玉米抗病基因的克隆、抗性機制及育種應用

摘 要：我國玉米生產中，由于品種高度同質化、多年連作、秸稈還田以及極端氣候頻發(fā)等因素，造成玉米病害流行，且呈逐年加重之勢，嚴重威脅玉米的產量和品質。培育玉米抗病品種是防控病害的根本途徑，而克隆玉米抗病基因并解析其作用機理則是培育玉米抗病品種的基礎。近十年來，玉米抗病基因的定位克隆和機制研究進展迅速，相較前二十年取得了顯著突破，極大促進了玉米抗病遺傳研究和育種應用。綜述了玉米抗病基因挖掘及其作用機制研究的最新進展，闡述其在育種應用上的潛在價值，以期加速玉米優(yōu)良抗病新品種的培育。

關鍵詞：玉米; 抗病基因; 定位克隆; 育種應用

中圖分類號：S513; S332.2"""""" 文獻標識碼：A""""" 文章編號：1002-204X（2024）11-0020-13

doi：10.3969/j.issn.1002-204x.2024.11.004

QTL Mapping and Gene Cloning of Maize Resistance and Its Application

in Breeding

He Shengfeng1， Xu Mingliang2，3， Liu Yuanliang2，3*

（1.College of Plant Protection， China Agricultural University， Beijing 100193; 2.National Maize Improvement Center， College of Agriculture， China Agricultural University， Beijing 100193; 3.National Key Laboratory of Plant Stress Resistance， China Agricultural University， Beijing 100193）

Abstract Due to factors such as a high degree of variety homogenization， multi-year continuous cropping， straw returning to the field， and frequent occurrence of extreme weather， diseases have become prevalent in maize production in China， with their incidence increasing year by year. This trend seriously threatens both the yield and quality of maize. Breeding maize disease-resistant varieties is the fundamental solution to controlling the diseases， while cloning maize disease-resistant genes and analysing their mechanism of action forms the foundation for such breeding efforts. Over the past decade， significant progress has been made in QTL mapping and gene cloning related to maize resistance， greatly benefiting research and applications in disease resistance breeding. The recent advances in the mining of maize disease-resistance genes and their mechanisms of action are reviewed， and their potential value in breeding applications is described， with the objective of accelerating the breeding of new maize varieties with excellent disease-resistance performance.

Key words Maize; Disease resistance genes; QTL mapping and gene cloning; Application in breeding

作者簡介：何勝鳳（1997—），女，貴州黔西南州人，博士，研究方向為玉米抗病遺傳育種。*為通信作者。

收稿日期：2024-10-10

玉米作為全球最重要的農作物之一，因其產量高、生物量大以及營養(yǎng)豐富等特點，被廣泛用于食用、飼用和工業(yè)加工等領域[1]。在我國，玉米種植面積和產量均位居三大作物之首。確保玉米穩(wěn)產對我國的糧食安全和民生福祉具有重要的意義。病蟲害是玉米穩(wěn)產的重要限制因素，嚴重影響玉米的產量和品質。據報道，我國每年由病蟲害造成的玉米產量損失約占總產的10%[2]。常見的玉米病害有30多種，涉及葉部、穗部、莖部和根部，其中危害嚴重的有小斑病、大斑病、灰斑病、絲黑穗病、南方銹病、莖腐病和穗腐病等。近年來，由于推廣品種遺傳基礎狹窄、多年連作、秸稈還田、極端氣候等因素，全國范圍內玉米病害呈頻發(fā)態(tài)勢，對玉米生產構成了嚴重威脅。培育抗病良種是控制病害、確保玉米穩(wěn)產的根本途徑。從包含豐富遺傳變異的玉米種質中挖掘抗病基因，有助于玉米品種的抗性改良。盡管克隆基因的實踐已經持續(xù)30多年，但迄今為止，已報道的玉米抗病基因數量仍然有限。自早期通過轉座子標簽法克隆玉米抗圓斑病基因Hm1和抗普通銹病基因Rp1-D以來[3-4]，通過定位克隆鑒定出的玉米抗病基因僅有21個，且大多集中在近十年（圖1）。隨著玉米高通量基因組測序、組裝及多組學研究的不斷深入，玉米抗病基因的定位克隆及機理解析的進程將會進一步加速。

1 植物抗病機理研究進展

在與病原微生物長期競爭的過程中，植物進化出復雜的防御系統(tǒng)，以應對各種病原微生物多樣的入侵策略。在模式植物中的一系列研究揭示，植物存在兩道免疫系統(tǒng)用于識別并響應病原微生物的入侵[5]。第一道免疫系統(tǒng)通過位于細胞膜上的模式識別受體（Pattern recognition receptors， PRRs）識別病原菌保守的病原相關分子模式（Pathogen-associated molecular patterns， PAMPs）或植物自身產生的損傷相關分子模式（Damage-associated molecular patterns， DAMPs），進而將免疫信號傳遞至細胞內，誘發(fā)模式分子觸發(fā)的免疫反應（pattern-triggered immunity， PTI）。PRRs由位于細胞膜表面的受體樣激酶（Receptor-like kinases， RLKs）或受體樣蛋白（Receptor-like proteins， RLPs）組成。RLKs包含胞外結構域（Extracellular domain， ECD）、單次跨膜結構域和胞內激酶結構域，而RLPs缺少胞內激酶結構域。RLKs/RLPs的ECDs負責特異性識別PAMPs或DAMPs。PAMPs/DAMPs包括多肽、蛋白質、低聚糖（肽聚糖和脂寡糖）、寡聚半乳糖醛酸、角質單體及甾醇等[6]。為適應多樣的PAMPs/DAMPs，RLKs/RLPs的ECDs也表現(xiàn)出高度的變異。根據ECDs基序的特點，可將其分為七種類型：LRR（leucine-rich repeat）、LysM（lysine motifs）、WAK/WAKL（wall‐associated kinases）、G-lectin、L-lectin、Malectin及Duf26（domain of unknown function 26）[7]。

第二道免疫系統(tǒng)通過胞內受體識別病原物向植物體內分泌的效應因子（effector），從而引發(fā)效應因子觸發(fā)的免疫反應（effector-triggered immunity，ETI）[5]。這類胞內受體為包含核苷酸結合結構域和亮氨酸富集重復區(qū)的受體類蛋白（nucleotide-binding domain and leucine-rich repeat receptors， NLRs）。NLRs蛋白有三個關鍵結構域組成：N端可變結構域、核苷酸結合（nucleotide-binding， NB）結構域和C端亮氨酸富集重復（Leucine-rich repeat， LRR）結構域。此外，還有一些非典型的結構域可以整合到NLRs中。NLRs的三個關鍵結構域各有其獨特的功能：N端結構域為NLR激活后下游反應的信號傳導結構域[8-10];LRR結構域負責直接或間接識別效應因子[11-12];而NB結構域具有ATP結合活性并充當激活NLRs的開關[13]。根據N端結構域的不同，將NLRs蛋白分為三類，即coiled-coil（CC）NLRs、Toll/Interleukin-1 receptor/Resistance（TIR）protein NLRs和RPW8-like CC domain（RPW8）NLRs[14]。

PTI涉及一系列特征明顯的生理現(xiàn)象，如活性氧（reactive oxygen species， ROS）爆發(fā)、細胞質向質外體的營養(yǎng)轉移受限、胼胝質沉積以及抗菌代謝物和防御激素的生物合成等[15-19]。相比之下，ETI通常在侵染點附近產生超敏反應（hypersensitive response， HR），即引起細胞程序性死亡（programmed cell death， PCD）[20]，從而抑制病原菌的生長。最新研究顯示，PTI和ETI的信號組件存在交叉現(xiàn)象，且二者相互增強，共同抵御病原菌的入侵[21-24]。除PTI和ETI系統(tǒng)外，植物中還有一些抗病基因的作用機制不能歸類到上述系統(tǒng)中，如編碼分子伴侶和囊泡運輸蛋白相關基因等。

2 已克隆的玉米抗病基因及其功能分類

2.1 免疫信號感知類基因

2.1.1 PRRs類抗病基因

在玉米中，通過定位克隆鑒定出6個編碼PRRs的基因：ZmWAK、ZmWAK02、ZmWAKL、ZmWAK-RLK1、ChSK1和ZmLecRK1。其中：ZmWAK和ZmWAK02編碼WAK-RLK，ZmWAKL和ZmWAK-RLK1編碼WAKL-

RLK，ChSK1編碼LRR-RLK，ZmLecRK1編碼G-lectin–RLK。WAKs通常包括胞內絲氨酸/蘇氨酸激酶（serine/threonine kinase， STK）結構域，胞外鈣結合類表皮生長因子（epidermal growth factor， EGF）結構域以及半乳糖醛酸結合（galacturonan‐binding， GUB）結構域。與WAK相比，WAKL通常缺乏EGF結構域[25]。WAK/WAKL類蛋白是植物中鑒定到的頻率最高的PRRs之一。LRR-RLK作為RLK中的最大家族[7， 26-27]，可細分為20個亞家族，參與不同的生物進程[28]。其中：LRR-RLK-Ⅱ亞家族成員作為PRRs的共受體參與植物的免疫反應，如BAK1[29-30]，SERK1[31]等;LRR-

RLK-Ⅻ亞家族成員則參與識別病原菌中的保守蛋白或多肽片段。例如，F(xiàn)LS2識別細菌鞭毛蛋白的保守肽段flg22[32]，EFR識別細菌的生長延伸因子Tu（Elongation factor Tu，EF-Tu）N末端包含18個氨基酸的肽段elf18[33]，以及XA21識別黃單胞菌中的RaxX蛋白[34]。與LRR-RLK-Ⅻ不同，LRR-RLK-Ⅺ亞家屬成員識別植物內源產生的激發(fā)肽（Plant elicitor peptide， Pep）[35-36]。

ZmWAK基因賦予玉米對絲黑穗病的數量抗性，該基因通過高抗自交系“吉1037”和高感自交系“黃早四”組配的群體定位得到[37-38]。ZmWAK對應的QTL-qHSR1能夠解釋至少30%的表型變異。ZmWAK在玉米苗期的中胚軸中高表達，從而阻止致病菌絲軸黑粉菌（Sporisorium reilianum）向玉米地上組織的擴展。與抗病自交系“吉1037”相比，感病自交系“黃早四”中ZmWAK基因缺失。通過對522份代表玉米遺傳多樣性的自交系和184份大芻草中ZmWAK存在/缺失的變異進行檢測，發(fā)現(xiàn)ZmWAK的缺失僅發(fā)生在現(xiàn)代玉米種質中，表明其丟失可能發(fā)生在大芻草馴化成玉米之后。轉錄組數據顯示，在正常生長情況下，ZmWAK促進細胞生長相關基因表達;當受到絲軸黑粉菌侵染后，ZmWAK促進水楊酸誘導的抗病相關基因、幾丁質酶合成相關基因及活性氧產生相關基因等的上調表達，同時抑制細胞生長相關基因的表達，說明ZmWAK可能在平衡生長與防御方面發(fā)揮了作用[39]。最新研究結果表明，ZmWAK通過磷酸化蛋白激酶ZmSnRK1α2，促使其從細胞質轉移至細胞核。ZmSnRK1α2的下游底物是調控跨膜轉運的轉錄因子ZmWRKY53。ZmSnRK1α2通過磷酸化ZmWRKY53促進其降解，進而降低糖類、水通道蛋白等跨膜轉運基因的表達量，從而減少向膜外轉運營養(yǎng)物質。這一改變導致質外體營養(yǎng)物質匱乏，從而限制病原菌生長，表現(xiàn)出抗病性[40]。

ZmWAK02和ZmWAKL均表現(xiàn)出對灰斑病的數量抗性。ZmWAK02通過高抗自交系“SB12”和高感自交系“SA101”組配的群體定位得到，其對應的QTL-qRglsSB能夠解釋58.42%的表型變異。ZmWAK02是一個稀有的抗病等位基因，僅在少數玉米自交系中存在[41]。ZmWAKL由高抗自交系“Y32”和高感自交系“Q11”組配的群體定位得到[42-43]。ZmWAKLY能夠形成二聚體，并在質膜上與共受體ZmWIK結合，形成ZmWAKLY/

ZmWIK受體復合物。當玉米受病原菌侵染時，ZmWAKLY被瞬間激活并增強其磷酸化活性，進而觸發(fā)從ZmWAKLY到ZmWIK、ZmBLK1，最終到ZmRBOH4的免疫信號傳導鏈，導致活性氧爆發(fā)，表現(xiàn)出抗病性。通過三對不同親本組合定位到的玉米抗大斑病QTL位點——Htn1、Ht2和Ht3，最終都以ZmWAK‐RLK1作為候選基因。Htn1引起玉米大斑病的癥狀與Ht2和Ht3不相同，且Htn1表現(xiàn)為數量抗性，而Ht2和Ht3表現(xiàn)為質量抗性。這是由于ZmWAK‐RLK1的胞外結構域高度變異，產生具有不同功能的等位基因[44-45]。ChSK1對小斑病表現(xiàn)出數量抗性。在抗病自交系“Mo17”和“NC292”中，一個轉座子插入ChSK1的LRR結構域，導致其功能喪失，從而賦予對小斑病的隱性數量抗性。進化樹分析顯示，ChSK1與FLS2、Xa21及EFR等同屬LRR-RLK-Ⅻ類。ChSK1的LRR結構域可能識別病原菌中的保守蛋白或多肽，從而觸發(fā)免疫反應[46]。此前報道表明，該亞家族的基因通常為抗病基因，但關于ChSK1的感病機制仍有待進一步研究。ZmLecRK1通過GWAS定位而來，對腐霉莖腐病、小斑病及紋枯病表現(xiàn)出數量抗性。ZmLecRK1的A404S位點氨基酸的自然變異決定了其與ZmBAK1的互作強度，進而影響玉米對多種病害的抗性[47]。

2.1.2 NLR類抗病基因

迄今為止，通過定位克隆鑒定的玉米NLR基因有4個：Rcg1、RppC、RppK和Ht1。Rcg1賦予玉米對炭疽莖腐病的數量抗性，通過延緩炭疽莖腐病的發(fā)病時間來增強抗性[48]。RppC、RppK和Ht1均屬于CC-NLR類型。其中：RppC和RppK對南方銹病具有數量抗性，其編碼蛋白分別通過識別南方銹病病原菌多堆柄銹菌（Puccinia polysora）的效應因子AvrRppC和AvrRppK而觸發(fā)免疫反應。RppC由抗病自交系“CML496”和感病自交系“Lx9801”構建的群體定位得到[49-50]，在RppCLx9801基因的1131 bp處插入一個堿基，造成編碼提前終止，產生截短蛋白，從而使其對南方銹病易感。CHEN G等[51]利用抗病自交系“K22”和感病自交系“丹340”構建群體，鑒定出了抗病基因RppK。通過對約500份玉米自交系、288份地方種、168份大芻草以及74個商業(yè)品種進行RppK的存在/缺失檢測，發(fā)現(xiàn)僅有17份自交系和5份商業(yè)品種攜帶RppK基因。THATCHER S等[52]在抗性自交系“PH4GP”的2號染色體上克隆了抗大斑病基因Ht1。擬南芥NLR抗病蛋白ZAR1被激活后形成同源五聚體漏斗狀結構來實現(xiàn)其抗病功能[13]。Ht1在結構上與ZAR1同源，可能具有相似的抗病機制[52]。此外，通過轉座子標簽克隆的Rp1-D可能也屬于NLR基因。Rp1-D對普通銹病具有數量抗性，其編碼的蛋白為NB-LRR蛋白，但與典型的NLR蛋白相比缺少N端結構域[4]。

2.2 免疫信號轉導及調控相關基因

當PRRs或NLRs感知到病原菌后，諸如蛋白激酶和轉錄因子等一系列信號組件被激活，并參與免疫信號轉導過程。同時，免疫信號轉導的組件會受到不同層面的調控，如表觀修飾和泛素化等，以達到精準抗擊病原菌的目的。

2.2.1 轉錄因子

轉錄因子是基因調控網絡中的核心組分[53]。防御相關的轉錄因子可能充當細胞表面受體和下游功能基因之間信號傳導的節(jié)點，分層式動態(tài)調節(jié)下游基因的表達來應對病原菌的侵襲[54]。WANG H Z等[55]在含有大芻草基因組片段的導入系“C117”中成功克隆了對大斑病、南方銹病和灰斑病表現(xiàn)廣譜抗病性的新基因ZmMM1。ZmMM1編碼一個MYB家族的轉錄抑制因子，來源于“C117”的ZmMM1的3’UTR能夠增強其蛋白翻譯水平。ZmMM1通過抑制編碼一個長鏈非編碼RNA（LncRNA）基因ZmMT3的轉錄水平，從而增強玉米的廣譜抗病性。此外，由抗病自交系“齊319”和感病自交系“掖478”組配的群體定位得到的ZmGLK36編碼一個G2-like轉錄因子，參與玉米對粗縮病的數量抗性[56-57]。ZmGLK36通過直接增強與茉莉酸合成相關基因的表達，提升了玉米植株的抗病能力。研究還發(fā)現(xiàn)，ZmGLK36上游的一個AP2/EREBP家族的轉錄抑制因子ZmDBF2能夠直接結合其5’UTR上的26-bp序列，抑制ZmGLK36表達，導致植株感病[58]。

2.2.2 受表觀修飾的基因

表觀遺傳調控直接參與植物免疫記憶的形成，并影響抗病基因的表達[58-59]。由抗病自交系“1145”及感病自交系“Y331”組配的群體定位得到的ZmCCT對玉米赤霉莖腐病具有數量抗性[60-61]。相比“1145”，“Y331”的ZmCCT基因上游大約2.4 kb處插入一個CACTA‐like轉座子，造成H3K4me3的選擇性清除，進而抑制病原菌誘導的ZmCCT基因表達，最終導致植物感病。轉座子介導的表觀遺傳變異能夠響應外部環(huán)境刺激，這種快速響應機制對植物適應不同生態(tài)環(huán)境以及調整生長狀態(tài)十分重要[62-63]。

2.2.3 泛素化組分

在真核生物中，泛素-蛋白酶體系統(tǒng)負責調節(jié)蛋白的穩(wěn)定性[64]。泛素化是一個多步驟的過程，包括首先由E1酶激活泛素，接著泛素與E2酶結合，最終在E3酶的作用下連接到底物蛋白上進行標記。被泛素標記的蛋白可能會被26S蛋白酶體降解[65]。ZmFBL41編碼一個F-box蛋白，對玉米紋枯病具有數量抗性。ZmFBL41是通過全基因組關聯(lián)分析（GWAS）定位克隆的首個玉米抗病基因。ZmFBL41是SCF E3連接酶復合體的組分之一，其靶標為ZmCAD，ZmCAD是木質素單體生物合成途徑中的最后一個酶。ZmFBL41與ZmCAD互作并促進其降解，導致植物感病。ZmFBL41中兩個氨基酸的自然變異使得其失去與ZmCAD結合的能力，從而增強植株的抗病性[66]。

2.3 植物激素相關基因

植物激素是一類由植物自身產生的小分子化合物，能夠調節(jié)植物多種生理過程。據報道，幾乎所有植物激素都參與了植物的防御反應[67-68]。通過玉米抗病自交系“1145”及感病自交系“Y331”組配的群體，定位克隆了ZmAuxRP1基因。該基因編碼一個生長素調節(jié)蛋白，對赤霉莖腐病及鐮孢穗腐病均具有數量抗性[61，69-70]。在正常生長條件下，ZmAuxRP1維持相對較高的表達量以促進生長素（IAA）的合成;當植物受到病原菌侵染時，ZmAuxRP1表達量下調，從而減少IAA的合成，同時促進苯并惡唑嗪酮的積累，增強對赤霉莖腐病及鐮孢穗腐病的抗性。ZmAuxRP1的動態(tài)調節(jié)維持了植物生長和抗病的相對平衡。

2.4 代謝產物相關基因

初級代謝產物是植物生長發(fā)育所必需的，而次生代謝產物，如木質素、苯并噁嗪酮類和角質層蠟質等的合成，往往有助于植物抵御生物及非生物逆境，且具有個體特異性[71-73]。木質素是一類組成細胞壁的復雜有機聚合物，其合成需要經過一系列的酶促反應[74-75]。目前關于木質素參與植物抗病的依據主要有三點：①木質素作為細胞壁的組分能夠增強細胞壁的屏障功能，從而幫助植物抵御生物及非生物逆境[76];②木質素合成途徑中的某些中間產物可能具有抗菌作用[77];③細胞壁成分的變化可能會觸發(fā)植物免疫反應[78-79]。YANG Q等[80]在玉米自交系“NC292”的9號染色體克隆了與小斑病和灰斑病抗性相關的微效持久性抗病基因ZmCCoAOMT2。該基因編碼咖啡酰輔酶A O -甲基轉移酶，參與苯丙素代謝途徑和木質素合成。另一個基因ZmBGLU17通過GWAS定位得到，對腐霉莖腐病具有數量抗性。ZmBGLU17編碼一個雙定位的β-糖苷水解酶，液泡中的ZmBGLU17能夠水解丁布糖苷，釋放丁布以增強植物抗病性;而細胞質外體的ZmBGLU17能夠促進木質素單體從木質素糖復合物中釋放，增加木質素的積累，從而增強植物抗病性[81]。

角質層蠟質在保護植物免受生物和非生物脅迫（如病原體/害蟲感染、非氣孔水分流失、紫外線和物理損傷等）方面起著關鍵作用。通過GWAS定位得到的ZmWAX2基因與玉米角質層蠟質的合成相關，對鐮孢莖腐病及腫腐病具有數量抗性[82]。

2.5 其他功能的基因

此外，一些尚未歸類到經典植物免疫系統(tǒng)的玉米抗病基因也已被鑒定出來，如編碼囊泡運輸蛋白、分子伴侶及解毒酶相關基因等。

囊泡運輸在植物免疫及植物與病原菌的互作中起著重要作用[83-84]。Rab蛋白是一類調節(jié)蛋白質運輸的GTP酶，而Rab GDP解離抑制因子（Rab GDP dissociation inhibitor， RabGDI）在Rab蛋白從目標位置回到供體膜的循環(huán)中起重要作用，因此在囊泡運輸中具有重要地位[85]。由一個helitron轉座子誘導的變異ZmGDIα-hel可賦予玉米對粗縮病的隱性數量抗性，該基因通過兩對抗感組合“NT409×NT411”“黃C×X178”衍生的精細定位群體定位得到[86-87]。病毒致病因子P7-1通過靶向結合感病因子ZmGDIα形成一個潛在的運輸復合體，從而促進病毒的擴散，增加玉米對粗縮病的感病性。而P7-1因結合抗病蛋白ZmGDIα-hel的能力減弱，最終導致隱性數量抗性。最新研究發(fā)現(xiàn)，P7-1與ZmGDIα的復合體能夠促進赤霉素2-氧化酶ZmGA2ox7.3的寡聚化，增強其酶活性，從而將更多活性形式的赤霉素GA1/GA4轉化為無活性的狀態(tài)，打亂了玉米內源激素的平衡，導致玉米莖稈節(jié)間縮短，表現(xiàn)出典型的矮縮癥狀。而ZmGDIα-hel對ZmGA2ox7.3形成寡聚化的促進能力遠遠低于ZmGDIα，因此植株能夠表現(xiàn)出抗病性[88]。ZmGDIα在玉米生長發(fā)育中扮演著多重關鍵角色，一旦被病毒利用，會對玉米自身產生極大危害。

分子伴侶是細胞中一類重要的蛋白質，介導其他蛋白質的正確折疊和裝配，但自身不成為最終功能結構的組分。有證據表明，分子伴侶在植物免疫中起著重要作用[89-90]，然而其具體機理卻知之甚少。兩個對甘蔗花葉病毒（Sugarcane mosaic virus， SCMV）具有數量抗性的基因，ZmTrxh和ZmABP1，被鑒定為分子伴侶。這兩個基因都是通過抗病親本“FAP1360A”和感病親本“F7”組配的群體定位得到[91-92]。ZmTrxh編碼非典型的H-型硫氧還蛋白，分布于細胞質中。抗病蛋白ZmTrxh活性位點處的兩個半胱氨酸被天冬酰胺和絲氨酸替代，導致ZmTrxh喪失氧化還原功能，但仍具有分子伴侶功能。ZmTrxh通過其分子伴侶功能，保護寄主蛋白免受病毒蛋白的攻擊以及削弱病毒蛋白功能，進而抑制SCMV的復制，提高植株對SCMV的抗病能力[93]。ZmABP1編碼生長素結合蛋白1（Auxin binding protein 1， ABP1）。研究表明，ZmABP1受SCMV誘導后表達量的差異與其抗病水平相關[94]。最新研究還發(fā)現(xiàn)分子伴侶在激活NLR類蛋白介導的免疫中也發(fā)揮作用[95]。這些發(fā)現(xiàn)表明，分子伴侶在植物免疫中可能具有多重功能，尤其是在調控抗病毒免疫反應方面發(fā)揮了重要作用。

微生物在植物體內產生的毒素通常是植物病害的關鍵決定因素[96-97]，而植物的解毒作用是植物抗病的策略之一[98]。JOHAL G S等[3]通過轉座子標簽法分離出第一個植物抗病基因Hm1，它賦予玉米對圓斑病的抗性。Hm1編碼一種HC毒素還原酶，使真菌產生的HC毒素失活，導致植株抗病。然而，在玉米中通過定位克隆的解毒酶基因目前還未見報道。

3 玉米抗病分子育種應用與展望

傳統(tǒng)的玉米抗病品種培育依賴于育種家的經驗，通過表型來篩選抗病品系。這一過程耗時、低效，且高度依賴環(huán)境條件。將分子標記輔助選育與傳統(tǒng)育種手段結合，是加快培育玉米優(yōu)良抗病品種的有效策略。分子標記輔助選育通過在基因水平上進行精確選擇，能夠提高育種效率并縮短育種周期。隨著生物技術的快速發(fā)展，高通量測序、轉基因、基因編輯和生物信息技術在玉米抗病育種中的應用前景廣闊。轉基因技術能夠通過引入外源抗病基因，直接提升植物的抗病性;基因編輯技術，如CRISPR-Cas9，則能精準插入或修飾內源抗病基因，培育出抗病性更強的新品種。此外，基因組選擇（GS）技術結合大規(guī)模的基因組數據和表型數據，可以在育種早期階段預測育種材料的抗病潛力，從而顯著加快育種進程。

展望未來，隨著這些新興技術的進一步發(fā)展和廣泛應用，玉米抗病育種將變得更加精準高效。這不僅能夠應對現(xiàn)有的病害挑戰(zhàn)，還可以迅速應對新的病原體或環(huán)境變化所帶來的壓力。這些技術的融合有望大幅度提高全球玉米生產的穩(wěn)定性和產量，為確保糧食安全作出重要貢獻。

3.1 玉米抗病種質資源的收集和評估

玉米自然種質資源中蘊含著豐富的遺傳變異，篩選出對多種病害兼抗的種質資源是培育抗病品種的基礎。段燦星等[99]對1 647份玉米種質進行了抗腫囊腐霉莖腐病和擬輪枝鐮孢穗腐病鑒定，篩選出的高抗莖腐病和穗腐病的種質分別為564份和27份，僅有13份種質對兩種病害均表現(xiàn)高抗。WANG X M等[100]對152份玉米種質進行了抗大斑病、小斑病、灰斑病、葉斑病、普通銹病和南方銹病鑒定，僅有7.9%的測試自交系對于4或5種葉部病害表現(xiàn)抗性，其中大多數來自美國種質。許多抗病種質來源于熱帶地區(qū)，如高抗灰斑病的自交系“Y32”是從熱帶Suwan1種質衍生而來的[42，101]，高抗赤霉莖腐病的自交系“1145”從P78599群種質衍生而來，該種質混合了來自南美的ETO種質和來自泰國的Suwan1的血緣[60，69]。在玉米自然種質中，一些抗病優(yōu)質等位基因的占比非常少。例如抗病等位基因ZmCCT（不攜帶轉座子）僅在P78599衍生的自交系中被鑒定到[60-61，102];在檢測的1 000余份材料中，僅有36份自交系攜帶玉米粗縮病抗病等位基因ZmGDIα-hel[88];同樣，在測試的1 000余份材料中，僅有22份材料攜帶RppK[51];ZmWAK02也只存在于少數玉米自交系材料中[41]。因此，大規(guī)模收集和評估種質資源不僅能夠識別新的抗病基因，還為抗病品種的改良提供了寶貴的遺傳多樣性，有助于在不斷變化的環(huán)境和病害壓力下，培育出更多高效、抗病的玉米品種。

玉米的祖先大芻草也是玉米抗病改良的重要遺傳資源。在玉米的馴化過程中，丟失了很多優(yōu)良的抗病遺傳變異[103]。如大芻草來源的ZmMM1的3’UTR變異位點相比于Mo17來源位點，能夠增強ZmMM1的蛋白翻譯水平，從而增強玉米對多種病害的抗性[104];ZmWAK廣泛存在于受檢測的大芻草種質中，但在部分現(xiàn)代栽培玉米中已經丟失，造成玉米對絲黑穗病的感病性[105]。因此，充分利用大芻草中的遺傳資源，結合現(xiàn)代育種技術，將為玉米抗病性改良提供新的契機。這種基于近緣資源的抗病基因挖掘為玉米抗病育種提供了一條全新的重要途徑，拓寬了育種材料的遺傳基礎，也為應對未來的病害挑戰(zhàn)提供了更多的可能性。

3.2 分子輔助選擇育種

利用分子標記輔助選擇（Marker-assisted selection， MAS）技術對存在自然變異的抗病等位基因進行選擇，可以顯著加快玉米抗病品種的培育，具有巨大的應用前景。例如利用MAS回交引入抗絲黑穗病的QTL-qHSR1，顯著提高了10個自交系對絲黑穗病的抗性[106]。作為qHSR1的功能基因，ZmWAK已經在抗絲黑穗病育種中得到了廣泛的應用，成功改良了中國本土感病種質“唐四平頭”，并培育出了一大批玉米絲黑穗病抗性自交系和品種[106]。ZmCCT為赤霉莖腐病抗性QTL-qRfg1的功能基因[60]。ZmCCT是一個多效性基因，除了與抗病相關外，還與光周期敏感性有關[62]。通過MAS技術將9個ZmCCT的抗病單倍型引入7個優(yōu)良自交系中，其中H5單倍型增強對莖腐病抗性的同時還降低了光周期敏感性[102]。H5單倍型已被廣泛應用于我國的抗莖腐病育種中，未來有望極大緩解玉米赤霉莖腐病的危害[107]。此外，ZmWAK02是灰斑病抗性QTL-qRglsSB的功能基因，通過MAS將其分別導入雜交種“先玉335”和“鄭單958”中。在不接菌條件下，改良雜交種與對照相比沒有明顯差別;而在接種病原菌條件下，改良后的先玉335ZmWAK02和鄭單958ZmWAK02分別比對照增產3.9%和8%。同樣，RppK是南方銹病的抗病基因，利用MAS將RppK導入商業(yè)雜交種“京科968”。在沒有病原菌侵染的情況下，改良后的“京科968”產量不受影響，而在病原菌侵染時，改良雜交種相比對照產量提高10%以上[51]。

通過單個抗病基因改良通常難以取得最佳效果，而通過聚合多個抗病優(yōu)勢等位基因能極大提高植株抗性。例如，將抗甘蔗花葉病毒病的兩個主效QTLs（Scmv1和Scmv2）通過MAS導入到感病自交系“F7”后，改良的近等基因系幾乎對甘蔗花葉病毒病完全免疫[108]。另外，將兩個玉米粗縮病抗性基因ZmGDIα-hel和ZmGLK36通過MAS聚合到兩個親本及其雜交種中。相對于導入單一基因，聚合兩個基因表現(xiàn)出更強的玉米粗縮病抗性[109]。

綜上所述，MAS技術在玉米抗病育種中展現(xiàn)了巨大的潛力，特別是在多基因抗病性聚合和品種改良中，能夠顯著提高抗病品種的培育效率和效果，為玉米生產提供強有力的保障。

3.3 轉基因及基因編輯育種

轉基因技術在玉米抗病品種培育中展現(xiàn)出巨大的潛力。這一技術突出的一個優(yōu)勢是可以打破物種間的生殖隔離，引入其他物種的抗病基因來改良現(xiàn)有品種。例如，將小麥中的持久抗病基因Lr34引入到玉米后，顯著增強了玉米對普通銹病和大斑病的抗性[110]。結合已克隆的玉米抗病基因，利用過表達或敲除感病基因，能夠提高玉米的抗性。然而，某些基因具有一因多效性，增加其表達量可能會對其他性狀產生負面影響。如過表達ZmCCT提高對莖腐病的抗性，但同時推遲了玉米的開花期[60，62]。為了避免這種副作用，可以利用病原菌誘導型啟動子，只在病原菌感染時激活抗病基因表達。這一策略在水稻中已經成功應用，并具有潛在的玉米應用前景[111-112]。

CRISPR/Cas9系統(tǒng)以其操作簡單、靈活性強、效率高的特點，徹底改變了基因編輯技術，成為基因功能分析和作物改良的強大工具[113-115]。CRISPR/Cas9系統(tǒng)的應用主要集中在基因敲除、基因敲入、順式作用元件編輯及特定堿基編輯等領域。例如，敲除感病基因或編輯感病基因的關鍵位點能有效提高玉米抗病性。ZmFBL41是一個紋枯病的感病基因，轉座子插入系zmfbl41提高了玉米對紋枯病的抗性[66]，這表明通過CRISPR/Cas9技術直接敲除ZmFBL41同樣可以增強紋枯病抗性。ZmGDIα是玉米粗縮病的感病基因，現(xiàn)已證明玉米粗縮病毒的效應因子P7-1靶向結合ZmGDIα的第10外顯子及C末端67個氨基酸的肽段[116]。如果能夠精準確定這些互作關鍵氨基酸位點，就能通過堿基編輯創(chuàng)造新的抗病等位基因。ZmCCT對玉米莖腐病具有抗性，但同時也導致玉米開花期延遲[60，62]。如果對其啟動子上光周期敏感元件進行刪除，可能會創(chuàng)造出同時具有莖腐病抗性和光周期不敏感的新等位基因?；蚯萌爰夹g已經在玉米耐旱中得到應用[117]，基因敲高技術在水稻抗除草劑研究中取得進展[118]，但這兩項技術在玉米抗病性領域的應用尚未見報道，未來可能成為新的研究方向。

總之，隨著CRISPR/Cas9等基因編輯技術的不斷進步和應用，玉米抗病育種將進入一個更加精準和高效的新時代。這些技術不僅能夠增強玉米的抗病性，還為解決玉米生產中遇到的其他遺傳改良問題提供了有效途徑。

3.4 基因組選擇育種

基因組選擇（Genomic selection， GS）是一種通過結合訓練群體中的基因型（標記）和表型數據來估計測試群體中基因型已知但表型未知個體育種價值的方法。GS已成功地應用于動物和植物育種計劃，因為它大大提高了遺傳增益率[119]。GS的預測精準度受到多個因素的影響，包括性狀的遺傳力、預測模型的選擇、群體大小及結構、分子標記密度和基因與環(huán)境的互作程度等。GS使用所有標記來預測測試群體中個體的育種價值，因此與僅使用顯著標記的方法相比，具有更強的預測能力[120]。

目前，玉米的GS主要應用于籽粒產量、耐旱、鋅和油含量的育種中[121-124]。然而，GS在某些特定病害如大斑病抗性的預測中也表現(xiàn)出很高的精度[125]。隨著對影響GS預測精準度的因素（如分子標記密度和預測模型）進行優(yōu)化，GS在玉米抗病育種中仍具有廣闊的應用前景。

GS的應用不僅有助于提高玉米抗病品種的培育效率，還能通過更準確地預測目標性狀的遺傳潛力，縮短育種周期。此外，GS能夠處理復雜性狀的遺傳控制，尤其是在多個基因和環(huán)境互作顯著影響抗病性的情況下。因此，GS將成為未來玉米抗病育種中一個重要的工具，有望大幅提升抗病性相關性狀的遺傳增益。

3.5 展望

玉米抗病基因的定位克隆是一個耗時費力的過程，尤其是效應小的抗病基因，更是增加克隆的難度[126]。迄今為止，僅有21個抗病基因被成功克隆。從長遠看，克隆更多抗病基因并理解其抗病機理非常重要。因為只有克隆到抗病基因，才能盡可能地減少抗性改良中的遺傳累贅，還可以進一步鑒定同一通路的上下游抗病基因，并為基因定向改造提供基礎。加快克隆抗病基因克隆的進程需要結合多種手段，包括大量遺傳材料的收集、多種生物技術的使用、大數據分析和生物信息學工具的使用等。多組學分析、EMS誘變庫、Mu突變體庫、玉米基因組公共數據庫、轉基因及基因編輯技術等都能顯著加快基因克隆的過程[39，127-130]。

通過總結已定位克隆到的21個玉米抗病基因的功能及抗病機理，多數基因可以歸納到經典的植物免疫模型中，包括免疫信號的感知、信號轉導與調控、代謝物及植物激素的調控等。然而，還有少數基因不能歸類于經典抗病模型中，如囊泡運輸和分子伴侶等。這些非典型抗病基因主要涉及病毒病害，說明病毒攻擊植物的策略可能與其他類型的病原菌顯著不同。例如，玉米粗縮病毒利用囊泡運輸系統(tǒng)擴散，病毒致病因子P7-1挾持參與囊泡運輸的寄主組分ZmGDIα，使植物在完成自身的蛋白運輸的同時也幫助病毒進行擴散。在長期的選擇壓中，一部分玉米自交系突變獲得了難以被病毒致病因子P7-1結合的抗病蛋白ZmGDIα-hel，最終達到阻止病毒擴散的目的[87]。類似地，另一抗病毒基因ZmTrxh本身編碼H-型硫氧還蛋白，具有氧化還原功能，不參與植物的抗病反應。而受到選擇壓力后，ZmTrxh丟失自身氧化還原功能而獲得分子伴侶功能，這一改變僅是兩個半胱氨酸分別被一個天冬氨酸和一個絲氨酸替代，就使得ZmTrxh獲得了抗病功能[93]。雖然ZmABP1的功能被鑒定為分子伴侶，但其抗病機理還有待進一步揭示。這些發(fā)現(xiàn)為克隆新的抗病毒病害基因提供了重要啟示?？共∮N目標是培育具有廣譜而持久抗性的品種，同時保持產量和品質性狀等其他目標性狀不受負面影響。然而，目前克隆的基因中，ZmCCT存在多效性，提高對莖腐病抗性的同時延遲了開花時間。ZmCCoAOMT2、ZmAuxRP1、ZmMM1和ZmLecRK1具有對多種病原菌的廣譜抗性。ZmCCoAOMT2與木質素的合成有關[80]，ZmAuxRP1與生長素與苯并噁嗪酮類物質合成相關[69]，ZmMM1與ROS的合成相關[55]，ZmLecRK1作為模式識別受體能夠識別病原菌或植物自身產生的保守組分[47]。這些基因主要位于免疫信號傳遞的下游，促進抗菌物質或結構的生成。然而，抗菌代謝物的生成需要消耗大量能量，往往會以犧牲產量為代價。例如，ZmAuxRP1動態(tài)調控玉米的生長與抗病平衡，減少產量的損失。ZmMM1本身具有類病斑表型，在沒有病原菌侵染的情況下，免疫反應也在持續(xù)啟動，本身就處在持續(xù)耗能狀態(tài)。由此可見，實現(xiàn)廣譜抗病性是需要以一定的產量損失為代價。在抗病基因類型上，PRRs識別病原微生物保守成分，通常對病原微生物的抗性不具有生理小種特異性。而NLRs識別病原微生物的效應因子，識別范圍相對于PRRs更窄，易產生生理小種特異性。所以NLRs類抗病基因不易提供廣譜抗性。要實現(xiàn)廣譜而持久的抗病育種目標，未來還需要結合最新的生物學技術，克隆更多新的抗病基因并充分解析其抗病機理。

玉米病害流行受多種因素的影響，其中玉米品種自身的抗性是最主要的因素。此外，病原菌不同生理小種在各玉米產區(qū)的分布情況、不同地理環(huán)境對病原菌生存的影響以及耕作制度的變化等都會影響病害流行。因此，在制定育種計劃時，需要綜合考慮這些因素，才能更好發(fā)揮優(yōu)質種質資源的潛力。區(qū)域內單一品種種植是現(xiàn)代農業(yè)生產的常態(tài)，它極大提高生產力的同時也給病原菌帶來巨大的選擇壓力。通過育種家培育在農藝性狀上均勻但在抗病性狀上異質的品種組合，有望緩解這種選擇壓力，進而實現(xiàn)更加持久和穩(wěn)定的抗病性[131]。

參考文獻：

[1] 陳宏斌. 玉米的綜合利用[J]. 糧食流通技術，2005，16（5）：27-29，36.

[2] 丁祥鋒. 制種玉米主要病蟲害綠色防控技術探討[J]. 南方農業(yè)，2015，9（9）：2.

[3] JOHAL G S， BRIGGS S P. Reductase activity encoded by the HM1 disease resistance gene in maize[J]. Science， 1992， 258（5084）： 985，987.

[4] COLLINS N， DRAKE J， AYLIFFE M， et al. Molecular characterization of the maize Rp1-D rust resistance haplotype and its mutants[J]. The Plant cell， 1999， 11（7）：

1365-1676.

[5] JONES J D G， DANGL J L. The plant immune system[J]. Nature， 2006， 444（7117）： 323-329.

[6] BOLLER T， FELIX G. A renaissance of elicitors： Perception of microbe-associated molecular patterns and danger signals by pattern-recognition receptors[J]. Annual Review of Plant Biology， 2009， 60（1）： 379-406.

[7] NGOU B P M， WYLER M， SCHMID M W， et al. Evolutionary trajectory of pattern recognition receptors in plants[J]. Nature Communications， 2024， 15（1）： 308.

[8] BI G Z， SU M， LI N， et al. The ZAR1 resistosome is a calcium-permeable channel triggering plant immune signaling[J]. Cell， 2021， 184（13）： 3528-3541.

[9] DUXBURY Z， WU C H， DING P T. A Comparative overview of the intracellular guardians of plants and animals： NLRs in innate immunity and beyond[J].

Annual Review of Plant Biology， 2021， 72（1）： 155-184.

[10] JONES J D G， VANCE R E， DANGL J L. Intracellular innate immune surveillance devices in plants and animals[J]. Science， 2016， 354（6316）：1-10.

[11] MA S C， LAPIN D， LIU L， et al. Direct pathogen-induced assembly of an NLR immune receptor complex

to form a holoenzyme[J]. Science， 2020， 370（6521）.

[12] MARTIN R， QI T C， ZHANG H B， et al. Structure of the activated ROQ1 resistosome directly recognizing the pathogen effector XopQ[J]. Science， 2020， 370（6521）.

[13] WANG J Z， HU M J， WANG J， et al. Reconstitution and structure of a plant NLR resistosome conferring immunity[J]. Science， 2019， 364（6435）： 1-11.

[14] SARRIS P F， CEVIK V， DAGDAS G， et al. Comparative analysis of plant immune receptor architectures uncovers host proteins likely targeted by pathogens[J]. BMC Biology， 2016， 14（1）： 8.

[15] APEL K， HIRT H. Reactive Oxygen Species： Metabolism， oxidative stress， and signal transduction[J]. Annual Review

of Plant Biology， 2004， 55（1）： 373-399.

[16] ZIPFEL C， KUNZE G， CHINCHILLA D， et al. Perception of the bacterial PAMP EF-Tu by the receptor EFR restricts Agrobacterium-Mediated transformation[J].

Cell， 2006， 125（4）： 749-760.

[17] RANF S， WüNNENBERG P， LEE J， et al. Loss of the vacuolar cation channel， AtTPC1， does not impair Ca2+ signals induced by abiotic and biotic stresses[J]. The Plant Journal， 2007， 53（2）： 287-299.

[18] BIGEARD J， COLCOMBET J， HIRT H. Signaling mechanisms in pattern-triggered immunity （PTI）[J]. Molecular Plant， 2015， 8（4）： 521-539.

[19] ZHANG J， ZHOU J M. Plant immunity triggered by microbial molecular signatures[J]. Molecular Plant， 2010，

3（5）： 783-793.

[20] DOU D J， ZHOU J M. Phytopathogen effectors subverting host immunity： Different foes， similar battleground[J]. Cell Host Microbe， 2012， 12（4）： 484-495.

[21] NGOU B P M， AHN H K， DING P T， et al. Mutual potentiation of plant immunity by cell-surface and intracellular receptors[J]. Nature， 2021， 592（7852）： 110-115.

[22] PRUITT R N， LOCCI F， WANKE F， et al. The EDS1–PAD4–ADR1 node mediates Arabidopsis pattern-triggered immunity[J]. Nature， 2021， 598（7881）： 495-499.

[23] YUAN M H， JIANG Z Y， BI G Z， et al. Pattern-recognition receptors are required for NLR-mediated plant

immunity[J]. Nature， 2021， 592（7852）： 105-109.

[24] PENG Y T， VAN WERSCH R， ZHANG Y L. Convergent and divergent signaling in PAMP-triggered immunity and effector-triggered immunity[J]. Mol Plant Microbe Interactions， 2018， 31（4）： 403-409.

[25] STEPHENS C， HAMMOND-KOSACK K E， KANYUKA K. WAKsing plant immunity， waning diseases[J]. Journal of Experimental Botany， 2022， 73（1）： 22-37.

[26] DIEVART A， GOTTIN C， PéRIN C， et al. Origin and diversity of plant receptor-like kinases[J]. Annual Review of Plant Biology， 2020， 71（1）： 131-156.

[27] SHIU S H， BLEECKER A B. Expansion of the receptor-like kinase/Pelle gene family and receptor-like proteins in arabidopsis[J]. Plant Physiology， 2003， 132（2）：

530-543.

[28] LEHTI-SHIU M D， ZOU C， HANADA K， et al. Evolutionary history and stress regulation of plant receptor-like Kinase/Pelle genes[J]. Plant Physiology， 2009，

150（1）： 12-26.

[29] LI J， WEN J Q， LEASE K A， et al. BAK1， an Arabidopsis LRR receptor-like protein kinase， interacts with BRI1 and modulates brassinosteroid signaling[J]. Cell， 2002， 110（2）： 213-222.

[30] SUN Y D， LI L， MACHO A P， et al. Structural basis for flg22-induced activation of the Arabidopsis FLS2-BAK1 immune complex[J]. Science， 2013， 342（6158）： 624-628.

[31] SANTIAGO J， HENZLER C， HOTHORN M. Molecular mechanism for plant steroid receptor activation by somatic embryogenesis co-receptor kinases[J]. Science， 2013， 341（6148）： 889-892.

[32] GóMEZ-GóMEZ L， BOLLER T. FLS2： An LRR receptor-like kinase involved in the perception of the bacterial elicitor flagellin in Arabidopsis[J]. Molecular Cell， 2000， 5（6）： 1003-1011.

[33] KUNZE G， ZIPFEL C， ROBATZEK S， et al. The N terminus of bacterial elongation factor tu elicits innate immunity in aabidopsis Plants[J]. The Plant Cell，

2004， 16（12）： 3496-3507.

[34] PRUITT R N， SCHWESSINGER B， JOE A， et al. The rice immune receptor XA21 recognizes a tyrosine-sulfated protein from a Gram-negative bacterium[J]. Science Advances， 2015， 1（6）： e1500245.

[35] FURUMIZU C， KRABBER D A K， HAMMERSTAD M， et al. The sequenced genomes of nonflowering land plants reveal the innovative evolutionary history of peptide signaling[J]. The Plant Cell， 2021， 33（9）： 2915-2934.

[36] JOSE J， GHANTASALA S， ROY CHOUDHURY S. Arabidopsis transmembrane receptor-Like kinases （RLKs）： A bridge between extracellular signal and intracellular regulatory machinery[J]. International Journal of Molecular Sciences， 2020， 21（11）： 4000.

[37] CHEN Y S， CHAO Q， TAN G Q， et al. Identification and fine-mapping of a major QTL conferring resistance against head smut in maize[J]. Theoretical and Applied Genetics， 2008， 117（8）： 1241-1252.

[38] ZUO W L， CHAO Q， ZHANG N， et al. A maize wall-associated kinase confers quantitative resistance to head smut[J]. Nature Genetics， 2015， 47（2）： 151-157.

[39] ZHANG N， ZHANG B Q， ZUO W L， et al. Cytological and molecular characterization of ZmWAK-Mediated head-smut resistance in maize[J]. Molecular Plant Microbe Interactions， 2017， 30（6）： 455-465.

[40] ZHANG Q Q， XU Q Y， ZHANG N， et al. A maize WAK-SnRK1α2-WRKY module regulates nutrient availability to defend against head smut disease[J]. Molecular Plant， 2024[2024-09-01]. https：//doi.org/10.1016/j.molp.2024. 09. 013.

[41] DAI Z K， PI Q Y， LIU Y G， et al. ZmWAK02 encoding an RD-WAK protein confers maize resistance against gray leaf spot[J]. New Phytologist， 2024， 241（4）： 1780-1793.

[42] ZHANG Y， XU L， FAN X M， et al. QTL mapping of resistance to gray leaf spot in maize[J]. Theoretical and Applied Genetics， 2012， 125（8）： 1797-1808.

[43] ZHONG T， ZHU M， ZHANG Q Q， et al. The ZmWAKL-ZmWIK-ZmBLK1-ZmRBOH4 module provides quantitative resistance to gray leaf spot in maize[J]. Nature Genetics， 2024， 56（2）： 315-326.

[44] HURNI S， SCHEUERMANN D， KRATTINGER S G， et al. The maize disease resistance gene Htn1 against northern corn leaf blight encodes a wall-associated receptor-like kinase[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences USA， 2015， 112（28）： 8780-8785.

[45] YANG P， SCHEUERMANN D， KESSEL B， et al. Alleles of a wall-associated kinase gene account for three of the major northern corn leaf blight resistance loci in maize[J]. The Plant Journal， 2021， 106（2）： 526-535.

[46] CHEN C， ZHAO Y， TABOR G， et al. A leucine‐rich repeat receptor kinase gene confers quantitative susceptibility to maize southern leaf blight[J]. New Phytologist， 2023， 238（3）： 1182-1197.

[47] LI Z T， CHEN J B， LIU C， et al. Natural variations of maize ZmLecRK1 determine its interaction with ZmBAK1 and resistance patterns to multiple pathogens[J]. Molecular Plant， 2024， 17（10）： 1606-1623.

[48] FREY T J， WELDEKIDAN T， COLBERT T， et al. Fitness evaluation of rcg1， a locus that confers resistance to Colletotrichum graminicola （Ces.） G.W. Wils. using near‐isogenic maize hybrids[J]. Crop Science，2011， 51

（4）： 1551-1563.

[49] LV M， DENG C， LI X Y， et al. Identification and fine-mapping of RppCML496， a major QTL for resistance to Puccinia polysora in maize[J]. Plant Genome， 2021， 14（1）： e20062.

[50] DENG C， LEONARD A， CAHILL J， et al. The RppC-AvrRppC NLR-effector interaction mediates the resistance to southern corn rust in Maize[J]. Molecular Plant， 2022， 15（5）： 904-912.

[51] CHEN G S， ZHANG B， DING J Q， et al. Cloning southern corn rust resistant gene RppK and its cognate gene AvrRppK from Puccinia polysora[J]. Nature Communications， 2022， 13（1）： 4392.

[52] THATCHER S， LEONARD A， LAUER M， et al. The northern corn leaf blight resistance gene Ht1 encodes an nucleotide-binding， leucine-rich repeat immune receptor[J]. Molecular plant pathology， 2023， 24（7）： 758-767.

[53] NARANG V， RAMLI M A， SINGHAL A， et al. Automated identification of core regulatory genes in human gene regulatory networks[J]. Plos Computational Biology，

2015， 11（9）： 1-28.

[54] BARCO B， CLAY N K. Hierarchical and dynamic regulation of defense-responsive specialized metabolism by WRKY and MYB transcription factors[J]. Frontiers in Plant Science， 2019， 10： 1775.

[55] WANG H Z， HOU J B， YE P， et al. A teosinte-derived allele of a MYB transcription repressor confers multiple disease resistance in maize[J]. Molecular Plant， 2021， 14（11）： 1846-1863.

[56] XU Z N， WANG F F， ZHOU Z Q， et al. Identification and fine-mapping of a Novel QTL， qMrdd2， that confers resistance to maize rough dwarf disease[J]. Plant Disease， 2022， 106（1）： 65-72.

[57] XU Z N， ZHOU Z Q， CHENG Z X， et al. A transcription factor ZmGLK36 confers broad resistance to maize rough dwarf disease in cereal crops[J]. Nature plants， 2023， 9（10）： 1720-1733.

[58] RAMIREZ-PRADO J S， ABULFARAJ A A， RAYAPURAM N， et al. Plant immunity： From signaling to epigenetic xontrol of defense[J]. Trends in Plant Science， 2018， 23（9）： 833-844.

[59] HANNAN PARKER A， WILKINSON S W， TON J. Epigenetics： A catalyst of plant immunity against pathogens[J]. New Phytologist， 2022， 233（1）： 66-83.

[60] WANG C， YANG Q， WANG W X， et al. A transposon-directed epigenetic change in ZmCCT underlies quantitative resistance to Gibberella stalk rot in maize[J]. New Phytologist， 2017， 215（4）： 1503-1515.

[61] YANG Q， YIN G M， GUO Y L， et al. A major QTL for resistance to Gibberella stalk rot in maize[J]. Theoretical and Applied Genetics， 2010， 121（4）： 673-687.

[62] YANG Q， LI Z， LI W Q， et al. CACTA-like transposable element in ZmCCT attenuated photoperiod sensitivity and accelerated the postdomestication spread of maize[J]. Proceedings of the Natlional Acadomy of Sciences USA， 2013， 110（42）： 16969-16974.

[63] ZHI P F， CHANG C. Exploiting epigenetic variations for crop disease resistance improvement[J]. Frontiers in

Plant Science， 2021， 12： 692328.

[64] CALLIS J. The ubiquitination machinery of the ubiquitin system[J]. The Arabidopsis Book， 2014， 12： e0174.

[65] VIERSTRA R D. The ubiquitin-26S proteasome system at the nexus of plant biology[J]. Nature reviews Molecular cell biology，" 2009， 10（6）： 385-397.

[66] LI N， LIN B， WANG H， et al. Natural variation in ZmFBL41 confers banded leaf and sheath blight resistance in maize[J]. Nature Genetics， 2019， 51（10）： 1540-1548.

[67] SHIGENAGA A M， ARGUESO C T. No hormone to rule them all： Interactions of plant hormones during the responses of plants to pathogens[J]. Seminars in Cell amp; Developmental Biology， 2016， 56： 174-189.

[68] BERENS M L， BERRY H M， MINE A， et al. Evolution of hormone signaling networks in plant defense[J].

Annual Review of Phytopathology， 2017， 55： 401-425.

[69] YE J R， ZHONG T， ZHANG D F， et al. The auxin-regulated protein zmAuxRP1 coordinates the balance between root growth and stalk rot disease resistance in maize[J]. Molecular Plant， 2019， 12（3）： 360-373.

[70] ZHANG D F， LIU Y J， GUO Y L， et al. Fine-mapping of qRfg2， a QTL for resistance to Gibberella stalk rot in maize[J]. Theoretical and Applied Genetics， 2012， 124（3）： 585-596.

[71] BOLTON M D. Primary metabolism and plant defense--fuel for the fire[J]. Molecular Plant Microbe Interactions， 2009， 22（5）： 487-497.

[72] PIASECKA A， JEDRZEJCZAK-REY N， BEDNAREK P. Secondary metabolites in plant innate immunity： Conserved function of divergent chemicals[J]. New Phytologist， 2015， 206（3）： 948-964.

[73] ERB M， KLIEBENSTEIN D J. Plant secondary metabolites as defenses， regulators， and primary metabolites： the blurred functional trichotomy[J]. Plant Physiology， 2020， 184（1）： 39-52.

[74] BOERJAN W， RALPH J， BAUCHER M. Lignin biosynthesis[J]. Annual Review of Plant Biology， 2003， 54（1）： 519-546.

[75] GOU M Y， RAN X Z， MARTIN D W， et al. The scaffold proteins of lignin biosynthetic cytochrome P450

enzymes[J]. Nature plants， 2018， 4（5）： 299-310.

[76] LEE M H， JEON H S， KIM S H， et al. Lignin-based barrier restricts pathogens to the infection site and confers resistance in plants[J]. EMBO Journal， 2019， 38（23）： 1-17.

[77] BARBER M S， MCCONNELL V S， DECAUX B S. Antimicrobial intermediates of the general phenylpropanoid and lignin specific pathways[J]. Phytochemistry， 2000， 54（1）： 53-56.

[78] BACETE L， MELIDA H， MIEDES E， et al. Plant cell wall-mediated immunity： Cell wall changes trigger disease resistance responses[J]. The Plant Journal， 2018， 93（4）： 614-636.

[79] GALLEGO-GIRALDO L， POSE S， PATTATHIL S， et al. Elicitors and defense gene induction in plants with altered lignin compositions[J]. New Phytologist， 2018， 219（4）： 1235-1251.

[80] YANG Q， HE Y J， KABAHUMA M， et al. A gene encoding maize caffeoyl-CoA O-methyltransferase confers quantitative resistance to multiple pathogens[J]. Nature Genetics， 2017， 49（9）： 1364-1372.

[81] LIU C， HE S F， CHEN J B， et al. A dual‐subcellular localized β‐glucosidase confers pathogen and insect resistance without a yield penalty in maize[J]. Plant Biotechnology Journal， 2024， 22： 1017-1032.

[82] MA P P， LIU E P， ZHANG Z R， et al. Genetic variation in ZmWAX2 confers maize resistance to Fusarium verticillioides[J]. Plant Biotechnology Journal， 2023， 21（9）： 1812-1826.

[83] GU Y N， ZAVALIEV R， DONG X N. Membrane trafficking in plant immunity[J]. Molecular Plant， 2017， 10（8）： 1026-1034.

[84] YUN H S， KWON C. Vesicle trafficking in plant immunity[J]. Current Opinion in Plant Biology， 2017， 40： 34-42.

[85] B?CHNER D， SEDLACEK Z， KORN B， et al. Expression patterns of two human genes coding for different rab GDP-dissociation inhibitors （GDIs）， extremely conserved proteins involved in cellular transport[J]. Human molecular genetics， 1995， 4（4）： 701-708.

[86] TAO Y F， LIU Q C， WANG H H， et al. Identification and fine-mapping of a QTL， qMrdd1， that confers recessive resistance to maize rough dwarf disease[J]. BMC plant biology， 2013， 13： 145.

[87] LIU Q C， DENG S N， LIU B S， et al. A helitron-induced RabGDIalpha variant causes quantitative recessive resistance to maize rough dwarf disease[J]. Nature Communications， 2020， 11（1）： 495.

[88] DENG S N， JIANG S Q， LIU B S， et al. ZmGDIalpha-hel counters the RBSDV-induced reduction of active gibberellins to alleviate maize rough dwarf virus disease[J]. Nature Communications， 2024， 15（1）： 7576.

[89] NOEL L D， CAGNA G， STUTTMANN J， et al. Interaction between SGT1 and cytosolic/nuclear HSC70 chaperones regulates Arabidopsis immune responses[J]. Plant Cell， 2007， 19（12）： 4061-4076.

[90] CAPLAN J L， ZHU X H， MAMILLAPALLI P， et al. Induced ER chaperones regulate a receptor-like kinase to mediate antiviral innate immune response in

plants[J]. Cell Host Microbe， 2009， 6（5）： 457-469.

[91] TAO Y F， JIANG L， LIU Q Q， et al. Combined linkage and association mapping reveals candidates for Scmv1， a major locus involved in resistance to sugarcane mosaic virus （SCMV） in maize[J]. BMC plant biology， 2013， 13： 162.

[92] XING Y Z， INGVARDSEN C， SALOMON R， et al. Analysis of sugarcane mosaic virus resistance in maize in an isogenic dihybrid crossing scheme and implications for breeding potyvirus-resistant maize hybrids[J]. Genome， 2006， 49（10）： 1274-1282.

[93] LIU Q Q， LIU H H， GONG Y Q， et al. An atypical thioredoxin imparts early resistance to sugarcane mosaic virus in maize[J]. Molecular Plant， 2017， 10（3）： 483-497.

[94] LENG P F， JI Q， ASP T， et al. Auxin binding protein 1 reinforces resistance to sugarcane mosaic virus in maize[J]. Molecular Plant， 2017， 10（10）： 1357-1360.

[95] ZHANG D L， YANG X X， WEN Z Y， et al. Proxitome profiling reveals a conserved SGT1-NSL1 signaling module that activates NLR-mediated immunity[J]. Molecular Plant， 2024， 17（9）： 1369-1391.

[96] M?BIUS N， HERTWECK C. Fungal phytotoxins as mediators of virulence[J]. Current Opinion in Plant Biology， 2009， 12（4）： 390-398.

[97] XU D， XUE M Y， SHEN Z， et al. Phytotoxic secondary metabolites from fungi[J]. Toxins， 2021， 13（4）： 261.

[98] WANG F L， LI X B， LI Y J， et al. Arabidopsis P4 ATPase-mediated cell detoxification confers resistance to Fusarium graminearum and Verticillium dahliae[J]. Nature Communications， 2021， 12（1）： 6426.

[99] 段燦星，王曉鳴，武小菲，等. 玉米種質和新品種對腐霉莖腐病和鐮孢穗腐病的抗性分析[J]. 植物遺傳資源

學報，2015，16（5）：947-954.

[100] WANG X M， ZHANG Y H， XU X D， et al. Evaluation of maize inbred lines currently used in Chinese breeding programs for resistance to six foliar diseases[J]. TheCrop Journal， 2014， 2（4）： 213-222.

[101] XU L， ZHANG Y， SHAO S Q， et al. High-resolution mapping and characterization of qRgls2， a major quantitative trait locus involved in maize resistance to

gray leaf spot[J]. BMC plant biology， 2014， 14（1）： 230.

[102] LI Y P， TONG L X， DENG L L， et al. Evaluation of ZmCCT haplotypes for genetic improvement of maize hybrids[J]. Theoretical and Applied Genetics， 2017， 130（12）： 2587-2600.

[103] TENAILLON M I， U'REN J， TENAILLON O， et al. Selection versus demography： A multilocus investigation of the domestication process in maize[J]. Molecu lar biology and evolution， 2004， 21（7）： 1214-1225.

[104] WANG H Z， HOU J B， YE P， et al. A teosinte-derived allele of a MYB transcription repressor confers multiple disease resistance in maize[J]. Molecular Plant， 2021， 14（11）： 1846-1863.

[105] ZUO W L， CHAO Q， ZHANG N， et al. A maize wall-associated kinase confers quantitative resistance to

head smut[J]. Nature Genetics， 2015， 47（2）： 151-157.

[106] ZHAO X R， TAN G Q， XING Y X， et al. Marker-assisted introgression of qHSR1 to improve maize resistance to head smut[J]. Molecular Breeding， 2012， 30（2）： 1077-1088.

[107] LANUBILE A， MASCHIETTO V， BORRELLI V M， et al. Molecular basis of resistance to fusarium ear rot in maize[J]. Frontiers in Plant Science， 2017， 8： 1774.

[108] XING Y Z， INGVARDSEN C， SALOMON R， et al. Analysis of sugarcane mosaic virus resistance in maize in an isogenic dihybrid crossing scheme and implications for breeding potyvirus-resistant maize hybrids[J]. Genome， 2006， 49（10）： 1274-1282.

[109] LI G L， XU Z N， WANG J J， et al. Gene pyramiding of ZmGLK36 and ZmGDIalpha-hel for rough dwarf disease resistance in maize[J]. Molecular Breeding， 2024， 44（4）： 25.

[110] SUCHER J， BONI R， YANG P， et al. The durable wheat disease resistance gene Lr34 confers common rust and northern corn leaf blight resistance in maize

[J]. Plant Biotechnology Journal， 2017， 15（4）： 489-496.

[111] HELLIWELL E E， WANG Q， YANG Y N. Transgenic rice with inducible ethylene production exhibits broad-spectrum disease resistance to the fungal pathogens Magnaporthe oryzae and Rhizoctonia solani[J]. Plant biotechnology journal， 2013， 11（1）： 33-42.

[112] LIU M M， SHI Z Y， ZHANG X H， et al. Inducible overexpression of Ideal Plant Architecture1 improves both yield and disease resistance in rice[J]. Nature plants， 2019， 5（4）： 389-400.

[113] HUA K， ZHANG J S， BOTELLA J R， et al. Perspectives on the application of genome-editing technologies in crop breeding[J]. Molecular Plant， 2019，

12（8）： 1047-1059.

[114] ZHU H， LI C， GAO C. Applications of CRISPR–Cas in agriculture and plant biotechnology[J]. Nature Reviews Molecular Cell Biology， 2020， 21（11）： 661-677.

[115] GAO C X. Genome engineering for crop improvement

and future agriculture[J]. Cell， 2021， 184（6）： 1621-1635.

[116] 鄧穗寧. 玉米粗縮病隱性抗性的遺傳基礎及分子機理

研究[D]. 北京：中國農業(yè)大學，2021.

[117] SHI J R， GAO H R， WANG H Y， et al. ARGOS8 variants generated by CRISPR-Cas9 improve maize grain yield under field drought stress conditions[J]. Plant Biotechnology Journal， 2017， 15（2）： 207-216.

[118] LU Y， WANG J Y， CHEN B， et al. A donor-DNA-free CRISPR/Cas-based approach to gene knock-up in rice

[J]. Nature plants， 2021， 7（11）： 1445-1452.

[119] MEUWISSEN T H， HAYES B J， GODDARD M E. Prediction of total genetic value using genome-wide dense marker maps[J]. Genetics， 2001， 157（4）： 1819-1829.

[120] MASSMAN J M， JUNG H J G， BERNARDO R. Genomewide selection versus marker‐assisted recurrent selection to improve grain yield and stover‐quality traits for cellulosic ethanol in maize[J]. Crop

Science， 2013， 53（1）： 58-66.

[121] GUO R， DHLIWAYO T， MAGETO E K， et al. Genomic prediction of kernel zinc concentration in multiple maize populations using genotyping-by-Sequencing and repeat amplification sequencing markers[J]. Frontiers in Plant Science， 2020， 11：534.

[122] BEYENE Y， SEMAGN K， MUGO S， et al. Genetic gains in grain yield through genomic selection in eight bi‐parental maize populations under drought stress[J]. Crop Science， 2015， 55（1）： 154-163.

[123] VIVEK B S， KRISHNA G K， VENGADESSAN V， et al. Use of genomic estimated breeding values results in rapid genetic gains for drought tolerance in maize[J].

Plant Genome， 2017， 10（1）： 1-8.

[124] HAO Y F， WANG H W， YANG X H， et al. Genomic prediction using existing historical data contributing to selection in biparental populations： A study of kernel oil in maize[J]. Plant Genome， 2019， 12（1）： 1-9.

[125] TECHNOW F， BURGER A， MELCHINGER A E. Genomic prediction of northern corn leaf blight resistance in maize with combined or separated training sets for heterotic groups[J]. G3 （Bethesda）， 2013， 3（2）： 197-203.

[126] YANG Q， ZHANG D F， XU M L. A sequential quantitative trait locus fine-mapping strategy using recombinant-derived progeny[J]. Journal of Integrative Plant Biology， 2012， 54（4）： 228-237.

[127] YANG P， PRAZ C， LI B B， et al. Fungal resistance mediated by maize wall-associated kinase ZmWAK-RLK1 correlates with reduced benzoxazinoid content[J]. New Phytologist， 2019， 221（2）： 976-987.

[128] YAO L S， LI Y M， MA C Y， et al. Combined genome-wide association study and transcriptome analysis reveal candidate genes for resistance to Fusarium ear rot in maize[J]. Journal of Integrative Plant Biology， 2020， 62（10）： 1535-1551.

[129] LU X D， LIU J S， REN W， et al. Gene-indexed mutations in maize[J]. Molecular Plant， 2018， 11（3）： 496-504.

[130] LIANG L， ZHOU L， TANG Y， et al. A Sequence-indexed mutator insertional library for maize functional genomics study[J]. Plant Physiology， 2019， 181（4）： 1404-1414.

[131] NELSON R， WIESNER-HANKS T， WISSER R， et al. Navigating complexity to breed disease-resistant crops[J]. Nature reviews Genetics， 2018， 19（1）： 21-33.

責任編輯：周慧