鄭 斌,尹志奎
剛地弓形蟲(Toxoplasmagondii, Tg)為專性細胞內(nèi)寄生原蟲,可主動侵入多種動物的有核細胞,導致弓形蟲感染或人獸共患弓形蟲病。對于美國和法國來說,弓形蟲已成為繼沙門菌(Salmonella)和李斯特菌(Listeria)后的第三大食源性致死性病原體[1]。
微線體蛋白(microneme proteins, MICs)[2]、棒狀體蛋白(rhoptry proteins, ROPs)[3]及致密顆粒蛋白(dense granules proteins, GRAs)[4]等多種蛋白都參與了弓形蟲粘附、入侵和發(fā)育的過程。其中大多數(shù)蛋白必需經(jīng)蛋白酶修飾或加工后,功能域展現(xiàn)或活性位點形成,蛋白才得以發(fā)揮其功用。類枯草桿菌蛋白酶(subtilisin-like protease, SUB)就是其中的蛋白酶之一,屬于絲氨酸蛋白酶家族的一種。最早發(fā)現(xiàn)的頂復門寄生蟲(弓形蟲、瘧原蟲和隱孢子蟲等)的SUB為惡性瘧原蟲(Plasmodiumfalciparum, Pf)的PfSUB1 和 PfSUB2[5-6]。PfSUB1有多個作用底物,是惡性瘧的必需蛋白酶,也是一個潛在的抗瘧藥物靶點[7-10]。PfSUB2是一個促進惡性瘧裂殖子表面蛋白1(merozoite surface protein 1, MSP-1)成熟的成熟酶[6]。SUB在頂復門寄生蟲的生物學中發(fā)揮著重要作用[11-12]。
1.1蛋白結(jié)構(gòu)與特性
1.1.1TgSUB1的結(jié)構(gòu) Miller等[13]用PfSUB1(GenBank CAA05261)的催化區(qū)域序列[5]對弓形蟲EST文庫(ParaDB.cis.upenn.edu/toxo/index.html)進行BLAST和模序搜索,得到弓形蟲的相似DNA片段TgESTzy93h10.r1。設(shè)計引物,從弓形蟲RH株的λZAPII cDNA文庫中擴增出2 241 bp片段,但未包含起始密碼。利用5′ RACE(Rapid amplification of cDNA ends)擴增全長基因,命名為TgSUB1。根據(jù)基因的開放讀碼框(open reading frame, ORF)預測TgSUB1蛋白包含信號肽(signal peptide)、prodomain、催化區(qū)(catalytic domain)和富含脯氨酸(proline-rich)的C端。
TgSUB1(GenBank AY043483)蛋白含795個氨基酸殘基(amino acid residue, aa),分子量84 916 Da,等電點為5.15。在第23aa Gly(Gly23)后有一個預測的信號肽酶酶切位點;氨基酸序列中有與其它生物SUB相似的催化三聯(lián)征Asp259、His315和Ser490及oxyanion hole residue Asn407;C端為富含脯氨酸序列TPP(S/C)APSP(P/S)P(P/R)。新孢子蟲(Neosporacaninum, Nc)的SUB1(NcSUB1, GenBank AAF04257)也含有此序列,但兩者在基本序列和重復片段上有明顯差異[14]。無跨膜區(qū);在Ser769處有一潛在的糖基磷脂酰肌醇(glycosyl-phosphatidylinositol, GPI)錨著位點。與其它生物的SUB相比,TgSUB1與NcSUB1最相似,相似率達66%,同PfSUB1、PfSUB2 和解淀粉芽孢桿菌(Bacillusamyloliquefaciens)的BPN′相似率分別為40%、32%和33%。催化區(qū)域的氨基酸高度保守。
1.1.2TgSUB1定位于微線體 利用PfSUB1抗血清(能識別TgSUB1)對TgSUB1進行免疫熒光定位,結(jié)果顯示熒光標簽位于蟲體的一極;免疫電鏡下TgSUB1和MIC2共定位于微線體[13]。TgSUB1與MIC相似,以鈣離子依賴的方式從蟲體的微線體分泌。
Binder等[15]分別采用GRA1、ROP1和微線體蛋白2相關(guān)蛋白(MIC2 associated protein, M2AP)的啟動子表達TgSUB1,Western blot結(jié)果表明GRA1、ROP1啟動子啟動下TgSUB1有較高的表達水平;免疫熒光定位顯示GRA1啟動子下表達的TgSUB1定位于納蟲泡(parasitophorous vacuole, PV)和蟲體表面;ROP1啟動子下TgSUB1一部分定位于微線體,一部分可達蟲體表面;M2AP啟動子下TgSUB1定位于微線體。該結(jié)果提示TgSUB1定位于微線體是啟動子特異性的。
將血凝素(hemagglutinin, HA)標簽插入TgSUB1 prodomain基因的不同區(qū)域,誘導表達蛋白。結(jié)果顯示大部分TgSUB1產(chǎn)物被正確加工為小分子形式,且定位于微線體;當HA標簽插入prodomain區(qū)域使其加工過程不完全時,則TgSUB1不能有效的定位于微線體,大量堆積于分泌途徑上。由此判斷TgSUB1 prodomain的加工對于TgSUB1的定位非常重要[15]。
為確定TgSUB1的不同區(qū)域?qū)υ摰鞍锥ㄎ坏挠绊?,Binder等[15]構(gòu)建了前肽(propeptide)、催化區(qū)域、富含脯氨酸區(qū)域和GPI anchor分別缺失的蟲株。免疫熒光定位分別顯示催化區(qū)域、富含脯氨酸區(qū)域和GPI anchor的缺失并不影響TgSUB1定位于微線體,而前肽缺失株的TgSUB1則滯留于蟲體胞核的周圍,因此TgSUB1前肽對于TgSUB1在微線體的定位是必須的。
將TgSUB1前肽序列與綠色熒光蛋白(green fluorescent protein, GFP)、表面蛋白1(surface antigen 1, SAG1)分別構(gòu)建異構(gòu)重組體,免疫熒光定位顯示GFP、SAG1均可定位于微線體,提示前肽序列中可能含有微線體定位信號肽;將僅含前肽序列的肽段免疫熒光定位,結(jié)果顯示該前肽滯留于內(nèi)質(zhì)網(wǎng),并未到達微線體,提示前肽序列的氨基酸的折疊信息對于前肽功能是必須的[15]。
1.1.3TgSUB1通過GPI錨著與蟲體胞膜連接 氨基酸序列分析顯示TgSUB1有一個GPI錨著的加入位點[13]。Binder等[15]用磷脂酰肌醇特異性磷脂酶C(phosphatidylinositol-specific phospholipase C, PI-PLC)處理蟲體,裂解液經(jīng)Triton X-114抽提,TgSUB1產(chǎn)物出現(xiàn)在水相部分,提示TgSUB1的GPI部分已被PI-PLC切去,因為其余部分為水溶性的,因此TgSUB1產(chǎn)物在水相部分出現(xiàn)。
含3H的氨基乙醇(ethanolamine)和軟脂酸酯(palmitate)可以標記GPI錨著蛋白SAG1、SAG3和SAG4,其中3H氨基乙醇是通過GPI anchor來標記蛋白,而軟脂酸酯則通過硫酯(thioester)的聯(lián)接來標記蛋白。PfSUB1抗體識別的免疫共沉淀產(chǎn)物中的TgSUB1能被3H的氨基乙醇和軟脂酸酯標記,提示TgSUB1通過GPI錨著與蟲體胞膜連接。
1.2TgSUB1的功能
1.2.1TgSUB1對多種功能蛋白的酶解加工作用 Miller等[13]的研究發(fā)現(xiàn)TgSUB1連續(xù)被加工,從120 kDa到90 kDa、82 kDa至70 kDa、47 kDa、直至44 kDa蛋白片段,絲氨酸蛋白酶抑制劑brefeldin A可阻止TgSUB1的第二次加工(由90 kDa到82 kDa),提示TgSUB1可能具有自身修飾功能。
在正常情況下,M2AP被加工為M2AP1~4 4個蛋白片段[16];MIC4(72 kDa)的N端先被剪切產(chǎn)生一個70 kDa的分子,然后其C端被加工產(chǎn)生50 kDa 和15 kDa的產(chǎn)物[16-18]。在SUB1缺失(△sub1)的弓形蟲株分泌產(chǎn)物中檢測不到 MIC4 50 kDa和M2AP1~4。同樣,野生株的MIC2在正常情況下其N端被切去一個5 kDa的蛋白片段,但△sub1蟲株的MIC2的分子量較大,提示其未被加工[19]。
為進一步分析TgSUB1的潛在作用底物,Lagal等[19]用雙向差異凝膠電泳(two-dimensional differential gel electrophoresis, 2D-DIGE)對△sub1蟲株排泄分泌抗原(excreted-secreted antigen, ESA)進行蛋白組學分析,結(jié)果顯示:1)未觀察到TgSUB1的80 kDa、70 kDa、40 kDa及TgSUB1 prodomain蛋白片段;2)MIC2 95~90 kDa蛋白片段、M2AP1~4蛋白片段、MIC4 50 kDa和15 kDa產(chǎn)物的量減少;3)M2AP成熟體和MIC4 72 kDa precursor的量增加;4)MIC1、MIC3和GRA7等蛋白的豐度增加。這些結(jié)果提示△sub1蟲株中多種蛋白的加工與野生株不同。
眾多研究表明弓形蟲的出胞(egress)過程不同于蟲體入胞過程,發(fā)揮關(guān)鍵作用的蛋白也不同[20]。Roiko 等[21-22]認為TgSUB1有可能參與蟲體出胞過程中蛋白的酶解加工。
1.2.2TgSUB1與蟲體的粘附、入侵及滑移運動相關(guān) 由于弓形蟲蟲體表面蛋白水解加工關(guān)系到MICs的激活、蟲體的粘附及入侵,因此Lagal等[19]分析了不同弓形蟲株粘附、入侵宿主細胞的能力。實驗結(jié)果顯示△sub1蟲株的粘附效率下降了30~40%,入侵效率(和宿主細胞共孵育15 min)下降了45~60%。當入侵時間的標準向后延遲設(shè)定為1 h時,△sub1蟲株的入侵程度與對照蟲株相當,提示△sub1蟲株對宿主細胞的入侵為延緩入侵,這種現(xiàn)象在M2AP缺陷株的入侵中同樣存在[23]。因此,TgSUB1的缺失削弱了速殖子的粘附和入侵效率[19]。
弓形蟲速殖子有3種運動方式:螺旋運動(helical)、環(huán)狀運動(circular)及快速轉(zhuǎn)動(twirling)[24]。將△sub1蟲株滴加在FBS包被的蓋玻片上,活體視頻顯微鏡(live video microscopy)下未能觀察到其滑移運動蹤跡,而補充了全長SUB1的△sub1蟲株則可呈現(xiàn)出相應的蹤跡,提示△sub1蟲株的滑移運動(gliding motility)存在缺陷。
1.2.3TgSUB1與蟲體的毒力相關(guān) 將10-1 000個蟲株(△sub1株和對照株)由腹腔途徑感染小鼠,小鼠死亡的時間無明顯差異。250個蟲體由靜脈途徑感染小鼠,對照株感染小鼠的死亡時間為10 d,而△sub1株感染小鼠的死亡時間為14~15 d,提示在小鼠動物模型上,TgSUB1的表達對于弓形蟲毒力是必須的[19]。
1.2.4TgSUB1的活性及酶解加工特性受TgMIC5的抑制 Brydges等[25]發(fā)現(xiàn)TgMIC5可抑制TgSUB1的活性,推測其機制為:1)TgMIC5直接與TgSUB1聯(lián)接,并占據(jù)其活性位點;2)TgMIC5與TgSUB1的作用底物相連,從而保護底物免受TgSUB1的過度作用(因為TgMIC5與任何蛋白抑制劑無氨基酸序列相似性)。Saouros等[1]利用核磁共振分光術(shù)(nuclear magnetic resonance spectroscopy)發(fā)現(xiàn)TgMIC5的三維結(jié)構(gòu)與TgSUB1 prodomain相似,其C端彈性肽可插入TgSUB1的活性位點,從而抑制該蛋白的活性。不僅TgSUB1的活性受MIC5抑制,TgSUB1自身的修飾及TgSUB1對TgMIC4、TgMIC2、TgM2AP和穿孔素樣蛋白1(perforin-like protein 1, PLP1)的加工也被抑制。也正是由于與膜錨著蛋白TgSUB1的直接相互作用,TgMIC5才得以滯留于蟲體胞膜上。
1.2.5TgSUB1為弓形蟲病診斷抗原的候選分子 Hruzik等[26]利用雙向電泳對弓形蟲裂解液進行篩選,質(zhì)譜分析差異位點,結(jié)果提示TgSUB1為一潛在的急性弓形蟲病診斷抗原。在體外利用原核表達系統(tǒng)制備TgSUB1 C端蛋白片段,約24.7 kDa,以空質(zhì)粒菌做對照,分別與29份未感染血清、23份急性弓形蟲病患者血清和28份慢性或隱性感染者血清進行線性點雜交實驗(Line blot assay),結(jié)果顯示TgSUB1可以很好地與急性感染血清中的IgA、IgM和IgG反應,提示TgSUB1為弓形蟲病診斷抗原的候選分子之一。
2.1蛋白結(jié)構(gòu)與特性
2.1.1TgSUB2的結(jié)構(gòu) Miller等[27]以已知的惡性瘧原蟲的PfSUB1設(shè)計同源引物,PCR擴增TgSUB2。TgSUB2(GenBank AF420596)基因ORF全長3 903bp,1 300個aa,包含有信號肽、跨膜區(qū)和催化三聯(lián)征D783、H836、S999和 oxyanion hole N931。TgSUB2和其它SUB有300個aa(包括蛋白催化區(qū)域)非常相似。在催化區(qū)域,TgSUB2與PfSUB2的相似度較高(35%),與TgSUB1、NcSUB1有30%相似。TgSUB2有一個鈣連接環(huán)(calcium-binding loop)N849-V853,提示該蛋白并非蛋白酶K家族成員。TgSUB2為I 型跨膜蛋白。
2.1.2TgSUB2與TgSUB1為兩個不同的蛋白 免疫共沉淀實驗發(fā)現(xiàn)能識別TgSUB1的PfSUB1抗體不能與TgSUB2的沉淀物發(fā)生明顯反應,僅在90 kDa處有弱的蛋白條帶。提示TgSUB1和TgSUB2為弓形蟲速殖子的兩個截然不同的蛋白,且兩蛋白僅有很小的交叉反應性。
2.1.3TgSUB2為蟲體的必須蛋白 為觀察TgSUB2基因斷裂后對弓形蟲入侵的影響,Miller等[27]試圖制備TgSUB2基因斷裂株,無論是氯霉素乙酰轉(zhuǎn)移酶(chloramphenical acetyl transferase, CAT)篩選標記還是次黃嘌呤-黃嘌呤-鳥嘌呤-磷酸核糖轉(zhuǎn)移酶(hypoxanthine xanthine guanine phosphoribosyl transferase, HXGPRT)體系,200多個克隆均未得到TgSUB2基因斷裂株,提示TgSUB2基因為速殖子的必需基因,一旦基因斷裂,TgSUB2蛋白缺失,蟲體不能存活。
2.1.4TgSUB2定位于棒狀體 Miller等[27]用TgSUB2抗體Western blot分析弓形蟲速殖子ESA,結(jié)果發(fā)現(xiàn)在微線體及致密顆粒胞器分泌的蛋白中檢測不到TgSUB2。免疫電鏡下兔源性抗體識別的TgSUB2分布于棒狀體的球部,與小鼠源性單克隆抗體Tg49識別的TgROP1共定位于棒狀體。與PfSUB2不同,PfSUB2定位于裂殖子(merozoite)的致密顆粒胞器[6]。
2.2TgSUB2的功能
2.2.1TgSUB2對其自身、TgROP1進行加工 在TgSUB2 C端加一個HA標簽,E686突變?yōu)镽,S999突變?yōu)锳,分別制備TgSUB2-HA、TgSUB2-HA E686R和TgSUB2-HA S999A重組體,轉(zhuǎn)染入表達系統(tǒng),TgSUB2抗體和HA抗體Western blot分析表達產(chǎn)物。在TgSUB2-HA的表達產(chǎn)物中可以檢測到三個蛋白條帶:140 kDa、90 kDa和85 kDa,而在TgSUB2-HA E686R和TgSUB2-HA S999A的表達產(chǎn)物中,TgSUB2抗體可以檢測到三個蛋白條帶,HA抗體只檢測到兩個蛋白條帶:140 kDa和85 kDa,該結(jié)果提示TgSUB2對其自身有加工作用,且該作用發(fā)生在蛋白的N端,作用位點為E686;S999為TgSUB2的活性位點之一,一旦突變,TgSUB2的活性受到影響[27]。
瘧原蟲ROP多組裝為大的復合體,才能被正確運輸至棒狀體胞器。弓形蟲的多數(shù)ROP也經(jīng)歷相同的加工過程。TgROP1的剪切位點E83突變后,TgROP1的加工受到抑制。分析TgSUB2和TgROP1的蛋白序列,兩者有相似的剪切位點,提示TgSUB2有可能參與TgROP1的加工[27]。
2.2.2TgSUB2與TgROP1相聯(lián)接 TgSUB2可以和弓形蟲裂解液中的部分TgROP1共同出現(xiàn)在免疫共沉淀產(chǎn)物中,提示TgSUB2和TgROP1相聯(lián)接[27]。而且,與TgSUB2聯(lián)接的是TgROP1的成熟體,非TgROP1前體,該發(fā)現(xiàn)支持TgSUB2對TgROP1有加工作用的推測。Kim等[28]認為既然TgSUB2對TgROP1加工后,能使其由前體轉(zhuǎn)變?yōu)槌墒祗w,則TgSUB2為TgROP1的成熟酶(maturase)。與ROP2、ROP4不同,TgSUB2不具有棒狀體定向序列YXXF或NYXP,該蛋白之所以定位于棒狀體,可能與它和ROP1的聯(lián)接作用相關(guān)。
TgSUB1和TgSUB2參與弓形蟲的粘附、入侵和運動,并影響蟲株的毒力;PfSUB1、PfSUB2和PfSUB3[29]在蟲體入侵及發(fā)育過程中發(fā)揮作用,且PfSUB1還是一個潛在的抗瘧藥物靶點;微小隱孢子蟲(Cryptosporidiumparvum, Cp)的SUB1在蟲體感染細胞時發(fā)揮作用,也有可能作為一個潛在的藥物靶點[30]。隨著頂復門寄生蟲SUB的廣泛深入研究,有助于發(fā)現(xiàn)更多TgSUB及它們在弓形蟲生物學中的更多作用,有可能發(fā)現(xiàn)合適的藥物靶點,從而有效預防弓形蟲感染和弓形蟲病。
參考文獻:
[1]Saouros S, Dou Z, Henry M, et al. Microneme protein 5 regulates the activity of Toxoplasma subtilisin 1 by mimicking a subtilisin prodomain[J]. J Biol Chem, 2012, 287(43): 36029-36040. DOI:10.1074/jbc.M112.389825
[2]Sheiner L, Santos JM, Klages N, et al.Toxoplasmagondiitransmembrane microneme proteins and their modular design[J]. Mol Microbiol, 2010, 77(4): 912-929. DOI:10.1111/j.1365-2958.2010.07255.x
[3]Labesse G, Gelin M, Bessin Y, et al. ROP2 fromToxoplasmagondii: a virulence factor with a protein-kinase fold and no enzymatic activity[J]. Structure, 2009, 17(1): 139-146. DOI:10.1016/j.str.2008.11.005
[4]Nam HW. GRA proteins ofToxoplasmagondii: maintenance of host-parasite interactions across the parasitophorous vacuolar membrane[J]. Korean J Parasitol, 2009, 47 Suppl: S29-37. DOI:10.3347/kjp.2009. 47. S.S29
[5]Blackman MJ, Fujioka H, Stafford WH, et al. A subtilisin-like protein in secretory organelles ofPlasmodiumfalciparummerozoites[J]. J Biol Chem, 1998, 273(36): 23398-23409. DOI:10.1074/jbc.273.36.23398
[6]Hackett F, Sajid M, Withers-Martinez C, et al. PfSUB-2: a second subtilisin-like protein inPlasmodiumfalciparummerozoites[J]. Mol Biochem Parasitol, 1999, 103(2): 183-195. DOI:10.1016/S0166-6851(99)00122-X
[7]Silmon de Monerri NC, Flynn HR, Campos MG, et al. Global identification of multiple substrates forPlasmodiumfalciparumSUB1, an essential malarial processing protease[J]. Infect Immun, 2011, 79(3): 1086-1097. DOI:10.1128/IAI.00902-10
[8]Withers-Martinez C, Suarez C, Fulle S, et al. Plasmodium subtilisin-like protease 1 (SUB1): insights into the active-site structure, specificity and function of a pan-malaria drug target[J]. Int J Parasitol, 2012, 42(6): 597-612. DOI:10.1016/j.ijpara.2012.04.005
[9]Agarwal S, Singh MK, Garg S, et al. Ca2+-mediated exocytosis of subtilisin-like protease 1: a key step in egress ofPlasmodiumfalciparummerozoites[J]. Cell Microbiol, 2013, 15(6): 910-921. DOI:10.1111/cmi.12086
[10]Fulle S, Withers-Martinez C, Blackman MJ, et al. Molecular determinants of binding to the Plasmodium subtilisin-like protease 1[J]. J Chem Inf Model, 2013, 53: 573-583. DOI:10.1021/ci300581z
[11]Conseil V, Soête M, Dubremetz JF. Serine protease inhibitors block invasion of host cells byToxoplasmagondii[J]. Antimicrob Agents Chemother, 1999, 43(6): 1358-1361.
[12]Blackman MJ. Proteases involved in erythrocyte invasion by the malaria parasite: function and potential as chemotherapeutic targets[J]. Curr Drug Targets, 2000, 1(1): 59-83. DOI:10.2174/1389450003349461
[13]Miller SA, Binder EM, Blackman MJ, et al. A conserved subtilisin-like protein TgSUB1 in microneme organelles ofToxoplasmagondii[J]. J Biol Chem, 2001, 276(48): 45341-45348. DOI:10.1074/jbc.M106665200
[14]Louie K, Conrad PA. Characterization of a cDNA encoding a subtilisin-like serine protease (NC-p65) ofNeosporacaninum[J]. Mol Biochem Parasitol, 1999, 103(2): 211-223. DOI:10.1016/S0166-6851(99)00127-9
[15]Binder EM, Lagal V, Kim K. The prodomain ofToxoplasmagondiiGPI-anchored subtilase TgSUB1 mediates its targeting to micronemes[J]. Traffic, 2008, 9(9): 1485-1496. DOI:10.1111/j.1600-0854.2008.00774.x
[16]Zhou XW, Blackman MJ, Howell SA, et al. Proteomic analysis of cleavage events reveals a dynamic two-step mechanism for proteolysis of a key parasite adhesive complex[J]. Mol Cell Proteomics, 2004, 3(6): 565-576. DOI:10.1074/mcp.M300123-MCP200
[17]Carruthers VB, Sherman GD, Sibley LD. TheToxoplasmaadhesive protein MIC2 is proteolytically processed at multiple sites by two parasite-derived proteases[J]. J Biol Chem, 2000, 275(19): 14346-14353. DOI:10.1074/jbc.275.19.14346
[18]Brecht S, Carruthers VB, Ferguson DJ, et al. TheToxoplasmamicronemal protein MIC4 is an adhesin composed of six conserved apple domains[J]. J Biol Chem, 2001, 276(6):4119-4127. DOI:10.1074/jbc. M008294200
[19]Lagal V, Binder EM, Huynh MH, et al.Toxoplasmagondiiprotease TgSUB1 is required for cell surface processing of micronemal adhesive complexes and efficient adhesion of tachyzoites[J]. Cell Microbiol, 2010, 12(12): 1792-1808. DOI:10.1111/j.1462-5822.2010.01509.x
[20]Lourido S, Tang K, Sibley LD. Distinct signalling pathways control Toxoplasma egress and host-cell invasion[J]. EMBO J, 2012, 31(24): 4524-4534. DOI:10.1038/emboj.2012.299
[21]Roiko MS, Carruthers VB. New roles for perforins and proteases in apicomplexan egress[J]. Cell Microbiol, 2009, 11(10): 1444-1452. DOI:10.1111/j.1462-5822.2009.01357.x
[22]Zhou XW, Kafsack BF, Cole RN, et al. The opportunistic pathogenToxoplasmagondiideploys a diverse legion of invasion and survival proteins[J]. J Biol Chem, 2005, 280(40): 34233-34244. DOI:10.1074/jbc. M504160200
[23]Huynh MH, Rabenau KE, Harper JM, et al. Rapid invasion of host cells byToxoplasmarequires secretion of the MIC2-M2AP adhesive protein complex[J]. EMBO J, 2003, 22(9): 2082-2090. DOI:10.1093/emboj/cdg217
[24]H?kansson S, Morisaki H, Heuser J, et al. Time-lapse video microscopy of gliding motility inToxoplasmagondiireveals a novel, biphasic mechanism of cell locomotion[J]. Mol Biol Cell, 1999, 10(11): 3539-3547.
[25]Brydges SD, Zhou XW, Huynh MH, et al. Targeted deletion of MIC5 enhances trimming proteolysis ofToxoplasmainvasion proteins[J]. Eukaryot Cell, 2006, 5(12): 2174-2183. DOI:10.1128/EC.00163-06
[26]Hruzik A, Asif AR, Gross U. Identification ofToxoplasmagondiiSUB1 antigen as a marker for acute infection by use of an innovative evaluation method[J]. J Clin Microbiol, 2011, 49(7): 2419-2425. DOI:10. 1128/JCM.00464-11
[27]Miller SA, Thathy V, Ajioka JW, et al. TgSUB2 is aToxoplasmagondiirhoptry organelle processing proteinase[J]. Mol Microbiol, 2003, 49(4): 883-894. DOI:10.1046/j.1365-2958.2003.03604.x
[28]Kim K. Role of proteases in host cell invasion byToxoplasmagondiiand other Apicomplexa[J]. Acta Trop, 2004, 91(1): 69-81. DOI:10.1016/j.actatropica.2003.11.016
[29]Alam A, Bhatnagar RK, Chauhan VS. Expression and characterization of catalytic domain ofPlasmodiumfalciparumsubtilisin-like protease 3[J]. Mol Biochem Parasitol, 2012, 183(1): 84-89. DOI:10.1016/j. molbiopara.2011.12.009
[30]Wanyiri JW, Techasintana P, O’Connor RM, et al. Role of CpSUB1, a subtilisin-like protease, inCryptosporidiumparvuminfectioninvitro[J]. Eukaryot Cell, 2009, 8(4): 470-477. DOI:10.1128/EC.00306-08