水稻種子H2O2流速和種子活力的關(guān)系研究

李俊周，李夢琪，劉 磊，劉 娟，杜彥修，趙全志

(河南糧食作物協(xié)同創(chuàng)新中心，河南省水稻生物學(xué)重點實驗室，水稻河南省工程實驗室，河南農(nóng)業(yè)大學(xué)，河南 鄭州 450002)

水稻種子H2O2流速和種子活力的關(guān)系研究

李俊周，李夢琪，劉 磊，劉 娟，杜彥修，趙全志

(河南糧食作物協(xié)同創(chuàng)新中心，河南省水稻生物學(xué)重點實驗室，水稻河南省工程實驗室，河南農(nóng)業(yè)大學(xué)，河南 鄭州 450002)

研究了水稻種子H2O2流速與種子活力的關(guān)系，為快速無損傷鑒別水稻種子活力方法提供依據(jù)。以粳稻日本晴、秈稻金農(nóng)絲苗為材料，采用高溫高濕人工老化方法處理種子0，7，10 d獲取不同活力水平種子，測量3種類型種子的發(fā)芽率、根長、芽長、電導(dǎo)率、H2O2含量、CAT活性等性狀，并利用非損傷微測系統(tǒng)(NMT)測量種子的H2O2流速。結(jié)果表明，老化處理造成水稻種子發(fā)芽率、根長、芽長和CAT活性降低，而電導(dǎo)率、H2O2含量及外排流速增加；老化處理10 d，老化程度加重，趨勢更明顯。H2O2流速與種子發(fā)芽率表現(xiàn)極顯著負(fù)相關(guān)的線性關(guān)系。種子的H2O2流速大小及方向反映了種子內(nèi)部的氧化還原平衡和細胞膜的狀態(tài)，通過非損傷微測技術(shù)測定H2O2流速可以作為水稻種子活力判斷的一種方法。

水稻；種子老化；非損傷微測技術(shù)；H2O2流速；種子活力

老化在種子貯藏過程中經(jīng)常發(fā)生，導(dǎo)致種子發(fā)芽率降低，造成糧食產(chǎn)量的嚴(yán)重?fù)p失。種子活力是反映種子迅速整齊出苗以及幼苗正常生長的主要指標(biāo)[1]，測量種子活力，預(yù)測種子在田間的發(fā)芽、出苗和生長情況，科學(xué)指導(dǎo)農(nóng)業(yè)生產(chǎn)，可以減少因種子老化給農(nóng)業(yè)帶來的損失。常用檢測種子活力的方法有種子發(fā)芽試驗、電導(dǎo)率測量、TTC染色法等[2-4]，但是這些方法都存在對種子造成傷害、周期較長的缺點。非損傷微測技術(shù)(NMT)就是利用離子/分子選擇性/特異性電極在不接觸被測樣品的情況下獲得進出樣品的各種離子/分子濃度、流速及運動方向的信息，具有非損傷、多電極、多角度、高靈敏度、高分辨率等優(yōu)點[5-7]，該技術(shù)已經(jīng)在植物抗鹽、植物病理、植物耐重金屬等多種植物研究領(lǐng)域得到應(yīng)用。Xin等[8]利用非損傷微測系統(tǒng)測量了不同活力水平種子的氧分子流速，發(fā)現(xiàn)種子活力與氧分子流速存在極顯著的正相關(guān)關(guān)系。

種子老化過程，活性氧自由基(ROS)逐漸積累，種子體內(nèi)產(chǎn)生抗氧化酶以維持正常的代謝[9-10]。一旦脅迫加劇，平衡被打破，會導(dǎo)致脂質(zhì)過氧化和細胞膜損害[11-12]。過氧化氫(H2O2)是一種氧化劑，植物體內(nèi)低濃度H2O2可以作為一種信號分子，抵御各種非生物脅迫，高濃度的H2O2則能夠誘導(dǎo)細胞死亡[13]。種子老化過程，H2O2含量有一個顯著上升的趨勢；種子老化加重，與抗氧化有關(guān)的酶活力急劇下降，細胞程序性死亡，細胞膜受到破壞，H2O2大量積累并外流，種子衰老加速[14]。因此，H2O2流速大小及方向可能能夠作為判斷種子活力的指標(biāo)。本試驗利用非損傷微測系統(tǒng)測定粳稻和秈稻2個代表性水稻品種不同老化程度種子的H2O2分子流速及流動方向，以期確定H2O2分子流速與種子活力之間的關(guān)系，為快速無損傷鑒別水稻種子活力提供一種新的方法。

1 材料和方法

1.1 試驗材料

試驗材料為粳稻品種日本晴和秈稻品種金農(nóng)絲苗。所有種子曬種2 d后，利用種子老化箱采用高溫高濕方法進行人工老化。具體為種子分散均勻置于老化網(wǎng)上，設(shè)置溫度為(45±1)℃，濕度為RH=100%。種子分別老化處理0，7，10 d。種子老化后，室溫自然風(fēng)干，然后進行以下指標(biāo)的測定。

1.2 試驗方法

1.2.1 種子發(fā)芽試驗 標(biāo)準(zhǔn)發(fā)芽試驗，10% H2O2將所有種子消毒10 min后，用蒸餾水沖洗干凈，于黑暗條件下蒸餾水浸泡24 h。然后轉(zhuǎn)移到直徑10 cm的培養(yǎng)皿中，2層濾紙做介質(zhì)，每個培養(yǎng)皿加入20 mL蒸餾水，放置光照培養(yǎng)箱(25 ℃)進行發(fā)芽試驗。3次重復(fù)，每重復(fù)100粒。第5天測量根長和芽長，第14天測量發(fā)芽率。

1.2.2 電導(dǎo)率測定 每個品種設(shè)3次重復(fù)，每次重復(fù)隨機選取50粒種子并稱重，用去離子水沖洗3次，濾紙吸干浮水。將種子置于潔凈的100 mL燒杯中，加入50 mL去離子水，于恒溫下(25 ℃)浸泡48 h，浸泡搖勻后用電導(dǎo)率儀(DDS-307A)測定浸泡液的電導(dǎo)率。最后將各個樣品煮沸10 min，冷卻至室溫(25 ℃)，再測定電導(dǎo)率。以去離子水為對照，計算公式：相對電導(dǎo)率=(浸泡液的電導(dǎo)率/煮沸后的電導(dǎo)率)×100%[15]。

1.2.3 CAT活性和H2O2含量測定 CAT活性測量參照李合生[16]的方法，3次重復(fù)。具體步驟如下：①試劑配制：0.15 mol/L磷酸緩沖液(pH值7.0)：取A母液457.5 mL 和B母液292.5 mL混合后用蒸餾水定容至1 000 mL。A母液：取Na2HPO4·12H2O 71.7 g定容至1 000 mL；B母液：取NaH2PO4·2H2O 31.2 g定容至1 000 mL。磷酸緩沖液(pH值7.8)的配制：分別取A母液(Na2HPO4)228.75 mL，B母液(NaH2PO4)21.25 mL，用蒸餾水定容至1 000 mL。②酶液制備：每個樣品取20粒去殼種子，稱重。洗凈后置于預(yù)冷的研缽中，加入5 mL 50 mmol/L預(yù)冷的磷酸緩沖液(pH值7.8)在冰浴上研磨成勻漿，轉(zhuǎn)入離心管，12 000 r/min 4 ℃離心20 min，上清液即為酶液。③反應(yīng)液配制：取200 mL磷酸緩沖液(pH值7.0)，加入0.309 2 mL 30%的H2O2(原液)搖勻即可。④樣品測定：取3 mL反應(yīng)液加入0.1 mL(可視情況調(diào)整)酶液，以磷酸緩沖液(pH值7.0)為對照調(diào)零，測定OD240(測定3 min，每隔30 s測定一次)。⑤酶活性計算：以每分鐘OD值減少0.01為1個酶活性單位(U)。CAT((μmol/(g·min))=(ΔA240×Vt)/(W×Vs×0.01×t)，ΔA240為反應(yīng)時間內(nèi)吸光度的變化；W為樣品鮮質(zhì)量(g)；t為反應(yīng)時間(min)；Vt為提取酶液總體積(5 mL)；Vs為測定時取用酶液體積(0.1 mL)。

H2O2含量測量參照鄒琦[17]的方法，3次重復(fù)。步驟如下：①試劑：100 mol/L H2O2；丙酮試劑：取30%分析純H2O257 μL，溶于100 mL丙酮中，稀釋100倍；2 mol/L硫酸；5%(m/v)硫酸鈦；丙酮；濃氨水。②標(biāo)準(zhǔn)曲線制作：取7個10 mL離心管，每支離心管按梯度加入0，1，2，4，6，8，10 μL的100 μmol/L H2O2丙酮試劑，每個管用4 ℃預(yù)冷的丙酮補足到1 mL，然后每個管依次加入0.1 mL 5%硫酸鈦，0.2 mL濃氨水；3 000 r/min離心10 min，棄去上清，留沉淀。每個管再加入5 mL 2 mol/L的硫酸，待沉淀完全溶解后，將其小心轉(zhuǎn)入10 mL容量瓶中，蒸餾水多次沖洗，定容至10 mL刻度，415 nm波長比色，光徑1 cm。③提取液制備：每個樣品取20粒去殼種子，稱重。洗凈后置于預(yù)冷的研缽中，加入4 ℃預(yù)冷的丙酮研磨，用丙酮定容至5 mL，3 000 r/min離心，上清即為樣品提取液。4、樣品測定：每個樣品用1 mL提取液，415 nm波長比色，光徑1 cm測定比色值。H2O2(μmol/g)=[C×Vt]/(FW×V1)，其中C為標(biāo)準(zhǔn)曲線查得樣品H2O2濃度(μmol/mL)；Vt為樣品提取液總體積；V1為測定時用樣品提取液體積(mL)；FW為植物組織鮮質(zhì)量(g)。

1.2.4 H2O2流速測定 H2O2流速的檢測用非損傷微測系統(tǒng)NMT100-SIM-YG(北京旭月科技有限公司)，系統(tǒng)軟件imFlux，微電極為尖端直徑為2～4 μm的玻璃電極，型號為XY-DJ-502。配制試劑：配制測試液、校正液1、校正液2和校正液3，測試液配方為100 mmol/L KCl、300 mmol/L C6H13NO4S、100 mmol/L CaCl2，pH值6.0，現(xiàn)配現(xiàn)用；校正液1的配方為0.01 mmol/L H2O2、100 mmol/L KCl、300 mmol/L C6H13NO4S、100 mmol/L CaCl2，pH值6.0；校正液2的配方為0.1 mmol/L H2O2、100 mmol/L KCl、300 mmol/L C6H13NO4S、100 mmol/L CaCl2，pH值6.0；校正液3的配方為1 mmol/L H2O2、100 mmol/L KCl、300 mmol/L C6H13NO4S、100 mmol/L CaCl2，pH值6.0，校正液現(xiàn)配現(xiàn)用。測定方法包括以下步驟：①將配置好的校正液1、2、3分別倒入3個培養(yǎng)皿中，將盛有校正液1的培養(yǎng)皿放到載物臺上，將參比電極沖洗干凈，放入校正液1中，隨后將微電極也放入校正液1中開始校正，觀察儀器“tip”讀數(shù)；若變化波動小，讀取校正液1的電流讀數(shù)；將參比電極取出，用去離子水沖洗干凈，用濾紙將表面水分吸干；再利用校正液2和校正液3進行校正，方法同校正液1；當(dāng)電極校正合格，即可開始測量；②將種子去殼后在測試液中浸泡3 h，再用校正后的微電極在種子外表面靠近胚軸處檢測；檢測為振動檢測，檢測時微電極的運動方向垂直于種子表面，每次電極移動距離為30 μm，檢測的間隔時間為10 s，每粒水稻種子檢測10 min；測定完成后，記錄好讀數(shù)；③對檢測結(jié)果進行處理和分析；采用非損傷微測系統(tǒng)NMT100-SIM-YG和系統(tǒng)軟件imFlux對種子檢測后得到電勢的差值ΔI(fA)，該值通過系統(tǒng)軟件imFlux利用公式J0=-D×(dc/dx)計算得到H2O2分子流速，單位是pmol/(cm2·s)；其中，dc為H2O2分子的濃度梯度；dx為電極移動距離；D是H2O2分子在測試液中的擴散常數(shù)。

1.3 數(shù)據(jù)分析

利用Excel 2007進行常規(guī)數(shù)據(jù)統(tǒng)計、一元線性方程線性擬合和作圖等，用SPSS 17.0軟件進行相關(guān)分析、方差分析和顯著性檢驗。

2 結(jié)果與分析

2.1 不同水稻老化種子的發(fā)芽特性

老化處理后兩品種種子發(fā)芽率、根長和芽長出現(xiàn)不同程度的下降(表1)。老化7 d后種子萌發(fā)顯著降低，3個性狀都顯著低于正常未老化，日本晴的發(fā)芽率、根長和芽長較老化0 d種子分別下降了30.85%，84.97%，50.98%，金農(nóng)絲苗的發(fā)芽率、根長和芽長較老化0 d種子分別下降了67.46%，86.67%，48.72%。老化10 d后，日本晴的發(fā)芽率、根長和芽長較老化0 d種子分別下降了72.88%，94.12%和71.76%，金農(nóng)絲苗完全沒有萌發(fā)。

表1 不同老化處理時間水稻種子的發(fā)芽和電導(dǎo)率Tab.1 The germination and electric conductivity of rice seeds after different aging times

注：不同字母表示同一品種不同老化時間差異達5%顯著水平。

Note：Different letters within each column means significant difference at 5% level between aging times for same variety.

2.2 不同水稻老化種子的生理特性

隨著老化處理時間的延長，種子的相對電導(dǎo)率呈逐漸上升的趨勢(圖1)。相比于老化0 d，老化7，10 d日本晴種子的相對電導(dǎo)率分別升高了20.43%和88.82%，金農(nóng)絲苗種子的相對電導(dǎo)率分別升高了49.59%和90.59%，且兩品種電導(dǎo)率的增高都達顯著水平。CAT活力隨著老化處理時間的延長而逐漸降低(圖1)。相比于老化0 d，老化7，10 d日本晴種子的CAT活力分別下降了36.91%和55.95%，金農(nóng)絲苗分別下降了70.65%和75.00%，且兩品種CAT活力的降低都達顯著水平。H2O2含量隨著老化處理時間的延長而逐漸升高(圖1)。相比于老化0 d，老化7，10 d日本晴種子的H2O2含量分別升高了100.18%和178.51%，金農(nóng)絲苗分別升高了53.81%和161.43%，且兩品種H2O2含量的升高都達顯著水平。結(jié)果表明，人工老化處理造成水稻種子的CAT活性降低、電導(dǎo)率和H2O2含量升高，種子活性下降。

不同字母表示差異顯著，P<0.05。Different letters means significant difference,P<0.05.

2.3 不同水稻老化種子的H2O2流速及與種子活性指標(biāo)的關(guān)系

H2O2流速負(fù)值代表種子H2O2內(nèi)流，正值代表外排。相同老化處理時間，種子的H2O2流速值基本都在一個穩(wěn)定的區(qū)間內(nèi)波動，金農(nóng)絲苗的H2O2流速大于日本晴(圖2)。隨著老化時間的延長，H2O2流速逐漸升高。相比于老化0 d，老化7，10 d日本晴種子的H2O2流速分別升高了3.69，5.90倍，金農(nóng)絲苗種子的H2O2流速分別升高了4.19，8.02倍。

通過擬合線性方程得出H2O2流速與各種子活性指標(biāo)的關(guān)系(表2)，H2O2流速與發(fā)芽率擬合的線性方程式為：y=-1.471 5x+1.391 6，R2為0.96，顯示H2O2流速與發(fā)芽率的相關(guān)性達極顯著水平。H2O2流速與種子活性相關(guān)的指標(biāo)電導(dǎo)率和H2O2含量呈顯著的線性正相關(guān)關(guān)系，與CAT活性的R2達0.74，但是相關(guān)性不顯著。

A.日本晴；B.金農(nóng)絲苗；0、7和10分別表示老化處理0，7，10 d。A.Nipponbare; B. Jinnongsimiao；0，7 and 10 represents aging time of 0，7，and 10 d.

項目ItemH2O2流速/(pmol/(cm2·s))VelocityofH2O2發(fā)芽率/%Germinationrate0.96**電導(dǎo)率/%Relativeelectricconductivity0.91**CAT活性/(μmol/(g·min))CATactivity0.74H2O2含量/(μmol/g)H2O2content0.88*

注：*.**分別表示達5%和1%顯著水平。

Note:*,**means significant difference at 5% and 1% level respectively.

3 結(jié)論與討論

為了準(zhǔn)確了解種子活力情況，播種前需要對種子的發(fā)芽率、電導(dǎo)率、CAT活性、H2O2含量等進行檢測，這些指標(biāo)與種子活力都有較好的相關(guān)性和一致性[1，18-19]。一般來說，低活力種子的發(fā)芽率、CAT活性較低，而電導(dǎo)率、H2O2含量較高，本研究也得到相同的結(jié)果，人工老化7，10 d的種子比未老化種子發(fā)芽率和CAT活力大幅度降低，電導(dǎo)率和H2O2含量顯著升高。此外，一些快速非損傷的方法逐漸被開發(fā)出來，如激光散斑技術(shù)通過對種子散斑進行質(zhì)量和數(shù)量上的測定來準(zhǔn)確分析種子活力[20]，Asbrouck等[21]通過測定單粒種子氧氣消耗評價番茄種子的活力，非損傷紅外熱呈像法也用于評價種子活力[22]。本試驗非損傷微測技術(shù)只對單粒水稻種子表面進行H2O2流速測量，就可以準(zhǔn)確預(yù)測種子活力和種子發(fā)芽率。相比其他種子活力檢測方法，檢測方法要求低、簡單、方便、快速、準(zhǔn)確性高，評價方法簡單可靠。利用非損傷微測技術(shù)測定種子H2O2流速的方法有望成為一種水稻種子活力的無損、快速、活體檢測的新方法。

H2O2是植物的一種信號物質(zhì)，它在植物細胞內(nèi)或者細胞之間流動，并引發(fā)一系列分子、生理學(xué)和表型上的響應(yīng)[23]。H2O2是一把雙刃劍，低濃度的H2O2可以增強植物對逆境脅迫的抵御；高濃度會造成細胞程序性死亡，加速衰老[24-25]。CAT主要存在于水稻細胞的過氧化物酶體中，催化H2O2分解為水和氧氣。種子老化過程中，和CAT一起參與過氧化保護的酶有SOD、POD、APX等[26]。大量研究表明，隨著老化時間的延長，種子的抗氧化酶活力呈現(xiàn)一個逐漸下降的趨勢[19，27-28]。由于抗氧化酶活力的下降，清除活性氧能力下降，H2O2含量逐漸升高。不同老化時間種子的H2O2流速和含量分析發(fā)現(xiàn)，H2O2流速和含量都隨老化程度而出現(xiàn)升高的趨勢，這也與前人類似研究結(jié)果相一致[29]。較低的H2O2流速(或負(fù)值)和含量表明水稻種子活力好，種子質(zhì)量高。較高的H2O2外排流速和含量表明種子老化嚴(yán)重，種子活性較低。未老化種子，由于抗氧化酶活力較高，種子的H2O2含量較低，所測得的H2O2流速負(fù)值多于正值。老化后，種子的H2O2含量較高，H2O2外排。種子嚴(yán)重老化，H2O2含量緩慢下降至趨于穩(wěn)定，種子的膜脂不穩(wěn)定增加、細胞膜透性增大，清除H2O2分子能力減弱，H2O2外排流速繼續(xù)升高[30]。所以，活力強的種子H2O2外流作用弱；老化活力弱的種子，種子內(nèi)的H2O2含量上升，H2O2會出現(xiàn)外流；老化程度加重，與抗氧化有關(guān)的酶活力急劇下降，H2O2大量積累，細胞膜受損，細胞程序性死亡，H2O2大量外流。因此，種子H2O2流速與發(fā)芽率、電導(dǎo)率、H2O2含量有顯著的線性相關(guān)，H2O2流速和方向可以用來評價種子活力。

[1] 舒英杰，陶 源，王 爽，等.高等植物種子活力的生物學(xué)研究進展[J].西北植物學(xué)報，2013，33(8)：1709-1716.

[2] 段永紅，李小湘，李衛(wèi)紅.水稻種子貯藏過程中活力衰退規(guī)律及性狀變化初探[J].種子，2009，28(1)：101-104.

[3] 段永紅，李小湘，李衛(wèi)紅.利用電導(dǎo)法測定雜交水稻種子活力的探討[J].湖南農(nóng)業(yè)科學(xué)，2010(12)：17-19.

[4] 盛海平，汪為民，劉華開，等.水稻種子生活力四唑測定值與發(fā)芽率間的相關(guān)性[J].種子，2000(2)：30-31.

[5] 王曉冬，王 成，馬智宏，等.短期NaCl脅迫對不同小麥品種幼苗K+吸收和Na+，K+積累的影響[J].生態(tài)學(xué)報，2011，31(10)：2822-2830.

[6] Chen Z H，Shabala S，Mendham N，et al. Combining ability of salinity tolerance on the basis of NaCl-induced K+flux from roots of barley[J]. Crop Science，2008，48(4)：1382-1388.

[7] Cuin T A，Betts S A，Chalmandrier R，et al. A root′s ability to retain K+correlates with salt tolerance in wheat[J]. Journal of Experimental Botany，2008，59(10)：2697-2706.

[8] Xin X，Wan Y，Wang W，et al. A real-time，non-invasive，micro-optrode technique for detecting seed viability by using oxygen influx[J]. Scientific Reports，2013，3(10)：3057.

[9] Schoner S，Heinrich Krause G. Protective systems against active oxygen species in spinach：response to cold acclimation in excess light[J]. Planta，1990，180(3)：383-389.

[10] Bowler C，Vanmontagu M，Inze D. Superoxide dismutase and stress tolerance[J]. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology，1992，43：83-116.

[11] Larson R. Plant defenses against oxidative stress[J]. Archives of Insect Biochemistry and Physiology，1995，29(2)：175-186.

[12] Wang F W，Wang R，Jing W，et al. Quantitative dissection of lipid degradation in rice seeds during accelerated aging[J]. Plant Growth Regulation，2012，66(1)：49-58.

[13] 趙鳳云，王元秀.植物體內(nèi)重要的信號分子-H2O2[J].西北植物學(xué)報，2006，26(2)：427-434.

[14] Hu D，Ma G，Wang Q，et al. Spatial and temporal nature of reactive oxygen species production and programmed cell death in elm (UlmuspumilaL.) seeds during controlled deterioration[J]. Plant Cell and Environment，2012，35(11)：2045-2059.

[15] Baek J S，Chung N J. Seed wintering and deterioration characteristics between weedy and cultivated rice[J]. Rice，2012，5(1)：21.

[16] 李合生.植物生理生化實驗原理和技術(shù)[M].北京：高等教育出版社，2000：260-261.

[17] 鄒 琦.植物生理學(xué)實驗指導(dǎo)[M].北京：中國農(nóng)業(yè)出版社，2000：166-167.

[18] 郝 楠，王建華，李宏飛，等.種子活力的發(fā)展及評價方法[J].種子，2015，34(5)：44-45.

[19] 梅鴻獻，劉艷陽，武 軻，等.芝麻種子老化處理生理特性變化及種子活力適宜檢測方法研究[J].華北農(nóng)學(xué)報，2013，28(5)：169-174.

[20] Bragar A，Dal F I，Borem F，et al. Assessment of seed viability by laser speckle techniques[J]. Biosystems Engineering，2003，86(3)：287-294.

[21] Asbrouck J V，Taridno P. Using the single seed oxygen consumption measurement as a method of determination of different seed quality parameters for commercial tomato seed samples[J]. Asian Journal of Food & Agro-industry，2009，2：88-95.

[22] Kranner I，Kastberger G，Hartbauer M，et al. Noninvasive diagnosis of seed viability using infrared thermography[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America，2010，107(8)：3912-3917.

[23] Neill S J，Desikan R，Clarke A，et al. H2O2and nitric oxide as signalling molecules in plants[J]. Journal of Experimental Botany，2002，53(372)：1237-1247.

[24] Quan L J，Zhang B，Shi W W，et al. Hydrogen peroxide in plants：a versatile molecule of the reactive Oxygen species network[J]. Journal of Integrative Plant Biology，2008，50(1)：2-18.

[25] Tanou G，Job C，Rajjou L，et al. Proteomics reveals the overlapping roles of hydrogen peroxide and nitric oxide in the acclimation of citrus plants to salinity[J]. The Plant Journal ：for Cell and Molecular Biology，2009，60(5)：795-804.

[26] 趙麗英，鄧西平，山 侖.活性氧清除系統(tǒng)對干旱脅迫的響應(yīng)機制[J].西北植物學(xué)報，2005，25(2)：413-418.

[27] 楊亞平，姜孝成，陳良碧，等.水稻種子老化的生理機制[J].湖南農(nóng)業(yè)大學(xué)學(xué)報：自然科學(xué)版，2008，34(3)：265-269.

[28] 張玉榮，周顯青，張 勇.儲存玉米膜脂過氧化與生理指標(biāo)的研究[J].中國農(nóng)業(yè)科學(xué)，2008，41(10)：3410-3414.

[29] Li J，Wang Y，Pritchard H W，et al. The fluxes of H2O2and O2can be used to evaluate seed germination and vigor ofCaraganakorshinskii[J]. Planta，2014，239(6)：1363-1373.

[30] Golovina E A，Van As H，Hoekstra F A. Membrane chemical stability and seed longevity[J]. European Biophysics Journal，2010，39(4)：657-668.

Study on the Relationship Between H2O2Velocity and Seed Vigor of Rice Seeds

LI Junzhou，LI Mengqi，LIU Lei，LIU Juan，DU Yanxiu，ZHAO Quanzhi

(Collaborative Innovation Center of Henan Grain Crops，Henan Key Laboratory of Rice Biology,Henan Engineering Laboratory of Rice，Henan Agricultural University，Zhengzhou 450002，China)

In order to clarify the relationship between H2O2velocity and seed vigor of rice seeds to provide method for rapid and noninvasive identification of rice seed vigor，germination percentage，root length，shoot length，electrical conductivity，H2O2content，CAT activity，and H2O2velocity of rice seeds forjaponicaNipponbare andindicaJinnongsimiao after 0，7，10 d of aging times were measured. The results showed that the germination percentage，root length，shoot length and CAT activity were decreased after aging treatment，and the electrical conductivity，H2O2content，and efflux velocity were increased. This trend was more obvious after more serious aging treatment of 10 d. H2O2flow rate and the seed germination percentage showed a significant negative correlation. The magnitude and direction of the H2O2fluxes of the seed reflect the state of redox equilibrium and the cell membrane, H2O2fluxes measured by the non-invasive micro-test technique may be a reliable and sensitive method to evaluate seed germination and vigor.

Rice; Seed aging; Non-invasive micro-test technique; H2O2flux; Seed vigor

2017-07-02

河南省重大科技專項(141100110600)；河南省高校科技創(chuàng)新人才支持項目(16HASTIT016)；鄭州市節(jié)水農(nóng)業(yè)重點實驗室建設(shè)項目(112PYFZX185)

李俊周(1978-)，男，河南開封人，副教授，博士，主要從事水稻遺傳育種研究。

趙全志(1968-)，男，河南駐馬店人，教授，博士，主要從事水稻栽培生理研究。

S511.01

A

1000-7091(2017)04-0189-06

10.7668/hbnxb.2017.04.030