不同預處理對熱風干燥山藥片品質特性及微觀結構的影響

譚宏淵，凌玉釗，黃麗琪，熊光權，喬 宇,，魏凌云

（1.武漢工程大學環(huán)境生態(tài)與生物工程學院，湖北武漢 430205；2.湖北省農(nóng)業(yè)科學院農(nóng)產(chǎn)品加工與核農(nóng)技術研究所，湖北武漢 430064）

山藥屬薯蕷科山藥屬，為一年生或多年生纏繞性藤本植物[1]，富含淀粉、蛋白質、維生素等多種營養(yǎng)成分，且大量研究已經(jīng)證實山藥具有免疫調節(jié)、抗腫瘤、抗氧化、抗衰老、降血糖、降血脂以及調脾胃等多種功效[2]。因此，山藥既可食用又可入藥，是保健食品中的重要原材料之一[3]。但新鮮山藥含水量較高，若儲存不當，易出現(xiàn)褐變、腐爛、發(fā)芽等情況。將山藥制成干燥切片或干粉后儲存或運輸是最有效的方法之一，且有利于實現(xiàn)山藥的綜合開發(fā)及利用、提高其附加值，具有重要意義。

熱風干燥具有操作簡單、成本低、產(chǎn)量大等優(yōu)點，是農(nóng)產(chǎn)品生產(chǎn)加工中的常用的方法[4]，但此方法干燥時間較長，易造成物料表面硬化、營養(yǎng)成分流失、色澤褐變。干燥前進行預處理可有效改善這些問題，提高干制品品質[5-6]。干燥預處理技術是指通過物理、化學、生物等技術手段對物料進行處理，從而使物料干燥速率加快、提高產(chǎn)品的外觀和營養(yǎng)價值[7]。目前常用的干燥預處理方法有：凍融、超高壓、超聲、高壓脈沖電場、化學試劑處理、熱燙等[8]。Yucel 等[9]使用100 MPa 以下壓力對胡蘿卜、蘋果和青豆進行預處理再進行熱風干燥，發(fā)現(xiàn)物料的干燥時間從145 min 縮短至126 min，而且細胞通透性增強，傳質傳熱過程加快。吳亞麗等[10]在研究高壓脈沖電場對土豆真空冷凍干燥的影響時發(fā)現(xiàn)，經(jīng)高壓脈沖電場處理后能夠縮短干燥時間，減少由于干燥時間過長引起的色澤變化和營養(yǎng)成分的流失破壞。Ramírez等[11]比較了凍融、燙漂兩種方式預處理對干燥蘋果片的影響，發(fā)現(xiàn)凍融處理后的蘋果片干燥速率最快。郭婷等[12]在研究凍融對甘薯變溫壓差膨化干燥品質影響時發(fā)現(xiàn)，凍融預處理可以改變果蔬原料細胞結構從而改善變溫壓差膨化干燥果蔬的品質。

雖然干燥方式對山藥品質影響的研究不少，但比較不同干燥預處理下對山藥品質及微觀結構的影響鮮有報道。因此，本實驗選取了超高壓、冷凍、高壓靜電場三種方式對新鮮山藥進行預處理，然后熱風干燥。通過微觀結構觀察揭示山藥片水分遷移和品質的變化規(guī)律，并對其理化性質進行研究和評價，以期篩選出適合山藥進行熱風干燥的方式預處理，為山藥的高值開發(fā)利用提供參考依據(jù)。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

新鮮鐵棍山藥 挑選長度為45～50 cm，直徑為2～2.5 cm 的山藥，且無病蟲害，無機械損傷，購自于武漢市武商量販（農(nóng)科城店）；無水乙醇、氫氧化鈉、殼聚糖、氯化鈉、氯化鈣、抗壞血酸、檸檬酸、濃鹽酸、乙醚、蔗糖、蒽酮、乙酸乙酯、濃硫酸、半乳糖醛酸、咔唑試劑、氯化鉀、硫酸鈉、乙酸鉛、硫酸銅、酒石酸鉀鈉、亞甲基藍 均為分析純，國藥集團化學試劑有限公司。

UV-3802 分光光度計 上海尤尼科儀器有限公司；HE53/Z02 水分含量測定儀 梅特勒-托利多儀器（上海）有限公司；LabMASTER-aw 型水分活度儀瑞士Novasina 公司；DHG9123A 電熱恒溫鼓風箱上海精宏試驗設備有限公司；NMI20-025V-I 核磁共振成像分析儀 蘇州紐曼分析儀器股份有限公司；DC（SC-PME）電場發(fā)生器 臺灣COSMI 公司；PEN3便攜式電子鼻 德國Airsense 公司；MS7890A 氣相色譜-質譜聯(lián)用儀 美國Agilent 公司；Ta.XT2i/50質構儀 英國StableMicroSystem 公司；CR-400 型色差儀 KonicaMinolta（柯尼卡美能達）；HPPL2-600MPa/2L 超高壓實驗機 天津華泰森淼生物工程技術股份有限公司；SU8010 場發(fā)射掃描電子顯微鏡 日本東京日立。

1.2 實驗方法

1.2.1 山藥處理工藝和操作要點 工藝流程：原料篩選→清洗→去皮→切片→護色劑處理→瀝干→預處理→熱風干燥→成品。

根據(jù)前期實驗，確定了預處理方法的具體工藝條件以及各步驟操作要點。

預處理方法：a.對照組：護色劑處理后不進行處理；b.高壓靜電場處理組：護色劑處理后置于電極距離9 cm、40 kV 高壓靜電場下處理20 min；c.超高壓處理組：護色劑處理后置于150 MPa 超高壓處理，保壓5 min；d.冷凍處理組：護色劑處理后置于-17 ℃冰柜，冷凍保存72 h 后直接干燥（不解凍）。

操作要點：a.選擇新鮮山藥，防止山藥褐變對實驗結果產(chǎn)生影響；b.山藥切片厚度為4 mm，且保持切口角度一致[13]；c.護色劑為1.5 g 殼聚糖、0.6 g 抗壞血酸、0.4 g 檸檬酸、0.5 g 氯化鈉、0.6 g 氯化鈣每升，現(xiàn)配現(xiàn)用，浸泡1 h；d.應保證測量同一指標的山藥為同一批次。

1.2.2 水分分布及遷移分析 自旋-自旋弛豫特性分析（低場核磁）：將樣品置于永久磁場中心位置的射頻線圈中心檢測，利用CPMG 脈沖序列測定樣品的自旋-自旋弛豫時間（T2）。CPMG 試驗參數(shù)：P909（μs）=17，P180（μs）=3400，TD=1120160，SW（kHz）=100，RG1=3，NS=32，TW（ms）=1000，cTE（ms）=0.300，NECH=2000，使用CPMG 序列采集樣品T2信號，每個樣品重復3 個平行。利用自旋回波（SE）成像序列獲得山藥樣品的T1和T2加權圖像。對所有圖像，視場（FOV）為（200×300）mm，切片寬度為5.0 mm。讀取大小為256，相位大小為192。T1加權圖像的回波時間（TE）和重復時間（TR）分別為20 ms 和700 ms，T2加權圖像的回波時間分別為50 ms 和3000 ms[14]。

1.2.3 干燥曲線繪制 參考徐馨等[15]的方法繪制干燥曲線。將4 組樣品置于托盤上放入烘箱中干燥，熱風溫度 60 ℃。樣品下底面與紗布接觸，其余表面均接觸熱風，每隔30 min 取樣稱量。干燥至每個樣品的水分含量為2%左右時即可認為干燥完畢。干基含水量（M，g/g），水分比（MR），干燥速率（DR，g/g·h）計算公式[16]如下：

式中：m0為初始干物料的質量（g）；mt為干燥t 時刻的質量（g）；M0為初始干基含水量（g/g）；Me為干燥到平衡時的干基含水量（g/g）；Mt為干燥t 時刻的干基含水量（g/g）；Δt 為相鄰兩次測定的時間間隔（min）；Mt+Δt為干燥至t+Δt 時刻山藥片的干基含水量（g/g）。

1.2.4 掃描電子顯微鏡觀察 新鮮樣品組織結構觀察：新鮮組織經(jīng)4%多聚甲醛固定24 h 以上，乙醇梯度脫水，石蠟包埋后于-20 ℃冷凍，切片，片厚4 μm。切片入攤片機，將組織展平后貼于載玻片撈起，置于60 ℃烘箱中充分烤干，二甲苯脫蠟，梯度乙醇水化。番紅染色：切片入番紅染液中染色1～2 h，蒸餾水漂洗，乙醇梯度脫色。固綠染色：切片入固綠染液中染色30～60 s，無水乙醇三缸脫水。透明封片：切片入干凈的二甲苯透明5 min，中性樹膠封片。最后進行顯微鏡鏡檢以及圖像采集分析[17]。

干燥樣品組織結構觀察：取大小相近的干燥樣品，切段，縱剖，以FAA 固定，乙醇梯度脫水，二甲苯透明，石蠟包埋，縱向顯微徑向切片，脫蠟，粘貼于掃描電鏡樣品臺上，真空濺射法噴金，用日立SU8010場發(fā)射掃描電子顯微鏡對樣品進行觀察[18]，其中設置掃描電鏡的放大倍數(shù)為300×，并調整焦距得到清晰的SEM 圖片。

1.2.5 硬度的測定 取大小相近的干燥樣品[19]，利用物性分析儀測定山藥樣品的硬度值。使用P/2 圓柱探針，設置測試前速率2.0 mm/s、測試速率1.0 mm/s、返回速率10.0 mm/s、壓縮距離3.0 mm。每組平行測定8 次，結果取平均值。

1.2.6 細胞壁組成測定 纖維素含量的測定：參照徐欣然等[19]的方法進行測定，并稍做修改。稱取2.00 g樣品與30 mL 60%硫酸混合，煮沸30 min，過濾，利用60%硫酸定容濾液于50 mL，之后在冷水浴上加蒸餾水稀釋至100 mL。采用蒽酮比色法（630 nm）對濾液中的纖維素含量進行測量。纖維素標準液測定量在20～200 g/mL 濃度范圍有良好的線性關系，線性回歸方程為y=0.0077x-0.0042，相關系數(shù)為0.9997。

果膠含量的測定：參照馬麗等[20]的方法進行測定，并稍做修改。稱取1.00 g 樣品，在液氮的保護下研成勻漿，加入25 mL 95%乙醇溶液，沸水加熱15 min，冷卻至室溫，8000 r/min 離心15 min，除去上清液，往沉淀中再加入95%乙醇溶液，沸水浴加熱，重復3 次。沉淀與20 mL 混合于50 ℃保溫30 min，溶解果膠。冷卻至室溫于8000 r/min 離心15 min，用蒸餾水定容上清液至100 mL，該液為水溶性果膠；在沉淀中加入25 mL 0.5 mol/L 的硫酸溶液，沸水加熱1 h，取出冷卻至室溫，于8000 r/min 離心15 min，上清液用蒸餾水定容至100 mL，該液為原果膠。測定時吸取1 mL 提取液，加入6 mL 濃硫酸，沸水加熱20 min，冷卻室溫后，加入0.2 mL 1.5 g/L 咔唑-乙醇溶液，暗處放置30 min 后，測定反應液在530 nm處的吸光度，重復3 次。以D-半乳糖醛酸標準品質量濃度為橫坐標（x），以吸光度為縱坐標（y），繪制標準曲線，得到標準曲線回歸方程為y=0.0039x-0.0415，R2=0.9998。通過標準曲線查出相應的半乳糖醛酸質量，計算果膠含量，以生成的半乳糖醛酸的質量百分數(shù)表示果膠含量。

1.2.7 復水比測定 將干燥后的山藥片恒溫60 ℃浸泡2 h，取出放在無風處瀝水20 min，再用濾紙去除表面水分，稱重[21]。計算如公式（4）所示

式中：m1為干制品復水瀝干水分后的質量（g）；m2為脫水山藥干制品的質量（g）。

1.2.8 氣味測定 電子鼻分析：準確稱取樣品2.00 g，加入2 mL 0.25 g/mL NaCl 溶液，置于20 mL 進樣瓶中。頂空平衡溫度40 ℃，平衡時間30 min。電子鼻測定條件：測定時間120 s，清洗時間100 s，傳感器流速600 mL/min，特征值提取時間點設定為118～120 s。每個樣品做3 次平行。PEN3 電子鼻傳感器陣列及其主要特征見表1。

表1 PEN3 電子鼻傳感器陣列及其主要特征Table 1 PEN3 electronic nose sensor array and its main characteristics

1.2.9 色差測定 色澤分析：采用色差儀測定亮度值（L*）、紅度值（a*）和黃度值（b*）。每組樣品重復測定6 次，通過式（5）計算總色差（ΔE）。

式中：L0*、a0*、b0*分別是干燥前對照組鐵棍山藥的明暗度、紅綠值和黃藍值；L*、a*、b*代表經(jīng)過預處理及干燥后山藥樣品的明暗度、紅綠值和黃藍值。

1.3 數(shù)據(jù)處理

所有實驗均重復測定3 次，實驗結果以平均值±標準差表示。應用SPSS 26 和Excel 2021 進行方差和顯著性分析，P<0.05 時認為差異顯著，利用Origin 2021 軟件作圖。

2 結果與分析

2.1 不同預處理對山藥片水分狀態(tài)的影響

山藥中的水分狀態(tài)和分布可以運用LF-NMR和MRI 技術進行評估。一般來說，水的弛豫時間與組織中的含水率、組織中不同區(qū)域的水分屬性，以及水分與大分子和溶質之間的相互作用有關[22]。從圖1a低場核磁共振T2反演圖可觀察到，在1～1000 ms 的弛豫時間內分布有3 個峰，其分別對應3 種狀態(tài)的水：結合水T21（0～10 ms，與大分子物質如細胞壁多糖緊密結合的水），不易流動水T22（10～100 ms，截留在高度組織化的結構中的水），自由水T23（>100 ms，存在于液泡中或細胞外空間中的水分）[23]，所對應的的核磁信號強度（時間點的積分面積）分別為A21、A22、A23。如圖1a 所示，未干燥的山藥以自由水為主，且經(jīng)預處理后，橫向弛豫時間的三個峰均向更短的時間移動，表明水分子的遷移率逐漸降低；經(jīng)高壓靜電場預處理后山藥片中自由水的峰面積明顯增加，而經(jīng)冷凍預處理后山藥片中自由水峰面積明顯減少，這可能是因為在高壓靜電場下，會增加水分子的能量，減小水分子與溶質之間的阻力，從而使得自由水增多[24]，而在冷凍處理下，細胞中部分水發(fā)生凍結，自由水減少，除此之外，此處理方式下結合水最少，說明，冷凍造成了山藥中水分存在方式的改變，即結合水向自由水的不斷轉變，在冷凍過程中，小冰晶聚集成大冰晶，破壞細胞結構[25]。如圖1b，經(jīng)熱風干燥后，山藥中自由水含量明顯降低，結合水比例增加。結合水通過氫鍵與蛋白質、多糖等大分子物質緊密結合，形成組織結構物質，表現(xiàn)出較短T23弛豫時間。三個處理組的自由水對應的峰面積皆低于對照組，且趨近于零，這表明經(jīng)過預處理后的山藥片干燥后更加耐儲[26]。對照組的圖譜顯示T22、T23部分存在多個峰，這是半結合水和結合水之間的轉化所呈現(xiàn)的峰，因為山藥富含多糖，而且對照組細胞完整度較高，因此會阻礙水分成分之間轉化，導致半結合水和結合水之間出現(xiàn)多個峰[27]。冷凍組在結合水部分出現(xiàn)兩個峰，0.1～1 ms 對應的為強結合水，1～10 ms 為弱結合水，干燥結束時，還有部分弱結合水未轉化為強結合水。

圖1 不同預處理對山藥片干燥前（a）后（b）橫向弛豫時間T2 的影響Fig.1 Effect of different pretreatment methods on transverse relaxation time T2 of yam slices before (a) and after (b) drying

2.2 不同預處理對鮮山藥片水分分布的影響

為了更直觀地反映不同方式預處理對山藥片水分變化，分析不同預處理山藥片的低場核磁共振成像情況。偽彩圖從紅色到黃色到淺藍色的顏色變化表明質子密度逐漸降低，信號越弱，山藥的水分含量越低。如圖2 所示，未經(jīng)預處理的對照組成像顏色偏黃，內部還有少量紅點；冷凍組為綠色，且內部無紅點；超高壓組和高壓靜電場組均為淡藍色。這表明經(jīng)過預處理之后，樣品的水分含量與未處理組相比有一定程度上的降低，且經(jīng)過超高壓和高壓靜電場兩種方式預處理后，山藥中水分流失更多。

圖2 不同預處理對鮮山藥片水分分布的影響（干燥前）Fig.2 Imaging analysis of yam slices after different pretreatment (before drying)

2.3 不同預處理對山藥片干燥特性的影響

山藥片經(jīng)過不同方式預處理后進行干燥的干燥曲線如圖3 所示。在固定時間內稱量山藥的質量變化，將失重量轉換為水分比，其變化與時間的關系展示如圖。山藥片的含水率不斷下降，直至達到其平衡含水量。從圖中可以看出，經(jīng)過冷凍、超高壓、高壓靜電場預處理后以及對照組干燥至水分比0.10 以下的時間分別為160、180、200、220 min 左右，與對照組相比，經(jīng)過預處理后，山藥的干燥時間顯著（P<0.05）減少,冷凍組最為明顯。這主要是由于在冷凍的情況下，山藥中的水會轉化為冰，體積膨脹，使得細胞結構受到機械性損傷，甚至不再完整，從而有利于山藥內部水分遷移出來，進而縮短干燥時間[28]；超高壓處理減短干燥時間與細胞滲透性有關[29]，經(jīng)該方式處理后，細胞變形，細胞間隙變大，從而會增加細胞的通透性，促進水由樣品內部向外部轉移，因此降低了樣品的含水率，減少干燥時長；在電場力的作用下，水分子會加速脫離物料[20]，同時電場促進了對流傳熱，進而促使水分遷移。

圖3 山藥片不同預處理下的干燥曲線（a）和干燥速率曲線（b）Fig.3 Drying curves (a) and drying rate curves (b) of yam slices at different pretreatment

2.4 不同預處理對山藥微觀結構的影響

2.4.1 干燥前山藥片微觀結構 山藥經(jīng)不同方式預處理后的組織結構如圖4 所示。干燥前未經(jīng)處理的山藥組織細胞壁、細胞膜以及胞內的液泡結構比較完整，細胞排列緊密。而經(jīng)過冷凍和超高壓處理后的樣品組細胞壁破損，細胞間距變大，但冷凍組細胞內的液泡保存相對完整。經(jīng)過高壓電場處理的山藥樣品細胞結構破壞程度較小，但細胞排列間距變大。冷凍處理使細胞內外的水形成冰晶，造成原來相互結合的細胞發(fā)生分離，從而細胞間距變大。較大的冰晶體會刺破或脹破細胞，使細胞受到破裂損傷，有利于物料內部水分遷移出來，提高干燥速率；超高壓處理導致山藥組織細胞體積壓縮，細胞結構受到損傷，同時細胞壁果膠多糖發(fā)生酶促和非酶促反應降解，從而影響細胞壁完整性[30]；高壓靜電場可以導致植物細胞膜穿孔，降低細胞組織的膨壓，細胞間隙變大，這與武新慧[31]觀察高壓脈沖電場預處理后蘋果組織掃描電鏡圖像的結果一致，其發(fā)現(xiàn)經(jīng)高壓脈沖電場預處理后蘋果的細胞結構變形、細胞間隙增大、細胞壁穿孔及細胞膨壓下降。

圖4 不同預處理對鮮山藥片組織結構的影響（干燥前）Fig.4 Plot of tissue sections of yam slices after different pretreatment (before drying)

2.4.2 干燥后山藥片微觀結構 不同方式預處理后進行干燥對山藥組織結構的影響如圖5 所示。通過掃描電鏡觀察，對照組山藥樣品干燥后，其細胞排列緊密，大致分布于一個較為完整的平面，而經(jīng)過三種不同方式預處理后再進行干燥，山藥細胞排列的完整性均遭到破壞，主要表現(xiàn)為孔隙的增大和增多。經(jīng)冷凍處理后，山藥的孔隙度明顯增大，細胞形態(tài)破環(huán)較為明顯，會導致干燥后的山藥有較低的硬度；超高壓處理對山藥的細胞破壞也較大，孔隙多，可能是因為液泡失水過多引起皺縮，而細胞壁適應液泡體積減小時發(fā)生破裂而造成[32]；高壓靜電場處理的山藥孔隙較為均勻，說明對細胞的破環(huán)較小[33]，因此可以獲得較高的硬度及復水率。

圖5 山藥片干燥后SEM 圖（300×）Fig.5 Scanning electron microscope micrographs of yam slices after drying (300×)

2.5 不同預處理對山藥片硬度的影響

不同預處理對熱風干燥山藥硬度的影響見圖6。硬度是果蔬干制產(chǎn)品的重要質地結構特性，對產(chǎn)品品質起決定性作用。由圖6 可以看出，干燥前，經(jīng)過高壓電場和超高壓處理后，山藥硬度與對照組無明顯差異，而冷凍組硬度顯著（P<0.05）下降。干燥后，對照組山藥片的硬度為1455.34 g，經(jīng)過高壓電場預處理后，熱風干燥的山藥硬度為1621.22 g，較對照組稍有增加。但經(jīng)超高壓和冷凍預處理后，熱風干燥的山藥硬度明顯下降。高壓電場處理會導致山藥內水的結構以及水與酶的結合狀態(tài)發(fā)生改變，鈍化酶活力[34]，如羧甲基纖維素酶以及果膠甲酯基酶等，從而導致山藥干燥后硬度增加。超高壓和低溫處理都會破環(huán)了山藥的細胞膜、細胞壁等結構，使得其細胞結構變形或破裂，從而影響果蔬的質構[35]。這與掃描電鏡觀察到的細胞結構圖相一致。

圖6 不同預處理對山藥片硬度的影響Fig.6 Changes in hardness of yam before and after drying with different pretreatment methods

2.6 不同預處理對山藥片細胞壁成分含量的影響

植物細胞壁的主要成分是纖維素和果膠，細胞壁的主要作用是控制細胞的生長、增加細胞的機械強度并承受著內部原生質體由于液泡吸水而產(chǎn)生的膨壓[36]。圖7 表示經(jīng)過不同預處理后山藥片細胞壁中果膠的變化，在干燥前，經(jīng)過預處理后果膠的含量與對照組差異不明顯。干燥后，超高壓處理樣品果膠含量顯著（P<0.05）低于其它兩個實驗組，冷凍組和高壓靜電場處理組的果膠含量高于對照組，這可能是因為經(jīng)過冷凍和高壓電場處理后抑制了有關酶的活性，如果膠甲酯基酶，從而減少了在干燥過程中果膠的損失，提高了果膠含量[37]。圖8 是山藥經(jīng)不同預處理后，山藥樣品細胞壁中纖維素含量的變化，經(jīng)過不同預處理后，細胞壁中纖維素的含量要低于對照組，在干燥前，高壓靜電場和超高壓處理后的纖維素的含量顯著（P<0.05）低于對照組，分別為8.43%和8.51%，在干燥后，經(jīng)冷凍處理的山藥纖維素含量最少，為13.17%，顯著（P<0.05）低于對照組。由此可以推斷出，預處理對山藥細胞壁的有著一定的破壞作用，增加了細胞的通透性，促進了干燥過程中水分的流失，從而提高干燥速率。

圖7 不同預處理對山藥片原果膠含量的影響Fig.7 Changes in propectin before and after drying of yam slices with different pretreatment methods

圖8 不同預處理對山藥片纖維素含量的影響Fig.8 Changes of cellulose in yam slices before and after drying with different pretreatment methods

2.7 不同預處理的干燥山藥片復水比變化

不同方式預處理后熱風干燥得到的山藥片復水比如圖9 所示。經(jīng)過高壓靜電場預處理后的山藥片復水比（3.53）優(yōu)于對照組，且為最高，代表復水能力最強；經(jīng)超高壓和冷凍預處理后的山藥片復水率較對照組明顯降低，冷凍組最小，說明該方式對山藥片進行預處理復水能力最差。導致此結果的原因是超高壓和冷凍處理嚴重破壞了山藥的組織結構，干燥后收縮率較大，降低了山藥片的持水能力，從而減小了山藥片復水能力；而經(jīng)高壓靜電場處理對山藥組織結構破環(huán)較小，且可以提高滲透脫水和溶質滲入的速率，因此山藥的復水性與對照組相比更勝一籌，這與組織切片中觀察到的結果一致。同樣的Parniakov 等[38]發(fā)現(xiàn)高壓脈沖電場處理可以提高蘋果片的冷凍干燥效率，增加其孔隙率和復水性。

圖9 不同方式預處理后山藥片的復水比Fig.9 Rehydration ratio of yam slices dried by different pretreatment methods

2.8 電子鼻氣味分析

為了更直觀比較分析不同方式預處理山藥片香氣特征，將樣品在10 個不同傳感器下的響應強度峰值繪制成雷達圖（圖10）。樣品主要對W1W、W1S、W2W 有顯著響應值，它們分別對應的敏感類物質為硫化物、甲基類、有機硫化物等，但不同預處理方式之前的樣品響應值存在差異，因此，通過從傳感器信號響應的強弱可以初步判斷樣品間氣味成分含量存在不同。

圖10 不同方式預處理山藥片干燥前后的雷達圖Fig.10 Radar map of yam slices before and after drying by different pretreatment methods

通過不同方式對山藥進行預處理，其干燥前及干燥后主成分分析（PCA）結果如圖11 所示，第一主成分（PC1）的貢獻率為86.2%，第二主成分（PC2）的貢獻率為5.9%，累計貢獻率達到92.1%，因此，故選取前2 個PC，可反映出樣本間的大部分關系。對照組、冷凍組以及高壓靜電場組三種方式在干燥前和干燥后，各自均有其歸屬區(qū)域，沒有明顯重疊，說明這三種預處理會使山藥干燥后的氣味明顯不同；超高壓處理干燥前后距離較近且有重疊，由此可見通過此方式對山藥進行預處理后再干燥，不會過多改變山藥的氣味，這一結果與黃歡[29]的觀察結果相似，小分子風味化合物的結構不會直接受到高壓的影響，因此超高壓預處理能夠較好地保留果蔬的風味物質，有時甚至能夠使其風味更加突出。干燥前，對照組、冷凍組以及高壓靜電場組距離較近，但干燥后分布距離較遠，表明僅對山藥進行預處理，對樣品的風味影響較小，差異不明顯，但經(jīng)熱風高溫干燥后，會使山藥產(chǎn)生不同于新鮮山藥的焦香味，且由于不同處理方式對山藥組織結構破環(huán)的程度不一樣，山藥中的水分蒸發(fā)的快慢不一致，但干燥時間相同，因此風味差異顯著。徐欣[39]的研究發(fā)現(xiàn)，凍融預處理會使細胞收縮，細胞膜破裂，揮發(fā)性成分溢出，從而影響黃秋葵的風味。Neri 等[40]研究藏紅花的干燥過程中發(fā)現(xiàn)脈沖電場預處理降低了藏紅花柱頭的香氣，這種下降可歸因于脈沖電場誘導細胞膜穿孔，從而導致?lián)]發(fā)性成分散失，香氣下降。因此，經(jīng)過不同方式的預處理及干燥過程，均會對新鮮山藥的氣味產(chǎn)生不同程度的影響。

圖11 不同方式預處理山藥片干燥前后的PCAFig.11 PCA of yam slices before and after drying by different pretreatment methods

2.9 色澤分析

由表2 可知，在經(jīng)過不同預處理后，樣品白度值L*存在差異。干燥前，亮度從高到低的方式預處理為高壓靜電場>對照>冷凍>超高壓，經(jīng)超高壓預處理后，山藥的白度明顯低于對照組。干燥后，山藥的白度均有不同程度的增加，這是因為干燥前山藥含水量高，因此相對于干品未表現(xiàn)出鮮亮的顏色，亮度從高到低的方式預處理為超高壓>高壓靜電場>對照>冷凍，冷凍組亮度較對照組顯著（P<0.05）降低。從紅度a*來看，干燥前，不同方式預處理之間差異明顯，其中超高壓組最高，冷凍組a*值為負值，經(jīng)過干燥后，各處理組a*值均降為負值，超高壓組a*值最低，這可能與預處理以及干燥過程中導致細胞內結構的降解有關[41]。從黃度值b*來看，干燥后，不同處理組山藥樣品的黃色度均有增加，這主要是因為非酶褐變及收縮變化所致[42-43]。

表2 不同預處理后對山藥的色澤影響Table 2 Effects of different pretreatment methods on the color of yam

利用色差值ΔE比較山藥片與僅做護色處理的新鮮山藥樣品之間的差異，ΔE越高表示樣品顏色變化越大。與新鮮樣品相比，所有熱風干燥的樣品均顯示出明顯差異。超高壓處理組表現(xiàn)出最高的L值和色差（ΔE=16.59），說明超高壓處理能夠明顯提高樣品的白度，這與郝啟棟等[44]的研究結果一致，由于超高壓會使過氧化物酶及多酚氧化酶失活，從而抑制了干燥過程中蒜片發(fā)生褐變。冷凍處理組色差（ΔE=14.79）最低，且小于對照組，可能是由于冷凍導致細胞破裂最為嚴重，營養(yǎng)物質流失，尤其是糖分、蛋白質等在凍結時會溢出物料表面[45]，熱風干燥時，在高溫條件下對山藥的色澤產(chǎn)生影響。

3 結論

利用不同的方式對山藥進行預處理，經(jīng)熱風干燥后比較山藥片品質特性及微觀結構的差異。結果表明，未干燥的山藥以自由水為主，預處理后山藥樣品的水分流失，弛豫時間減少，經(jīng)熱風干燥后，自由水含量明顯降低，結合水比例增加，直至穩(wěn)定；冷凍預處理對山藥組織結構影響較大，但可顯著減短干燥時間，水分比最早（160 min）降至0.10 以下，相較于對照組減少了27.27%；高壓靜電場預處理使得干燥后的山藥具有較高的硬度，復水性好，且色澤也有所提升；山藥經(jīng)超高壓預處理再熱風干燥，可以較好的保留風味物質，且色澤得以顯著（P<0.05）改善，但會降低山藥的復水性。因此，具體的工業(yè)生產(chǎn)應用仍需結合實際需求及生產(chǎn)成本綜合考慮。