楊鳳娟,譚 寧,張?zhí)煊?程 潭
楊鳳娟,程潭,桂林醫(yī)學(xué)院基礎(chǔ)醫(yī)學(xué)院人體解剖學(xué)教研室 廣西壯族自治區(qū)桂林市 541199
譚寧,桂林醫(yī)學(xué)院科學(xué)實(shí)驗(yàn)中心 桂林醫(yī)學(xué)院基礎(chǔ)醫(yī)學(xué)院人體解剖學(xué)教研室 廣西壯族自治區(qū)桂林市 541199
張?zhí)煊?桂林醫(yī)學(xué)院附屬醫(yī)院泌尿外科 廣西壯族自治區(qū)桂林市541004
2003年,Dolma等[1]發(fā)現(xiàn)一種名為Erastin的新化合物,其可能導(dǎo)致基因RAS突變的腫瘤細(xì)胞以不同于傳統(tǒng)細(xì)胞凋亡的方式死亡.2008年,Yang等[2]發(fā)現(xiàn)了RSL3和RSL5兩種與Erastin具有相同作用的新化合物,并確定這種新的細(xì)胞死亡可被鐵螯合劑、去鐵胺B甲烷磺酸鹽和捕獲過氧自由基的抗氧化劑維生素E所抑制,證實(shí)這種形式的細(xì)胞死亡與細(xì)胞內(nèi)鐵和活性氧有關(guān).2012年,Stockwell實(shí)驗(yàn)室將由依賴于鐵和脂質(zhì)活性氧積累引起的細(xì)胞死亡類型命名為鐵死亡[3].
根據(jù)該實(shí)驗(yàn)室最初的研究,鐵死亡在形態(tài)學(xué)、生化和遺傳水平上明顯不同于其他類型的調(diào)節(jié)性細(xì)胞死亡,如凋亡、壞死和自噬等,鐵死亡的形態(tài)學(xué)特征是特異性的線粒體皺縮、膜密度增加、線粒體嵴減少或消失[3];細(xì)胞在發(fā)生鐵死亡的同時(shí)還會釋放信號分子(如HMGB1),從而引起炎癥反應(yīng);鐵死亡的生化特征主要有:(1)鐵和活性氧的積累;(2)抑制胱氨酸谷氨酸逆向轉(zhuǎn)運(yùn)體(System Xc-)降低胱氨酸攝取、谷胱甘肽(glutathione,GSH)耗竭與NADPH氧化增加;(3)MAPKs系統(tǒng)的激活等[2],其中GSH耗竭在鐵死亡的發(fā)生過程中起著至關(guān)重要的作用.
GSH化學(xué)名為三肽γ-L-谷氨酰-L-胱氨酰甘氨酸,是人體內(nèi)最豐富的內(nèi)源性抗氧化劑,約90%的GSH儲存于細(xì)胞胞漿中,其余10%位于線粒體、細(xì)胞核和內(nèi)質(zhì)網(wǎng)中[4].GSH主要以三種形式存在,分別為還原型GSH、谷胱甘肽二硫化物(glutathione disulphide,GSSG)和谷胱甘肽蛋白混合二硫化物.生理情況下,還原型GSH比氧化型GSH即GSSG豐富10-100倍,GSH/GSSG氧化還原偶聯(lián)不僅決定生物系統(tǒng)中的氧化還原狀態(tài),還有許多其他功能,如影響細(xì)胞周期進(jìn)程、細(xì)胞死亡、轉(zhuǎn)錄因子活性等[5].
在這篇綜述中,我們主要討論了GSH的穩(wěn)態(tài)調(diào)控,GSH在鐵死亡發(fā)生過程中的作用,以及以GSH為靶點(diǎn)誘導(dǎo)腫瘤細(xì)胞發(fā)生鐵死亡,為腫瘤的治療提供一種新思路.
胞膜脂上的多聚不飽和脂肪酸(polyunsaturated fatty acid,PUFA)鏈易被活性氧(reactive oxygen species,ROS)氧化,形成脂質(zhì)過氧化物,在鐵離子的介導(dǎo)下,脂質(zhì)過氧化物轉(zhuǎn)變成有毒的脂質(zhì)自由基(LO-),導(dǎo)致細(xì)胞膜脂的多聚不飽和脂肪酸破碎[1],引發(fā)細(xì)胞死亡.鐵死亡主要受鐵代謝途徑、System Xc-/GPX4途徑和脂質(zhì)代謝途徑的共同調(diào)控.1.1 鐵代謝途徑的調(diào)節(jié) 鐵對幾乎所有生物的生存都是必不可少的,因?yàn)樗且幌盗猩^程的輔助因子,包括氧氣儲存、氧化磷酸化和細(xì)胞增殖所需的酶反應(yīng),鐵也是脂質(zhì)過氧化物的積累和鐵死亡的發(fā)生所必需的元素之一[6].因此,鐵的輸入、排出、儲存和流通量都會影響鐵死亡的發(fā)生.當(dāng)胞質(zhì)中存在過量游離亞鐵離子(Fe2+)時(shí),大量聚集的Fe2+具有極強(qiáng)的氧化性,Fe2+容易與H2O2發(fā)生Fenton反應(yīng)產(chǎn)生ROS而導(dǎo)致脂質(zhì)過氧化和鐵死亡的發(fā)生[6].循環(huán)鐵以Fe3+依附在轉(zhuǎn)鐵蛋白的形式存在,Fe3+通過膜上的轉(zhuǎn)鐵蛋白受體1 (transferrin receptor 1,TFR1)進(jìn)入細(xì)胞,然后定位于細(xì)胞內(nèi).在核內(nèi)體中,鐵還原酶將Fe3+還原為Fe2+.最后,二價(jià)金屬轉(zhuǎn)運(yùn)體1 (Divalent metal transporter 1,DMT1,也稱為SLC11A2)介導(dǎo)鐵離子從核內(nèi)體釋放到不穩(wěn)定的細(xì)胞質(zhì)鐵池中,多余的鐵儲存在鐵蛋白輕鏈多肽(ferritin light chain,FTL)與鐵蛋白重鏈多肽1 (ferritin heavy chain 1,FTH1)組成的鐵儲存蛋白復(fù)合物中.鐵離子的出膜是由膜蛋白鐵(也叫鐵射流泵,也稱為SLC11A3)激動的,其能將Fe2+氧化成Fe3+.病理狀態(tài)下,通過研究鐵死亡經(jīng)典誘導(dǎo)劑Erastin作用于人類癌細(xì)胞,熱休克預(yù)處理和過表達(dá)熱休克蛋白B1可抑制TFR1表達(dá),蛋白激酶C介導(dǎo)的鐵代謝主要轉(zhuǎn)錄因子鐵反應(yīng)元件結(jié)合蛋白2被抑制,顯著增加FTL與FTH1表達(dá),降低細(xì)胞內(nèi)亞鐵離子濃度和脂質(zhì)活性氧的產(chǎn)生;而血紅素氧合酶-1能夠通過補(bǔ)充細(xì)胞內(nèi)鐵離子及產(chǎn)生活性氧,加速Erastin誘導(dǎo)的鐵死亡[7].這表明,鐵蛋白調(diào)控和鐵代謝穩(wěn)態(tài)可能成為鐵死亡機(jī)制的重要調(diào)節(jié)點(diǎn).
1.2 System Xc-/GPX4通路調(diào)節(jié) 科學(xué)研究表明胱氨酸谷氨酸逆向轉(zhuǎn)運(yùn)體System Xc-/GPX4通路是鐵死亡主要的發(fā)生途徑之一[2],其中System Xc-對谷胱甘肽的合成至關(guān)重要.System Xc-是由機(jī)體細(xì)胞膜上SLC7A11和SLC3A2兩個(gè)亞基組成的重要抗氧化體系,可按1:1比例將細(xì)胞外胱氨酸攝取入胞內(nèi),將谷氨酸排出至胞外,胱氨酸進(jìn)入細(xì)胞后被迅速還原成半胱氨酸,參與胞內(nèi)重要自由基清除劑GSH的合成[8].谷胱甘肽過氧化物酶(glutathione peroxidase,GPXs)家族有許多成員,包括 GPX1-GPX8,其中GPX4在鐵死亡中扮演著更加重要的角色.GPX4作為哺乳動物中修復(fù)脂質(zhì)細(xì)胞氧化損傷的硒蛋白,通過將底物GSH轉(zhuǎn)化為GSSG的同時(shí)將細(xì)胞內(nèi)毒性脂質(zhì)過氧化物還原為無毒脂醇醇(L-OH)或?qū)⒂坞x的H2O2轉(zhuǎn)化為水,保護(hù)細(xì)胞膜結(jié)構(gòu)及功能不受過氧化物的干擾及損害[9].
研究發(fā)現(xiàn)[8]p53可通過下調(diào)SLC7A11的表達(dá)從而抑制System Xc-吸收胱氨酸,導(dǎo)致谷胱甘肽合成障礙,谷胱甘肽又是GPXs發(fā)揮作用的必要輔助因子,谷胱甘肽合成障礙將導(dǎo)致GPXs活性降低,細(xì)胞抗過氧化能力降低,脂質(zhì)活性氧堆積,引起細(xì)胞發(fā)生鐵死亡;Erastin[7]、柳氮磺胺吡啶[8]等都是通過作用于System Xc-誘導(dǎo)細(xì)胞發(fā)生鐵死亡.RSL3與Erastin都是鐵死亡誘導(dǎo)劑,兩者均能引起脂質(zhì)活性氧的上升,但與Erastin的作用方式不同的是,RSL3能夠直接抑制GPX4活性,致細(xì)胞抗氧化能力下降,脂質(zhì)活性氧上升,最終引起鐵死亡[8].
1.3 脂質(zhì)代謝途徑調(diào)控 細(xì)胞膜或細(xì)胞器膜,由于其富含多不飽和脂肪酸,特別容易受到ROS損傷,稱為“脂質(zhì)過氧化”,脂質(zhì)過氧化也是鐵死亡發(fā)生所必須的元素之一.脂氧合酶的活性可以催化含有PUFA的磷脂發(fā)生過氧化反應(yīng),促進(jìn)鐵死亡發(fā)生.基于CRISPR的遺傳篩選確定了兩種脂質(zhì)代謝調(diào)節(jié)劑,溶血磷脂酰膽堿酰基轉(zhuǎn)移酶3 (LPCAT3)和?;o酶A合成酶長鏈家族成員4 (ACSL4),它們促進(jìn)由GPX4抑制誘導(dǎo)的KBM7細(xì)胞發(fā)生鐵死亡;應(yīng)用脂質(zhì)組學(xué)研究,含有花生四烯酸(C20:4)或其延長產(chǎn)物腎上腺酸(C22:4)的磷脂酰乙醇胺(PE)是脂質(zhì)氧化作用并驅(qū)使細(xì)胞朝向鐵死亡發(fā)生的關(guān)鍵磷脂,而ACSL4和LPCAT3參與多不飽和脂肪酸的生物合成和重塑,通過補(bǔ)充花生四烯酸或其他多不飽和脂肪酸的細(xì)胞表現(xiàn)出對鐵死亡的高靈敏,執(zhí)行鐵死亡發(fā)生的重要步驟[10].研究人員Doll和Bersuker等[11,12]發(fā)現(xiàn)線粒體凋亡誘導(dǎo)因子2能與脂質(zhì)過氧化自由基清除劑—輔酶Q10協(xié)同作用抑制細(xì)胞鐵死亡,并將其更名為鐵死亡抑制蛋白1(ferroptosis-suppressor-protein 1,FSP1).基于此,研究發(fā)現(xiàn)[11]iF-SP1可在過表達(dá)FSP1的GPX4基因缺失細(xì)胞系中抑制FSP1活性并促進(jìn)脂質(zhì)過氧化反應(yīng)對細(xì)胞造成損傷(表1).經(jīng)典的自由基清除劑他汀類藥物-Ferrostatin以及脂質(zhì)過氧化酶抑制劑-脂溶性抗氧化劑維生素E (Vitamin E)等均能通過影響脂質(zhì)氧化過程實(shí)現(xiàn)對細(xì)胞發(fā)生鐵死亡的調(diào)控[3,13].表1總結(jié)顯示了與鐵死亡調(diào)控相關(guān)的作用物質(zhì)及作用靶點(diǎn).
表1 與鐵死亡調(diào)控相關(guān)的作用物質(zhì)及作用靶點(diǎn)
在鐵死亡涉及的System Xc-/GPX4通路中,System Xc-是參與GSH合成的重要轉(zhuǎn)運(yùn)體,GPX4通過催化GSH轉(zhuǎn)化為GSSG發(fā)揮抗氧化作用,GSH處于該通路的中心.GSH作為體內(nèi)重要的抗氧化劑,可以清除ROS和活性氮,也可以用作解毒劑發(fā)揮整合解毒作用.一般內(nèi)源性抗氧化系統(tǒng)包括:(1)酶抗氧化劑,如超氧化物歧化酶、過氧化氫酶、谷胱甘肽過氧化物酶和硫氧還蛋白;和(2)非酶抗氧化劑,包括GSH、維生素或其類似物(維生素A、C和E;輔酶Q10;和類黃酮)、礦物質(zhì)(硒和鋅),以及代謝產(chǎn)物(膽紅素和褪黑素)等[14].
作為消除活性氧的非酶系抗氧化體系,谷胱甘肽的代謝平衡與鐵死亡的發(fā)生關(guān)系密切.谷胱甘肽的合成是由半胱氨酸、谷氨酸和甘氨酸在胞漿中通過兩種ATP依賴的酶反應(yīng)進(jìn)行的.第一步(也是限制性的一步)是半胱氨酸與谷氨酸結(jié)合形成γ-谷氨酰半胱氨酸,該反應(yīng)由γ-谷氨酰半胱氨酸連接酶(GCL)催化.在第二個(gè)反應(yīng)中,谷胱甘肽合成酶(glutathione synthetase,GSS)將甘氨酸添加到γ-谷氨酰半胱氨酸中并產(chǎn)生GSH.半胱氨酸殘基是GSH發(fā)揮還原作用的主要結(jié)構(gòu).半胱氨酸殘基的存在使得GSH被非酶自由基或ROS/RNs氧化為GSSG,并由屬于谷胱甘肽過氧化物酶家族的酶進(jìn)行酶促氧化.GSSG的積累對細(xì)胞具有潛在的毒性,因?yàn)樗鹬趸瘎┑淖饔?與煙酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸(NADP/NADPH)和硫氧還蛋白(Trx(SH)2/TrxSS)系統(tǒng)一起,GSH/GSSG氧化還原偶決定了生物系統(tǒng)的氧化還原狀態(tài)[5],GSSG通過谷胱甘肽還原酶(glutathione reductase,GR)迅速還原成GSH,這一步需要由NADPH提供H+,而NADPH主要由戊糖磷酸途徑(PPP)的氧化支鏈產(chǎn)生[5,15].γ-谷氨酰轉(zhuǎn)移酶(glutamyltransferase,GGT)是一種膜結(jié)合酶,催化細(xì)胞外GSH的降解,有利于合成細(xì)胞內(nèi)GSH所需的組分谷氨酸和半胱氨酸.該途徑又稱γ-谷氨酰循環(huán),是從頭生物合成途徑的一種替代途徑,在維持細(xì)胞內(nèi)GSH和半胱氨酸方面起著重要作用.特異性轉(zhuǎn)運(yùn)體可以將GSH降解產(chǎn)生的所有氨基酸帶回細(xì)胞內(nèi)(圖1).特別是System Xc-對于胱氨酸的攝取、半胱氨酸的氧化形式和用于GSH從頭合成的限速底物是必不可少[8].最近,已有新的酶已被證明在細(xì)胞質(zhì)中降解GSH,擴(kuò)大GSH周轉(zhuǎn)的復(fù)雜性[15].
圖1 谷胱甘肽(glutathione,GSH)的代謝以及GSH穩(wěn)態(tài)調(diào)控在腫瘤治療中的應(yīng)用[4].胱氨酸經(jīng)System Xc-入胞后,與谷氨酸及甘氨酸經(jīng)過兩步限制性反應(yīng)生成GSH;GSH在GPX4的作用下生成谷胱甘肽二硫化物(glutathione disulphide,GSSG);GSSG在谷胱甘肽還原酶以及NADPH提供的H+介導(dǎo)下轉(zhuǎn)化為GSH.MRP1及GGT介導(dǎo)GSH的出胞及分解.圖中也顯示了通過藥物作用于GSH代謝的不同步驟,研究GSH穩(wěn)態(tài)調(diào)控在腫瘤治療中的應(yīng)用.GSH:谷胱甘肽;MRP1:多藥耐藥蛋白1;ROS:活性氧;GCL:γ-谷胺酰半胱氨酸連接酶;GSS:谷胱甘肽合成酶GGT:γ-谷胺酰轉(zhuǎn)肽酶;GR:谷胱甘肽還原酶;GPX4:GSH過氧化物酶4;GSSG:氧化型谷胱甘肽.(1):抑制GSH合成;(2):降低GSH前體可用性;(3):增加GSSG水平;(4):促進(jìn)GSH外排.
適度的ROS水平可以通過激活信號通路來支持生存和增殖,從而在應(yīng)激性腫瘤微環(huán)境中促進(jìn)腫瘤生長,然而過量的ROS積累、適當(dāng)?shù)那宄龣C(jī)制的失效或抗氧化劑的缺乏都會導(dǎo)致生物分子的嚴(yán)重?fù)p傷,從而引發(fā)細(xì)胞死亡[16].過量的ROS能夠與富含PUFA的質(zhì)膜發(fā)生反應(yīng),在鐵離子的介導(dǎo)下生成有毒性的脂質(zhì)自由基,誘導(dǎo)質(zhì)膜破碎,發(fā)生鐵死亡.由于ROS對腫瘤細(xì)胞起雙重作用,GSH對氧化應(yīng)激和癌癥的發(fā)生和發(fā)展的影響也很復(fù)雜.它在致癌物的清除和解毒中起著至關(guān)重要的作用[4],而這一途徑的改變可以對細(xì)胞存活產(chǎn)生深遠(yuǎn)影響,另一方面,研究表明[16]腫瘤細(xì)胞中GSH水平的升高能夠及時(shí)清除過多的ROS,避免細(xì)胞發(fā)生鐵死亡,保護(hù)骨髓癌、乳腺癌以及結(jié)腸癌細(xì)胞等,使它們對幾種化療藥物產(chǎn)生耐藥性并促進(jìn)腫瘤細(xì)胞發(fā)生遠(yuǎn)處轉(zhuǎn)移.
由于線粒體功能紊亂、代謝改變和頻繁的基因突變,癌細(xì)胞中ROS的產(chǎn)生顯著增加,導(dǎo)致大量氧化蛋白、DNA損傷和脂質(zhì)的積累.因此,作為一種適應(yīng)性反應(yīng),癌細(xì)胞體內(nèi)GSH水平也隨之升高.GSH穩(wěn)態(tài)取決于GSH合成限速酶活性、前體氨基酸吸收速率以及GSH/GSSG穩(wěn)態(tài)平衡等.
NRF2是細(xì)胞對抗應(yīng)激反應(yīng)的關(guān)鍵調(diào)節(jié)器.在細(xì)胞核中,NRF2與其它蛋白結(jié)合后能夠促進(jìn)靶抗氧化基因的轉(zhuǎn)錄,其中包括GCL.GCL是一種由73kd催化亞基(GCLc)和31kd調(diào)節(jié)亞基(GCLm)組成的異二聚體[4].GCLm空突變體小鼠細(xì)胞中GSH含量<25%,但其存活率令人驚訝.相反,GCLm的高表達(dá)被發(fā)現(xiàn)與乳腺癌的治療抵抗有關(guān).此外,在肉瘤、乳腺癌和淋巴瘤小鼠模型中,GCLm突變導(dǎo)致腫瘤發(fā)生延遲,使GCLm成為對抗這些癌癥化療耐藥的有效藥物靶點(diǎn)[17].低氧誘導(dǎo)因子1通路在缺氧條件下激活GCL表達(dá)和GSH合成,促進(jìn)化療后乳腺癌干細(xì)胞的聚集[18].在卵巢透明細(xì)胞癌中,肝細(xì)胞核因子-1β是一種轉(zhuǎn)錄因子,在器官發(fā)生中起重要作用,在多種癌癥類型中過表達(dá),研究顯示[19]其能夠調(diào)節(jié)GCL表達(dá),擴(kuò)展了與氧化應(yīng)激相關(guān)的谷胱甘肽合成因子的網(wǎng)絡(luò).GCL介導(dǎo)GSH合成的第一步,其活性也受產(chǎn)物GSH的反饋抑制調(diào)節(jié).GSS酶參與催化GSH從頭合成的第二步,不受GSH反饋抑制的調(diào)控.然而,GSS活性在某些疾病條件下也很重要,在某些疾病條件下,GSS酶活性降低會導(dǎo)致γ-谷氨酰半胱氨酸的積累,可通過γ-谷氨酰環(huán)轉(zhuǎn)移酶轉(zhuǎn)化為5-氧代丙烷,引起嚴(yán)重的溶血性貧血、代謝性酸中毒和中樞神經(jīng)系統(tǒng)損傷[20].目前,GSS在癌癥中的作用尚未被詳細(xì)研究,也很少有研究發(fā)現(xiàn)GSS活性的抑制劑和調(diào)節(jié)因子,這仍然是一個(gè)活躍的研究領(lǐng)域,有助于探索GSS作為癌細(xì)胞可能的治療靶點(diǎn).
除了從頭合成外,腫瘤細(xì)胞增加GSH含量的另一種方法是上調(diào)PPP[21].GSSG通常在面臨高水平氧化應(yīng)激的腫瘤細(xì)胞中積累,對細(xì)胞有潛在的毒性,但癌細(xì)胞通常含有較高的GR活性,使GSH維持還原狀態(tài),該過程需要PPP氧化支鏈產(chǎn)生的NADPH提供H+.
GGT催化細(xì)胞外GSH的降解,有利于合成細(xì)胞內(nèi)GSH所需的組分谷氨酸和半胱氨酸,GGT活性在幾種腫瘤類型中上調(diào),其表達(dá)與乳腺癌和腎癌患者的治療抵抗和不良預(yù)后相關(guān).GSH在腫瘤微環(huán)境中的關(guān)鍵作用也正在顯現(xiàn),特別是,癌癥相關(guān)的成纖維細(xì)胞(CAFs)顯示,以依賴谷胱甘肽的方式減少腫瘤細(xì)胞中基因毒性劑的積累,CAFs能夠釋放高水平的硫醇,包括谷胱甘肽和半胱氨酸,增加了腫瘤細(xì)胞內(nèi)GSH水平,抵消藥物介導(dǎo)的氧化應(yīng)激和凋亡反應(yīng)[22].
許多癌癥類型,包括肝、肺、乳腺和結(jié)腸癌,顯示出相對于正常組織的GSH水平升高,并利用GSH的解毒能力來抵消抗腫瘤藥物的活性[4].因此,GSH系統(tǒng)引起了研究者的注意,并提出了一些旨在減少細(xì)胞內(nèi)GSH的策略,以阻止腫瘤細(xì)胞的生長,提高現(xiàn)有抗癌治療的效率.
4.1 抑制GSH的合成 降低GSH水平最直接的策略是使用丁硫氨酸磺酰亞胺(L-buthionine-S,R-sulfoximine,BSO),BSO是GSH合成的第一步也是限制性一步所需的酶,即GCL的不可逆抑制劑.雖然BSO在抑制大多數(shù)癌細(xì)胞的增殖方面不是很有效,但有研究表明[23]BSO降低了MMTV-PyMT小鼠的乳腺腫瘤負(fù)擔(dān),并提高了常用抗癌藥物順鉑和卡鉑的療效[24,25].由BSO引起的GSH耗竭引起了鐵死亡,誘導(dǎo)鐵死亡可能至少部分解釋了GSH耗竭與抗癌藥物的協(xié)同作用,并可能應(yīng)用于規(guī)避某些腫瘤細(xì)胞典型的抗凋亡能力[22].美法侖是一種常用于治療多發(fā)性骨髓瘤的烷基化劑[26],在臨床前的體內(nèi)模型中,BSO增強(qiáng)了美法侖的功效.目前,已在一些癌癥患者中進(jìn)行了BSO和美法侖的組合治療臨床實(shí)驗(yàn).然而,BSO的半衰期短[3],這需要延長輸注時(shí)間以維持BSO穩(wěn)定的血藥濃度,并且在某些臨床研究中觀察到白細(xì)胞減少癥和血小板減少癥的增加可能會限制BSO在臨床治療中的使用.
4.2 降低GSH前體的可用性 降低GSH水平的另一種方法是降低GSH前體的可用性[4].一個(gè)確定的靶點(diǎn)是胱氨酸谷氨酸逆向轉(zhuǎn)運(yùn)體System Xc-,其抑制降低了胱氨酸的攝取,因此降低了GSH水平[8].Xc-抑制物柳氮磺吡啶在Ⅰ/Ⅱ期研究中用于治療進(jìn)展期惡性膠質(zhì)瘤,但由于缺乏反應(yīng)和嚴(yán)重毒性,該研究早就終止了[27].最近,另一種Xc-抑制劑,Erastin,被證明能增強(qiáng)結(jié)腸癌細(xì)胞系中凋亡誘導(dǎo)因子腫瘤壞死因子相關(guān)凋亡誘導(dǎo)配體(TRAIL)的作用[28].Erastin還通過誘導(dǎo)鐵死亡有效地殺死遺傳性平滑肌瘤病和腎癌細(xì)胞,其特征是富馬酸水合酶(FH)失活[29].與BSO類似,對胱氨酸輸入的抑制激活了鐵死亡,并被認(rèn)為有助于降低肺癌細(xì)胞對放療的抵抗力[30].GSH經(jīng)GGT降解后,細(xì)胞也可獲得GSH前體.GGT的許多抑制劑已被生產(chǎn)和測試,如阿昔維林和6-重氮-5-氧代-去甲亮氨酸(DON),但是因?yàn)槎拘詥栴}阻止了其在體內(nèi)的使用[31].
4.3 增加GSSG水平 GSH可緩沖多種抗癌藥物產(chǎn)生的氧化應(yīng)激,形成GSSG[32],增加GSSG的細(xì)胞內(nèi)濃度被認(rèn)為是誘導(dǎo)腫瘤細(xì)胞死亡的一個(gè)好方法[4].GSSG被GR迅速還原為GSH,以防止GSSG的積累而導(dǎo)致氧化還原介導(dǎo)的細(xì)胞死亡[5].不可逆GR抑制劑2-AAPA的治療使一些癌細(xì)胞系對X射線輻射敏感,并與GSSG和總二硫化物的大量增加相關(guān)[32].抑制PPP的第一種酶,即葡萄糖6磷酸脫氫酶,增加體內(nèi)的氧化應(yīng)激水平,阻止體內(nèi)頭頸部鱗狀細(xì)胞的生長,并使順鉑耐藥細(xì)胞重新對其敏感[21].在一項(xiàng)Ⅱ期研究中[33],NOV-002還與阿霉素和環(huán)磷酰胺聯(lián)合用于乳腺癌患者,顯示病理完全緩解率增加.
4.4 促進(jìn)GSH的外排 細(xì)胞內(nèi)GSH的穩(wěn)態(tài)不僅由GSH的合成速率維持,還由其通過質(zhì)膜轉(zhuǎn)運(yùn)體的輸出維持[15].因此,促進(jìn)GSH的外排可以降低GSH的含量,使癌細(xì)胞對化療敏感.ATP結(jié)合盒(ABC)-家族轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白多藥耐藥蛋白1 (multidrug resistance protein 1,MRP1)在多種腫瘤類型中上調(diào),并與多藥耐藥相關(guān),它也負(fù)責(zé)GSH的外排[34].正如Dixon[35]研究小組最近所證實(shí)的那樣,表達(dá)高水平MRP1的細(xì)胞對促凋亡藥物的敏感性較低,但與此同時(shí),它們對促鐵死亡藥物的敏感性更高.我們已經(jīng)證明[36],在營養(yǎng)缺乏的情況下,癌細(xì)胞系通過MRP1使GSH外排增加,從而調(diào)節(jié)自噬的激活.限制熱量攝入或斷續(xù)禁食是目前備受關(guān)注的提高抗癌治療效果的有效方案,并取得了令人鼓舞的結(jié)果.驗(yàn)證這種方法是否對MRP1水平高的腫瘤特別有效,即這種腫瘤可能比MRP1水平低的腫瘤失去更多的GSH,并且對氧化應(yīng)激更敏感(表2:總結(jié)顯示了與谷胱甘肽代謝相關(guān)的抗癌藥物及作用靶點(diǎn)).
表2 與谷胱甘肽代謝相關(guān)的抗癌藥物及作用靶點(diǎn)
鐵死亡作為新發(fā)現(xiàn)的調(diào)節(jié)性細(xì)胞死亡類型中的一種,其機(jī)制是胞內(nèi)氧化還原系統(tǒng)的失衡.鐵死亡已被證明與人類神經(jīng)系統(tǒng)疾病的發(fā)生密切相關(guān),更在抑制某些腫瘤細(xì)胞的生長過程中發(fā)揮了關(guān)鍵作用.GSH作為一種生物體內(nèi)重要的抗氧化劑,人們早就知道它在癌細(xì)胞中的解毒反應(yīng),其靶向代謝也已被廣泛研究用于癌癥治療.進(jìn)一步明確GSH在腫瘤細(xì)胞發(fā)生鐵死亡過程中的作用,以其代謝的各個(gè)步驟為靶點(diǎn)制定具體的治療策略,將為腫瘤的治療提供新的思路和方向.
1 Dolma S,Lessnick SL,Hahn WC,Stockwell BR.Identification of genotype-selective antitumor agents using synthetic lethal chemical screening in engineered human tumor cells.Cancer Cell2003;3:285-296 [PMID:12676586 DOI:10.1016/s1535-6108(03)00050-3]
2 Yang WS,Stockwell BR.Synthetic lethal screening identifies compounds activating iron-dependent,nonapoptotic cell death in oncogenic-RAS-harboring cancer cells.Chem Biol2008;15:234-245 [PMID:18355723 DOI:10.1016/j.chembiol.2008.02.010]
3 Dixon SJ,Lemberg KM,Lamprecht MR,Skouta R,Zaitsev EM,Gleason CE,Patel DN,Bauer AJ,Cantley AM,Yang WS,Morrison B 3rd,Stockwell BR.Ferroptosis:an iron-dependent form of nonapoptotic cell death.Cell2012;149:1060-1072[PMID:22632970 DOI:10.1016/j.cell.2012.03.042]
4 Desideri E,Ciccarone F,Ciriolo MR.Targeting Glutathione Metabolism:Partner in Crime in Anticancer Therapy.Nutrients2019;11 [PMID:31426306 DOI:10.3390/nu11081926]
5 Hanschmann EM,Godoy JR,Berndt C,Hudemann C,Lillig CH.Thioredoxins,glutaredoxins,and peroxiredoxins--molecular mechanisms and health significance:from cofactors to antioxidants to redox signaling.Antioxid Redox Signal2013;19:1539-1605 [PMID:23397885 DOI:10.1089/ars.2012.4599]
6 Cao JY,Dixon SJ.Mechanisms of ferroptosis.Cell Mol Life Sci2016;73:2195-2209 [PMID:27048822 DOI:10.1007/s00018-016-2194-1]
7 Manz DH,Blanchette NL,Paul BT,Torti FM,Torti SV.Iron and cancer:recent insights.Ann NY Acad Sci2016;1368:149-161[PMID:26890363 DOI:10.1111/nyas.13008]
8 Lewerenz J,Hewett SJ,Huang Y,Lambros M,Gout PW,Kalivas PW,Massie A,Smolders I,Methner A,Pergande M,Smith SB,Ganapathy V,Maher P.The cystine/glutamate antiporter system x(c)(-) in health and disease:from molecular mechanisms to novel therapeutic opportunities.Antioxid Redox Signal2013;18:522-555 [PMID:22667998 DOI:10.1089/ars.2011.4391]
9 Yang WS,SriRamaratnam R,Welsch ME,Shimada K,Skouta R,Viswanathan VS,Cheah JH,Clemons PA,Shamji AF,Clish CB,Brown LM,Girotti AW,Cornish VW,Schreiber SL,Stockwell BR.Regulation of ferroptotic cancer cell death by GPX4.Cell2014;156:317-331 [PMID:24439385 DOI:10.1016/j.cell.2013.12.010]
10 Kagan VE,Mao G,Qu F,Angeli JP,Doll S,Croix CS,Dar HH,Liu B,Tyurin VA,Ritov VB,Kapralov AA,Amoscato AA,Jiang J,Anthonymuthu T,Mohammadyani D,Yang Q,Proneth B,Klein-Seetharaman J,Watkins S,Bahar I,Greenberger J,Mallampalli RK,Stockwell BR,Tyurina YY,Conrad M,Bay?r H.Oxidized arachidonic and adrenic PEs navigate cells to ferroptosis.Nat Chem Biol2017;13:81-90 [PMID:27842066 DOI:10.1038/nchembio.2238]
11 Doll S,Freitas FP,Shah R,Aldrovandi M,da Silva MC,Ingold I,Goya Grocin A,Xavier da Silva TN,Panzilius E,Scheel CH,Mour?o A,Buday K,Sato M,Wanninger J,Vignane T,Mohana V,Rehberg M,Flatley A,Schepers A,Kurz A,White D,Sauer M,Sattler M,Tate EW,Schmitz W,Schulze A,O’Donnell V,Proneth B,Popowicz GM,Pratt DA,Angeli JPF,Conrad M.FSP1 is a glutathione-independent ferroptosis suppressor.Nature2019;575:693-698 [PMID:31634899 DOI:10.1038/s41586-019-1707-0]
12 Bersuker K,Hendricks JM,Li Z,Magtanong L,Ford B,Tang PH,Roberts MA,Tong B,Maimone TJ,Zoncu R,Bassik MC,Nomura DK,Dixon SJ,Olzmann JA.The CoQ oxidoreductase FSP1 acts parallel to GPX4 to inhibit ferroptosis.Nature2019;575:688-692 [PMID:31634900 DOI:10.1038/s41586-019-1705-2]
13 Angeli JPF,Shah R,Pratt DA,Conrad M.Ferroptosis Inhibition:Mechanisms and Opportunities.Trends Pharmacol Sci2017;38:489-498 [PMID:28363764 DOI:10.1016/j.tips.2017.02.005]
14 Espinosa-Diez C,Miguel V,Mennerich D,Kietzmann T,Sánchez-Pérez P,Cadenas S,Lamas S.Antioxidant responses and cellular adjustments to oxidative stress.Redox Biol2015;6:183-197 [PMID:26233704 DOI:10.1016/j.redox.2015.07.008]
15 Wu G,Fang YZ,Yang S,Lupton JR,Turner ND.Glutathione metabolism and its implications for health.J Nutr2004;134:489-492 [PMID:14988435 DOI:10.1093/jn/134.3.489]
16 Bansal A,Simon MC.Glutathione metabolism in cancer progression and treatment resistance.J Cell Biol2018;217:2291-2298 [PMID:29915025 DOI:10.1083/jcb.201804161]
17 Lu SC.Regulation of glutathione synthesis.Mol Aspects Med2009;30:42-59 [PMID:18601945 DOI:10.1016/j.mam.2008.05.005]
18 Lu H,Samanta D,Xiang L,Zhang H,Hu H,Chen I,Bullen JW,Semenza GL.Chemotherapy triggers HIF-1-dependent glutathione synthesis and copper chelation that induces the breast cancer stem cell phenotype.Proc Natl Acad Sci USA2015;112:E4600-E4609 [PMID:26229077 DOI:10.1073/pnas.1513433112]
19 Lopes-Coelho F,Gouveia-Fernandes S,Gon?alves LG,Nunes C,Faustino I,Silva F,Félix A,Pereira SA,Serpa J.HNF1β drives glutathione (GSH) synthesis underlying intrinsic carboplatin resistance of ovarian clear cell carcinoma (OCCC).Tumour Biol2016;37:4813-4829 [PMID:26520442 DOI:10.1007/s13277-015-4290-5]
20 Ke HL,Lin J,Ye Y,Wu WJ,Lin HH,Wei H,Huang M,Chang DW,Dinney CP,Wu X.Genetic Variations in Glutathione Pathway Genes Predict Cancer Recurrence in Patients Treated with Transurethral Resection and Bacillus Calmette-Guerin Instillation for Non-muscle Invasive Bladder Cancer.Ann Surg Oncol2015;22:4104-4110 [PMID:25851338 DOI:10.1245/s10434-015-4431-5]
21 Li B,Qiu B,Lee DS,Walton ZE,Ochocki JD,Mathew LK,Mancuso A,Gade TP,Keith B,Nissim I,Simon MC.Fructose-1,6-bisphosphatase opposes renal carcinoma progression.Nature2014;513:251-255 [PMID:25043030 DOI:10.1038/nature13557]
22 Wang W,Kryczek I,Dostál L,Lin H,Tan L,Zhao L,Lu F,Wei S,Maj T,Peng D,He G,Vatan L,Szeliga W,Kuick R,Kotarski J,Tarkowski R,Dou Y,Rattan R,Munkarah A,Liu JR,Zou W.Effector T Cells Abrogate Stroma-Mediated Chemoresistance in Ovarian Cancer.Cell2016;165:1092-1105 [PMID:27133165 DOI:10.1016/j.cell.2016.04.009]
23 Harris IS,Treloar AE,Inoue S,Sasaki M,Gorrini C,Lee KC,Yung KY,Brenner D,Knobbe-Thomsen CB,Cox MA,Elia A,Berger T,Cescon DW,Adeoye A,Brüstle A,Molyneux SD,Mason JM,Li WY,Yamamoto K,Wakeham A,Berman HK,Khokha R,Done SJ,Kavanagh TJ,Lam CW,Mak TW.Glutathione and thioredoxin antioxidant pathways synergize to drive cancer initiation and progression.Cancer Cell2015;27:211-222 [PMID:25620030 DOI:10.1016/j.ccell.2014.11.019]
24 Rocha CR,Garcia CC,Vieira DB,Quinet A,de Andrade-Lima LC,Munford V,Belizário JE,Menck CF.Glutathione depletion sensitizes cisplatin-and temozolomide-resistant glioma cells in vitro and in vivo.Cell Death Dis2015;6:e1727 [PMID:25880094 DOI:10.1038/cddis.2015.101]
25 Fath MA,Ahmad IM,Smith CJ,Spence J,Spitz DR.Enhancement of carboplatin-mediated lung cancer cell killing by simultaneous disruption of glutathione and thioredoxin metabolism.Clin Cancer Res2011;17:6206-6217 [PMID:21844013 DOI:10.1158/1078-0432.CCR-11-0736]
26 Tagde A,Singh H,Kang MH,Reynolds CP.The glutathione synthesis inhibitor buthionine sulfoximine synergistically enhanced melphalan activity against preclinical models of multiple myeloma.Blood Cancer J2014;4:e229 [PMID:25036800 DOI:10.1038/bcj.2014.45]
27 Robe PA,Martin DH,Nguyen-Khac MT,Artesi M,Deprez M,Albert A,Vanbelle S,Califice S,Bredel M,Bours V.Early termination of ISRCTN45828668,a phase 1/2 prospective,randomized study of sulfasalazine for the treatment of progressing malignant gliomas in adults.BMC Cancer2009;9:372 [PMID:19840379 DOI:10.1186/1471-2407-9-372]
28 Lee YS,Lee DH,Jeong SY,Park SH,Oh SC,Park YS,Yu J,Choudry HA,Bartlett DL,Lee YJ.Ferroptosis-inducing agents enhance TRAIL-induced apoptosis through upregulation of death receptor 5.J Cell Biochem2019;120:928-939 [PMID:30160785 DOI:10.1002/jcb.27456]
29 Kerins MJ,Milligan J,Wohlschlegel JA,Ooi A.Fumarate hydratase inactivation in hereditary leiomyomatosis and renal cell cancer is synthetic lethal with ferroptosis induction.Cancer Sci2018;109:2757-2766 [PMID:29917289 DOI:10.1111/cas.13701]
30 Pan X,Lin Z,Jiang D,Yu Y,Yang D,Zhou H,Zhan D,Liu S,Peng G,Chen Z,Yu Z.Erastin decreases radioresistance of NSCLC cells partially by inducing GPX4-mediated ferroptosis.Oncol Lett2019;17:3001-3008 [PMID:30854078 DOI:10.3892/ol.2019.9888]
31 Joyce-Brady M,Hiratake J.Inhibiting Glutathione Metabolism in Lung Lining Fluid as a Strategy to Augment Antioxidant Defense.Curr Enzym Inhib2011;7:71-78 [PMID:22485086 DOI:10.2174/157340811796575308]
32 Zhao Y,Seefeldt T,Chen W,Carlson L,Stoebner A,Hanson S,Foll R,Matthees DP,Palakurthi S,Guan X.Increase in thiol oxidative stress via glutathione reductase inhibition as a novel approach to enhance cancer sensitivity to X-ray irradiation.Free Radic Biol Med2009;47:176-183 [PMID:19397999 DOI:10.1016/j.freeradbiomed.2009.04.022]
33 Montero AJ,Diaz-Montero CM,Deutsch YE,Hurley J,Koniaris LG,Rumboldt T,Yasir S,Jorda M,Garret-Mayer E,Avisar E,Slingerland J,Silva O,Welsh C,Schuhwerk K,Seo P,Pegram MD,Glück S.Phase 2 study of neoadjuvant treatment with NOV-002 in combination with doxorubicin and cyclophosphamide followed by docetaxel in patients with HER-2 negative clinical stage II-IIIc breast cancer.Breast Cancer Res Treat2012;132:215-223 [PMID:22138748 DOI:10.1007/s10549-011-1889-0]
34 Munoz M,Henderson M,Haber M,Norris M.Role of the MRP1/ABCC1 multidrug transporter protein in cancer.IUBMB Life2007;59:752-757 [PMID:18085475 DOI:10.1080/15216540701736285]
35 Cao JY,Poddar A,Magtanong L,Lumb JH,Mileur TR,Reid MA,Dovey CM,Wang J,Locasale JW,Stone E,Cole SPC,Carette JE,Dixon SJ.A Genome-wide Haploid Genetic Screen Identifies Regulators of Glutathione Abundance and Ferroptosis Sensitivity.Cell Rep2019;26:1544-1556.e8 [PMID:30726737 DOI:10.1016/j.celrep.2019.01.043]
36 Desideri E,Filomeni G,Ciriolo MR.Glutathione participates in the modulation of starvation-induced autophagy in carcinoma cells.Autophagy2012;8:1769-1781 [PMID:22964495 DOI:10.4161/auto.22037]