植物花藥開裂機制研究進展

丁澤琴王志敏牛 義湯青林田時炳王永清楊 洋宋 明

（1西南大學(xué)園藝園林學(xué)院，南方山地園藝學(xué)教育部重點實驗室，重慶市蔬菜學(xué)重點實驗室，重慶 400715；2重慶市農(nóng)業(yè)科學(xué)院蔬菜花卉研究所，重慶 400055）

花是植物的主要生殖器官。在植物生殖發(fā)育階段，雄性生殖發(fā)育由于涉及復(fù)雜且精細(xì)的細(xì)胞發(fā)育分子機制而成為植物發(fā)育生物學(xué)重點研究的對象?；ㄋ幾鳛樾廴镒钪匾慕M成部分，含有與花粉粒形成及釋放有關(guān)的生殖和營養(yǎng)組織?；ㄋ庍m時開裂，花粉才能在成熟后適時釋放進行授粉，從而保證傳粉與受精過程的順利進行，所以花藥開裂是花藥發(fā)育后期的一個重要特征。當(dāng)作物花藥開裂不完善或完全不開裂時，就會影響傳粉作用的完成而導(dǎo)致作物減產(chǎn)。因此對花藥開裂機理的研究不僅有利于揭示植物的雄性生殖發(fā)育過程，而且有利于通過人工控制花藥開裂，從而在生產(chǎn)上節(jié)約育種成本，提高育種質(zhì)量。花藥開裂涉及花藥壁各層細(xì)胞的變化以及細(xì)胞內(nèi)的許多生理生化反應(yīng)，研究者已在擬南芥（Sanders et al.，1999）、百合（Varnier et al.，2005）、水稻（Zhu et al.，2004）、玉米（Vernoud et al.，2009）和茄科（Bonner & Dickinson，1989；Beals & Goldberg，1997）的一些植物上開展了花藥開裂的相關(guān)研究。除了解剖學(xué)觀察外，近年來在分子生物學(xué)研究中又發(fā)現(xiàn)了受體蛋白激酶（Mizuno et al.，2007）和多聚半乳糖醛酸酶（Gorguet et al.，2009）等幾個與調(diào)節(jié)花藥開裂相關(guān)的功能基因。本文對近年來在植物花藥發(fā)育過程及花藥開裂機制上的相關(guān)研究進行總結(jié)，從而為植物生殖發(fā)育的系統(tǒng)研究提供參考。

1 花藥發(fā)育的過程

花藥由最初的雄蕊原基形成。雄蕊原基角隅處的孢原細(xì)胞經(jīng)過平周分裂形成初生壁細(xì)胞和造孢細(xì)胞，造孢細(xì)胞經(jīng)過一系列的有絲分裂和減數(shù)分裂形成小孢子，即后來的花粉。而初生壁細(xì)胞則經(jīng)過平周分裂形成了藥室內(nèi)壁（纖維層）、中間層和絨氈層。當(dāng)花藥成熟時，藥室內(nèi)壁細(xì)胞壁的內(nèi)切向壁和橫向壁發(fā)生帶狀加厚，從而有助于花藥的開裂和花粉的散放。Sanders等（1999）通過對擬南芥花藥的細(xì)胞切片觀察，將從雄蕊原基發(fā)生到花藥開裂脫落的整個過程分為15個時期，并做了詳細(xì)的描述。在1～4期中，從花藥原基開始細(xì)胞分裂形成各層組織，逐漸形成成熟花藥的腔、壁、連接細(xì)胞和導(dǎo)管區(qū)域。第5期，具有四角結(jié)構(gòu)的花藥原基孢子體細(xì)胞逐漸分化成了內(nèi)壁層、中間層、絨氈層和小孢子母細(xì)胞。小孢子母細(xì)胞經(jīng)5～7期的減數(shù)分裂形成含有單倍體小孢子的四分體，并包裹有一層較厚的胼胝質(zhì)層。在第8期，胼胝質(zhì)酶復(fù)合體降解胼胝質(zhì)層，使得小孢子從四分體釋放出來。在9～12期，小孢子經(jīng)過2次有絲分裂形成具有三核的花粉粒。隨著花粉發(fā)育，花藥不斷增大，部分花藥特異組織降解，在12～13期裂口細(xì)胞破裂后形成兩室花藥。13期后花粉釋放，花藥逐漸衰老并脫落。

2 花藥開裂的組織細(xì)胞學(xué)研究

花藥開裂發(fā)生在四分體之后，主要涉及3個特殊的組織：藥室內(nèi)壁、藥隔和裂口。

2.1 藥室內(nèi)壁

Scott等（2004）發(fā)現(xiàn)藥室內(nèi)壁在花藥發(fā)育的第5階段開始形成，第6階段開始擴張，第11階段由于木質(zhì)素和纖維素的沉積而加厚。在帶有肉桂酰輔酶A還原酶1（CCR1）、肉桂酰脫氫酶a（CAD）和d突變的擬南芥三突變體中，不能合成木質(zhì)素單體，其藥室內(nèi)壁未能加厚從而導(dǎo)致花藥不開裂（Thevenin et al.，2011）。Mizuno等（2007）發(fā)現(xiàn)擬南芥受體蛋白激酶rpk2突變體表現(xiàn)為雄性不育，是由于藥室內(nèi)壁未加厚而導(dǎo)致花藥未開裂。向珣等（2007）對經(jīng)普通白菜品種矮腳黃（父本）與甘藍型油菜OguCMS（母本）雜交后，并與父本連續(xù)回交6代獲得的普通白菜矮腳黃OguCMS的花藥進行切片觀察，發(fā)現(xiàn)其藥室內(nèi)壁細(xì)胞完整，卻沒有次生加厚，因而花藥未開裂。

2.2 裂口結(jié)構(gòu)

裂口組織是一層特殊細(xì)胞構(gòu)成的單細(xì)胞層，是花藥最終開裂的位置（Keijzer，1987）。裂口由藥室內(nèi)壁的表皮細(xì)胞分化而成，并形成了單個的細(xì)胞區(qū)域，裂口位置決定了花藥開裂的位置。藥室內(nèi)壁次生加厚，而花粉囊之間的裂口和藥隔不加厚的方式對花藥的開裂至關(guān)重要。Beals和Goldberg（1997）在番茄細(xì)胞消融的研究中分離了由TA35啟動子控制的細(xì)胞毒素barnase基因，barnase基因在環(huán)形細(xì)胞簇、裂口組織和連接組織中表達，使得這些組織加速消融，從而引起花藥不開裂。而抗細(xì)胞毒素barstar基因表達時則會保護藥室周圍的組織，僅裂口消融，花藥表現(xiàn)不開裂，從而揭示了裂口在花藥開裂中的重要作用。

2.3 細(xì)胞的程序性死亡（PCD）

關(guān)于花藥開裂是由細(xì)胞程序性死亡引起的已有報道。擬南芥突變體non-dehiscence1的花藥經(jīng)歷了不正常的細(xì)胞程序性死亡，導(dǎo)致藥室內(nèi)壁脫水并間接引起裂口細(xì)胞不降解，因而花藥不開裂，但花粉有活力（Sanders et al.，1999）。一些植物雄性不育突變體的絨氈層無法正常降解，表明絨氈層細(xì)胞的程序性死亡對花粉形成至關(guān)重要（Parish & Li，2010）。Varnier等（2005）發(fā)現(xiàn)百合花的細(xì)胞程序性死亡開始發(fā)生在絨氈層，并向外延伸到中間細(xì)胞層、裂口組織等花藥的各個組織，最后是藥室內(nèi)壁和藥隔的降解。Senatore等（2009）在細(xì)胞程序性死亡導(dǎo)致番茄花藥開裂的研究中，通過觀察番茄的藥隔、中間層及裂口周圍表皮組織的超微結(jié)構(gòu)，發(fā)現(xiàn)這些組織都發(fā)生了正常的細(xì)胞程序性死亡，并在藥隔和裂口的表皮中發(fā)現(xiàn)了半胱氨酸蛋白酶（SlCysEP），花藥裂開時藥室周圍的小孢子體中也有SlcysEP的積累，認(rèn)為SlcysEP與花藥開裂相關(guān)。

3 花藥壁組織的脫水和酶解研究

3.1 花藥壁的脫水

開花期的最后一個階段涉及藥室內(nèi)壁和表皮細(xì)胞的脫水，引起藥室向外彎曲，繼而花藥開裂。在花藥壁脫水期間，Bonner和Dickinson（1989）發(fā)現(xiàn)了連接組織中淀粉的流失，并且提出淀粉轉(zhuǎn)化為糖能增加花藥組織的滲透勢。Stadler等（1999）在擬南芥花藥藥隔周圍觀察到了H+-蔗糖轉(zhuǎn)運體AtSUC1，由于AtSUC1增加了藥隔的滲透勢而導(dǎo)致花藥周圍組織脫水。對矮牽?；ㄋ庨_裂過程的研究表明，花藥的脫水在一定程度上是水從花藥向蜜腺中轉(zhuǎn)移而引起的。Ge等（2000）研究證實，矮牽牛NECTARY（NEC1）和NEC2基因作用于花絲和裂口細(xì)胞的上部分，因此打破了淀粉轉(zhuǎn)化為糖的平衡并調(diào)節(jié)裂口和蜜腺的水勢，最終導(dǎo)致花藥脫水。Thompson等（2010）發(fā)現(xiàn)擬南芥中黃酮轉(zhuǎn)運因子FFT的缺乏會影響黃酮類化合物的水平，并且FFT可通過調(diào)節(jié)花藥脫水來控制花藥開裂，在fft-1突變體中花藥不開裂。

煙草中2種水通道蛋白PIP1和PIP2在花藥和柱頭中特異表達（Bots et al.，2005a）；花藥開裂期間，PIP2蛋白不表達；利用RNA干擾技術(shù)使PIP2表達，發(fā)現(xiàn)花藥延遲開裂，從而發(fā)現(xiàn)水通道蛋白參與花藥脫水的過程（Bots et al.，2005b）。

3.2 隔膜的酶解

水解細(xì)胞壁的幾種酶及蛋白包括聚半乳糖醛酸酶（PGs）、β-1，4-糖苷酶和擴展蛋白（Cho& Cosgrove，2000）等，這些酶在大量的特定細(xì)胞中表達。Torki等（2000）發(fā)現(xiàn)一組相關(guān)的PGs在花和花芽中表達，其他的PGs在營養(yǎng)組織中表達。Roberts等（2002）認(rèn)為花藥開裂的過程與水解細(xì)胞間膠質(zhì)的細(xì)胞壁降解酶有關(guān)。Rhee等（2003）發(fā)現(xiàn)擬南芥中許多PGs蛋白與花粉壁的發(fā)育有關(guān)，如QRT1、QRT2和QRT3是花粉母細(xì)胞壁退化所必需的。另外，擬南芥開裂區(qū)域多聚半乳糖醛酸酶ADPG1、ADPG2和QRT2均與花藥的開裂有關(guān)（Ogawa et al.，2009）。有研究表明這3種PGs均受到茉莉酸的調(diào)節(jié)，其中ADPG2也受到乙烯的調(diào)節(jié)（Gonzalez-Carranza et al.，2007），QRT2則受到乙烯和脫落酸的共同調(diào)節(jié)（Ogawa et al.，2009）。Gorguet等（2009）在研究番茄花藥開裂突變中發(fā)現(xiàn)了新的PG基因ps-2，其表達和花藥的開裂同時發(fā)生。

4 植物激素參與花藥開裂的調(diào)節(jié)

4.1 茉莉酸

對擬南芥花藥開裂突變體的研究表明，茉莉酸有助于調(diào)控花藥的開裂、花絲的伸長和花粉活力（Scott et al.，2004），與茉莉酸代謝途徑相關(guān)的基因有DAD1、FAD、LOX、AOS、AOC、OPR。DAD1編碼參與茉莉酸合成途徑中的磷脂酶A1，dad1突變體的花藥不開裂。AOS基因編碼一種叫丙二烯氧化合酶的羥脂通道酶，突變體aos的花粉發(fā)育正常，但是花藥不開裂，從而導(dǎo)致雄性不育。OPR編碼12-氧植二烯還原酶，該酶催化茉莉酸反應(yīng)途徑中最關(guān)鍵的一步。

擬南芥突變體dde1（延遲開裂）和opr3，其茉莉酸生物合成的途徑中缺乏12-氧植二烯還原酶，導(dǎo)致裂口不正常脫水和花藥延遲開裂（Sanders et al.，2000）。對擬南芥突變體coil、opr3和dad1的花藥形態(tài)學(xué)分析發(fā)現(xiàn)，在茉莉酸調(diào)控途徑各個階段中的缺陷都會導(dǎo)致花絲變短、花藥不開裂（Ishiguro et al.，2001）。

4.2 生長素

研究表明其他植物激素也參與了花藥開裂。生長素在花的發(fā)育、器官形成和花粉發(fā)育中起著至關(guān)重要的作用，并且在協(xié)調(diào)花粉成熟和花藥開裂之間也起主要作用（Cheng et al.，2006）。根癌農(nóng)桿菌基因rolB的定向表達增加了生長素的敏感性，轉(zhuǎn)基因煙草中生長素水平的增加導(dǎo)致花藥延遲開裂（Cecchetti et al.，2007）。通過對擬南芥生長素受體突變體的分析，證實了生長素對花藥發(fā)育的調(diào)節(jié)作用；在tir1、afb1、afb2、afb3生長素受體多突變中，存在花藥提前開裂和花粉提前成熟的現(xiàn)象，在絨氈層退化之前發(fā)生藥室內(nèi)壁木質(zhì)化，藥隔和裂口同時且不連續(xù)降解；生長素誘導(dǎo)細(xì)胞分裂，導(dǎo)致花粉提前進行有絲分裂，并且花絲延長率降低（Cecchetti et al.，2008）。生長素的累積導(dǎo)致了棉花花藥不開裂，主要是由于細(xì)胞骨架的改變以及藥室內(nèi)壁增厚方向從縱向向橫向的轉(zhuǎn)變（Yasuor et al.，2006）。Nagpal等（2005）從T-DNA插入突變的擬南芥群體中，篩選到與花藥開裂后期、花絲和花瓣均較野生型短的突變體，從突變體中分離到了一類轉(zhuǎn)錄因子，生長素影響因子ARF，通過研究arf6-2和arf8-3單突變體及二者的雙突變體，發(fā)現(xiàn)其花藥延遲開裂。

近期的研究表明，生長素并不是獨立調(diào)節(jié)花藥開裂的，而是通過影響其他植物激素如茉莉酸來調(diào)控花藥開裂。擬南芥dad1突變體中，生長素受體因子ARF6和ARF8的缺失影響了茉莉酸的形成，因此導(dǎo)致了花藥延遲開裂、花絲變短和花瓣伸長（Tabata et al.，2010），通過噴灑外源茉莉酸，這些特征得到了明顯的改善（Cecchetti et al.，2007）。Tabata等（2010）研究發(fā)現(xiàn)，生長素受體因子ARF6和ARF8有激活DAD1表達和調(diào)節(jié)茉莉酸合成的作用。

4.3 赤霉素

通過對5個擬南芥C19-GA2-氧合酶突變體的研究發(fā)現(xiàn)，赤霉素對花器官發(fā)育的協(xié)調(diào)性和同步性是必需的（Rieu et al.，2008）。在絨氈層降解前和花藥開裂初期檢測到GA3ox3和GA3ox4基因的最大表達量，表明絨氈層是產(chǎn)生赤霉素的主要位置（Hu et al.，2008）。HvGAMYB是一類轉(zhuǎn)錄因子，受到GA的上游調(diào)節(jié)，Murray等（2003）研究發(fā)現(xiàn)轉(zhuǎn)基因擬南芥中HvGAMYB的過量表達可導(dǎo)致花藥不開裂。

4.4 乙烯

Rieu等（2003）在2個煙草乙烯不敏感突變體etr1轉(zhuǎn)基因煙草植株和使用乙烯受體抑制劑1-甲基-環(huán)丙烯（MCP）處理的野生型煙草的研究中，發(fā)現(xiàn)其花藥均延遲開裂；用乙烯處理后花藥提前開裂。矮牽?；ǖ囊蚁┦荏wPhETR2的反義抑制作用使得裂口在減數(shù)分裂前脫水，且花藥提前開裂（Wang & Kumar，2007）。這些研究表明乙烯可能是作為一種信號分子調(diào)節(jié)煙草和矮牽牛的花藥開裂。

5 轉(zhuǎn)錄因子與花藥開裂

各種轉(zhuǎn)錄因子通過調(diào)控藥室內(nèi)壁次生加厚來控制花藥開裂。在擬南芥MYB26突變體中，花藥的發(fā)育最初是正常的，減數(shù)分裂之后絨氈層和中間層細(xì)胞開始降解；然而在野生型花藥中存在藥室內(nèi)壁的擴張和次生加厚，突變體中卻未見藥室內(nèi)壁加厚（Steiner-Lange et al.，2003），從而導(dǎo)致花藥不能正常開裂引起雄性不育。Yang等（2007）研究發(fā)現(xiàn)轉(zhuǎn)基因擬南芥中因AtMYB24過量表達導(dǎo)致藥室內(nèi)壁無纖維狀加厚，因而花藥未開裂。水稻中AID1（花藥開裂）基因編碼1個與花藥發(fā)育相關(guān)的MYB轉(zhuǎn)錄因子，主要調(diào)節(jié)花粉成熟階段的細(xì)胞程序性死亡和次生代謝物的沉積，從而影響花粉成熟和花藥開裂，該基因的突變體由于花藥開裂推遲而導(dǎo)致部分不育（Zhu et al.，2004）。

Mitsuda等（2005）研究發(fā)現(xiàn)NAC轉(zhuǎn)錄因子（次生壁加厚促進因子）中的NST1和NST2的抑制表達可引起藥室內(nèi)壁不加厚，進而導(dǎo)致花藥不開裂。在擬南芥ucl1突變體中，MYB26、NST1和NST2通過下游調(diào)控UCL1（HD-ZIP亮氨酸拉鏈蛋白的同源結(jié)構(gòu)域轉(zhuǎn)錄因子）的表達可導(dǎo)致花藥不開裂（Li et al.，2007）。玉米的插入型突變體中HD-ZIP IV轉(zhuǎn)錄因子OCL4基因的表達抑制藥室內(nèi)壁增厚，進而導(dǎo)致花藥不開裂 （Vernoud et al.，2009）。對擬南芥轉(zhuǎn)基因植物SAF1-OX的研究表明，在營養(yǎng)生長階段，SAF1-OX與野生型相比，其形態(tài)學(xué)特征表現(xiàn)正常，在生殖生長階段，80%的植株表現(xiàn)為部分不育或者完全不育，其不育程度與SAF1基因的表達量有關(guān)；在光學(xué)顯微鏡和電子顯微鏡下觀察，SAF1-OX的花藥和野生型花藥的形態(tài)結(jié)構(gòu)，發(fā)現(xiàn)SAF1-OX的花藥不開裂，且藥室內(nèi)壁未加厚，這也證實了F-box蛋白有阻礙藥室內(nèi)壁加厚，從而導(dǎo)致花藥不開裂的作用（Yun et al.，2012）。

6 展望

隨著對顯花植物花藥開裂機理研究的深入，從細(xì)胞分化、細(xì)胞分裂、降解和程序性死亡等組織細(xì)胞的觀察，到生理生化變化以及分子水平的基因調(diào)控研究，都為不斷揭示植物生殖發(fā)育中前期花的生長發(fā)育奠定了一定的基礎(chǔ)。然而，關(guān)于花藥開裂過程的研究還有很多值得探索的內(nèi)容，比如關(guān)于花藥的藥室內(nèi)壁增厚的精確定位、裂口的調(diào)節(jié)、隔膜的形成以及花藥中水運動的調(diào)節(jié)過程等。相信通過對花藥開裂過程調(diào)控網(wǎng)絡(luò)的深入研究，在生產(chǎn)上將有助于加快雄性不育材料的創(chuàng)造及雜種優(yōu)勢育種的進程。

向珣，曹家樹，葉紈芝，崔輝梅，俞建濃.2007.白菜OguCMS相關(guān)MYB家族新基因BcMYBogu的克隆與特征分析.遺傳，29（5）：621-628.

Beals T P，Goldberg R B.1997.A novel cell ablation strategy blocks tobacco anther dehiscence.The Plant Cell，9：1527-1545.

Bonner L，Dickinson H.1989.Anther dehiscence in Lycopersicon esculentum Mill.New Phytologist，113：97-115.

Bots M，F(xiàn)eron R，Uehlein N，Weterings K，Kaldenhoff R，Mariani T.2005a.PIP1and PIP2 aquqporins are differentially expressed during tobacco anther and stigma development.Journal of Experimental Botany，56：113-121.

Bots M，Vergeldt F，Wolters-Arts M，Weterings K，van As H，Mariani C.2005b.Aquaporins of the PIP1 class are required for efficient anther dehiscence in tobacco.Plant Physiology，137：1049-1056.

Cecchetti V，Altamura M M，Serino G，Pomponi M，F(xiàn)alasca G，Costantino P，Cardarelli M.2007.ROX1，a gene induced by rolB，is involved in procambial cell proliferation and xylem differentiation in tobacco stamen.The Plant Journal，49：27-37.

Cecchetti V，Altamura M M，F(xiàn)alasca G，Costantino P，Cardarelli M.2008.Auxin regulates Arabidopsis anther dehiscence，pollen maturation，and filament elongation.The Plant Cell，20：1760-1774.

Cheng Y，Dai X，Zhao Y.2006.Auxin biosynthesis by the YUCCA flavinmonooxygenases controls the formation of floral organs and vascular tissues in Arabidopsis.Genes and Development，20：1790-1799.

Cho H T，Cosgrove D J.2000.Altered expression of expansionmodulates leaf growth and pedicel abscission in Arabidopsis thaliana.Proceedings of the National Academy of Sciences，97：9783-9788.

Ge Y X，Angenent G C，Wittich P E，F(xiàn)ranken J，Busscher M.2000.NEC1，a novel gene，highly expressed in nectary tissue of Petunia hybrid.The Plant Journal，24：725-734.

Gonzalez-Carranza Z H，Elliott K A，Roberts J A.2007.Expression of polygalacturonases and evidence to support their role during cell separation processes in Arabidopsis thaliana.Journal of Experimental Botany，58：3719-3730.

Gorguet B，Schipper D，van Lammeren A，Visser R G，van Hensden A W.2009.ps-2，the gene responsible for functional sterility in tomato，due to non-dehiscent anthers，is the result of a mutation in a novel polygalacturonase gene.Theoretical and Applied Genetics，118：1199-1209.

Hu J H，Mitchum M G，Barnaby N，Ayele B T，Ogawa M，Nam E，Lai W C，Hanada A，Alonso J M，Ecker J R，Swain S M，Yamaguchi S，Kamiya Y，Sun T P.2008.Potential sites of bioactive gibberellin production during reproductive growth in Arabidopsis.The Plant Cell，20（2）：320-336.

Ishiguro S，Kawai-Oda A，Ueda J，Nishida I，Okada K.2001.The DEFECTIVE IN ANTHER DEHISCENCE gene encodes a novel phospholipase A1 catalyzing the initial step of jasmonic acid biosynthesis，which synchronizes pollen maturation，anther dehiscence，and flower opening in Arabidopsis.The Plant Cell，13：2191-2209.

Keijzer C.1987.The processes of anther dehiscence and pollen dispersal，the opening mechanism of longitudinally dehiscing anthers.New Phytologist，105：487-489.

Li Q J，Xu B，Chen X Y，Wang L J.2007.The effects of increased expression of an Arabidopsis HD-ZIP gene on leafmorphogenesis and anther dehiscence.Plant Science，173（5）：567-576.

Mitsuda N，Seki M，Shinozaki K，Ohme-Takagi M.2005.The NAC transcription factors NST1and NST2 of Arabidopsis regulate secondary wall thickenings and are required for anther dehiscence.The Plant Cell，17：2993-3006.

Mizuno S，Osakabe Y，Maruyama K，Ito T，Osakabe K，Sato T，Shinozaki K，Yamaguchi-Shinozaki K.2007.Receptor-like protein kinase 2（RPK2） is a novel factor controlling anther development in Arabidopsis thaliana.Plant Journal，50：751-766.

Murray F，Kalla R，Jacobsen J，Gubler F.2003.A role for HvGAMYB in anther development.The Plant Journal， 33：481-491.

Nagpal P，Ellis cm，Weber H，Ploense S E，Barkawi L S，Guilfoyle T J，Hagen G，Alonso J M，Cohen J D，F(xiàn)armer E E，Ecker J R，Reed J W.2005.Auxin response factors ARF6and ARF8 promote jasmonic acid production and flower maturation.Development，132：4107-4118.

Ogawa M，Kay P，Wilson S，Swain S M.2009.ARABIDOPSIS DEHISCENCE ZONEPOLYGALACTURONASE1 （ADPG1），ADPG2 and QUARTET2 are polygalacturonases required for cell separation during reproductive development in Arabidopsis.The Plant Cell，21：216-233.

Parish R W，Li S F.2010.Death of a tapetum：a programme of developmental altruism.Plant Science，178：73-89.

Rhee S Y，Osborne E，Poindexter P D，Somerville C R.2003.Microspore separation in the quartet 3mutants of Arabidopsis is impaired by a defect in a developmentally regulated polygalacturonase required for pollenmother cell wall degradation.Plant Physiology，133：1170-1180.

Rieu I，Wolters-Arts M，Deksen J，Mariani C，Weterings K.2003.Ethylene regulates the timing of anther dehiscence in tobacco.Planta，217：131-158.

Rieu I，Eriksson S，Powers S J，Gong F，Griffiths J，Woolley L，Benlloch R，Nilsson O，Thomas S G，Hedden P，Phillips A L.2008.Genetic analysis reveals that C19-GA2-oxidation is a major gibberellin inactivation pathway in Arabidopsis.The Plant Cell，20（9）：2420-2436.

Roberts J A，Elliott K A，Gonzalez-Carranza Z H.2002.Abscission，dehiscence and other cell separation processes.Annual Review of Plant Biology，53：131-158.

Sanders P M，Bui A Q，Weterings K，McIntire K N，Hsu Y C，Lee P Y，Truong M T，Beals T P，Goldberg R B.1999.Anther developmental defects in Arabidopsis thaliana male-sterile mutants.Sexual Plant Reproduction，11：297-322.

Sanders P M，Lee P Y，Biesgen C，Boone J D，Beals T P，Weiler E W，Goldberg R B.2000.The Arabidopsis DELAYED DEHISCENCE1 gene encodes an enzyme in the jasmonic acid synthesis pathway.The Plant Cell，12（7）：1041-1061.

Scott R J，Spielman M，Dickinson H G.2004. Stamen structure and function.The Plant Cell，16（1）：46-60.

Senatore A，Trobacher C P，Greenwood J S.2009.Ricinosomes predict programmed cell death leading to anther dehiscence in tomato.Plant Physiology，149：775-790.

Stadler R，Truernit E，Gahrtz M，Sauer N.1999.The AtSUC1 sucrose carrier may represent the osmotic driving force for anther dehiscence and pollen tube growth in Arabidopsis.The Plant Journal，19：269-278.

Steiner-Lange S，Unte U S，Eckstein L，Yang C，Wilson Z A，Schmelzer E，Dekker K，Saedler H.2003.Disruption of Arabidopsis thaliana MYB26 results in male sterility due to non-dehiscent anthers.The Plant Journal，34：519-528.

Tabata R，Ikezaki M，F(xiàn)ujibe T，Aida M，Tian C E，Ueno Y，Yamamoto K T，Machida Y，Nakamura K，Ishiguro S.2010.Arabidopsis auxin response factor 6and 8 regulate jasmonic acid biosynthesis and floral organ development via repression of class 1 KNOX genes.Plant and Cell Physiology，51：164-175.

Thevenin J，Pollet B，Letarnec B，Saulnier L，Gissot L，Maia-Grondard A，Lapierre C，Jouanin L.2011.The simultaneous repression of CCR and CAD，two enzymes of the lignin biosynthetic pathway，results in sterility and dwarfism in Arabidopsis thaliana.Molecular Plant，4（1）：70-82.

Thompson E P，Wilkins C，Demidchik V，Davies J M，Glover B J.2010.An Arabidopsis flavonoid transporter is required for anther dehiscence and pollen development.Journal of Experimental Botan y，61：439-451.

Torki M，Mandaron P，Mache R，F(xiàn)alconet D.2000.Characterization of a ubiquitous expressed gene family encoding polygalacturonase in Arabidopsis thaliana.Gene，242：427-436.

Varnier A L，Mazeyrat-Gourbeyre F，Sangwan R S，Clement C.2005.Programmed cell death progressivelymodels the development of anther sporophytic tissues from the tapetum and is triggered in pollen grains during maturation.Journal of Structural Biology，152：118-128.

Vernoud V，Laigle G，Rozie r F，Meeley R B，Perez P，Rogowsky P M.2009.The HD-ZIP IV transcription factor OCL4 is necessary for trichome patterning and anther development in maize.The Plant Journal，59：883-894.

Wang Y，Kumar P P.2007.Characterization of two ethylene receptors PhERS1and PhETR2 from petunia：PhETR2 regulates timing of anther dehiscence.Journal of Experimental Botany，58：533-544.

Yang X Y，Li J G，Pei M，Gu H，Chen Z L，Qu L J.2007.Over-expression of a flower-specific transcription factor gene At-MYB24 causes aberrant anther development.Plant Cell Reports，26：219-228.

Yasuor H，Abu-Abied M，Belausov E，Madmony A，Sadot E，Riov J，Rubin B.2006.Glyphosate-induced anther indehiscence in cotton is partially temperature dependent and involves cytoskeleton and secondary wallmodifications and auxin accumulation.Plant Physiology，141：1306-1315.

Kim Y Y，Jung K W，Jeung J U，Shin J S.2012.A novel F-box protein represses endothecial secondary wall thicking for anther dehiscence in Arabidopsis thaliana.Journal of Plant Physiology，169：212-216.

Zhu Q H，Ram M K，Shivakkumar R，Dennis E S，Upadhyaya N M.2004.The ANTHER INDEHISCENCE1 gene encoding a single MYB domain protein is involved in anther development in rice.Plant Journal，135：1514-1525.