干旱和鹽脅迫對馬鈴薯試管苗亞細(xì)胞結(jié)構(gòu)及生理生化指標(biāo)的影響

白江平，王曉斌，高慧娟，胡開明，張俊蓮，王 蒂

(1 甘肅省作物遺傳改良與種質(zhì)創(chuàng)新重點實驗室/甘肅省干旱生境作物學(xué)重點實驗室，蘭州 730070； 2 甘肅農(nóng)業(yè)大學(xué) 農(nóng)學(xué)院，蘭州 730070；3 甘肅農(nóng)業(yè)大學(xué) 園藝學(xué)院，蘭州 730070)

干旱和鹽脅迫對馬鈴薯試管苗亞細(xì)胞結(jié)構(gòu)及生理生化指標(biāo)的影響

白江平1，2，王曉斌1，2，高慧娟1，2，胡開明1，2，張俊蓮1，3，王 蒂1,2

(1 甘肅省作物遺傳改良與種質(zhì)創(chuàng)新重點實驗室/甘肅省干旱生境作物學(xué)重點實驗室，蘭州 730070； 2 甘肅農(nóng)業(yè)大學(xué) 農(nóng)學(xué)院，蘭州 730070；3 甘肅農(nóng)業(yè)大學(xué) 園藝學(xué)院，蘭州 730070)

以‘隴薯3號’脫毒試管苗為材料，研究了不同濃度PEG-4000(0、2%、4%、6%、8%)和NaCl(0、25、50、100、200 mmol/L)對馬鈴薯2周大小試管苗根系生長、葉肉細(xì)胞超微結(jié)構(gòu)及部分生理生化指標(biāo)的影響，為篩選耐鹽抗旱馬鈴薯種質(zhì)提供理論依據(jù)。結(jié)果顯示：(1)隨著PEG-4000和NaCl濃度的增加，馬鈴薯試管苗根總長、根體積、根數(shù)均呈現(xiàn)下降趨勢，并且脅迫濃度越高時間越長其下降趨勢越明顯，而鹽脅迫處理的下降幅度明顯大于PEG脅迫處理。(2)隨著PEG-4000和NaCl濃度的增加，馬鈴薯試管苗葉肉細(xì)胞細(xì)胞壁明顯變厚，發(fā)生明顯的質(zhì)壁分離，嗜鋨顆粒顯著增加，出現(xiàn)大量囊泡，葉綠體損害逐漸加劇，直至完全解體。(3)隨著PEG-4000和NaCl濃度的增加，馬鈴薯試管苗脯氨酸(Pro)含量顯著增加，過氧化氫(CAT)和超氧化物歧化酶(SOD)活性顯著增強，而其丙二醛(MDA)含量迅速增加，但葉片葉綠素含量持續(xù)下降。研究表明，在PEG-4000模擬干旱和NaCl脅迫條件下，馬鈴薯試管苗葉片葉綠體結(jié)構(gòu)受到嚴(yán)重?fù)p害，葉綠素含量顯著降低，且脅迫程度越強損害越嚴(yán)重、下降幅度越大；同時，干旱和高鹽脅迫也誘導(dǎo)馬鈴薯試管苗脯氨酸含量和抗氧化酶CAT和SOD活性顯著上調(diào)，一定程度上緩解了干旱和高鹽脅迫的傷害。

馬鈴薯；干旱脅迫；NaCl脅迫；葉片亞細(xì)胞結(jié)構(gòu)；生理指標(biāo)

逆境脅迫是影響植物生長發(fā)育的重要因素之一，尤其是非生物脅迫中的干旱和土壤鹽堿化嚴(yán)重影響植物生長發(fā)育，最終導(dǎo)致農(nóng)作物減產(chǎn)[1-3]。世界范圍內(nèi)有多達33%土地集中在干旱半干旱地區(qū)，而中國干旱半干旱土地占可耕地土地面積的51%[4]。長期干旱和高鹽環(huán)境會嚴(yán)重抑制植物細(xì)胞的各種代謝活動，如影響物質(zhì)吸收與運輸，降低代謝途徑中酶活性，抑制呼吸作用，降低光合作用，改變組織器官的超微結(jié)構(gòu)等[5-6]。在干旱脅迫下，植物體內(nèi)脯氨酸和丙二醛含量明顯增高[7-20]，活性氧大量積累；鹽脅迫會引起細(xì)胞失水，發(fā)生質(zhì)壁分離，并且細(xì)胞間距也隨之減少[21,22]，限制氣體擴散，抑制光合作用，影響植物生長與發(fā)育；在逆境脅迫情況下，植物細(xì)胞通過各種抗氧化酶和有機溶質(zhì)的積累形成復(fù)雜的生理生化機制來維持植物體內(nèi)內(nèi)環(huán)境的穩(wěn)定[11-13,22]，進而來提高植物抗逆性。

馬鈴薯(Solanumtuberosum)是世界上第四大主要糧食作物 ，起源于南美洲安第斯山脈，含有較高的淀粉、維生素、礦質(zhì)元素以及較低的脂肪[23]。中國馬鈴薯主要種植在西北干旱半干旱地區(qū)，甘肅省是中國馬鈴薯主要產(chǎn)區(qū)，干旱和土壤鹽堿化嚴(yán)重制約著該區(qū)馬鈴薯的生產(chǎn)，因此開展馬鈴薯抗旱和耐鹽性的研究顯得十分有意義。目前關(guān)于馬鈴薯抗旱和耐鹽堿的研究主要集中在代謝活動(光合作用、呼吸作用、蛋白質(zhì)合成和能量代謝)[5-6]和滲透調(diào)節(jié)物質(zhì)[7]方面，而對PEG模擬干旱和不同濃度NaCl脅迫下馬鈴薯試管苗葉片超微結(jié)構(gòu)、抗氧化酶及根系的研究鮮有報道。因此，本研究選用‘隴薯3號’馬鈴薯品種為試驗材料，利用PEG-4000和NaCl模擬不同程度干旱和鹽脅迫，考察馬鈴薯試管苗根系生長、葉肉細(xì)胞超微結(jié)構(gòu)及部分生理生化指標(biāo)對逆境脅迫響應(yīng)特征；旨在從細(xì)胞和生理層面為探明馬鈴薯耐旱和耐鹽機理提供更多的理論依據(jù)，并為選育耐旱和耐鹽的馬鈴薯種質(zhì)提供更多的技術(shù)支撐。

1 材料和方法

1.1 材料培養(yǎng)及處理

試驗材料“隴薯3號”馬鈴薯品種在中國西北地區(qū)廣泛種植。本試驗設(shè)置鹽脅迫和干旱脅迫2類處理，鹽脅迫又設(shè)置0 (CK)、25、50、100、200 mmol/L NaCl等5個水平，干旱脅迫設(shè)置0 (CK)、2%、4%、6%和8% PEG-4000等5個水平。試驗先在MS固體培養(yǎng)基上培養(yǎng)馬鈴薯幼苗，每個三角瓶轉(zhuǎn)接6～8株小植株，于光周期16 h/8 h (光/暗)、(23±2) ℃下培養(yǎng)一段時間后，將至少帶有2片葉的植株莖稈分別轉(zhuǎn)移到含有不同濃度NaCl和PEG-4000脅迫處理(每個處理20瓶)的MS培養(yǎng)基上，待植株生長2周之后收取根與葉片，進行相關(guān)指標(biāo)觀測和測定。

1.2 指標(biāo)測定與觀察

1.2.1 葉片超微結(jié)構(gòu)觀測 選取馬鈴薯試管苗完全展開的第3片葉，避開大葉脈，切成0.3 cm×0.3 cm 的方塊，浸泡于2%戊二醛(pH 7.4的磷酸緩沖液配制)中，在室溫下固定3 h[24]；然后用0.1 mmol/L磷酸漂洗液漂洗3次，1%鋨酸室溫下固定6 h，再次用漂洗液漂洗；再用不同濃度梯度的乙醇逐級脫水；最后進行包埋，加熱過夜。樣品在LKBV超薄切片機上切片，獲得的切片在鈾酰乙酸酯和磷酸鉛溶液中雙染色。最后在電鏡(JEM-1230 JEOL,日本)下觀察葉片超微結(jié)構(gòu)并拍照。

1.2.2 葉片生理生化指標(biāo)測定 MDA含量測定采用硫代巴比妥酸比色法[25]，脯氨酸(Pro)含量測定用磺基水楊酸提取法[26]，SOD活性測定根據(jù)氮藍四唑(NBT)法[27]，CAT活性測定根據(jù)紫外吸收法[28]，葉片葉綠素含量測定用丙酮提取法[29]。以上指標(biāo)均重復(fù)3次進行測定。

1.2.3 根系形態(tài)指標(biāo)的測定 用根系掃描儀(EPSON EXPRESSION 10000XL 1.0) 和根系形態(tài)與結(jié)構(gòu)分析儀(WinRHIZO Pro2005b)對馬鈴薯試管苗根系長度、根系體積和根尖等主要根系參數(shù)進行分析。

1.3 數(shù)據(jù)分析

試驗數(shù)據(jù)分析在Origin8.5中進行。

2 結(jié)果與分析

2.1 干旱和鹽脅迫對馬鈴薯試管苗葉肉細(xì)胞與葉綠體結(jié)構(gòu)的影響

PEG模擬干旱脅迫試驗觀察結(jié)果如圖1所示。其中，馬鈴薯試管苗對照植株葉片的葉肉細(xì)胞結(jié)構(gòu)完整，細(xì)胞膜緊貼細(xì)胞壁，細(xì)胞之間有間距；葉綠體呈橢圓形，緊貼細(xì)胞壁；葉綠體形態(tài)結(jié)構(gòu)完整，含有少量較小的嗜鋨顆粒，基粒和基質(zhì)片層排列與葉綠體長軸方向平行，基質(zhì)均勻，類囊體排列整齊緊湊，片層垛疊整齊；另外，膜系統(tǒng)完整，葉綠體片層排列整齊，類囊體結(jié)構(gòu)完整。試管苗經(jīng)2% PEG處理生長2周后，葉肉細(xì)胞內(nèi)有空泡化出現(xiàn)，大部分葉綠體仍緊貼細(xì)胞壁，但與細(xì)胞壁的接觸面減少；葉綠體外膜消失，類囊體發(fā)生輕微腫脹。4% PEG處理誘導(dǎo)葉肉細(xì)胞超微結(jié)構(gòu)發(fā)生變化，葉綠體數(shù)目增多，出現(xiàn)聚集，細(xì)胞內(nèi)出現(xiàn)許多泡狀結(jié)構(gòu)，有二級液泡形成；葉綠體被膜消失，基粒片層仍排列整齊。在6% PEG處理下，葉肉細(xì)胞質(zhì)壁分離發(fā)生，細(xì)胞內(nèi)葉綠體連成一個圈，葉綠體垛疊在一起，細(xì)胞間無間隙，似連在一起；葉綠體被膜解體，片層排列絮亂，類囊體腫脹，松散；線粒體膜斷裂，內(nèi)嵴模糊。在8 % PEG處理下，葉肉細(xì)胞超微結(jié)構(gòu)發(fā)生了顯著的變化，質(zhì)壁分離嚴(yán)重發(fā)生，膜成分幾乎消失，葉綠體形狀不規(guī)則，嗜鋨顆粒增多，葉綠體間通過基質(zhì)絲連在一起；葉綠體結(jié)構(gòu)基本保持完整，片層排列不清晰，形成囊泡。

同時，在NaCl脅迫試驗中(圖2)，馬鈴薯試管苗對照植株葉片的葉肉細(xì)胞及其葉綠體超微結(jié)構(gòu)表現(xiàn)與上述PEG模擬干旱處理對照相同。在25 mmol/L NaCl 處理2周后，組培苗葉肉細(xì)胞大部分葉綠體仍緊貼著細(xì)胞壁，但與細(xì)胞壁接觸面減少了；細(xì)胞膜開始受損，類囊體輕微膨脹，液泡內(nèi)有囊泡出現(xiàn)。50 mmol/L NaCl處理誘導(dǎo)了許多葉綠體超微結(jié)構(gòu)變化，葉綠體數(shù)目減少，質(zhì)膜部分內(nèi)陷形成囊泡，葉綠體被膜外凸，形成大量復(fù)雜的囊泡。在100 mmol/L NaCl處理下，葉肉細(xì)胞發(fā)生質(zhì)壁分離，細(xì)胞膜內(nèi)陷導(dǎo)致大量的囊泡產(chǎn)生，一些葉綠體鑲嵌在一起，葉綠體內(nèi)膜變化較為明顯，外膜解體，出現(xiàn)些許嗜鋨顆粒，基粒片層松散，類囊體膨脹加劇。在200 mmol/L NaCl處理下，觀察到了最顯著的結(jié)構(gòu)變化，如葉肉細(xì)胞質(zhì)壁分離嚴(yán)重發(fā)生，細(xì)胞膜結(jié)構(gòu)嚴(yán)重破壞，出現(xiàn)了大量囊泡；葉綠體數(shù)目急劇減少，并向細(xì)胞中央移動；葉綠體內(nèi)膜消失，基粒類囊體扭曲，松散；片層間距加大，基粒垛疊數(shù)減少。

ch.葉綠體；w.細(xì)胞壁；g.基粒；s.淀粉粒; 下同圖1 PEG模擬干旱處理下馬鈴薯葉肉細(xì)胞(A)和葉綠體(B)超微結(jié)構(gòu)ch. Chloroplast; w. Cell wall ;g. Granum; s. Starch grain; The same belowFig.1 Ultrastructure changes of mesophyll cell (A) and chloroplast (B) of potato plantlets under PEG treatment

以上結(jié)果說明，在不同濃度PEG4000和NaCl脅迫處理2周后，馬鈴薯試管苗葉肉細(xì)胞及其葉綠體超微結(jié)構(gòu)均受到不同程度傷害，且有隨脅迫濃度加劇的趨勢。

2.2 干旱和鹽脅迫對馬鈴薯試管苗葉片生理生化指標(biāo)的影響

在各濃度PEG和NaCl處理2周后，馬鈴薯試管苗葉片葉綠素含量均比對照顯著降低，降幅分別為22.8%～63.8%和24.8%～70.8%(圖3,A、B)；隨著脅迫程度的增強，試管苗葉片葉綠素含量呈逐漸降低趨勢，且處理間存在顯著差異(P<0.05)。同時，試管苗葉片脯氨酸含量卻比對照不同程度增加，且大多達顯著水平，并隨脅迫強度有增加趨勢，PEG和NaCl處理組增幅分別為2%～8%和60%～350%(圖3,C、D)。

圖2 NaCl處理下馬鈴薯組培苗葉肉細(xì)胞(A)和葉綠體(B)超微結(jié)構(gòu)Fig.2 Ultrastructure changes of mesophyll cell (A) and chloroplast (B) of potato plantlets under NaCl treatment

圖3 PEG和鹽脅迫下馬鈴薯組培苗葉片葉綠素和脯氨酸含量含量變化Fig.3 The chlorophyll and proline contents in leaves of potato plantlets under PEG or NaCl treatments

另外，2組處理試管苗葉片的SOD和CAT活性也比對照顯著增加(圖4,A～D)，但隨脅迫濃度增加表現(xiàn)出先升高后降低的趨勢，并在6%PEG和100 mmol/L NaCl處理時分別達到最大值，此時，SOD活性分別比對照顯著增加47.1%和38.4%，CAT活性則分別顯著增加100%和46.6%；試管苗葉片MDA含量在各濃度PEG和NaCl處理下呈逐漸上升趨勢，且大多與對照差異顯著，2組處理MDA含量比對照增幅分別為70%～240%和80%～200%(圖4,E、F)?？梢?，干旱處理和鹽脅迫處理誘導(dǎo)馬鈴薯試管苗葉片脯氨酸含量和保護酶活性顯著增加，以增強其自身抗逆性，但其仍受到不同程度過氧化傷害，葉綠素合成受阻，分解增加，生長受到明顯抑制。

2.3 干旱和鹽脅迫對馬鈴薯試管苗根系生長的影響

在干旱脅迫和鹽脅迫2周后，馬鈴薯試管苗根系生長發(fā)育(包括根總長、根體積、根數(shù))也受到顯著抑制，且抑制程度均呈現(xiàn)出隨脅迫濃度增加而逐漸增強的趨勢(圖5)。其中，馬鈴薯試管苗根總長、根體積、根數(shù)在各PEG濃度脅迫下分別比對照顯著減少了17.9%～72.5%、18.7%～74.7%和22.7%～84.1%(圖5,A～C)，而其在各濃度鹽脅迫下分別比相應(yīng)對照顯著減少了35.2%～79.2%、8.3%～77.1% 和33.3%～91.1%(圖5,D～F)?？梢?，鹽旱脅迫顯著抑制了馬鈴薯試管苗根系的生長，且呈現(xiàn)出明顯的劑量效應(yīng)，各指標(biāo)中又以根數(shù)受到抑制更強。

圖4 PEG和鹽脅迫下馬鈴薯組培苗葉片丙二醛含量和抗氧化酶活性的變化Fig.4 The malondialdehyde content and enzymatic activities in leaves of potato plantlets under PEG or NaCl treatments

圖5 PEG和鹽脅迫下馬鈴薯組培苗根系生長發(fā)育的變化Fig.5 The growth of potato plantlet roots under PEG or NaCl treatments

3 討 論

植物體遭受干旱脅迫時，其葉片葉綠體在形態(tài)和結(jié)構(gòu)上會發(fā)生一系列變化來適應(yīng)干旱脅迫對其造成的損害，如Yamane等[30]報道干旱脅迫可以嚴(yán)重?fù)p壞水稻葉片葉綠體被膜，而類囊體并不膨脹；Xu等[31]研究表明干旱脅迫下植物葉綠體被膜和類囊體先受到損害，隨著脅迫時間延長和強度增加，類囊體才會有所膨脹。本實驗中，不同濃度PEG-4000模擬干旱脅迫下馬鈴薯試管苗葉片葉綠體被膜和類囊體均受到不同程度的破壞。首先，葉綠體數(shù)目增多，細(xì)胞質(zhì)壁分離發(fā)生，葉綠體被膜消失；其次，囊泡形成，二級液泡出現(xiàn)，細(xì)胞間距變小，葉綠體變形，類囊體開始膨脹，片層扭曲，間距變大；隨后，細(xì)胞壁增厚，膜組織嚴(yán)重受損，嗜鋨顆粒增多，部分類囊體消失，葉綠體類囊體的解體，產(chǎn)生的脂類聚集，就在受損傷的葉綠體內(nèi)形成了嗜鋨顆粒，葉綠體結(jié)構(gòu)變得模糊；最后，淀粉粒增多且變大，脫離葉綠體充滿整個細(xì)胞，葉綠體降解為條狀物。

鹽堿逆境是影響植物生長發(fā)育的另一個主要環(huán)境因素，植物長時間處于此環(huán)境中會引起植物體內(nèi)鈉鉀離子失衡，導(dǎo)致植物細(xì)胞膜的結(jié)構(gòu)和功能發(fā)生改變[31]。在本實驗中，鹽脅迫后馬鈴薯試管苗葉肉細(xì)胞出現(xiàn)明顯扭曲，質(zhì)壁分離發(fā)生，細(xì)胞膜內(nèi)陷出現(xiàn)大量囊泡；植物體內(nèi)細(xì)胞器會發(fā)生不同程度改變，而葉綠體是鹽脅迫之下變化最為敏感的細(xì)胞器[32]，首先葉綠體數(shù)目減少，且向細(xì)胞中央移動，與此同時，類囊體膨脹扭曲，這是鹽脅迫下葉綠體的典型反應(yīng)，在胡瓜[33]中也可以觀察到，隨著脅迫濃度的不斷增大，細(xì)胞壁明顯加厚，Krzesowska[34]報道增厚的細(xì)胞壁可以作為一個屏障，保護細(xì)胞免受金屬元素毒害，質(zhì)壁分離發(fā)生，細(xì)胞間距變??；接著，片層結(jié)構(gòu)變得無序混亂，松散，甚至不清晰，基粒垛疊也減少，可能是因為蛋白質(zhì)合成受到抑制。這些現(xiàn)象在以前馬鈴薯耐逆性研究中有過報道[32-35]。另外，植物體依靠光合作用制造有機物，為機體提供能量維持生命活動。葉綠素是植物進行光合作用所必須的，葉綠素含量高低能反映植物光合作用的強弱。在本實驗中，隨著PEG和鹽濃度的不斷增大，葉片葉綠素含量逐漸減少，主要是由于逆境脅迫使得葉綠體類囊體解體而抑制了葉綠素的合成，這與Su等[36]的研究結(jié)果一致。

植物體內(nèi)活性氧的產(chǎn)生與清除在正常條件下處于動態(tài)平衡狀態(tài)，而在逆境中會失衡，植物體內(nèi)常積累大量的活性氧[15]，造成氧化損害，影響植物的生長，而較高的CAT和SOD活性可以提高植物的耐逆能力；脯氨酸作為滲透保護劑， 是植物細(xì)胞重要的可溶性調(diào)節(jié)物質(zhì)，參與植物抗旱、耐鹽過程，主要通過維持細(xì)胞膨壓，調(diào)節(jié)滲透勢，提高植物應(yīng)對滲透脅迫的能力。隨著PEG和鹽濃度的增加，本實驗中馬鈴薯試管苗CAT和SOD活性呈現(xiàn)先增加后減小的趨勢，而其脯氨酸和丙二醛的含量呈現(xiàn)逐漸顯著上升的趨勢。一方面，隨著PEG和鹽脅迫處理濃度的增加，造成的過度失水對植物細(xì)胞造成嚴(yán)重?fù)p害，使得其生理機能紊亂，抑制了脯氨酸的合成；另一方面，在缺水和高鹽脅迫的環(huán)境下，體內(nèi)SOD和CAT活性的增加還不足以消除過量ROS，從而誘發(fā)植物葉片活性氧的積累，造成氧化脅迫，引起膜質(zhì)過氧化反應(yīng)，致使膜質(zhì)過氧化作用的主要產(chǎn)物MDA大量產(chǎn)生。

綜上所述，馬鈴薯試管苗在遭受干旱和高鹽脅迫時葉片葉綠體被膜和類囊體受到不同程度的損害、滲透調(diào)節(jié)物質(zhì)脯氨酸含量明顯增加、丙二醛含量減少、超氧化物歧化酶和過氧化氫酶大量積累，以及馬鈴薯試管苗根長、根體積和根數(shù)量減少。即馬鈴薯試管苗也通過一系列生理和形態(tài)上的改變來適應(yīng)干旱和高鹽的逆境，使得干旱和高鹽對馬鈴薯的損害降到最低，表現(xiàn)出一定程度的干旱和高鹽脅迫耐性。今后，在本項研究結(jié)果的基礎(chǔ)上，我們將進一步探討旱鹽脅迫下馬鈴薯試管苗葉片超微結(jié)構(gòu)、生理生化指標(biāo)以及根長、根體積、根數(shù)量等指標(biāo)間的相關(guān)性，以期為抗旱和耐鹽性馬鈴薯種質(zhì)資源篩選提供理論依據(jù)，也為馬鈴薯抗逆體系的建立提供參考。

[1] 王淑妍,郭九峰,那 日, 等.非生物脅迫下植物表觀遺傳變異的研究進展[J].西北植物學(xué)報,2016, 36(6):631-640.

WANG S Y, GUO J F, NA R,etal. Research progress of abiotic stress epigenetic variation in plants [J].ActaBot.Boreal-Occident.Sin,2016,36(6):631-640.

[2] 王尊欣,張樹珍. 作物抗旱性及抗旱育種研究進展[J].作物雜志, 2014, 2:26-32.

WANG Z X, ZHANG S Z. Progress in crop breeding drought resistance and drought [J].Crops, 2014,2:26-32.

[3] 程媛媛, 蘇孝良.植物抗旱機制研究進展[J].貴州師范大學(xué)學(xué)報(自然科學(xué)版),2014, 12(2):113-120.

CHENG Y Y, SU X L. Research progress on plant drought resistance mechanism [J].JournalofGuizhouNormalUniversity(Natural Sciences),2014,12(2):113-120.

[4] 宋志榮.馬鈴薯對旱脅迫的反應(yīng)[J].中國馬鈴薯, 2004, 18(6):330-333.

SONG Z R.Response of potatos drought stress [J].ChinesePotato,2004,18(6):330-333.

[5] 蘇日古嘎,孫鐵軍,武菊英, 等.干旱脅迫對禾草苗期抗旱性特征的影響[J].中國草地學(xué)報,2007, 29(3):56-60.

SU R G G, SUN T J, WU J Y,etal. Effect of drought stress on characteristics of drought resistance of grasses during seedling stage [J].ChineseJournalofGrassland, 2007,29(3):56-60.

[6] 祁 雪, 張麗莉, 石 瑛, 等.鹽堿脅迫對馬鈴薯生理和葉片超微結(jié)構(gòu)的影響[J].作物雜志,2014, 4:125-129.

QI X, ZHANG L L, SHI Y,etal. Influence of salt-alkali stress on physiological index and leaf ultrastructure of potato [J].Crops, 2014,4:125-129.

[7] 杜金友,靳占忠,張洪亮, 等.不同玉米自交系干旱脅迫條件下的生理變化[J].張家口農(nóng)學(xué)專報,2003, 19(3):4-6.

DU J Y, JIN Z Z,ZHANG H L,etal.Physiological alteration of different maize inbred in drought stress [J].JournalofZhangjiakouAgriculturalCollege,2003,19(3):4-6.

[8] HAN Q Q, Lü X P, BAI J P,etal. Beneficial soil bacteriumBacillussubtilis(GB03) augments salt tolerance of white clover [J].Front.PlantSci, 2014, 5: 525.

[9] SERRAJ R, SINCLAIR T. Osmolyte accumulation: can it really help increase crop yield under drought conditions? [J].PlantCellEnviron.2002, 25(2): 333-341.

[10] VIJ S, TYAGI A.K. Emerging trends in the functional genomics of the abiotic stress response in crop plants [J].PlantBiotechnol.J. 2007, 5(3): 361-380.

[11] WANG Z Q, YUAN Y Z. Glutamine synthetase and glutamate dehydrogenase contribute differentially to proline accumulation in leaves of wheat (Triticumaestivum) seedlings exposed to different salinity[J].Plantphysiol., 2007, 164(6): 695-701.

[12] GUPTA B, HUANG B. Mechanism of salinity tolerance in plants: physiological, biochemical, and molecular characterization [J].Int.J.Genomics, 2014, 2014: 701596.

[14] NOUNJAN N, NGHIA P T. Exogenous proline and trehalose promote recovery of rice seedlings from salt-stress and differentially modulate antioxidant enzymes and expression of related genes [J].Plantphysiol. 2012, 169: 596-604.

[15] MISHRA P, BHOOMIKA K, DUBEY R. Differential responses of antioxidative defense system to prolonged salinity stress in salt-tolerant and salt-sensitive Indica rice (OryzasativaL.) seedlings [J].Protoplasma, 2011, 250(1): 3-19.

[16] ABDULLAHIL-BAQUE M, LEE E J, PAEK K Y. Medium salt strength induced changes in growth, physiology and secondary metabolite content in adventitious roots ofMorindacitrifolia: the role of antioxidant enzymes and phenylalanine ammonia lyase [J].PlantCellRep, 2010, 29(7): 685-694.

[18] KOCA H, OZDEMIR F, TURKAN I,etal. Effect of salt stress on lipid peroxidation and superoxide dismutase and peroxidase activities ofLycopersiconesculentumandL.pennellii[J].Biol.Plant, 2006, 50(4): 745-748.

[19] YAZICI I, TUERKAN I. Salinity tolerance of purslane (PortulacaoleraceaL.) is achieved by enhanced antioxidative system, lower level of lipid peroxidation and proline accumulation [J].Environ.Exp.Bot, 2007, 61(1): 49-57.

[20] BORUCKI W, SUJKOWSKA M. The effects of sodium chloride-salinity upon growth, nodulation, and root nodules structure of pea (PisumsativumL.) plants [J].ActaPlantPhysiol., 2008, 30: 293-301.

[21] PAREEK A, SINGLA SL, GROVER A.etal.Short-term salinity and high temperature stress-associated ultrastructural alterations in young leaf cells ofOryzasativa[J].AnnBot(Lond), 1997, 80: 629-639.

[22] SHABALA S, BOSE J, HEDRICH, R. Salt bladders: do they matter? [J].TrendsPlantSci., 2014, 19(11): 687-691.

[23] TEPER-BAMNOLKER P, FISCHER N D R, BELAUSOV E,etal. Mint essential oil can induce or inhibit potato sprouting bydifferential altelation of apical meristem[J].Planta, 2010, 232: 179-186.

[24] KOBAYASHI Y, MURATA M, HATTORI T,etal. Abscisic acid-activated SNRK2 protein kinases function in the gene-regulation pathway of ABA signal transduction by phosphorylating ABA response element-binding factors[J].PlantJournal, 2005, 44(6): 939-949.

[25] 毛 娟，白江平，王 蒂，等.水分脅迫下馬鈴薯SnRK2基因的表達模式與生理響應(yīng)[J].中國沙漠, 2014, 34(2):481-487.

MAO J, BAI J P, WANG D,etal．SnRK2 gene expression in responses to physiological characteristics under water stress inSolanumtuberosum[J].JournalofDesertResearch, 2014,34(2):481-487.

[26] KOJI Y, MICHIO K, MITSUTAKA T,etal. Differential effect of NaCl and polyethylene glycol on the ultrastructure of chloroplasts in rice seedlings[J].PlantPhysiol., 2003, 160(5): 573- 575.

[27] SABATINI D D, BENSCH K, BARRNETT R J,etal. The preservation of cellular ultrastructure and enzymatic activity by aldehyde fixation[J].TheJournalofCellBiology,1963,17: 9-58.

[28] HODGES D M, JOHN M D, ROBERT K P,etal. Improving the thiobarbituric acid-reactive-substances assay for estimating lipid peroxidation in plant tissues containing anthocyanin and other interfering compounds [J].Planta, 2014, 207: 604-611.

[29] DELAUNEY A J, HU C A, VERMA D P,etal. A bifunctional enzyme (delta 1-pyrroline-5-carboxylate synthetase) catalyzes the first two steps in proline biosynthesis in plants [J].ProceedingsofTheNationalAcademyofSciencesofTheUnitedStatesofAmerica,1992, 89(19): 9 354-9 358.

[30] YAMANE K, RAHMAN M. S, KAWASAKI M. Pretreatment with antioxidants decreases the effects of salt stress on chloroplast ultrastructure in rice leaf segments (Oryza sativa L.) [J].PlantProd.Sci, 2004, 7: 292-300.

[31] 許桂芳. PEG脅迫對2種過路黃抗性生理生化指標(biāo)的影響[J].草業(yè)學(xué)報, 2008, 17(1):66-70.

XU G F. Effects of PEG stress on resistance physiological and biochemical indexes of adversity of two Lysimachiaspecies [J].ActaPrataculturaeSinica,2008,17(1):66-70.

[33] ARNON D I. Copper enzymes in isolated chloroplasts[J].PlantPhysiol.,1949, 24: 1-15.

[35] BRUNS S, HECHT-BUCHHOLZ C. Light and electron microscope studies on the leaves of several potato cultivars after application of salt at various development stages[J].PotatoRes,1990, 33(1): 33-41.

[36] SUN J, DAI S, WANG R,etal.Calcium mediates root K/Na homeostasis in poplar speciesdiffering in salt tolerance[J].TreePhysiol., 2009, 29: 1 175-1 186.

(編輯:裴阿衛(wèi))

Effects of Drought and Salt Stress on Subcellular Structure and Physiological and Biochemistry Indicators of Potato Plantlets

BAI Jiangping1,2, WANG Xiaobin1,2, GAO Huijuan1,2, HU Kaiming1,2,ZHANG Junlian1,3, WANG Di1,2

(1 Gansu Key Lab of Crop Improvement&Germplasm Enhancement/Gansu Provincial Key Lab of Arid land Crop Science，Lanzhou 730070，China; 2 College of Agronomy, Gansu Agricultural University, Lanzhou 730070; 3 College of Horticulture, Gansu Agricultural University，Lanzhou 730070，China)

In this study, the detoxification potato plantlets plants of ‘Longshu No.3’ were cultivated under PEG-4000(0, 2%, 4%, 6% and 8% PEG) and gradient saline stress (0, 25, 50, 100 and 200 mmol·L NaCl) respectively. The root growth and the ultrastructure of mesophyll cell were observed two weeks later. The physiological and biochemical indices were measured to provided the theoretical basis for screening salt-tolerant and drought-resistant potato germplasm. The results showed that: with the increase of external PEG-4000 or NaCl concentration, (1) the total of root length, root volume and root number were decreased. With extension of time the decrease was obvious. This decline in salt stress obviously greater than that in drought stress, explained that roots were sensitive to salt stress; (2) potato plantlet cell wall obviously thickened and plasmolysis, plastoglobuli markedly increased, numerous vesicles, chloroplasts gradually damaged to a complete disorganization; (3) potato plantlet plants leaf proline content significantly increased, the activities of catalase (CAT) and superoxide dismutase (SOD) and malondialdehyde (MDA) content significantly increased, while chlorophyll content decreased. In conclusion, the PEG-4000 simulated drought and salt stress could cause serious damage of plant chloroplast structure and chlorophyll content significantly decreased. The more stress and the more serious damage. Simultaneously, drought and salt stress also induced that potato plantlet leaf proline content and the activities of catalase (CAT) and superoxide dismutase (SOD) significantly increased and alleviated the drought and high salt stress injury.

potato, drought stress, salt stress, subcellular structure, physiological indicators

1000-4025(2016)11-2233-08

10.7606/j.issn.1000-4025.2016.11.2233

2016-04-27;修改稿收到日期:2016-11-21

科技部國際科技合作項目(2014DEG31570)；國家自然科學(xué)基金(31460369)；蘭州科技研究項目(2013-4-156)；甘肅省財政專項課題(GSCZZX2014-1)

白江平 (1978-)，男，副教授，碩士生導(dǎo)師，主要從事作物遺傳育種研究。E-mail: baijp@gsau.edu.cn

Q945.78

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