TG-DHA高含量脫腥魚油 對脂代謝的調(diào)節(jié)作用

楊瑞利,CHAKKAPAT Aenglong,曹婉秀,張 慧,唐慶娟

(中國海洋大學(xué)食品科學(xué)與工程學(xué)院,山東青島 266003)

隨著居民膳食結(jié)構(gòu)中高熱量飲食比例不斷增高,超重率與肥胖率不斷上升[1]。研究報(bào)道,長期高脂飲食會導(dǎo)致機(jī)體的能量攝入大于能量消耗,多余的能量會以脂肪的形式儲存在體內(nèi),最終導(dǎo)致肥胖和脂代謝紊亂[2]。脂代謝的穩(wěn)態(tài)調(diào)控是維持機(jī)體基本生命活動的基礎(chǔ),脂代謝紊亂與糖尿病、肥胖、脂肪肝、心血管疾病及細(xì)胞異常增殖的發(fā)生和發(fā)展密切相關(guān)[3]。因此,如何有效預(yù)防和改善脂代謝紊亂成為現(xiàn)代社會的焦點(diǎn)。

深海魚油是指從深海魚類動物體中提煉出來的不飽和脂肪成分。據(jù)文獻(xiàn)報(bào)道,富含n-3 多不飽和脂肪酸(n-3 PUFA)的魚油具有調(diào)控糖脂代謝紊亂等功能[4]。二十二碳六烯酸(Docosahexaenoic acid,DHA),是n-3 PUFA家族中的重要成員,具有抗炎、抗癌、調(diào)節(jié)免疫力、預(yù)防心血管疾病等特性,因而受到廣泛關(guān)注[5]。Manickam、Barber、Kim等[6-8]用DHA(25～200 μm)作用于脂肪細(xì)胞,發(fā)現(xiàn)能抑制其分化,減少細(xì)胞中脂滴數(shù)量和體積大小。Fan等[9]的研究表明,DHA可以通過上調(diào)脂肪分解基因,下調(diào)脂肪合成基因來調(diào)節(jié)高脂飲食導(dǎo)致的脂代謝紊亂。

近年來,人們對n-3 PUFA重要性的認(rèn)識日益提升,大量商業(yè)機(jī)構(gòu)開始開發(fā)該類補(bǔ)充品。但是魚油令人難以接受的腥味,這在很大程度上限制了其開發(fā)利用[10]。因此,研發(fā)相關(guān)的高附加值產(chǎn)品是一個亟需解決的問題。目前研究較多的是DHA微膠囊,工業(yè)生產(chǎn)中普遍使用蛋白質(zhì)、明膠等作為壁材,但是包埋率僅為10%左右,且溶于水后仍有魚腥味,影響了其在液體食品中使用。脂質(zhì)體包埋是一種新型微膠囊制備方法,所用組分與細(xì)胞膜近似,且能夠有效提高DHA等的水溶性和消化吸收特性[11]。有文獻(xiàn)報(bào)道,利用脂質(zhì)體法包埋還可以掩蓋魚油的不良?xì)馕?且抗氧化性能更佳[12-14]。脂質(zhì)體制備時,考慮到性價比以及在水中的分散性等,一般會選用大豆磷脂作為壁材。楊梅[15]的實(shí)驗(yàn)結(jié)果表明,磷脂酰膽堿(PC)含量在85%～99%的高PC磷脂比其他磷脂更適宜制備脂質(zhì)體。目前研究中報(bào)道的主要是魚油脂質(zhì)體的制備,對其生物活性的探究相對較少,不利于魚油DHA精深加工產(chǎn)品的開發(fā)。

本文中選擇98%大豆磷脂酰膽堿作為壁材,制備TG-DHA高含量脫腥魚油,并探究其對高脂飲食小鼠脂代謝的調(diào)節(jié)作用,以期為開發(fā)相應(yīng)的高附加值產(chǎn)品提供理論依據(jù)。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

10/70 TG-DHA金槍魚油 浙江舟山新諾佳生物技術(shù)有限公司;98%大豆磷脂酰膽堿 西安艾諾醫(yī)藥科技有限公司;SPF級6周齡雄性C57BL/6J小鼠 濟(jì)南朋悅實(shí)驗(yàn)動物繁育有限公司;甘油三酯(Triglyceride,TG)、總膽固醇(Total Cholesterol,TC)試劑盒 中生北控生物科技股份有限公司;低密度脂蛋白膽固醇(Low Density Lipoprotein Cholesterol,LDL-C)試劑盒 南京建成生物工程研究所;TRIZOL試劑 美國Invitrogen公司;RNA純化試劑盒 天根生化科技有限公司;5X All-In-One RT裂解反轉(zhuǎn)錄一體試劑盒、EvaGreen Express 2X qPCR MasterMix abm;10%低脂飼料(飼料代碼TP23522)、45%高脂飼料(飼料代碼TP23220) 南通特洛菲飼料科技有限公司;其他試劑 均為國產(chǎn)分析純。

DF-101S集熱式恒溫加熱磁力攪拌器 上海力辰邦西儀器科技有限公司;RE-2000A旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)儀 上海亞榮生化儀器廠;Model680型酶標(biāo)儀 美國BioRAD產(chǎn)品;Agilent7820型氣相色譜儀 美國Agilent科技公司;19091N-113型HP-INNOWAX石英毛細(xì)管柱 美國Agilent科技公司;氣相色譜質(zhì)譜聯(lián)用儀(7980A/5975C) 美國Agilent公司;Nano ZS90納米粒度儀 英國馬爾文公司;NIKON/Ni-E電子熒光顯微鏡 南京伊若達(dá)儀器設(shè)備有限公司;TGL-16G型臺式離心機(jī) 上海安亭科學(xué)儀器廠;IQ5 Realtime PCR儀 美國Bio-RAD。

1.2 實(shí)驗(yàn)方法

1.2.1 TG-DHA高含量脫腥魚油的制備 稱取質(zhì)量比為1∶4的98%大豆磷脂酰膽堿和金槍魚油溶于95%的食用酒精中,然后在40 ℃條件下旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)(轉(zhuǎn)速100 r/min)除去有機(jī)試劑,直至蒸餾燒瓶中形成一層薄膜。將其冷卻30 min,加入超純水振蕩混勻,然后過200 nm聚碳酸酯膜,即為TG-DHA高含量脫腥魚油脂質(zhì)體渾濁液[16]。

1.2.1.1 魚油與脫腥魚油DHA含量的檢測 魚油原料甲酯化:取5 mg魚油于10 mL尖頭具塞試管中,再加入內(nèi)標(biāo)(C19∶0)約500 ug,用氮?dú)饩徛蹈蓛?nèi)標(biāo)中的有機(jī)試劑。再向試管中加入2 mL HCL∶甲醇(1∶5 V/V)溶液,再充入氮?dú)鈹Q緊管口防止氧化,而后將試管置于90 ℃水浴中加熱1 h,期間不斷搖勻以確保甲酯化完全。冷卻至室溫加入2 mL正己烷,渦旋振蕩,靜止分層。取上層(正己烷層)溶液1 μL進(jìn)行氣相色譜分析[17]。

氣相色譜分析條件:Supelcowax石英毛細(xì)管柱(30 m×0.25 mm,0.25 μm,載氣為高純氮?dú)?模式為恒定壓力(10.9 psi),分流比20∶1;柱箱升溫程序?yàn)?70 ℃(0 min)→5 ℃/min→240 ℃(22 min),平衡時間為1 min;檢測器為火焰離子化檢測器(flame ionization detector,FID),進(jìn)樣口溫度為260 ℃,檢測器溫度為260 ℃,氫氣流量30 mL/min,空氣流量400 mL/min,氮?dú)馕泊盗髁?25 mL/min[18]。

1.2.1.2 脂質(zhì)體粒徑和Zeta電位的檢測 用ZS90納米激光粒度分析儀測定。將最佳工藝制備的納米脂質(zhì)體懸浮液稀釋100倍,測定平均粒徑和Zeta電位,樣品平行測定3次[19]。

1.2.1.3 TG-DHA高含量脫腥魚油的揮發(fā)性成分分析 頂空固相微萃取條件:取3 g魚油和脂質(zhì)體包埋的魚油樣品置于15 mL頂空瓶中,將老化后的75 μm Carboxen/PDMS(50/30 μm DVB/Car/PDMS)萃取頭插入樣品瓶頂空部分,60 ℃下吸附30 min,吸附后的萃取頭取出后插入氣相色譜進(jìn)樣口,于250 ℃解吸5 min,同時啟動儀器采集數(shù)據(jù)[20]。

色譜柱為HP-5;進(jìn)樣口溫度:250 ℃;程序升溫:柱初溫40 ℃,恒溫3 min,以6 ℃/min升至200 ℃,再以10 ℃/min升至250 ℃,保持10 min;載氣:氦氣,流速1.0 mL/min;不分流進(jìn)樣。電離源為電噴霧電離,離子阱溫度150 ℃,GC-MS傳輸線溫度250 ℃,質(zhì)量掃描范圍33～300 u,掃描速率0.220 s/scan;電噴霧電離電子能量70 eV。

GC-MS采用NISTO2.L標(biāo)準(zhǔn)圖庫對揮發(fā)性成分進(jìn)行定性分析(匹配度大于80,最大值為100)。通過Excel數(shù)據(jù)處理系統(tǒng)統(tǒng)計(jì)揮發(fā)性成分總面積(除去其他非嗅感物質(zhì)雜峰),采用面積歸一化法求得各揮發(fā)性成分的相對含量百分比[21]。

1.2.2 動物飼養(yǎng)與取樣 將40只SPF級的雄性C57BL/6J小鼠普通飼料暫養(yǎng)一周后,按體質(zhì)量隨機(jī)分為兩組,一組10只,喂養(yǎng)10%低脂飼料,另一組30只,喂養(yǎng)45%高脂飼料。4周后,將喂養(yǎng)高脂飼料的小鼠隨機(jī)分為3組,模型組(M組),TG-DHA高含量魚油組(O-DHA組),TG-DHA高含量脫腥魚油組(L-DHA組)。分別灌胃生理鹽水、TG-DHA高含量魚油(DHA含量76.87%)、TG-DHA高含量脫腥魚油(DHA含量73.74%),連續(xù)灌胃8周,灌胃劑量為1000 mg/kg體重。小鼠養(yǎng)在動物專門飼養(yǎng)籠內(nèi),單籠單只,飼養(yǎng)環(huán)境為普通環(huán)境,室溫(23±2) ℃,濕度55%～58%,12 h/12 h光暗循環(huán),飼養(yǎng)期間所有動物均自由攝食和飲水。12周后,實(shí)驗(yàn)結(jié)束,小鼠處死前禁食12 h,摘眼球取血,室溫靜止30 min后入冰,7500 r/min,離心15 min,取上層血清,-80 ℃冰箱保存。脫頸椎處死取臟器,稱重,-80 ℃冰箱保存。由于附睪脂肪體積較大,取附睪脂肪組織切片做代表,取肝臟切片浸入4%多聚甲醛中固定。

1.2.3 小鼠生長指標(biāo)的測定 計(jì)算公式如下:

其中,脂肪總重(g)=附睪脂肪重量g+腎周脂肪重量g+皮下脂肪重量g。

1.2.4 脂肪組織形態(tài)學(xué)(HE染色) 取上述各組小鼠甲醛固定超過24 h以上的脂肪組織進(jìn)行乙醇梯度脫水,二甲苯透明,浸入石蠟包埋,預(yù)冷后切片(厚度5 μm)[22]。嚴(yán)格按照試劑盒說明書將切片進(jìn)行H&E染色,滴少許中性樹膠封片,自然通風(fēng)晾干,收集并鏡檢(100×),觀察脂肪細(xì)胞的大小和數(shù)量。

1.2.5 血清生化水平的測定 取上述各組小鼠血清,試劑盒法測定血清中TC、TG、LDL-C的濃度,具體方法按照試劑盒說明書進(jìn)行操作。

1.2.6 肝臟指標(biāo)的測定

1.2.6.1 肝臟生化水平的測定 取上述各組小鼠肝臟樣品,Floch法提取肝臟脂質(zhì),試劑盒法測定肝臟中TC、TG的濃度,具體方法按照試劑盒說明書進(jìn)行。

1.2.6.2 肝臟組織形態(tài)學(xué)(油紅染色) 取各組小鼠肝臟切片于多聚甲醛中固定,并制作冰凍切片,厚度10 μm,將切片置于涂有多聚賴氨酸的載玻片上,并放入10%的甲醛固定液中,固定10 min;用蒸餾水稍洗,待切片干燥,將切片置于油紅工作液中浸染8～10 min;用60%乙醇分色;蒸餾水稍洗;蘇木素淡染細(xì)胞30 s,自來水泛藍(lán);用濾紙把周圍水分吸干,甘油明膠封片;在光學(xué)顯微鏡下觀察各組肝組織中脂滴的變化。

1.2.6.3 肝臟脂代謝相關(guān)基因mRNA表達(dá)量測定 Trizol法提取肝臟中的總RNA,用RNA純化試劑盒去除蛋白質(zhì)、無機(jī)鹽離子和有機(jī)雜質(zhì)等,具體方法按照RNA純化試劑盒說明書進(jìn)行。加入適量DEPC水稀釋,通過測定溶液吸光A260 nm/A280 nm比值確定所得RNA的純度,比值1.8～2.0時用于下一步實(shí)驗(yàn)。用5X All-In-One RT裂解反轉(zhuǎn)錄一體試劑盒進(jìn)行反轉(zhuǎn)錄,將RNA反轉(zhuǎn)成cDNA,具體步驟按照試劑盒說明書進(jìn)行。按照EvaGreen Express 2X qPCR MasterMix試劑盒說明書在冰上配制20 μL反應(yīng)體系,該體系包括2×MasterMix 10 μL,PCR Forward、Reverse Primer 各0.6 μL,cDNA溶液4 μL,無菌水4.8 mL。設(shè)置2個復(fù)孔,使用IQ5型熒光定量PCR儀進(jìn)行測定,擴(kuò)增條件:95 ℃,10 min;95 ℃,15 s,60 ℃,20 s,95 ℃,15 s(45個循環(huán));65 ℃升溫至95 ℃(0.5 ℃/10 s),以β-actin為內(nèi)參基因,mRNA相對表達(dá)量用2-ΔΔCT法計(jì)算[23]。引物由上海生工生物工程有限公司合成;引物序列見表1:

表1 引物設(shè)計(jì)序列表Table 1 Primer sequences used for PCR

1.3 數(shù)據(jù)處理

所有實(shí)驗(yàn)數(shù)據(jù)均用SPSS 25.0軟件進(jìn)行統(tǒng)計(jì)分析,結(jié)果以平均值±SD表示,組間差異采用單因素方差分析(One-Way ANOVA),以P<0.05表示差異有統(tǒng)計(jì)學(xué)意義。所有實(shí)驗(yàn)均重復(fù)3次。

2 結(jié)果與分析

2.1 TG-DHA高含量脫腥魚油參數(shù)檢測

2.1.1 兩種魚油中DHA含量檢測 氣相色譜法檢測到TG-DHA高含量魚油中的DHA含量高達(dá)76.87%,而TG-DHA高含量脫腥魚油中的DHA含量為73.74%,因此在制備TG-DHA高含量脫腥魚油脂質(zhì)體時通過控制魚油的添加量來保證O-DHA組與L-DHA組小鼠攝入DHA量相一致。

圖1 魚油脂肪酸組分色譜圖Fig.1 Chromatogram of fatty acids in fish oil

2.1.2 粒徑、Zeta電位 粒徑分布通常作為脂質(zhì)體穩(wěn)定性的一個重要指標(biāo)。由表2可見,脫腥魚油脂質(zhì)體的平均粒徑159.50 nm,PDI為0.23。PDI值越小,表明粒徑分布范圍越狹窄,粒度的均勻性也越好,在動物體內(nèi)越易消化吸收。脫腥魚油脂質(zhì)體的Zeta電位為-43.10 mV,Zeta電位大意味著脂質(zhì)體雙分子膜表面帶有的電荷越多,聚集時需要克服的靜電斥力就越大,較大的Zeta電位可以阻礙脂質(zhì)體溶液中的微粒發(fā)生凝聚。因此,根據(jù)粒徑、PDI和Zeta電位的測定結(jié)果,可以推斷脫腥魚油脂質(zhì)體具有較好的穩(wěn)定性。

表2 脫腥魚油脂質(zhì)體的粒徑、Zeta電位Table 2 Particle size,zeta potential of deodorized fish oil liposomes

2.1.3 揮發(fā)性成分分析 通過GC-MS檢測,并經(jīng)NISTO2.L標(biāo)準(zhǔn)圖庫分析,得到TG-DHA高含量魚油與TG-DHA高含量脫腥魚油揮發(fā)性風(fēng)味成分鑒定結(jié)果,見表3、表4。在TG-DHA高含量魚油中鑒定出40多種揮發(fā)性風(fēng)味物質(zhì)成分,主要由醛類、烴類、酸類、酯類、雜環(huán)類及其他化合物組成,其中對魚油腥味影響較大的是醛類,共有4種。而在TG-DHA高含量脫腥魚油中僅鑒定出27種揮發(fā)性風(fēng)味物質(zhì)成分,醛類物質(zhì)減少至1種。己醛、2,4-庚二烯醛等通常會產(chǎn)生令人不愉快的魚油腥味[24]。由表4可見,在TG-DHA高含量脫腥魚油中并未檢測到2,4-庚二烯醛,而己醛的相對含量也由原來的1.24%降低到0.42%。相比于TG-DHA高含量魚油,TG-DHA高含量脫腥魚油中的烷烴類、烯烴類、酸類、雜環(huán)類物質(zhì)均有所減少,且在TG-DHA高含量脫腥魚油中并未檢測到酸類物質(zhì),但酯類化合物明顯增多。酸類物質(zhì)大多帶有腐敗,汗味,令人反感的氣味,閾值較高,對魚油的整體風(fēng)味有不良影響[25]。而酯類化合物多呈果香和花香味,且閾值較低,能賦予TG-DHA高含量脫腥魚油水果香、花香等香甜氣味[26]。上述結(jié)果表明,脂質(zhì)體包埋后可以改變魚油中揮發(fā)性成分的組成,尤其是降低腥味物質(zhì)的含量,這可能是脂質(zhì)體包埋掩蓋魚油不良?xì)馕兜脑颉?/p>

圖2 魚油揮發(fā)性成分色譜圖Fig.2 Chromatogram of volatile components in fish oil

表3 魚油揮發(fā)性物質(zhì)種類Table 3 Types of volatile substances in fish oil

表4 魚油揮發(fā)性成分組成及相對含量Table 4 Composition and relative contents of volatile components in fish oil

續(xù)表

2.2 TG-DHA高含量脫腥魚油對小鼠攝食量及體脂含量的影響

由圖3A可見,與M組相比,O-DHA組小鼠與L-DHA組小鼠攝食量顯著下降(P<0.05),但O-DHA組小鼠與L-DHA組小鼠的攝食量并無顯著性差異(P>0.05)。由圖3B、C可見,與C組相比,M組小鼠體重增加率顯著升高(P<0.05),Lee’s指數(shù)極顯著升高(P<0.001),而O-DHA與L-DHA的攝入均可降低由于高脂飲食導(dǎo)致的體重增加和Lee’s數(shù)增長,但并未達(dá)到顯著性水平(P>0.05)。由圖3D可見,與C組相比,M組小鼠體脂率非常顯著增長(P<0.01),O-DHA與L-DHA的攝入均可降低由高脂飲食導(dǎo)致的體脂率增長,雖然未達(dá)到顯著性水平(P>0.05),但可以極顯著降低附睪脂肪組織中脂肪細(xì)胞的大小(P<0.001),且L-DHA組與O-DHA組相比,并無顯著性差異(圖3E)。以上結(jié)果說明,TG-DHA高含量魚油在脫腥處理后,仍具有降低高脂飲食小鼠體脂含量的作用。

圖3 TG-DHA高含量脫腥魚油對高脂飲食小鼠體脂含量的影響Fig.3 Effect of deodorized fish oil with high content of TG-DHA on body fat content of mice fed with high-fat diet注:A:攝食量;B:體重增長率;C:Lee’s指數(shù);D:體脂率;E:附睪脂肪組織HE切片。*表示差異顯著, P<0.05;**表示差異非常顯著,P<0.01,***表示差異極顯著,P<0.001;圖4、圖5、圖7同。

2.3 TG-DHA高含量脫腥魚油對小鼠血清生化水平的影響

脂代謝紊亂的最直觀表現(xiàn)就是血脂異常。由圖4可以看出,與C組相比,高脂飲食會導(dǎo)致M組小鼠血清中的TG(P<0.05)、TC(P<0.05)、LDL-C(P<0.001)水平顯著升高。O-DHA和L-DHA的攝入則極顯著降低了高脂飲食小鼠血清TG(P<0.001)和顯著降低LDL-C(P<0.05)水平；L-DHA的攝入顯著降低了高脂飲食小鼠血清TC(P<0.05)和LDL-C(P<0.05)水平。結(jié)果表明,TG-DHA高含量脫腥魚油可以有效改善高脂飲食小鼠的血清脂質(zhì)水平。

圖4 TG-DHA高含量脫腥魚油對高脂飲食小鼠血清生化水平的影響Fig.4 Effects of deodorized fish oil with high content of TG-DHA on serum biochemical levels in mice fed with high-fat diet注:A:甘油三酯(TG);B:膽固醇(TC);C:低密度脂蛋白膽固醇(LDL-C)。

2.4 TG-DHA高含量脫腥魚油對肝臟生化水平的影響

肝臟是脂質(zhì)代謝的重要場所。由圖5可見,與C組相比,高脂飲食會導(dǎo)致M組小鼠肝臟中的TG(P<0.05)和TC(P<0.01)水平顯著升高。O-DHA的攝入僅顯著降低了高脂飲食小鼠中TG水平(P<0.05),而L-DHA的攝入則顯著降低高脂飲食小鼠肝臟中TG(P<0.01)和TC(P<0.05)水平,表明TG-DHA高含量脫腥魚油可以有效改善高脂飲食小鼠的肝臟脂質(zhì)水平。

圖5 TG-DHA高含量脫腥魚油對高脂飲食小鼠肝臟生化水平的影響Fig.5 Effects of deodorized fish oil with high content of TG-DHA on liver biochemical level in mice fed with high-fat diet注:A:肝臟甘油三酯(TG);B:肝臟膽固醇(TC)。

2.5 TG-DHA高含量脫腥魚油對肝臟組織形態(tài)的影響

油紅染色是觀察肝細(xì)胞內(nèi)脂肪含量高低的常用方法之一。由圖6可見,與C組相比,M組小鼠出現(xiàn)肝臟脂質(zhì)沉積明顯增多的現(xiàn)象。而與M組相比,O-DHA組與L-DHA組的脂質(zhì)沉積均有所減少,肝脂細(xì)胞形態(tài)趨于一致。而與O-DHA組相比,

圖6 TG-DHA高含量脫腥魚油 對高脂飲食小鼠肝臟組織形態(tài)學(xué)的影響Fig.6 Effect of deodorized fish oil with high content of TG-DHA on liver histomorphology of mice fed with high-fat diet

L-DHA組小鼠肝臟細(xì)胞排列更加緊密。結(jié)合上述肝脂水平結(jié)果,表明TG-DHA高含量脫腥魚油可以有效改善高脂飲食小鼠肝脂脂質(zhì)蓄積,且效果可能優(yōu)于TG-DHA高含量魚油。

2.6 TG-DHA高含量脫腥魚油對小鼠脂代謝相關(guān)基因mRNA表達(dá)水平的影響

如圖7可見,與C組相比,M組小鼠肝臟合成基因FAS mRNA顯著上調(diào)(P<0.01),脂肪氧化分解相關(guān)的基因CPT-1 mRNA表達(dá)下調(diào)(P>0.05)。當(dāng)O-DHA和L-DHA攝入后,與M組相比,O-DHA組與L-DHA組小鼠肝臟脂肪合成相關(guān)基因FAS mRNA極顯著下調(diào)(P<0.001),而SREBP1c mRNA也有下調(diào)趨勢,而脂肪氧化分解相關(guān)基因CPT-1 mRNA表達(dá)顯著上調(diào)(P<0.05),而LPL的mRNA表達(dá)也具有上調(diào)的趨勢。且L-DHA與O-DHA對高脂飲食小鼠脂代謝相關(guān)基因的調(diào)控沒有顯著性差異(P<0.05)。這些結(jié)果表明,TG-DHA高含量脫腥魚油能夠調(diào)控肝臟中脂肪合成和氧化分解相關(guān)基因的表達(dá),從而改善高脂飲食導(dǎo)致的脂代謝紊亂。

圖7 TG-DHA高含量脫腥魚油對高脂飲食小鼠肝臟脂代謝相關(guān)基因mRNA表達(dá)水平的影響Fig.7 Effect of deodorized fish oil with high content of TG-DHA on mRNA expression of lipid metabolism related genes in liver of mice fed with high-fat diet注:A:脂肪合成酶(FAS);B:固醇調(diào)節(jié)元件結(jié)合蛋白1c(SREBP-1c);C:脂蛋白酯酶(LPL);D:肉堿棕櫚酰轉(zhuǎn)移酶1(CPT-1)。

3 討論

本研究顯示,利用脂質(zhì)體技術(shù)包埋后的魚油可以掩蓋魚油中的腥味物質(zhì)。這與Ghorbanzade等[13]的研究結(jié)果相一致。動物實(shí)驗(yàn)研究結(jié)果顯示,O-DHA與L-DHA均有降低高脂飲食小鼠體質(zhì)量、Lee’s指數(shù)、體脂率的趨勢,且均可明顯降低附睪脂肪細(xì)胞的大小。長時間的高脂飲食是脂代謝紊亂的重要原因。脂代謝紊亂的最直觀表現(xiàn)就是血脂異常。肝臟在脂質(zhì)代謝中也起著特別重要的作用,它能合成脂蛋白,有利于脂質(zhì)運(yùn)輸,也是脂肪酸氧化和酮體形成的主要場所[27]。一般來說,血脂的變化經(jīng)常會預(yù)示著肝脂的變化,大量研究表明,n-3 PUFA可以顯著改善高脂飲食小鼠機(jī)體內(nèi)的血脂水平,對肝臟脂質(zhì)沉積也有一定的改善作用[28]。本實(shí)驗(yàn)研究結(jié)果發(fā)現(xiàn),O-DHA與L-DHA的攝入,顯著降低了高脂飲食小鼠血清中的TG、TC、LDL-C(P<0.05)。L-DHA的干預(yù)顯著降低了高脂飲食小鼠肝臟中的TG、TC含量(P<0.05),而O-DHA僅顯著降低了高脂飲食小鼠肝臟中的TG含量(P<0.05)。與O-DHA相比,L-DHA對高脂飲食小鼠的改善作用更加明顯,但無顯著性差異。

多數(shù)研究表明,n-3 PUFA能通過調(diào)控脂肪酸合成和分解的相關(guān)基因,來調(diào)控肝臟脂代謝紊亂[29]。Xiong等[30]的實(shí)驗(yàn)結(jié)果表明,富含橄欖油和鯡魚油的飲食均可降低JCR:LA-cp大鼠肝脂中FAS、ACC-1、SREBP-1的表達(dá),且富含鯡魚油的飲食比富含橄欖油的飲食效果更加明顯。朱翌哲等[31]發(fā)現(xiàn)高含量DHA/EPA-TG魚油明顯抑制脂肪肝大鼠肝臟中的SREBP-1c、FSA、ME、G6PDH等脂肪合成相關(guān)基因mRNA表達(dá),有效上調(diào)PPAR-α、CPT-1等脂肪分解相關(guān)基因mRNA表達(dá)。FAS是脂肪酸合成關(guān)鍵酶,催化乙酰輔酶A和丙二酰輔酶A而生成長鏈脂肪酸,在肝臟組織中表達(dá)較高[32]。本研究中O-DHA與L-DHA的干預(yù)極顯著下調(diào)高脂飲食小鼠FAS的mRNA表達(dá)(P<0.001)。說明TG-DHA高含量脫腥魚油可以通過下調(diào)肝臟合成相關(guān)基因,在基因水平上抑制肝臟基因合成,從而調(diào)節(jié)脂質(zhì)代謝。CPT-1是脂肪酸β氧化的限速酶,它可使長鏈的乙酰輔酶A進(jìn)入線粒體基質(zhì)內(nèi),參與三羧酸循環(huán),促進(jìn)脂肪酸β氧化[33]。本研究發(fā)現(xiàn)O-DHA與L-DHA攝入均可通過顯著上調(diào)CPT-1的mRNA表達(dá)(P<0.05),在轉(zhuǎn)錄水平通過促進(jìn)肝臟脂肪酸β氧化來抑制TG合成,調(diào)節(jié)脂代謝。此外兩種魚油的干預(yù)有下調(diào)高脂飲食小鼠肝臟中SREBP-1,上調(diào)LPL mRNA表達(dá)的趨勢,但并未達(dá)到顯著水平。與TG-DHA高含量魚油干預(yù)相比,TG-DHA高含量脫腥魚油的干預(yù)并不會影響TG-DHA在調(diào)節(jié)高脂飲食小鼠脂代謝中的作用。

綜上所述,本研究從動物實(shí)驗(yàn)水平上表明,TG-DHA高含量脫腥魚油具有改善脂代謝紊亂的作用,其作用機(jī)制通過抑制脂肪合成基因的表達(dá),同時促進(jìn)脂肪分解基因的表達(dá)來起作用。脫腥后的TG-DHA高含量魚油既可以掩蓋魚油的腥味物質(zhì),又不會影響魚油中TG-DHA的生物活性作用。本研究為深海魚油的開發(fā)利用提供了依據(jù)。