發(fā)酵0～7 d最多(4～5個門)，隨后(7～15 d)顯著減少至1～3門并穩(wěn)定至發(fā)酵結(jié)束(表2)。以Firmicutes和Proteobacteria為例，F(xiàn)irmicutes含量呈先上升隨后穩(wěn)定的趨勢(表3)，從0 d的41.3%(各層含量平均值)明顯或顯著上升至7 d的70.7%，15 d后升至98%以上并穩(wěn)定至發(fā)酵結(jié)束；而Proteobacteria呈下降趨勢，由0 d的46.3%逐漸下降為7 d的20.7%，15 d時降至最低(0.8%)并穩(wěn)定至發(fā)酵結(jié)束，表明發(fā)酵過程中Firmicutes呈急劇上升趨勢且成為發(fā)酵后的唯一優(yōu)勢菌門，而其他優(yōu)勢菌門逐漸下降且發(fā)酵后期(15～60 d)很低(<1%)，與ZHANG等[6]、WANG等[13]和LI等[29]的報道一致。其中7和15 d是整個發(fā)酵過程中微生物組成變化的主要發(fā)酵節(jié)點，與上述α-多樣性研究結(jié)果吻合。

空間上，發(fā)酵前15 d上層和中層酒醅中優(yōu)勢菌門數(shù)量高于下層，15 d后中層優(yōu)勢菌門數(shù)量基本上高于其他2層。同一發(fā)酵節(jié)點下，各層酒醅優(yōu)勢菌門(綱/屬)數(shù)量無顯著差異(P>0.05，表2)。在整個發(fā)酵過程中，中層酒醅F(xiàn)irmicutes含量低于其他2層，而Proteobacteria高于其他2層，尤其是發(fā)酵前期(0～7 d)；發(fā)酵7 d時，中層的Actinobacteria、Bacteroidetes 和Cyanobacteria含量均高于其他2層。但是，除0 d各層次酒醅中Actinobacteria和Cyanobacteria的含量，以及15和60 d各層次酒醅中Bacteroidetes含量存在顯著差異外，同一發(fā)酵節(jié)點各層次酒醅優(yōu)勢菌門的含量幾乎均無顯著差異(P>0.05)，表明各層次酒醅原核微生物組成基本上沒有明顯的空間異質(zhì)性，與上述α-多樣性研究結(jié)果吻合。

注：將每個樣品中含量>1%的門、綱和屬定義為相應(yīng)分類水平下的優(yōu)勢微生物；每行不同小寫字母代表樣品間存在顯著性差異(P<0.05)(下同)

表3 門水平下優(yōu)勢微生物的平均相對豐度 單位：%

注：每列不同大寫字母代表該菌門在同一發(fā)酵時間節(jié)點下不同層次酒醅中的含量存在顯著差異(P<0.05)

2.2.2 屬水平上的微生物群落結(jié)構(gòu)分析

在屬水平上，所有酒醅樣品中共檢測到124個屬，通過Venn分析進一步比較酒醅微生物菌群的演替性和空間異質(zhì)性(圖4)。時間軸上，不同發(fā)酵節(jié)點酒醅樣品微生物屬及共有屬的數(shù)量均在發(fā)酵第7天(123和119個)后明顯減少并基本穩(wěn)定至發(fā)酵結(jié)束(60 d)，其中60 d酒醅屬數(shù)量最少(101和53個)，這與OTU分析結(jié)果一致(圖2-a)，這主要是由于普遍在發(fā)酵后期酒醅的酸度會呈現(xiàn)增加趨勢且營養(yǎng)成分隨之減少等[3-4,12,30]，進而導(dǎo)致大量微生物被淘汰。空間上，從7 d起，各層特有屬數(shù)量基本呈增加趨勢(45 d下層除外，L45)，尤其是下層酒醅，反映了不同層酒醅理化性質(zhì)在發(fā)酵后期存在差異，如重力作用導(dǎo)致下層含水量、黃水、酸、醇等含量高于其他2層[30]。從各層特有屬及共有屬的含量來看，不同發(fā)酵節(jié)點的各層酒醅共有屬的相對含量平均值約為99.9%，而各層特有屬總含量均很低(<0.07%)，表明各層酒醅共有屬一直為整個發(fā)酵過程中的主導(dǎo)微生物。特有屬含量雖少，但其是否對每層酒醅產(chǎn)香或微生態(tài)平衡等具有特定功能或貢獻尚不明晰，需進一步研究。

a-0 d；b-7 d；c-15 d；d-25 d；e-45 d；f-60 d圖4 每個發(fā)酵節(jié)點中不同位置酒醅菌群屬水平Venn圖Fig.4 Venn diagram of microbial flora at genus level of fermented grains at different locations in each fermentation time注：U、M、L分別代表上、中、下層；0,7,15,25,45,60分別代表發(fā)酵時間，d

將每個樣品中含量≥1%的屬定義為優(yōu)勢屬并將其用于熱圖分析，共發(fā)現(xiàn)28個優(yōu)勢屬，分別隸屬于7個綱(圖5)，其在每個樣品中的總含量為85.54%～99.87%。其中乳桿菌屬(Lactobacillus)、Kosakonia、大腸桿菌志賀氏菌屬(Escherichia-Shigella)、醋桿菌屬(Acetobacter)、泛菌屬(Pantoea)、芽孢桿菌屬(Bacillus)、鏈霉菌屬(Streptomyces)、克羅彭斯特菌屬(Kroppenstedtia)及片球菌屬(Pediococcus)在所有樣品中的平均相對含量>1%，與四川地區(qū)酒醅的優(yōu)勢菌基本一致[6-7,24-26]，同時存在一定差異，如Kosakonia和Escherichia-Shigella。

圖5 各層酒醅樣品中優(yōu)勢屬變化熱圖Fig.5 Heat map of dominant genera in fermented grains at different locations注：標(biāo)注下劃線的屬為7 d各層次酒醅中存在差異的屬

時間軸上，絕大多數(shù)優(yōu)勢屬含量在發(fā)酵7 d后明顯下降為非優(yōu)勢菌，而乳桿菌屬(Lactobacillus)明顯上升并成為發(fā)酵15～60 d酒醅的絕對優(yōu)勢菌(98%)，且?guī)缀跏俏ㄒ粌?yōu)勢菌(表2、圖5)，與之前諸多報道一致[6-7,12-13,26-27]?？臻g上，相同發(fā)酵節(jié)點下，不同層次酒醅微生物(屬水平)含量存在差異，而這種空間差異主要發(fā)生在發(fā)酵前7 d(圖5)，例如，發(fā)酵7 d時約有18個屬(圖5標(biāo)注下劃線的屬)的含量在各層次酒醅之間存在差異。明晰酒醅中微生物群落的演替性及空間異質(zhì)性能為白酒風(fēng)味物質(zhì)溯源及揭示其形成規(guī)律提供較強的理論指導(dǎo)。以乳酸為例，其為白酒中良好的呈味物質(zhì)，有助于增加白酒厚重感及降低白酒刺激感[8]，根據(jù)本研究的結(jié)果可以初步推測乳酸形成的主要微生物為乳桿菌屬(Lactobacillus)且主要在發(fā)酵后期形成，這也與其他文獻[6-7,12-13,26-27]報道的基本一致，同時，乳酸也主要在后期合成[28]。

2.3 酒醅微生物群落聚類分析

UPGMA層次聚類分析結(jié)果表明36個酒醅樣品大致聚為3簇(圖6-a)，其中第I簇(12個樣品)包含了全部的0和7 d酒醅，第Ⅱ簇(9個)包含了全部的15 d酒醅及3個25和45 d的酒醅，第Ⅲ簇(15個)全部為25～60 d的酒醅。表明酒醅微生物群落組成與發(fā)酵時間存在較好的關(guān)聯(lián)性，可將整個發(fā)酵周期劃分為發(fā)酵前期(0～7 d)、中期(7～15 d)和后期(15～60 d)3個階段，與肖辰等[8]研究結(jié)果基本一致。PCA分析(圖6-b)再次表明了所有酒醅樣品可以根據(jù)其發(fā)酵時間聚類，即0、7和15～60 d的酒醅樣品能較好地聚成3類。綜上，發(fā)酵時間為7和15 d是反映整個發(fā)酵過程中微生物群落β-多樣性動態(tài)變化的主要時間節(jié)點，與前面α-多樣性及群落組成分析結(jié)果一致。此外，各層次酒醅入窖時(0 d)微生物群落組成空間差異較小(圖6-b)，隨著發(fā)酵時間的延長，相同發(fā)酵節(jié)點的各層酒醅不能很好地聚在一起(圖6-a，如7 d上層JP7和JP8之間)或距離逐漸增大(圖6-b，如7 d上層酒醅U7)，反映了其發(fā)酵快慢程度出現(xiàn)了差異[29]。這種發(fā)酵速度差異對微生物群落組成造成的影響可能要強于空間位置，如發(fā)酵7、15 d上、中、下層酒醅不能有效地分別聚類，而不同層次間的酒醅相似度反而更高(圖6-b)，這可能是由于酒醅的均質(zhì)性偏差，如酒醅與其他物料拌勻程度無法完全一致及每個位置固、液、氣三相狀態(tài)的差異等因素，但具體原因需要更深入的研究。

a-UPGMA樹圖；b-PCA分析圖圖6 不同時間及各層酒醅間微生物群落β-多樣性的UPGMA樹和PCA分析圖Fig.6 UPGMA tree and PCA analysis of β - diversity of microbial community among fermented grains at different times and locations

3 結(jié)論

本研究基于高通量測序技術(shù)分析了賈湖酒業(yè)集團有限責(zé)任公司酒醅微生物菌群演替規(guī)律及空間分布。所有酒醅樣品共檢測到9個門、14個綱、124個屬，其中Firmicutes、Proteobacteria、Actinobacteria、Bacteroidetes和Cyanobacteria為酒醅優(yōu)勢菌門；在屬水平，乳桿菌屬是發(fā)酵15 d之后的酒醅中的絕對優(yōu)勢微生物。基于酒醅微生物群落組成可將整個發(fā)酵過程分為發(fā)酵前期(0～7 d)、中期(7～15 d)、后期(15～60 d)，其中發(fā)酵前期酒醅微生物物種多樣性及豐富度均顯著高于發(fā)酵后期。不同層次酒醅微生物群落α-和β-多樣性變化規(guī)律相似，且同一發(fā)酵節(jié)點的各層次酒醅微生物群落α-多樣性及門水平組成存在差異，但大多差異不顯著，這可能與本研究所取窖池中各層酒醅入池時的物料配比一致有關(guān)。發(fā)酵中、后期，每層特有優(yōu)勢屬的數(shù)量較多，但含量均很低。相同時間節(jié)點下各層酒醅聚類沒有明顯規(guī)律，即不同層酒醅微生物群落組成相似度要高于同層酒醅之間，表明不同層次酒醅發(fā)酵程度快慢對酒醅微生物群落差異造成的影響可能要強于空間位置，但造成酒醅發(fā)酵程度快慢的因素尚不明晰，需要進一步探究。此外，本研究僅從DNA水平揭示了不具有活性的微生物菌群結(jié)構(gòu)差異，后續(xù)需要進一步結(jié)合轉(zhuǎn)錄組學(xué)及代謝組學(xué)等方法深入分析不同位置活性微生物結(jié)構(gòu)差異。