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      植物microRNA響應(yīng)非生物脅迫研究進(jìn)展

      2018-05-28 06:09:45吳美婷楊曉玉羅淋淋莫蓓莘
      廣東農(nóng)業(yè)科學(xué) 2018年3期
      關(guān)鍵詞:逆境擬南芥調(diào)控

      吳美婷,楊曉玉,2,羅淋淋,莫蓓莘,劉 琳

      (1. 深圳大學(xué)生命與海洋科學(xué)學(xué)院/廣東省植物表觀遺傳學(xué)重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室,廣東 深圳 518060;2. 深圳大學(xué)光電工程學(xué)院/光電子器件與系統(tǒng)(教育部/廣東?。┲攸c(diǎn)實(shí)驗(yàn)室,廣東 深圳 518060)

      microRNA (miRNA)是一類長度約為20~24 nt的非編碼小RNA (small non-coding RNA),廣泛分布于各類動(dòng)植物中,在動(dòng)植物基因表達(dá)的調(diào)控中發(fā)揮關(guān)鍵作用。成熟miRNA是由RNA聚合酶Ⅱ(Pol-Ⅱ)轉(zhuǎn)錄產(chǎn)生初級轉(zhuǎn)錄本(primary-miRNA,pri-miRNA)、經(jīng)過核糖核酸酶DCL1 (DICER-LIKE 1)加工后形成的miRNA/miRNA*雙鏈聚合體而來,并且該過程可受一系列轉(zhuǎn)錄因子的調(diào)控[1]。成熟miRNA進(jìn)一步與Argonaute (AGO)蛋白等結(jié)合形成RISC復(fù)合體(RNA-induced silencing complex),通過直接切割靶基因mRNA或抑制靶基因翻譯,以及通過切割來源于PHAS位點(diǎn)的轉(zhuǎn)錄本產(chǎn)生的大量phasiRNA而間接作用于靶基因mRNA,實(shí)現(xiàn)對靶基因表達(dá)的抑制,進(jìn)而調(diào)控動(dòng)植物的生長發(fā)育進(jìn)程以及逆境響應(yīng)[2-3]。

      1993年,研究人員從秀麗隱桿線蟲(Caenorhabditis elegans)中發(fā)現(xiàn)了第一個(gè)miRNAlin-4,它是線蟲發(fā)育早期必需的調(diào)控因子。隨后,人們陸續(xù)在其他物種中發(fā)現(xiàn)了數(shù)以千計(jì)的miRNA。其中,在模式植物擬南芥(Arabidopsis thaliana)基因組中發(fā)現(xiàn)了325個(gè)miRNA基因,在重要的農(nóng)作物水稻(Oryza sativa)、玉米(Zea mays)以及園藝作物番茄(Solanum lycopersicum)中則分別發(fā)現(xiàn)了592、172、77個(gè)miRNA基因[4]。這些在植物中報(bào)道的miRNA多數(shù)具有高度的保守性,但同時(shí)呈現(xiàn)出一定的物種間差異性以及時(shí)空表達(dá)特異性,在植物根、莖、葉、花器官和果實(shí)的生長發(fā)育及生物和非生物逆境響應(yīng)中發(fā)揮著重要的調(diào)控作用。本文綜述了近年來植物miRNA的生物學(xué)特性及其參與非生物脅迫響應(yīng)調(diào)控方面的研究進(jìn)展,并探討了今后該領(lǐng)域研究的主要發(fā)展方向。

      1 miRNA的生物合成、降解及作用方式

      1.1 miRNA的生物合成

      圖1 miRNA的生物合成、降解及作用機(jī)制

      植物miRNA的生物合成是一個(gè)精確而復(fù)雜的過程(圖1)。經(jīng)典的miRNA生物合成是以Pol-Ⅱ作用下miRNA基因轉(zhuǎn)錄形成primiRNA開始,隨后pri-miRNA 折疊成一個(gè)特定的二級莖環(huán)(stem-loop)發(fā)夾結(jié)構(gòu),該發(fā)夾結(jié)構(gòu)可被具有核糖核酸酶活性的DCL1家族成員等形成的蛋白切割復(fù)合體(dicing body)識別并裂解形成70~350 nt的莖環(huán)狀前體(precusor miRNA,pre-miRNA),并在HYL1 (Hyponastic Leaves1)和SE (Serrate)的作用下被進(jìn)一步加工成miRNA/miRNA*復(fù)合體,該二聚體隨后經(jīng)HEN1 (Hua Enhancer1)甲基轉(zhuǎn)移酶甲基化修飾并在HST (HASTY)蛋白作用下出核,成熟miRNA與AGO蛋白可結(jié)合形成RISC復(fù)合體調(diào)控靶基因的表達(dá)[3-6]。進(jìn)一步研究發(fā)現(xiàn),CBP20 (Cap-binding Protein20)和CBP80 (Capbinding Protein80)在miRNA合成過程中發(fā)揮著與SE和HYL1類似的功能,同時(shí)剪接因子RS40和RS41以及RNA結(jié)合蛋白HOS5也直接參與miRNA的合成,并且RNA結(jié)合蛋白SE和HYL1與DCL之間的互作是調(diào)控pri-miRNA加工的重要機(jī)制[3,7-8]。

      1.2 miRNA的降解

      成熟miRNA的穩(wěn)定性對于其功能的正常發(fā)揮具有重要意義。植物在長期進(jìn)化過程中形成了多種機(jī)制以維持體內(nèi)miRNA水平的穩(wěn)定。HEN1介導(dǎo)的miRNA 3′末端核糖2′-O-甲基化修飾是維持成熟miRNA穩(wěn)定性的重要機(jī)制之一。HEN1是一個(gè)Mg2+依賴型的甲基轉(zhuǎn)移酶,可與DCL1/HYL1/miRNA復(fù)合物結(jié)合,將甲基從輔因子S-腺苷-L-甲硫氨酸轉(zhuǎn)移到雙鏈miRNA分子3′末端核苷酸的2′-OH基團(tuán)上,避免其尿苷酸化和降解。SDN (SMALL RNA DEGRADING NUCLEASE)蛋白具有3′→5′核酸外切酶的活性,可介導(dǎo)2′-O-甲基化miRNA由3′→5′的降解,限制miRNA在擬南芥中的積累;SDN蛋白的失活可導(dǎo)致miRNA豐度增加和植物發(fā)育異常,離體實(shí)驗(yàn)表明,AGO10結(jié)合的miR165/166對SDN1的作用敏感,AGO10可通過促進(jìn)SDN1和SDN2介導(dǎo)的miR165/166的降解來減少miR165/166在體內(nèi)積累[3]。核苷酸轉(zhuǎn)移酶HESO1 (Hen1 Suppressor1)和URT1 (UTP:RNA Uridylyltransferase1)介導(dǎo)的miRNA的尿苷化降解也是植物體內(nèi)避免成熟miRNA過量積累的重要機(jī)制,HESO1和URT1通過參與miRNA 3′端的加尾影響miRNA的降解和活性;HESO1和URT1均可向未被甲基化修飾miRNA的3′端添加寡聚尿苷酸尾使其降解,但二者對miRNA 3′端核苷酸具有不同的偏好,HESO1優(yōu)先催化3′端以U結(jié)尾的miRNA加尾,而URT1則優(yōu)先催化3′端以A結(jié)尾的miRNA 加尾[8]。

      1.3 miRNA的作用方式

      圖2 miRNA參與植物生長發(fā)育的調(diào)控

      miRNA可通過剪切或者翻譯抑制的方式對靶基因的表達(dá)進(jìn)行調(diào)控,進(jìn)而影響植物的生長發(fā)育過程,包括根的形成、莖葉的發(fā)育、花器官的形成、果實(shí)的發(fā)育等(圖2)。miRNA可能調(diào)控一類靶基因家族的多個(gè)靶基因成員,同一類靶基因也可能參與植物的多種生長發(fā)育調(diào)控過程。靶基因mRNA上與miRNA互補(bǔ)的區(qū)域通常被稱作miRNA響應(yīng)元件(miRNA response element,MRE),植物中的MRE大多分布在靶基因的編碼區(qū)以及5′和3′非翻譯區(qū)(untranslated region,UTR)。當(dāng)miRNA與靶基因mRNA上的MRE完全互補(bǔ)或幾乎完全互補(bǔ)時(shí),RISC復(fù)合體中的AGO可使靶基因的上MRE與miRNA 序列配對區(qū)域第10~11位核苷酸之間的磷酸二酯鍵發(fā)生裂解,裂解產(chǎn)物隨后進(jìn)一步被核酸外切酶降解。miRNA介導(dǎo)的轉(zhuǎn)錄產(chǎn)物裂解屬于轉(zhuǎn)錄后水平的調(diào)節(jié),是植物中miRNA調(diào)控靶基因表達(dá)的主要途徑。此外,當(dāng)miRNA與靶基因的MRE序列不完全互補(bǔ)時(shí),它可通過與靶基因MRE的不完全互補(bǔ)配對進(jìn)而阻抑靶基因mRNA的翻譯過程,該途徑對mRNA的穩(wěn)定性無影響,屬于翻譯水平的基因調(diào)節(jié),可由靶基因的mRNA與蛋白豐度的不一致所反映,該過程主要發(fā)生在植物細(xì)胞的內(nèi)質(zhì)網(wǎng)結(jié)構(gòu),需要AMP1 (Altered Meristem Program1)蛋白參與介導(dǎo)實(shí)現(xiàn)[9]。

      表1 miRNA對植物非生物脅迫的響應(yīng)

      2 miRNA參與植物的非生物脅迫應(yīng)答調(diào)控

      溫度、光照、水分和礦質(zhì)元素等是植物生長發(fā)育所必需的環(huán)境因子。由于外部環(huán)境因子的多變性,植物常常會(huì)面臨一種或多種不利環(huán)境因子的脅迫,影響正常的生長發(fā)育過程。環(huán)境脅迫分為生物和非生物脅迫,其中非生物脅迫主要是指干旱脅迫、鹽脅迫、高低溫脅迫、養(yǎng)分脅迫以及重金屬脅迫等。在長期的進(jìn)化過程中,植物形成了一系列響應(yīng)各種非生物脅迫的機(jī)制,其中miRNA介導(dǎo)的非生物脅迫響應(yīng)網(wǎng)絡(luò)是植物應(yīng)答各種非生物脅迫的重要機(jī)制之一。表1總結(jié)了近年報(bào)道的參與植物非生物脅迫響應(yīng)的主要miRNA。非生物脅迫下,植物可通過調(diào)節(jié)某些miRNA的表達(dá)或者產(chǎn)生一些新的miRNA來調(diào)節(jié)自身對脅迫的耐受性,以便在逆境下得以生存。與動(dòng)物相比,盡管植物中miRNA調(diào)控的靶基因在全部基因中所占比重較低,但由于這些靶基因大多為轉(zhuǎn)錄因子,因此miRNA參與的植物逆境響應(yīng)機(jī)制更為復(fù)雜。

      2.1 干旱脅迫

      干旱是世界性的生態(tài)危機(jī),也是制約農(nóng)業(yè)生產(chǎn)的主要脅迫之一,闡明植物的耐旱機(jī)制、培育耐旱品種、提高水資源的利用率是今后農(nóng)業(yè)科研中亟需解決的問題。在擬南芥中,miR156、miR159、miR160、miR165、miR169、miR171、miR319、miR394和miR395等均可響應(yīng)干旱脅迫,且干旱脅迫程度不同,miRNA的響應(yīng)趨勢亦存在差異[11]。干旱脅迫下,脅迫敏感水稻的旗葉中 miR159f、miR397、miR398b、miR408-3p、miR528-5p、amiR1871和 miR2878-5p的表達(dá)量顯著下調(diào),而脅迫鈍感水稻的上述7類miRNA的表達(dá)量顯著上調(diào),表明這些miRNA可能在水稻耐旱性的調(diào)控中發(fā)揮著至關(guān)重要的作用[32]。植物的miRNA對干旱脅迫的響應(yīng)可通過調(diào)控ABA (Abscisic Acid)依賴型靶基因的表達(dá)來實(shí)現(xiàn)[18]。植物體內(nèi)部分miRNA基因如擬南芥miR167和miR393等的啟動(dòng)子區(qū)域含有ABA信號途徑的響應(yīng)元件(ABA-response elements,ABREs),可直接響應(yīng)干旱脅迫下ABA信號途徑的變化,進(jìn)而影響下游靶基因如生長素受體基因TIR1/AFB2 (Transport Inhibitor Response/Auxin Signaling F-Box2)和生長素響應(yīng)因子ARF8 (auxin response factor8)等的表達(dá),調(diào)控植物的生理生化過程及生長發(fā)育進(jìn)程來適應(yīng)外部環(huán)境中的水分供應(yīng)不足[33]。ABA亦可通過miR159介導(dǎo)的轉(zhuǎn)錄因子如MYB101和MYB33的降解來調(diào)控植物對干旱脅迫的適應(yīng)[33]。miRNA介導(dǎo)的ABA非依賴型靶基因表達(dá)的調(diào)控也是植物干旱脅迫響應(yīng)的重要機(jī)制。干旱脅脅迫下,植物體可產(chǎn)生大量的乙烯,繼而激活乙烯信號通路蛋白基因EIN2 (Ethylene Insensitive2),抑制miR164的表達(dá)并促進(jìn)其下游靶基因NAC1 (Nucleus Accumbens-Associated1)和ORE1 (Oresara1)等的表達(dá),加速葉片衰老,降低植株的蒸騰作用,提高植物的保水及耐旱性[33]。此外,miR408還可通過調(diào)控質(zhì)藍(lán)素等銅結(jié)合蛋白基因的表達(dá),進(jìn)而引起DREB(Dehydration Responsive Element Binding)和其他干旱響應(yīng)基因的差異表達(dá),提高植物的耐旱性[32]。

      綜上,多種miRNA可參與植物對干旱脅迫響應(yīng)的調(diào)控,進(jìn)而影響其耐旱性,然而與目前所鑒定出的大量響應(yīng)干旱脅迫的miRNA相比,進(jìn)行功能驗(yàn)證的miRNA數(shù)量仍相對較少,對其進(jìn)行深入研究將有助于我們更好地理解干旱脅迫下miRNA參與響應(yīng)的具體分子機(jī)制。

      2.2 鹽脅迫

      植物體內(nèi)多個(gè)miRNA介導(dǎo)的調(diào)控途徑均可響應(yīng)鹽脅迫。鹽脅迫下擬南芥中miR156、miR158、miR159、miR161、miR165、miR167、miR168、miR169、miR171、miR173、miR319、miR393、miR394、miR396和 miR397的表達(dá)上調(diào),而miR398的表達(dá)則顯著降低[21]。Sun等[12]研究了大豆根尖分生組織中miRNA對鹽脅迫的響應(yīng),發(fā)現(xiàn)miR156g、miR156j、miR172f、miR390e、miR399a、miR1511、miR2111b、miR2111c和miR2111f參與了大豆根系耐鹽性的調(diào)控。水稻miRNA對鹽脅迫的響應(yīng)具有明顯的品種間差異,在抗鹽水稻品種中miR156j、miR390和miR5817等的表達(dá)受到顯著抑制,而miR168a和miR535-5p等的表達(dá)則顯著升高;然而在鹽敏感品種中上述miRNA的表達(dá)則呈現(xiàn)截然相反的趨勢[34]。鹽脅迫下桑樹(Morus alba)有12個(gè)miRNA的表達(dá)與正常生長條件下相比具有顯著差異,其中表達(dá)量顯著上升的有novel-19*、novel-68、miR398a和 miR408,而 novel-6ae、novel-50、novel-65、miR394*、miR395、miR395*、miR827和miR2111的表達(dá)則顯著下降[35]。除了轉(zhuǎn)錄水平上的響應(yīng),miRNA轉(zhuǎn)錄后的加工過程亦可對鹽脅迫發(fā)生響應(yīng),從而影響成熟miRNA在植物體內(nèi)的積累。研究表明,鹽脅迫下盡管成熟miR161和miR173的豐度顯著上升,但是其初級轉(zhuǎn)錄本的水平卻呈現(xiàn)下調(diào)的趨勢[36],這種不一致性可能是由鹽脅迫下AGO1對兩個(gè)miRNA在胞質(zhì)及核內(nèi)的差異調(diào)控所致,首先在胞質(zhì)內(nèi)AGO1可與miRNA形成RISC復(fù)合體,提高miRNA的穩(wěn)定性,而在細(xì)胞核內(nèi),AGO1則可結(jié)合于基因組中miRNA基因莖環(huán)結(jié)構(gòu)的編碼區(qū)域,抑制miRNA基因的轉(zhuǎn)錄,導(dǎo)致miRNA初級轉(zhuǎn)錄本豐度的下降[37]。此外,miRNA還可通過影響生長素信號途徑參與植物對鹽脅迫響應(yīng)的調(diào)控。研究發(fā)現(xiàn),鹽脅迫可誘導(dǎo)擬南芥miR393的表達(dá),進(jìn)而抑制TIR1和AFB2的表達(dá),激發(fā)體內(nèi)的鹽脅迫響應(yīng)途徑,提高擬南芥的耐鹽性,這與擬南芥tir1/afb2 雙突變體的耐鹽性顯著提高的研究結(jié)果一致[19]。

      盡管目前已鑒定出多種植物的大量miRNA均可響應(yīng)鹽脅迫,但除少量miRNA調(diào)控機(jī)制的研究較為透徹以外,多數(shù)miRNA參與介導(dǎo)的鹽脅迫響應(yīng)調(diào)控機(jī)制仍不清楚,有必要在今后工作中進(jìn)一步研究。

      2.3 高溫與低溫脅迫

      由于地理?xiàng)l件的差異以及季節(jié)的變化,植物在生長發(fā)育過程中常常面臨各種極端的溫度條件,這對植物的生長發(fā)育和產(chǎn)量形成極為不利。Li等[38]利用高通量測序技術(shù)研究了褪黑素緩解冷脅迫對西瓜(Citrullus lanatus)傷害過程中miRNA的變化,發(fā)現(xiàn)有50個(gè)miRNA的表達(dá)響應(yīng)褪黑素處理呈顯著上調(diào)或下調(diào)趨勢,其中部分下調(diào)miRNA的靶基因可參與逆境信號轉(zhuǎn)導(dǎo)或者對植物具有保護(hù)和解毒功能,mRNA-seq結(jié)果顯示這些靶基因在褪黑素處理下表達(dá)量均顯著提高,表明miRNA介導(dǎo)的調(diào)控網(wǎng)絡(luò)可能參與了褪黑素對西瓜耐寒性的調(diào)控。水稻的miRNA可通過CBF(C-repeat binding transcription factor)依賴的途徑來調(diào)節(jié)其耐寒性,其中miR319的表達(dá)下調(diào)可誘導(dǎo)其靶基因PCF5 (Proliferating Cell Factor5)、PCF6、PCF8和TCP21的表達(dá),繼而激活冷應(yīng)激基因DREB1A/1B/1C和DREB2A,增加滲透調(diào)節(jié)物質(zhì)的含量,增強(qiáng)水稻的耐寒性;而miR394和miR397則是水稻耐寒性的正調(diào)控因子[20]。

      miRNA可參與植物對高溫脅迫的響應(yīng),但表現(xiàn)出明顯的種間差異。例如在高溫脅迫下小麥(Triticum aestivum)的miR160、miR166和 miR167表達(dá)量顯著上升[17],而毛白楊(Populus tomentosa) miR160的表達(dá)則顯著下降[13]。Liu 等[17]檢測了不同品種水稻 miRNA對高溫脅迫的響應(yīng),發(fā)現(xiàn)miR159a.1、miR159b和miR528-3p的表達(dá)在高溫耐受型品種中受到抑制,但在敏感品種中被誘導(dǎo);然而miR396e-5p和miR396f-5p的表達(dá)在高溫耐受型品種中顯著上調(diào),但在高溫敏感品種中表達(dá)則顯著下調(diào);此外,miR164d、miR166i-3p、miR168a-3p和miR397b在高溫脅迫處理后,無論是耐受型還是敏感型品種其表達(dá)量均呈顯著降低的趨勢。與野生型相比,過表達(dá)小麥miR159的轉(zhuǎn)基因水稻對高溫處理更敏感[14],表明高溫處理小麥中miR159的下調(diào)可能參與高溫響應(yīng)相關(guān)的信號通路,從而提高了小麥的耐熱性。miR173-TAS1-HTT(heat-induced TAS1target)-HSF(heat stress transcription factors)和miR398-CSD(Copper/Zinc Superoxide Dismutase1) /CCS(Copper Chaperone For Sod1)-HSF途徑是目前研究較為清楚的植物參與熱應(yīng)激反應(yīng)的重要途徑。其中,miR173-TAS1可在熱脅迫下被抑制,繼而其下游熱脅迫響應(yīng)基因HTT1和HTT2高度表達(dá),促進(jìn)HSF基因的表達(dá)及積累,提高植物的耐熱性;不同于miR173,miR398是通過HSP (heat shock protein)的積累來感應(yīng)熱脅迫,進(jìn)而調(diào)節(jié)其下游靶基因CSD1、CSD2和CCS的表達(dá),影響植物體內(nèi)ROS (Roactive Oxygen Species)的積累和耐熱性[39]。

      盡管越來越多的證據(jù)表明miRNA在植物響應(yīng)極端溫度脅迫時(shí)發(fā)揮著重要的調(diào)控作用,但目前對其具體的調(diào)控機(jī)制仍有許多不明之處,需要在今后研究中逐步解析,并應(yīng)用于農(nóng)作物的遺傳改良中。

      2.4 養(yǎng)分脅迫

      礦物元素如氮、磷和硫等是植物生長、發(fā)育和產(chǎn)量形成所必需的營養(yǎng)元素。Ren等[18]利用小RNA測序分析了低氮脅迫下毛果楊(Populus trichocarpa)中miRNA表達(dá)的變化,鑒定出7個(gè)保守miRNA家族(miR159a/b、miR160e-3p、miR166a-m、miR169a/b-5p/c、miR172a/b-3p/c/f、miR396c/d/e-5p和 miR475a-3p/b-3p)和 1個(gè)毛果楊特有miRNA (miR6427-3p)的表達(dá)顯著降低,而3個(gè)miRNA家族(miR395b-k、miR396a/b和miR396e-3p)的表達(dá)則顯著上升,表明miRNA在植物氮響應(yīng)中發(fā)揮著重要的調(diào)控作用。與正常供氮條件下的植株相比,低氮脅迫處理的菊花(Chrysanthemum morifolium)根系中有28個(gè)miRNA上調(diào),53個(gè)下調(diào);而在葉片中則有40和61個(gè)miRNA 分別呈現(xiàn)上調(diào)和下調(diào)的趨勢,其中低氮脅迫下miR169a的下調(diào)可促進(jìn)NFYA(Nuclear Transcription Factor-Y Alpha) 基因的表達(dá),以調(diào)節(jié)氮的轉(zhuǎn)運(yùn),促進(jìn)菊花對低氮環(huán)境的適應(yīng)[24],這與擬南芥中的研究結(jié)果一致[40],暗示miR169a-NFYA參與的低氮適應(yīng)機(jī)制在高等植物中可能具有一定的保守性。miRNA對植物氮信號途徑成員的調(diào)控可能是其響應(yīng)氮脅迫的重要機(jī)制之一。在氮信號途徑中,生長素受體AFB3受到氮信號和miR393的雙重調(diào)控,其中氮信號表現(xiàn)為正調(diào)控,而miR393則負(fù)調(diào)控AFB3的表達(dá),當(dāng)?shù)毓?yīng)異常時(shí),AFB的表達(dá)呈現(xiàn)為氮信號及miR393共調(diào)控的結(jié)果,隨后經(jīng)生長素信號途徑中的Aux/IAA以及ARF等的傳遞,最終影響植物的NAC4和OBP4基因表達(dá),調(diào)控植物對氮脅迫的適應(yīng)性[41]。

      無機(jī)態(tài)磷是一種十分重要的礦質(zhì)元素,是植物能量供給、遺傳物質(zhì)構(gòu)成所必須的,缺磷可導(dǎo)致植物根系形態(tài)建成的異常,影響植物的正常生長發(fā)育[54]。植物的miR399是最早發(fā)現(xiàn)的與體內(nèi)磷代謝相關(guān)的miRNA,可靶向磷轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白和泛素連接酶基因,在維持磷的平衡上起著重要作用。低磷脅迫下玉米幼苗根系中12個(gè)miRNA的表達(dá)量發(fā)生顯著變化,其中2個(gè)屬于保守的miRNA家族(miR156和miR399b),其余10個(gè)為禾本科特有的miRNA,其中miR399b和玉米特有的miR3具有共同的靶基因磷轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白基因PT1 (Phosphate Transporter1)和PT2[10],暗示miR399b和miR3可能直接參與玉米磷酸鹽代謝調(diào)節(jié)。水稻miR399在低磷脅迫下表達(dá)量下調(diào),從而抑制LTN1 (Leaf Tip Necrosis1)的表達(dá),激活多種營養(yǎng)吸收相關(guān)基因如PTs(phosphate transporters)和磷饑餓誘導(dǎo)基因PSIGs(phosphate starvation-inducible genes)的表達(dá),提高水稻對低磷脅迫的耐受性[42]。缺磷脅迫下,擬南芥的miR399表達(dá)上調(diào)并促進(jìn)編碼泛素E2結(jié)合酶的PHO2 (PHOSPHATE2)mRNA的切割;時(shí)空表達(dá)分析結(jié)果顯示芽中miR399對缺磷脅迫的響應(yīng)早于根[43],這可能與miR399可作為信號分子進(jìn)行長距離運(yùn)輸有關(guān),但具體的轉(zhuǎn)運(yùn)機(jī)制目前仍不清楚。磷饑餓下大豆根系和葉片中的miR169f、miR399a、miR399b、miR399c和miR399d等25個(gè)miRNA受到誘導(dǎo),且葉中的表達(dá)水平顯著高于根中;而miR169c和miR169r等11個(gè)miRNA的表達(dá)則被抑制[23]。miR156-SPL3 (Squamosa-Promoter Binding Protein-Like3)-Pht1.5/PLDZ2(phospholipase DZ2)/miR399f和MYB2-miR399f通路是植物低磷脅迫響應(yīng)調(diào)控機(jī)制的重要組成部分。首先,低磷條件下擬南芥PHR1可促進(jìn)miR156的表達(dá),從而抑制其下游靶基因SPL3的表達(dá),而SPL3則能通過結(jié)合啟動(dòng)子中的GATC元件對PLDZ2、Pht1.5和miR399f進(jìn)行調(diào)控,調(diào)節(jié)擬南芥的低磷耐受性[44],此外,擬南芥中轉(zhuǎn)錄因子MYB2和miR399f可在相同組織中表達(dá),MYB2可直接結(jié)合到miR399f 啟動(dòng)子中的MYB結(jié)合位點(diǎn)并正向調(diào)節(jié)miR399f的表達(dá),磷饑餓處理可誘導(dǎo)MYB2的表達(dá),進(jìn)而促進(jìn)miR399f的表達(dá)以維持體內(nèi)磷代謝的穩(wěn)定;過表達(dá)MYB2可導(dǎo)致擬南芥轉(zhuǎn)基因植株的根系形態(tài)建成異常[45]。Lin 等[31]通過 Northern blot和原位雜交實(shí)驗(yàn)分析了低磷脅迫下水稻miR827的表達(dá),發(fā)現(xiàn)磷饑餓處理可顯著提高miR827在水稻葉肉、表皮和根中的表達(dá),同時(shí)其靶基因SPX(SYG1/PHO8/XPR1)-MFS1 (Major Facility Superfamily1)的表達(dá)顯著減少;而其靶基因SPX-MFS2 mRNA的積累在磷饑餓下則顯著增強(qiáng),反映了水稻miR827與其兩個(gè)靶基因參與磷代謝調(diào)節(jié)的復(fù)雜性。

      植物可吸收環(huán)境中的無機(jī)硫元素并進(jìn)一步同化為有機(jī)態(tài)硫,并以甲硫氨酸和半胱氨酸的形式參與一系列的生物及化學(xué)過程,因此在全球硫循環(huán)中發(fā)揮著極為重要的橋梁作用。研究發(fā)現(xiàn)擬南芥中miR156、miR160、miR164、miR167、miR168、miR394和 miR395的表達(dá)在低硫脅迫下均發(fā)生了變化[46]。低硫環(huán)境可通過促進(jìn)擬南芥硫同化途徑關(guān)鍵轉(zhuǎn)錄因子SLIM1(Sulfur Limitation1)的表達(dá),促進(jìn)根和葉中的miR395的表達(dá),與此同時(shí),APS1 (ATP Sulfurylse1)、APS4和芽中SULTR2.1 (Sulfate Transporter2.1)的表達(dá)均發(fā)生了下調(diào),而APS3和根系中SULTR2.1的表達(dá)卻呈現(xiàn)明顯的上調(diào)趨勢,組織特異性表達(dá)分析結(jié)果顯示,miR395主要在韌皮部伴胞中表達(dá),而SULTR2.1主要在木質(zhì)部的薄壁細(xì)胞中表達(dá)[46],這種表達(dá)的空間異位可能有利于硫元素通過木質(zhì)部從根系向芽中的轉(zhuǎn)運(yùn)。Yuan等[28]克隆了一個(gè)來自水稻的miR395基因并研究了其對植物營養(yǎng)脅迫的響應(yīng),結(jié)果表明硫缺乏可誘導(dǎo)水稻miR395的表達(dá)及兩個(gè)靶基因表達(dá)的下調(diào);過表達(dá)水稻miR395h的轉(zhuǎn)基因煙草中,硫酸轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白基因SULTR2的表達(dá)受到抑制,打破了硫酸鹽代謝的平衡,并對不同時(shí)期葉片中硫酸鹽的分配產(chǎn)生了影響。

      隨著研究的逐步深入,越來越多營養(yǎng)脅迫響應(yīng)相關(guān)miRNA不斷被發(fā)現(xiàn),由其介導(dǎo)的響應(yīng)調(diào)控機(jī)制也開始逐步被解析,這為作物營養(yǎng)特性的遺傳改良工作提供了更多的思路,并可促進(jìn)減肥增效工作的開展以及綠色生態(tài)農(nóng)業(yè)的發(fā)展。

      2.5 金屬離子脅迫

      miRNA在植物響應(yīng)重金屬脅迫中發(fā)揮著重要作用。鎘毒害嚴(yán)重影響植物正常的生長發(fā)育,危害農(nóng)業(yè)生產(chǎn)的可持續(xù)發(fā)展。Qiu等[16]研究了鎘脅迫下小麥miRNA表達(dá)的變化,發(fā)現(xiàn)根系和葉片中miR159、miR408以及根系中miR398與其對應(yīng)的靶基因MYB3、CLP(Cardiac Lineage Protein)和CSD(N-Chlorosulfonyl Dicyclohexylamine)的表達(dá)水平呈顯著負(fù)相關(guān),表明miRNA可能參與小麥對鎘脅迫響應(yīng)的調(diào)控。鎘脅迫下水稻成熟miR390的豐度顯著降低,而其靶基因SRK(Serine/Threonine-Protein Kinase)的表達(dá)則明顯升高;與野生型相比,過表達(dá)miR390的轉(zhuǎn)基因水稻SRK的表達(dá)被顯著抑制,對鎘脅迫的耐受性降低[26],暗示miR390可能是水稻耐鎘性的負(fù)調(diào)控因子之一。與野生型油菜(Brassica napus)相比,過表達(dá)miR395可抑制鎘由根系向到芽的轉(zhuǎn)運(yùn),同時(shí)金屬耐受型基因如PCS1 (Phytochelatin Synthases1)、HO1(Heme Oxygenase1)和SULTR1.1的表達(dá)上調(diào),顯著提高了對鎘脅迫的耐受性,從而使產(chǎn)量增加[47]。

      miRNA在植物對鋁脅迫的響應(yīng)中起著關(guān)鍵的調(diào)控作用。Lima等[22]檢測了鋁脅迫下粳稻和秈稻根系miRNA表達(dá)量的變化,鑒定出粳稻根中有19個(gè)miRNA響應(yīng)鋁脅迫,而在秈稻根中僅有8個(gè),其中miR393b、miR395a、miR398a、miR398b和miR408在粳秈稻中均表現(xiàn)為下調(diào),miR168a、miR399和miR528均為上調(diào),暗示miRNA介導(dǎo)的鋁脅迫響應(yīng)調(diào)控機(jī)制在水稻中具有一定的保守性。Burklew等[29]研究發(fā)現(xiàn)煙草中miR395、miR397、miR398和miR399的表達(dá)在鋁脅迫下顯著增加;Zeng等[48]以鋁脅迫處理的大豆幼苗根系為試材構(gòu)建了小RNA和降解組文庫并利用高通量測序技術(shù)進(jìn)行了分析,鑒定出30個(gè)響應(yīng)鋁脅迫的miRNA及其下游調(diào)控的靶基因68個(gè)。植物的miR393-TIR1/AFB途徑是鋁毒害下調(diào)控根系生長的重要機(jī)制之一。首先,鋁脅迫可導(dǎo)致大麥中miR393的表達(dá)下調(diào),繼而提高了其靶基因TIR1/AFB的表達(dá),促進(jìn)了根尖中的生長素信號傳導(dǎo),抑制根的伸長;其次,鋁脅迫也可能促進(jìn)局部生長素的生物合成或極性運(yùn)輸,有助于提高根尖對生長素變化的響應(yīng)以及脅迫環(huán)境的適應(yīng)[27]。

      銅元素既是植物的必需營養(yǎng)元素,也是一類重要的重金屬污染物。菜豆(Phaseolus vulgaris)的miR398b和靶基因CSD1和Nod19(Nodulation19) 在根、根瘤及葉片中表達(dá),并可響應(yīng)銅虧缺與毒害兩種逆境,表明miR398b對維持菜豆體內(nèi)銅元素的穩(wěn)態(tài)具有重要的調(diào)控作用;過表達(dá)miR398的轉(zhuǎn)基因菜豆和煙草中CSD1和Nod19的表達(dá)受到抑制,銅毒害等脅迫條件下ROS大量產(chǎn)生,植物抗性降低[30]。然而,目前關(guān)于miR398其他家族成員在響應(yīng)銅脅迫中的功能尚不清楚,miR398在其他植物中是否參與對銅脅迫的響應(yīng)還有待驗(yàn)證。Liu等[15]利用高通量測序技術(shù)分析了銅脅迫下蘿卜中miRNA的表達(dá)變化,發(fā)現(xiàn)與對照植株相比,有54個(gè)已知和16個(gè)新型miRNA在銅脅迫下的表達(dá)差異顯著,其靶基因多為轉(zhuǎn)錄因子如SPLs、MYBs、ERFs(Ethylene-Responsive Transcription Factors)和bZIPs(Basic Leucine Zippers)等,可進(jìn)一步調(diào)控銅轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白HMAs(Heavy Metal ATPases)、YSLs(Yellow Stripe-like1Transporter)和ABCs(ATP-Binding Cassette-Transporters)的表達(dá),影響銅的吸收和體內(nèi)的平衡。轉(zhuǎn)錄因子SPL7在miRNA對銅脅迫的響應(yīng)中發(fā)揮著重要的橋梁作用。首先銅缺乏可促進(jìn)SPL7的表達(dá),繼而通過結(jié)合于銅脅迫響應(yīng)miRNA基因如miR397a、miR398b/c和miR857以及銅轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白基因COPT1 (copper transporter1)、COPT2和COPT6啟動(dòng)子的GATC順式作用元件上,誘導(dǎo)其表達(dá)并抑制miRNA靶基因的轉(zhuǎn)錄,提高植物對銅離子的吸收及轉(zhuǎn)運(yùn);相反,銅毒害會(huì)導(dǎo)致SPL7失活,受SPL7轉(zhuǎn)錄激活的miRNA以及銅轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白基因等的表達(dá)下調(diào),降低銅的吸收,提高植物對銅毒害的耐受性[49]。此外,錳脅迫可誘導(dǎo)大豆菌根中miR172的表達(dá)顯著升高,進(jìn)而抑制其靶基因AP2的表達(dá),暗示miRNA 亦可參與植物對錳脅迫響應(yīng)的調(diào)控[50]。

      目前土壤的重金屬污染問題呈逐漸加重的趨勢,miRNA作為一類重要的調(diào)控因子,在植物的重金屬脅迫響應(yīng)中發(fā)揮著重要作用,隨著其調(diào)控機(jī)制的逐步闡明、基因操控技術(shù)的革新,對miRNA及其調(diào)控途徑進(jìn)行操控可能成為改善植物對重金屬脅迫耐受性的重要途徑,服務(wù)于重金屬污染土壤的利用。

      2.6 其他非生物脅迫

      miRNA介導(dǎo)的調(diào)控網(wǎng)絡(luò)也可響應(yīng)機(jī)械傷害、氧化及缺氧等其他形式的非生物脅迫。例如,機(jī)械脅迫下毛果楊22個(gè)miRNA的表達(dá)發(fā)生了顯著變化,其靶基因多為發(fā)育和脅迫相關(guān)的基因,這與毛果楊在機(jī)械脅迫下的適應(yīng)性生長具有高度地一致性[48]。在水稻中,miR169、miR397、miR827和miR1425 的表達(dá)水平在高H2O2條件下顯著升高,而miR172則顯著降低[52];過表達(dá)OsmiR529的水稻可通過抑制其靶基因OsSPL2/OsSPL14的表達(dá),激活下游活性氧清除酶類如SOD(Superoxide Dismutase)、POD(Peroxidase)等的表達(dá),提高植物對氧化脅迫的耐受性[53],表明miRNA的調(diào)控網(wǎng)絡(luò)與氧化脅迫具有一定的關(guān)聯(lián)性。

      3 展望

      3.1 植物miRNA的代謝

      自20世紀(jì)90年代被發(fā)現(xiàn),經(jīng)過20多年的發(fā)展,植物miRNA領(lǐng)域的研究取得了長足進(jìn)步,大量有關(guān)植物miRNA生物合成、降解以及作用機(jī)制的研究揭示了miRNA在植物體內(nèi)主要的代謝途徑,對該途徑中更多關(guān)鍵因子的克隆和功能鑒定將使得人們對miRNA代謝通路的認(rèn)識更加完整和清晰。但有關(guān)miRNA代謝過程發(fā)生的具體亞細(xì)胞定位還有待進(jìn)一步探討,如AGO1蛋白如何在細(xì)胞核、細(xì)胞質(zhì)以及內(nèi)質(zhì)網(wǎng)上進(jìn)行分配和執(zhí)行功能?蛋白切割復(fù)合體如何在細(xì)胞核內(nèi)形成和行使切割功能?miRNA介導(dǎo)的靶基因切割發(fā)生在細(xì)胞內(nèi)的什么位置?同時(shí),目前對于植物miRNA在翻譯水平調(diào)控的靶基因的鑒定及分子機(jī)制研究仍相對匱乏,有待進(jìn)一步深入探討揭示其具體過程和發(fā)生機(jī)理。以上這些問題的闡明將有助于我們深入理解miRNA在植物體內(nèi)的作用機(jī)制。

      3.2 植物miRNA的生物學(xué)功能

      目前植物miRNA的研究主要集中在以擬南芥和水稻等為代表的模式植物上,對于其他重要農(nóng)作物的研究仍相對匱乏,特別是物種特異的miRNA有待被進(jìn)一步發(fā)現(xiàn)。其次,多數(shù)miRNA功能的研究仍以過表達(dá)或者基因沉默技術(shù)為主,缺乏相關(guān)的突變體證據(jù),CRISPR/Cas9基因組編輯技術(shù)的出現(xiàn)將有效解決這一問題,幫助獲得大量定點(diǎn)定向突變體,豐富實(shí)驗(yàn)資源。此外,多項(xiàng)研究發(fā)現(xiàn)除了成熟的miRNA,miRNA*在特定脅迫中也發(fā)生了明顯的表達(dá)量變化,表明其參與非生物脅迫響應(yīng)并發(fā)揮一定的作用,今后對于miRNA*的研究工作也將很有意義。miRNA在加工過程中會(huì)發(fā)生堿基替換、缺失或增加等修飾,這些修飾廣泛存在于多種作物中并可能參與調(diào)控作物的生長發(fā)育和逆境應(yīng)答,研究miRNA的修飾將為理解miRNA的作用機(jī)制和功能提供新的思路。

      3.3 植物miRNA參與逆境脅迫應(yīng)答的分子機(jī)制

      盡管很多研究揭示了miRNA與逆境脅迫的相關(guān)性,但關(guān)于miRNA對逆境脅迫調(diào)控的分子機(jī)理尚不清晰,且仍有大量與逆境相關(guān)的miRNA及其靶基因尚未被發(fā)現(xiàn),同時(shí)一種miRNA可能具有多重作用,在多種非生物脅迫調(diào)控途徑中發(fā)揮作用,因此有必要深入發(fā)掘逆境相關(guān) miRNA,揭示其靶基因,解析miRNA介導(dǎo)的逆境脅迫響應(yīng)調(diào)控網(wǎng)絡(luò),這些研究可豐富植物逆境生物學(xué)的理論知識,并為農(nóng)作物的遺傳改良提供技術(shù)支撐,促進(jìn)農(nóng)業(yè)生產(chǎn)的可持續(xù)發(fā)展。

      參考文獻(xiàn)

      [1] Fang X,Cui Y,Li Y,et al. Transcription and processing of primary microRNAs are coupled by Elongator complex inArabidopsis[J]. Nature Plants,2015,1:15075.

      [2] Li S,Le B,Ma X,et al. Biogenesis of phased siRNAs on membrane-bound polysomes inArabidopsis[J]. Elife,2016,5:e22750.

      [3] Yu Y,Jia T,Chen X. The‘how’and‘where’of plant microRNAs[J]. New Phytol,2017,216(4):1002-1017.

      [4] 楊靜,宋江華. 植物花粉發(fā)育miRNAs研究進(jìn)展[J]. 中國細(xì)胞生物學(xué)學(xué)報(bào),2014(9):1317-1322.

      [5] 張世華,上官明珠,盛亮,等. 植物miRNA在非生物逆境下調(diào)控機(jī)制的研究進(jìn)展[J]. 安徽農(nóng)業(yè)大學(xué)學(xué)報(bào),2013,40(4):673-677.

      [6] 沈亞歐,林海建,張志明,等. 植物逆境miRNA研究進(jìn)展[J]. 遺傳,2009,31(3):227-235.

      [7] Chen T,Cui P,Xiong L. The RNA-binding protein HOS5 and serine/arginine-rich proteins RS40 and RS41 participate in miRNA biogenesis inArabidopsis[J]. Nucleic Acids Res,2015,43(17):8283-8298.

      [8] Tu B,Liu L,Xu C,et al. Distinct and cooperative activities of HESO1 and URT1 nucleotidyl transferases in microRNA turnover inArabidopsis[J]. PLoS Genet,2015,11(4):e1005119.

      [9] Li S,Liu L,Zhuang X,et al. MicroRNAs inhibit the translation of target mRNAs on the endoplasmic reticulum inArabidopsis[J]. Cell,2013,153(3):562-574.

      [10] Zhang Z,Lin H,Shen Y,et al. Cloning and characterization of miRNAs from maize seedling roots under low phosphorus stress[J]. Mol Biol Rep,2012,39(8):8137-8146.

      [11] Barciszewska-Pacak M,Milanowska K,Knop K,et al. Arabidopsis microRNA expression regulation in a wide range of abiotic stress responses[J]. Front Plant Sci,2015,6:410.

      [12] Sun Z,Wang Y,Mou F,et al. Genome-wide small RNA analysis of soybean reveals auxinresponsive microRNAs that are differentially expressed in response to salt stress in root apex[J]. Front Plant Sci,2016,6:1273.

      [13] Chen L,Ren Y,Zhang Y,et al. Genome-wide identification and expression analysis of heatresponsive and novel microRNAs inPopulus tomentosa[J]. Gene,2012,504(2):160-165.

      [14] Wang Y,Sun F,Cao H,et al. TamiR159 directed wheat TaGAMYB cleavage and its involvement in anther development and heat response[J]. PLoS ONE,2012,7(11):e48445.

      [15] Liu W,Xu L,Wang Y,et al. Transcriptomewide analysis of chromium-stress responsive microRNAs to explore miRNA-mediated regulatory networks in radish(Raphanus sativusL.)[J]. Sci Rep,2015,5:14024.

      [16] Qiu Z,Hai B,Guo J,et al. Characterization of wheat miRNAs and their target genes responsive to cadmium stress[J]. Plant Physiol Biochem,2016,101:60-67.

      [17] Xin M,Wang Y,Yao Y,et al. Diverse set of microRNAs are responsive to powdery mildew infection and heat stress in wheat(Triticum aestivumL.)[J]. BMC Plant Biol,2010,10:123.

      [18] Ren Y,Sun F,Hou J,et al. Differential profiling analysis of miRNAs reveals a regulatory role in low N stress response ofPopulus[J]. Funct Integ Genomics,2015,15(1):93-105.

      [19] Liu H,Tian X,Li Y,et al. Microarray-based analysis of stress-regulated microRNAs inArabidopsis thaliana[J]. RNA,2008,14(5):836-843.

      [20] Liu Q,Yang T,Yu T,et al. Integrating small RNA sequencing with QTL mapping for identification of miRNAs and their target genes associated with heat tolerance at the flowering stage in rice[J].Front Plant Sci,2017,8:43.

      [21] Chen Q,Li M,Zhang Z,et al. Integrated mRNA and microRNA analysis identifies genes and small miRNA molecules associated with transcriptional and post-transcriptional-level responses to both drought stress and re-watering treatment in tobacco[J]. BMC Genomics,2017,18(1):62.

      [22] Lima J C,Arenhart R A,Margis-Pinheiro M,et al. Aluminum triggers broad changes in microRNA expression in rice roots[J]. Genet Mol Res,2011,10(4):2817-2832.

      [23] Xu F,Liu Q,Chen L,et al. Genome-wide identification of soybean microRNAs and their targets reveals their organ specificity and responses to phosphate starvation[J]. BMC Genomics,2013,14:66.

      [24] Song A,Wang L,Chen S,et al. Identification of nitrogen starvation-responsive microRNAs inChrysanthemum nankingense[J]. Plant Physiol Biochem,2015,91:41-48.

      [25] Zhou L,Liu Y,Liu Z,et al. Genome-wide identification and analysis of drought-responsive microRNAs inOryza sativa[J]. J Exp Bot,2010,61(15):4157-4168.

      [26] Ding Y,Ye Y,Jiang Z,et al. microRNA390 is involved in cadmium tolerance and accumulation in rice[J]. Front Plant Sci,2016,7:235.

      [27] Bai B,Bian H,Zeng Z,et al. miR393-mediated auxin signaling regulation is involved in root elongation inhibition in response to toxic aluminum stress in barley[J]. Plant Cell Physiol,2017,58(3):426439.

      [28] Yuan N,Yuan S,Li Z,et al. Heterologous expression of a rice miR395 gene inNicotiana tabacumimpairs sulfate homeostasis[J]. Sci Rep,2016,6:28791.

      [29] Burklew C E,Ashlock J,Winfrey W B,et al.Effects of aluminum oxide nanoparticles on the growth,development,and microRNA expression of tobacco(Nicotiana tabacum)[J]. PLoS ONE,2012,7(5):e34783.

      [30] Naya L,Paul S,Vald?S-L?Pez O,et al.Regulation of copper homeostasis and biotic interactions by microRNA398b in common bean[J]. PLoS ONE,2014,9(1):e84416.

      [31] Lin S,Santi C,Jobet E,et al. Complex regulation of two target genes encoding SPX-MFS proteins by rice miR827 in response to phosphate starvation[J]. Plant Cell Physiol,2010,51(12):2119-2131.

      [32] Balyan S,Kumar M,Mutum R D,et al. Identification of miRNA-mediated drought responsive multi-tiered regulatory network in drought tolerant rice,Nagina 22[J]. Sci Rep,2017,7:15446.

      [33] Ferdous J,Hussain S S,Shi B. Role of microRNAs in plant drought tolerance[J]. Plant Biotechnol J,2015,13(3):293-305.

      [34] Goswami K,Tripathi A,Sanan-Mishra N.Comparative miRomics of salt-tolerant and saltsensitive rice[J]. J Integr Bioinform,2017,14(1):1-15.

      [35] Wu P,Han S,Zhao W,et al. Genome-wide identification of abiotic stress-regulated and novel microRNAs in mulberry leaf[J]. Plant Physiol Biochem,2015,95:75-82.

      [36] Iglesias M J,Terril M C,Windels D,et al.miR393 regulation of auxin signaling and redoxrelated components during acclimation to salinity inArabidopsis[J]. PLoS ONE,2014,9(9):e107678.

      [37] Dolata J,Bajczyk M,Bielewicz D,et al. Salt stress reveals a new role for ARGONAUTE 1 in miRNA biogenesis at the transcriptional and post-transcriptional levels[J]. Plant Physiol,2016,172 (1):297-312.

      [38] Li H,Dong Y,Chang J,et al. High-throughput microRNA and mRNA sequencing reveals that microRNAs may be involved in melatoninmediated cold tolerance inCitrullus lanatusL.[J]. Front Plant Sci,2016,7:1231.

      [39] Zhao J,He Q,Chen G,et al. Regulation of noncoding RNAs in heat stress responses of plants[J]. Front Plant Sci,2016,7:1213.

      [40] Zhao M,Ding H,Zhu J,et al. Involvement of miR169 in the nitrogen-starvation responses inArabidopsis[J]. New Phytol,2011,190(4):906-915.

      [41] O'Brien J A,Vega A,Bouguyon E,et al. Nitrate transport,sensing,and responses in plants. Mol Plant,2016,9(6):837-856.

      [42] Hu B,Wang W,Deng K,et al. microRNA399 is involved in multiple nutrient starvation responses in rice[J]. Front Plant Sci,2015,6:188.

      [43] Lin W,Huang T,Leong S,et al. Long-distance call from phosphate:systemic regulation of phosphate starvation responses[J]. J Exp Bot,2013,65(7):1817-1827.

      [44] Lei K,Lin Y,Ren J,et al. Modulation of the phosphate-deficient responses by microRNA156 and its targeted Squamosa promoterbinding protein-like3 inArabidopsis[J]. Plant Cell Physiol,2015,57(1):192-203.

      [45] Baek D,Park H C,Kim M C,et al. The role ofArabidopsisMYB2 in miR399f mediated phosphate-starvation response[J]. Plant Signal Behav,2013,8(3):e23488.

      [46] Kawashima C G,Matthewman C A,Huang S,et al. Interplay of SLIM1 and miR395 in the regulation of sulfate assimilation inArabidopsis[J]. Plant J,2011,66(5):863-876.

      [47] Zhang L,Song J,Shu X,et al. miR395 is involved in detoxification of cadmium inBrassica napus[J]. J Hazard Mater,2013,250-251:204-211.

      [48] Zeng Q,Yang C,Ma Q,et al. Identification of wild soybean miRNAs and their target genes responsive to aluminum stress[J]. BMC Plant Biol,2012,12:182.

      [49] Gielen H,Remans T,Vangronsveld J,et al.Toxicity responses of Cu and Cd:the involvement of miRNAs and the transcription factor SPL7[J].BMC Plant Biol,2016,16(1):145.

      [50] Vald?S-L?Pez O,Yang S,Aparicio-Fabre R,et al. MicroRNA expression profile in common bean(Phaseolus vulgaris)under nutrient deficiency stresses and manganese toxicity[J]. New Phytol,2010,187(3):805-818.

      [51] Lu S,Sun Y,Shi R,et al. Novel and mechanical stress-responsive microRNAs inPopulus trichocarpathat are absent fromArabidopsis[J].Plant Cell,2005,17(8):2186-2203.

      [52] Li T,Li H,Zhang Y,et al. Identification and analysis of seven H2O2-responsive miRNAs and 32 new miRNAs in the seedlings of rice(Oryza sativaL. ssp.indica)[J]. Nucleic Acids Res,39(7):2821-2833.

      [53] Yue E,Liu Z,Li C,et al. Overexpression of miR529a confers enhanced resistance to oxidative stress in rice(Oryza sativaL.)[J]. Plant Cell Rep,2017,36(7):1171-1182.

      [54] 文曉鵬,楊鵾. 植物miRNA在應(yīng)答非生物脅迫上的調(diào)控作用[J]. 山地農(nóng)業(yè)生物學(xué)報(bào),2014,33(6):1-13.

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