染色質(zhì)構(gòu)象與基因功能

黃其通，李清，張玉波

綜述

染色質(zhì)構(gòu)象與基因功能

黃其通，李清，張玉波

中國農(nóng)業(yè)科學(xué)院農(nóng)業(yè)基因組研究所，“嶺南現(xiàn)代農(nóng)業(yè)”廣東省實(shí)驗(yàn)室，深圳 518120

在真核細(xì)胞中，DNA序列以染色質(zhì)為載體，高度凝縮并存儲(chǔ)于細(xì)胞核內(nèi)，其復(fù)制、修復(fù)和轉(zhuǎn)錄表達(dá)等過程受到染色質(zhì)構(gòu)象的精準(zhǔn)調(diào)控。越來越多的研究表明，特定的染色質(zhì)構(gòu)象可選擇性激活或沉默基因，從而控制細(xì)胞自我維持或定向分化，決定細(xì)胞的組織特異性和細(xì)胞命運(yùn)。因此，對(duì)染色質(zhì)構(gòu)象的深入研究已成為準(zhǔn)確解析基因功能的一個(gè)關(guān)鍵切入點(diǎn)，也是當(dāng)前基因組學(xué)研究所面臨的一個(gè)巨大挑戰(zhàn)。本文對(duì)染色質(zhì)構(gòu)象的研究歷史、結(jié)構(gòu)特征、動(dòng)態(tài)調(diào)控機(jī)制進(jìn)行了綜述，并重點(diǎn)論述了不同維度構(gòu)象特征對(duì)基因轉(zhuǎn)錄調(diào)控的影響，對(duì)該領(lǐng)域的研究難點(diǎn)進(jìn)行了討論，展望了其未來的發(fā)展方向，期望通過有效梳理染色質(zhì)構(gòu)象與基因調(diào)控之間的脈絡(luò)關(guān)系，為未來該領(lǐng)域的研究提供參考。

染色質(zhì)構(gòu)象；基因功能；動(dòng)態(tài)調(diào)控

DNA是生物體的主要遺傳物質(zhì)。在真核細(xì)胞中，DNA序列與組蛋白結(jié)合形成核小體，并逐漸凝縮為染色質(zhì)存儲(chǔ)于細(xì)胞核內(nèi)[1]。作為細(xì)胞核內(nèi)DNA的載體，染色質(zhì)的空間構(gòu)象決定了基因組凝縮的空間特征，從而決定基因組生物學(xué)功能的分子基礎(chǔ)——調(diào)控元件對(duì)特定轉(zhuǎn)錄因子的招募，及遠(yuǎn)端調(diào)控元件與靶基因的互作[2,3]。與蛋白質(zhì)結(jié)構(gòu)相似，按不同的空間尺寸，染色質(zhì)構(gòu)象可分為3個(gè)不同維度(圖1)：一維結(jié)構(gòu)為核小體的物理定位，反映了不同基因組部位的可接近性；二維結(jié)構(gòu)為核小體串進(jìn)一步折疊或凝縮形成的染色質(zhì)構(gòu)象，如30 nm染色質(zhì)纖維[4]，重點(diǎn)研究鄰近核小體之間的相互作用；三維結(jié)構(gòu)為染色質(zhì)的三維空間構(gòu)象，是基因組范圍內(nèi)的、廣泛的遠(yuǎn)距離互作結(jié)構(gòu)，包括可能存在的跨越幾kb到幾Mb距離不等的染色質(zhì)疆域(chromosome territory, CT)[5]、染色質(zhì)區(qū)室(chromatin compartment A/B)[6]，拓?fù)湎嚓P(guān)結(jié)構(gòu)域(topologically associating domain, TAD)[7,8]，染色質(zhì)環(huán)(chromatin loop)[9]，以及反式互作等。近年來，由于高通量測序技術(shù)的迅猛發(fā)展和多學(xué)科的交叉融合，探究染色質(zhì)構(gòu)象的新方法層出不窮[10,11]，對(duì)染色質(zhì)構(gòu)象尤其是一維和三維構(gòu)象的研究不斷走向深入，為探索染色質(zhì)構(gòu)象背后的生物學(xué)意義打下了重要的基礎(chǔ)。

現(xiàn)有研究表明，染色質(zhì)構(gòu)象具有高度的異質(zhì)性，不同的細(xì)胞狀態(tài)或表型與特定的染色質(zhì)構(gòu)象之間存在著較強(qiáng)的關(guān)聯(lián)性[12]。例如，胚胎干細(xì)胞的分化往往伴隨著染色體內(nèi)部互作的逐漸增強(qiáng)[13]；癌癥細(xì)胞中常見compartment A/B轉(zhuǎn)置、TAD邊界改變等現(xiàn)象[14,15]。染色質(zhì)構(gòu)象開始被科學(xué)家們認(rèn)為是決定遺傳信息傳遞的空間密碼[16~18]。生物體通過染色質(zhì)構(gòu)象的改變，調(diào)控特定基因的復(fù)制、修復(fù)、轉(zhuǎn)錄表達(dá)等過程，進(jìn)而決定細(xì)胞功能及其命運(yùn)[19]。因此，準(zhǔn)確捕捉染色質(zhì)構(gòu)象，并對(duì)其生物學(xué)意義進(jìn)行深入解讀，將成為人類進(jìn)一步認(rèn)識(shí)生命復(fù)雜行為的重要基礎(chǔ)。

本文將以染色質(zhì)構(gòu)象與基因功能為主線，從一維到三維、多角度綜述染色質(zhì)構(gòu)象的結(jié)構(gòu)和功能特征，并對(duì)其可能的動(dòng)態(tài)調(diào)控機(jī)制進(jìn)行概述，以期為后續(xù)染色質(zhì)構(gòu)象與基因功能研究提供參考。

1 染色質(zhì)的一維構(gòu)象

核小體是染色質(zhì)的基本組成單元，最早于1974年由Komberg[1]通過MNase酶切和電鏡實(shí)驗(yàn)發(fā)現(xiàn)。在電鏡視野下，核小體與核小體相連，呈現(xiàn)出經(jīng)典的“串珠”結(jié)構(gòu)(beads-on-a-string)[20,21]。但直到1997年，人們才成功獲得核小體的高分辨(2.8 ?)晶體結(jié)構(gòu)[22]。結(jié)構(gòu)分析顯示，核小體是由147 bp長的DNA纏繞組蛋白八聚體(組蛋白H2A、H2B、H3和H4各2個(gè)分子形成一個(gè)組蛋白八聚體) 1.65圈后形成，DNA通過14個(gè)小溝與組蛋白八聚體作用形成緊密的結(jié)構(gòu)。

圖1 不同維度的染色質(zhì)構(gòu)象

核小體的發(fā)現(xiàn)與結(jié)構(gòu)的確定是染色質(zhì)構(gòu)象研究中的一個(gè)里程碑事件，同時(shí)也成功開啟了從染色質(zhì)結(jié)構(gòu)到功能的遺傳信息解讀序幕。相關(guān)研究表明，核小體在基因組上的分布有一定的偏好性：核小體在調(diào)控區(qū)域，如啟動(dòng)子、終止子和轉(zhuǎn)錄因子結(jié)合位點(diǎn)(TFBS)區(qū)域分布稀疏，在編碼區(qū)分布密集[23~25]。而Saragosti等[26]關(guān)于SV40微小染色體的無核小體區(qū)和DNase超敏感區(qū)定位實(shí)驗(yàn)顯示，核小體的缺失區(qū)域與活躍基因調(diào)控區(qū)——DNase超敏感區(qū)高度吻合。這些結(jié)果表明，核小體的定位影響基因表達(dá)，具有重要的生物學(xué)意義。同時(shí)，大量研究也表明了核小體的定位與DNA復(fù)制、修復(fù)、轉(zhuǎn)錄和可變剪接等過程密切相關(guān)[27~29]。例如，通過光鑷實(shí)驗(yàn)觀察單個(gè)RNA II型聚合酶(RNA polymerase-Ⅱ，RNA Pol Ⅱ)在轉(zhuǎn)錄延伸階段的行為，Hodges等[27]發(fā)現(xiàn)編碼區(qū)的核小體會(huì)使RNA Pol Ⅱ多次停頓，導(dǎo)致轉(zhuǎn)錄速率下降。而酵母啟動(dòng)子區(qū)域核小體的分析結(jié)果顯示，啟動(dòng)子區(qū)域核小體的數(shù)量與啟動(dòng)子下游基因轉(zhuǎn)錄速率呈負(fù)相關(guān)關(guān)系[25]。

縱觀目前研究進(jìn)展，核小體定位影響基因表達(dá)的主要作用模式可概括為兩類：一是識(shí)別標(biāo)記，二是接觸阻礙。通過研究核小體定位與轉(zhuǎn)錄起始位點(diǎn)(TSS)的關(guān)系，科學(xué)家們發(fā)現(xiàn)，啟動(dòng)子區(qū)域存在穩(wěn)定開放的核小體缺乏區(qū)域(nucleo-some free region, NFR)，RNA Pol Ⅱ停靠在NFR的下游+1核小體處，起到調(diào)控基因轉(zhuǎn)錄表達(dá)的作用[30,31]。對(duì)于缺乏核心啟動(dòng)子元件的基因，轉(zhuǎn)錄復(fù)合物依然可正確識(shí)別轉(zhuǎn)錄起始位點(diǎn)，但在不改變核心啟動(dòng)子序列的情況下，替換NFR，卻會(huì)導(dǎo)致TSS位置發(fā)生偏移[32,33]。這暗示著核小體定位很可能是轉(zhuǎn)錄機(jī)制準(zhǔn)確識(shí)別TSS的一個(gè)重要標(biāo)記。此外，也有相關(guān)證據(jù)表明，核小體定位與可變剪接過程中外顯子的識(shí)別有關(guān)。如外顯子上的核小體豐度明顯高于內(nèi)含子、假外顯子區(qū)域，且豐度越高，剪接信號(hào)越弱[34,35]。但總體而言，目前對(duì)于核小體識(shí)別標(biāo)記功能的具體機(jī)制尚不明確，有待進(jìn)一步研究。核小體的阻礙效應(yīng)主要與核小體的自身元件組蛋白密切相關(guān)。重構(gòu)染色質(zhì)的體外轉(zhuǎn)錄實(shí)驗(yàn)顯示，當(dāng)裸露的DNA與核心組蛋白(H2A、H2B和H4)形成核小體，并達(dá)到每200 bp DNA一個(gè)核小體的密度時(shí)，75%的轉(zhuǎn)錄將被抑制。而核小體與組蛋白H1的交聯(lián)會(huì)加大這一抑制程度[36]。通過進(jìn)一步研究，科學(xué)家們推測，核小體組蛋白的靜電位阻很可能是這種阻礙效應(yīng)的重要原因。核小體組蛋白帶正電荷，而DNA帶負(fù)電荷，根據(jù)同性相斥，組蛋白的靜電位阻作用排斥其他蛋白質(zhì)分子與核小體DNA結(jié)合，從而阻斷RNA聚合酶、轉(zhuǎn)錄因子、DNA復(fù)制與修復(fù)酶等與DNA的接觸機(jī)會(huì)，抑制了遺傳信息的表達(dá)。而NFR以及兩核小體間的linker DNA由于不存在組蛋白的靜電位阻效應(yīng)，轉(zhuǎn)錄因子等可順利與順式調(diào)控元件結(jié)合，從而啟動(dòng)基因轉(zhuǎn)錄[37]。

2 染色質(zhì)的二維構(gòu)象

通過形成核小體，DNA的長度壓縮了6~7倍，但這還遠(yuǎn)遠(yuǎn)達(dá)不到存儲(chǔ)于直徑僅為10 μm的細(xì)胞核中的程度。這意味著，染色質(zhì)擁有比核小體更高級(jí)的構(gòu)象類型。1979年，F(xiàn)inch等[4]最先通過電子顯微鏡觀察到了直徑為30 nm左右的染色質(zhì)纖維，電鏡結(jié)果提示該結(jié)構(gòu)由11 nm核小體串珠結(jié)構(gòu)組成。30 nm染色質(zhì)纖維的發(fā)現(xiàn)正式使染色質(zhì)構(gòu)象研究推進(jìn)到關(guān)注核小體間相互作用關(guān)系的二維層面。針對(duì)30 nm染色質(zhì)纖維的結(jié)構(gòu)模型，科學(xué)家們做了大量的工作，并提出了不同的猜想，如Solenoid模型[4,38]、Helical Ribbon模型[39]、two-start的Zigzag模型[40]等。2014年，通過冷凍電鏡單顆粒三維重構(gòu)技術(shù)，30 nm染色質(zhì)纖維的高清晰三維結(jié)構(gòu)被成功獲取[41]。電鏡結(jié)果顯示，30 nm染色質(zhì)纖維以4個(gè)核小體為結(jié)構(gòu)單元；各單元之間通過相互扭曲折疊，從而形成一個(gè)左手雙螺旋高級(jí)結(jié)構(gòu)。其中，“四核小體”結(jié)構(gòu)單元這一結(jié)果在染色質(zhì)單分子力學(xué)研究過程中得到再次印證[42]。研究人員發(fā)現(xiàn)，“四核小體”結(jié)構(gòu)是染色質(zhì)折疊/去折疊過程中存在的一種穩(wěn)定的中間狀態(tài)，進(jìn)而推測該結(jié)構(gòu)單元可能是除核小體以外的，一個(gè)具有重要調(diào)控功能的結(jié)構(gòu)與功能單元，可通過調(diào)控染色質(zhì)纖維結(jié)構(gòu)的緊密程度參與基因轉(zhuǎn)錄調(diào)控過程[42]。但事實(shí)上，以上所有關(guān)于30 nm染色質(zhì)纖維的結(jié)果都是基于體外實(shí)驗(yàn)發(fā)現(xiàn)的，截止至今，科學(xué)家尚未真正在細(xì)胞內(nèi)發(fā)現(xiàn)該結(jié)構(gòu)的存在，因 此，關(guān)于染色質(zhì)30 nm纖維的體內(nèi)研究還有待進(jìn)一步深入。

目前，關(guān)于染色質(zhì)二維構(gòu)象與遺傳信息傳遞功能方面的研究相對(duì)稀少，更多的是一些推測和猜想。例如通過Hi-CO方法，Ohno等[43]首次發(fā)現(xiàn)了核小體在折疊過程中存在兩種基本的結(jié)構(gòu)單元：α-四面體(α-tetrahedron)和β-菱形(β-rhombus)。其中，核小體相對(duì)距離更遠(yuǎn)的β-菱形單元更傾向于分布在代表啟動(dòng)子的H2A.Z組蛋白附近，并與轉(zhuǎn)錄激活標(biāo)記如H3K18ac和H3K4ac的富集呈正相關(guān)關(guān)系。而結(jié)合觀測到的隨核小體相對(duì)距離增加，基因表達(dá)顯著上調(diào)這一結(jié)果，Ohno等[43]推測基因的激活與染色質(zhì)的二維構(gòu)象β-菱形單元相關(guān)。

3 染色質(zhì)的三維構(gòu)象

染色質(zhì)三維構(gòu)象的研究起始時(shí)間較早，早在1885年Rabl[44]就觀察到細(xì)胞核內(nèi)存在不同的染色體區(qū)域，而后通過熒光染色技術(shù)、顯微技術(shù)等手段，很多實(shí)驗(yàn)都證實(shí)了細(xì)胞核中存在不同的三維結(jié)構(gòu)[45]。但由于缺乏微觀的證據(jù)，染色質(zhì)三維構(gòu)象并沒有獲得太多的關(guān)注。隨著測序技術(shù)的發(fā)展，“人類基因組計(jì)劃”(human genome project, HGP)[46]和“人類基因組百科全書計(jì)劃”(encyclopedia of DNA elements, ENCODE)[47]的完成，科學(xué)家們逐漸意識(shí)到，基因組在空間結(jié)構(gòu)上并不是一維線性排開的，早前的線性分子模型已不足以揭示這些新發(fā)現(xiàn)的離散的調(diào)控元件以及結(jié)構(gòu)變異與基因功能的聯(lián)系。至此，三維基因組學(xué)研究熱潮被正式掀起。染色質(zhì)構(gòu)象捕獲技術(shù)(chromosome conformation capture, 3C)是Dekker等[48]于2002年開發(fā)的測定特定的點(diǎn)對(duì)點(diǎn)之間染色質(zhì)交互作用的新技術(shù)。該技術(shù)第一次將認(rèn)識(shí)DNA一維序列高度提升到三維水平，也成為了后續(xù)三維基因組測序技術(shù)開發(fā)的基礎(chǔ)。目前，基于3C技術(shù)衍生出的構(gòu)象捕獲技術(shù)包括4C[49,50]、5C[51]、Hi-C[6]、ChIA- PET[52]、原位In situ Hi-C[9]、高效酶切DNase Hi-C[53]、雜交探針Capture-Hi-C[54]、單細(xì)胞Hi-C[55]、DLO Hi-C[56]等，為研究基因間的遠(yuǎn)距離互作，詮釋轉(zhuǎn)錄因子與染色質(zhì)相互作用的關(guān)系，以及細(xì)胞核內(nèi)互作染色質(zhì)的空間構(gòu)象提供了重要的基礎(chǔ)。此外，隨著電鏡技術(shù)的發(fā)展，超高分辨率電子顯微鏡技術(shù)也為染色質(zhì)三維構(gòu)象的研究提供了新的視角。

基于上述技術(shù)和分析結(jié)果，科學(xué)家們提出了真核生物染色質(zhì)三維層級(jí)假說模型。在不同的空間尺度上，這些層級(jí)結(jié)構(gòu)依次為染色質(zhì)疆域(chromosome territory, CT)[5]、染色質(zhì)區(qū)室(chromatin compartment A/B)[6]，拓?fù)湎嚓P(guān)結(jié)構(gòu)域(topologically associating domain, TAD)[7,8]和染色質(zhì)環(huán)(chromatin loop)[9](圖2)。

圖2 染色質(zhì)的三維構(gòu)象

Compartment A/B及TAD熱圖數(shù)據(jù)來源于小鼠胚胎干細(xì)胞eHi-C (專利號(hào)CN201610995880.X)數(shù)據(jù)，chromatin loop熱圖數(shù)據(jù)來源于人類淋巴母細(xì)胞(GM12878)Hi-C數(shù)據(jù)[9]。

3.1 染色質(zhì)疆域

在細(xì)胞核內(nèi)，每條染色體的分布相對(duì)獨(dú)立，它們各自占據(jù)著一塊特定的、不重疊的區(qū)域，彼此間少有接觸，而這個(gè)起著屏障作用的區(qū)域即是CT。大量研究顯示，CT的徑向定位具有偏好性，且在進(jìn)化上高度保守。一般而言，小的、富含基因的染色體位于細(xì)胞核中心附近，而大的、缺乏基因的染色體位于細(xì)胞核邊緣附近。Koehler等[57]通過對(duì)牛胚胎的研究發(fā)現(xiàn)，CT徑向定位偏好性的首次出現(xiàn)與胚胎基因組的激活有關(guān)，并在囊胚中完全建立。此外，也有相關(guān)研究表明，CT的定位與細(xì)胞復(fù)制時(shí)間和轉(zhuǎn)錄活性相關(guān)。早期復(fù)制位點(diǎn)和活性基因傾向于在細(xì)胞核內(nèi)部定位，而晚期復(fù)制位點(diǎn)和抑制基因則傾向于在核邊緣定位[58,59]。這種現(xiàn)象與普遍認(rèn)可的核纖層抑制基因表達(dá)的觀點(diǎn)相符。但也存在例外，如夜行哺乳動(dòng)物的視網(wǎng)膜桿狀細(xì)胞中的CT定位與大多數(shù)白天活動(dòng)的真核生物的相反，表現(xiàn)為異染色質(zhì)定位于核中心，常染色質(zhì)位于核外圍[60]。

3.2 染色質(zhì)區(qū)室

2009年, Lieberman-Aiden[6]首次運(yùn)用Hi-C技術(shù)揭示了人淋巴母細(xì)胞的核內(nèi)三維構(gòu)象，并提出了染色質(zhì)空間構(gòu)象的另一重要特征，即染色質(zhì)由com-partment A和compartment B交替分布構(gòu)成。Com-partment A結(jié)構(gòu)具有基因密集、轉(zhuǎn)錄活躍、可接近性強(qiáng)(DNase Ⅰ高度敏感)等特征，而compartment B則恰恰相反，該區(qū)域折疊程度高，基因分布少，且多富集具有抑制活性的組蛋白如H3K27me3等[6]。通過關(guān)聯(lián)分析，科學(xué)家們發(fā)現(xiàn)，compartment A和com-partment B分別與細(xì)胞學(xué)上的常染色質(zhì)和異染色質(zhì)相對(duì)應(yīng)。而除了在基因表達(dá)特征層面，compartment B在細(xì)胞核內(nèi)的分布也與異染色質(zhì)十分相像，與核纖層結(jié)合結(jié)構(gòu)域(nuclear lamina-associated domains, LADs)有較大的重疊，主要定位于核纖層附近[61]。這些證據(jù)在一定程度上說明了compartment A/B實(shí)質(zhì)上是對(duì)常、異染色質(zhì)具有不同亞細(xì)胞核定位的再發(fā)現(xiàn)。

Compartment A/B具有一定的細(xì)胞特異性，伴隨著細(xì)胞狀態(tài)的改變，可發(fā)生compartment A/B的互換。例如，在人胚胎干細(xì)胞分化過程中，加州大學(xué)圣地亞哥分校的Bing Ren團(tuán)隊(duì)[62]發(fā)現(xiàn)至少有36%的基因組發(fā)生了compart-ment A/B的轉(zhuǎn)換。而結(jié)合RNA-seq數(shù)據(jù)，可清晰的觀察到compartment B到A的轉(zhuǎn)變，使基因更傾向于高表達(dá)，而compartment A到B的轉(zhuǎn)變，基因表達(dá)則傾向于被抑制。該研究表明com-partment A/B參與基因轉(zhuǎn)錄表達(dá)的調(diào)控過程，對(duì)基因的特異性表達(dá)有重要的影響作用。此外，相關(guān)研究人員還發(fā)現(xiàn)，compartment A/B與DNA的復(fù)制時(shí)序相關(guān)。Compartment A到compartment B的轉(zhuǎn)變和早期到晚期的復(fù)制時(shí)序變化相對(duì)應(yīng)，且在發(fā)生時(shí)間上一致，而compartment B至compartment A的改變則早于晚期到早期復(fù)制時(shí)間的變化和轉(zhuǎn)錄激活[63]。進(jìn)一步將compartment A/B細(xì)分成類亞區(qū)室(subcom-part-ment)，Rao等[9]的研究結(jié)果顯示，活躍的A1、A2 subcompartment DNA復(fù)制發(fā)生時(shí)間更早，在細(xì)胞周期S期更早期的階段，而抑制狀態(tài)的B1、B2和B3的復(fù)制時(shí)間則與S期的中后期對(duì)應(yīng)。

3.3 染色質(zhì)拓?fù)浣Y(jié)構(gòu)域

TAD是基因組上長度從幾百kb到幾Mb不等的DNA片段，其內(nèi)部含有一個(gè)或多個(gè)基因和調(diào)控元件，可視為一種高度自我互作的基因組單元。相關(guān)研究表明，TAD的邊界富集了絕緣子結(jié)合蛋白CTCF、持家基因、tRNA、短散點(diǎn)元件(SINE)、H3K4me3、H3K36me3和黏連蛋白復(fù)合物(cohesin complex)等，科學(xué)家們推測這些因子與TAD的形成相關(guān)[7]。TAD在不同物種、不同細(xì)胞類型以及不同進(jìn)化階段中具有高度的保守性[64,65]。如50%~70%的TAD同時(shí)存在于小鼠和人類胚胎干細(xì)胞中[62]，而隨著分化的進(jìn)行，TAD的位置幾乎不會(huì)發(fā)生變化[66]。因此，TAD被認(rèn)為是染色質(zhì)折疊的基本結(jié)構(gòu)單元。

TAD與基因轉(zhuǎn)錄表達(dá)間的關(guān)系一直是科研界的研究熱點(diǎn)。不同的研究表明，TAD與多種生物學(xué)現(xiàn)象間有著緊密的關(guān)聯(lián)。如TAD邊界與復(fù)制結(jié)構(gòu)域高度吻合[67]；在胚胎干細(xì)胞分化過程中，TAD經(jīng)歷了從無到有的變化過程[68]；在小鼠細(xì)胞中，雌性X染色體的沉默伴隨著TAD的重構(gòu)[69,70]；一些疾病的發(fā)生以及機(jī)體應(yīng)激反應(yīng)過程中伴隨的TAD邊界的移動(dòng)或消失[71~74]。這些研究都在一定程度上暗示了，TAD可能是基因組發(fā)揮功能的一類基本單元，它們內(nèi)部的協(xié)同調(diào)控及邊界的屏障作用很可能是其發(fā)揮生物學(xué)功能的主要作用模式。

TAD內(nèi)部的協(xié)同調(diào)控主要是指TAD將轉(zhuǎn)錄調(diào)控元件限定在同一個(gè)區(qū)域內(nèi)，有效構(gòu)建自主的基因調(diào)控域，獨(dú)立調(diào)控該區(qū)域的基因表達(dá)(圖3)。近年來，不少實(shí)驗(yàn)都為該觀點(diǎn)提供了證據(jù)支持。如在不同細(xì)胞和組織中，同一TAD內(nèi)部的基因表達(dá)均呈現(xiàn)出了趨同性，擁有更高的相關(guān)性[8,62,75]。而將報(bào)告基因隨機(jī)插入到小鼠基因組中，Symmons等[76]發(fā)現(xiàn)報(bào)告基因的表達(dá)與同一TAD范圍內(nèi)基因的表達(dá)特征相仿。但也有科學(xué)家認(rèn)為，這種作用其實(shí)是很微弱的，與可同時(shí)激活所有基因的操縱子不同，TAD的協(xié)同調(diào)控作用可能只影響單個(gè)TAD中的一個(gè)基因子集，在功能上具有協(xié)同效應(yīng)的基因往往更傾向于位于同一個(gè)TAD內(nèi)[8,77]。其中，協(xié)同影響調(diào)控元件活性的數(shù)量性狀位點(diǎn)(quantitative trait loci, QTL)傾向于分布在同一個(gè)TAD中[78,79]；相關(guān)基因簇被劃入單個(gè)TAD中[80]即為有力佐證。當(dāng)前，TAD內(nèi)部協(xié)同調(diào)控作用模式為細(xì)胞中基因共表達(dá)現(xiàn)象做出了較好的解釋。

內(nèi)部互作頻率高，組間互作頻率低是TAD的一個(gè)基本特征，也是TAD屏障作用最直接的體現(xiàn)(圖3)。由于大多數(shù)調(diào)控元件與啟動(dòng)子的空間交互受到TAD結(jié)構(gòu)域的限制[81,82]，科學(xué)家們推測TAD邊界的保持對(duì)基因正確的時(shí)空表達(dá)具有重要的意義。目前，已有研究表明，TAD邊界的破壞、移位都會(huì)造成基因表達(dá)的紊亂。例如敲除小鼠胚胎干細(xì)胞X染色體上的TAD邊界，可明顯觀測到兩個(gè)TAD間的互作增加，鄰近TAD基因表達(dá)上調(diào)[8]。而基因所在TAD邊界的敲除、倒位，可使基因的增強(qiáng)子分別錯(cuò)誤地激活、和基因，發(fā)生異位表達(dá)，進(jìn)而導(dǎo)致短指、多指畸形和F綜合癥的發(fā)生[71]。此外，一些報(bào)道指出，TAD邊界在降低轉(zhuǎn)錄噪音上有一定的貢獻(xiàn)。許多啟動(dòng)子和增強(qiáng)子具有雙向轉(zhuǎn)錄特性，從而產(chǎn)生轉(zhuǎn)錄噪音，而在TAD邊界處，這種異向轉(zhuǎn)錄可被有效阻止[83]。這些結(jié)果都暗示著TAD邊界是阻止基因組內(nèi)活動(dòng)擴(kuò)散的物理屏障，通過阻斷不必要的互作，使基因發(fā)揮正常的作用。但在最近的一篇報(bào)道中，一個(gè)有趣的現(xiàn)象卻打破了這種認(rèn)識(shí)。通過人為敲除TAD邊界和CTCF位點(diǎn)誘發(fā)TAD融合，Alexandra等[84]發(fā)現(xiàn)TAD邊界的消失并沒能引起基因顯著的表達(dá)變化。這說明TAD“屏障”的建立可能并不僅僅依賴于邊界這一單一因素，TAD結(jié)構(gòu)調(diào)節(jié)基因表達(dá)的強(qiáng)度和準(zhǔn)確度有待進(jìn)一步探究。

3.4 染色質(zhì)環(huán)

根據(jù)染色質(zhì)纖維的聚合特性，由于隨機(jī)碰撞，兩個(gè)相距較遠(yuǎn)的基因組位點(diǎn)會(huì)以非常低的頻率相互接觸[6,85]。然而，某些位點(diǎn)的偶然接觸頻率卻明顯高于預(yù)期?？茖W(xué)家們將這種連接高頻互作位點(diǎn)的染色質(zhì)環(huán)狀結(jié)構(gòu)命名為loop。Loop由CTCF和cohesin等因子介導(dǎo)形成[86,87]，通常發(fā)生在同一個(gè)TAD或sub-TAD中[82]。根據(jù)兩端連接元件的不同，loop可細(xì)分為啟動(dòng)子–增強(qiáng)子loop、啟動(dòng)子–啟動(dòng)子loop、增強(qiáng)子–增強(qiáng)子loop等，這不同的loop交互作用，共同形成一個(gè)復(fù)雜的調(diào)控網(wǎng)絡(luò)[81,88,89]。

Loop的形成與基因表達(dá)調(diào)控有著緊密的關(guān)聯(lián)。其中，β-珠蛋白基因簇啟動(dòng)子與遠(yuǎn)端基因座控制區(qū)(locus control regions, LCR)的互作即為一個(gè)典型的案例。當(dāng)β-珠蛋白基因簇與LCR形成染色質(zhì)環(huán)時(shí)，基因表達(dá)被顯著增強(qiáng)，反之，基因表達(dá)則處于一個(gè)極低水平[90,91]。而根據(jù)最新報(bào)道，美國丹娜-法伯癌癥研究所Rani E. George課題組發(fā)現(xiàn)在治療抵抗的癌細(xì)胞中，CTCF同源物BORIS調(diào)節(jié)的loop的變化可導(dǎo)致超級(jí)增強(qiáng)子(包含多個(gè)增強(qiáng)子，具有高轉(zhuǎn)錄因子密度，并能顯著促進(jìn)基因表達(dá)的基因組區(qū)域)的形成，從而驅(qū)動(dòng)一類proneural轉(zhuǎn)錄因子的異位表達(dá)，最終產(chǎn)生抗ALK抑制的表型[92,93]。通過人為干預(yù)loop的形成與消失，越來越多的研究結(jié)果證明loop是基因轉(zhuǎn)錄發(fā)生變化的一個(gè)重要原因，而不是一個(gè)結(jié)果。如在轉(zhuǎn)錄因子GATA1的缺失的情況下，Deng等[91]通過將Lbd1加在一個(gè)鋅指蛋白上，牽引該分子到達(dá)β珠蛋白啟動(dòng)子上的靶位點(diǎn)處，誘發(fā)形成一個(gè)位于增強(qiáng)子和啟動(dòng)子之間的染色質(zhì)環(huán)，可使原本處于抑制狀態(tài)的β-珠蛋白基因的表達(dá)獲得明顯的提高。而利用CRISPR／Cas9技術(shù)缺失前列腺癌風(fēng)險(xiǎn)區(qū)域，破壞該區(qū)域和互作形成的loop結(jié)構(gòu)后，原本被抑制的表達(dá)顯著上調(diào)，并成功激活誘導(dǎo)的致癌基因的表達(dá)[94]。從這些結(jié)果可推測，loop是基因激活與沉默依賴的介導(dǎo)因素，在DNA編碼信息傳遞到RNA上的這個(gè)基礎(chǔ)過程中起著不可或缺的關(guān)鍵作用。

在細(xì)胞分化過程中，loop具有兩種作用模式，分別是指導(dǎo)模型(instructive model)和許可模型(per-missive model)[95](圖3)。指導(dǎo)模型認(rèn)為，隨著分化的推進(jìn)，區(qū)域內(nèi)轉(zhuǎn)錄因子的不同，導(dǎo)致細(xì)胞新形成具有組織特異性的loop，進(jìn)而調(diào)控特定基因的表達(dá)。如α-珠蛋白基因和β-珠蛋白基因的增強(qiáng)子–啟動(dòng)子loop只存在于紅細(xì)胞中，其互作頻率在紅細(xì)胞成熟過程中逐漸增強(qiáng)[96,97]。增強(qiáng)子與遠(yuǎn)端元件的互作只在高表達(dá)胸腺細(xì)胞中出現(xiàn)[98]。而許可模型則是指loop結(jié)構(gòu)以沉默狀態(tài)存在于祖細(xì)胞中，不同分化時(shí)期的轉(zhuǎn)錄因子選擇性地將其激活，從而發(fā)揮特定的基因轉(zhuǎn)錄調(diào)控作用。如與增強(qiáng)子ZRS的loop結(jié)構(gòu)同時(shí)被觀測到出現(xiàn)在胚胎干細(xì)胞和下肢細(xì)胞中，但只有在下肢細(xì)胞中，才會(huì)表現(xiàn)為上調(diào)表達(dá)[7]。這兩種模型在一定程度上解析了基因組織特異性表達(dá)的作用機(jī)理，也進(jìn)一步暗示了loop是基因表達(dá)調(diào)控的必要不充分條件，具有重要的研究價(jià)值。

4 染色質(zhì)構(gòu)象的動(dòng)態(tài)調(diào)控

不同的細(xì)胞表型特征，背后往往對(duì)應(yīng)著特定的染色質(zhì)構(gòu)象；不同維度、不同狀態(tài)的染色質(zhì)構(gòu)象對(duì)DNA復(fù)制、轉(zhuǎn)錄及修復(fù)等過程起著重要的調(diào)控、甚至是決定作用。但實(shí)際上，DNA的高度壓縮、折疊對(duì)這些過程中各種蛋白、調(diào)控因子“讀取”和“訪問”遺傳信息起到的卻是阻礙作用。細(xì)胞如何打破這種阻礙，如何實(shí)現(xiàn)染色質(zhì)構(gòu)象的動(dòng)態(tài)變化成為了科學(xué)家研究的一個(gè)熱點(diǎn)?；谀壳把芯繄?bào)道，染色質(zhì)構(gòu)象的動(dòng)態(tài)調(diào)控模式主要有以下4種：DNA甲基化、ATP依賴的染色質(zhì)重塑復(fù)合物、組蛋白修飾或組蛋白變體以及相分離(圖4)。

圖3 TAD與loop的作用模式

A：TAD作用模式；B：loop作用模式。

4.1 DNA甲基化

DNA甲基化是指在DNA甲基轉(zhuǎn)移酶的作用下，將甲基基團(tuán)轉(zhuǎn)移到腺嘌呤或胞嘧啶堿基上的一種修飾方式，主要發(fā)生在富含雙核苷酸CpG島的區(qū)域[99,100]。CpG島的高甲基化會(huì)導(dǎo)致基因的表達(dá)下降或沉默，而染色質(zhì)構(gòu)象的變化是其中的一個(gè)重要原因。研究顯示，基因上非啟動(dòng)子區(qū)的DNA甲基化能減少甲基化區(qū)域的H3K4me2/me3、H3K9Ac和H3K14Ac的修飾形式，從而使染色質(zhì)結(jié)構(gòu)緊密化，減少在甲基化區(qū)域的RNA Pol II的結(jié)合，最終影響轉(zhuǎn)錄速率[101]。而單堿基稀疏保守低甲基化CpG (scUMC)增高可減弱染色質(zhì)環(huán)因子結(jié)合DNA的強(qiáng)度，從而減少DNA環(huán)綁定結(jié)兩端的互作，導(dǎo)致相應(yīng)DNA環(huán)調(diào)控的基因表達(dá)下降[102]。一般而言，DNA甲基化會(huì)引起染色質(zhì)的高度壓縮，形成非活躍狀態(tài)的異染色質(zhì),從而導(dǎo)致基因沉默，去甲基化則會(huì)使染色質(zhì)結(jié)構(gòu)松散，進(jìn)而激活基因的轉(zhuǎn)錄表達(dá)[103]。Compartment A的甲基化水平顯著低于Compartment B即是該觀點(diǎn)的一個(gè)印證[13]。但也有研究結(jié)果表明，DNA甲基化所導(dǎo)致的染色質(zhì)構(gòu)象變化并非一定帶來基因表達(dá)下調(diào)，F(xiàn)lavahan等[104]對(duì)攜帶異檸檬酸脫氫酶基因()突變的腦瘤進(jìn)行研究時(shí)發(fā)現(xiàn)，TAD邊界CTCF位點(diǎn)的甲基化，可使CTCF結(jié)合減少，進(jìn)而打破TAD邊界，使原本被TAD邊界分隔的兩個(gè)調(diào)控元件發(fā)生強(qiáng)烈互作，激活相關(guān)基因的表達(dá)。

4.2 ATP依賴的染色質(zhì)重塑復(fù)合物

ATP依賴的染色質(zhì)重塑復(fù)合物即是可利用ATP水解的能量來驅(qū)動(dòng)核小體結(jié)構(gòu)改變，從而改善轉(zhuǎn)錄因子等在染色質(zhì)DNA局部的可接近性的蛋白因子。根據(jù)復(fù)合物中酶活中心蛋白亞基ATPase結(jié)構(gòu)域相鄰的其他結(jié)構(gòu)域的組成，染色質(zhì)重塑復(fù)合物被分為ISWI (imitation switch)，SWI/SNF (mating type switching/sucrose non-fermenting)，CHD (chromodo-main helicase DNA-binding)和INO80 (inositol requi-ring 80)4個(gè)亞家族[105]。

介導(dǎo)核小體“滑動(dòng)”和“置換”是ATP依賴的染色質(zhì)重塑復(fù)合物發(fā)揮染色質(zhì)重塑功能的主要方式。研究表明，ATP依賴的染色質(zhì)重塑復(fù)合物具有類DNA移位酶作用，即在DNA雙鏈未解開的情況下可以使核小體沿著DNA滑動(dòng)[106]。目前，最為詳盡的一個(gè)移動(dòng)模型為陳柱成和李雪明課題組[107]在研究不同核苷酸狀態(tài)下Snf2-核小體復(fù)合物的冷凍電鏡結(jié)構(gòu)時(shí)提出的兩步走“DNA波”模型，即第一步，ATP水解，Snf2張開，把DNA從入口端拉進(jìn)，并在Snf2與核小體的結(jié)合點(diǎn)(SHL2)處儲(chǔ)存1 bp DNA形變(“DNA波”)；第二步，ATP結(jié)合，Snf2關(guān)閉，使得DNA形變向出口端傳遞，就像水波沿湖面?zhèn)鬟f一樣，最終實(shí)現(xiàn)DNA對(duì)組蛋白的相對(duì)移動(dòng)。而該模型在關(guān)于ISWI驅(qū)動(dòng)核小體滑移機(jī)制的研究中也得到了證實(shí)[108]。介導(dǎo)核小體“置換”是指重塑復(fù)合物通過核小體中組蛋白變異體與經(jīng)典組蛋白之間的替換，從而改變?nèi)旧|(zhì)構(gòu)象。其中最典型的例子就是在酵母中Swr1催化H2AZ-H2B異源二聚體與核小體中經(jīng)典H2A-H2B二聚體之間的替換[109]，但其具體機(jī)制還有待進(jìn)一步研究。

圖4 染色質(zhì)構(gòu)象動(dòng)態(tài)調(diào)控機(jī)制

A：DNA甲基化；B：ATP依賴的染色質(zhì)重塑復(fù)合物；C：組蛋白修飾；D：相分離。

4.3 組蛋白修飾或組蛋白變體對(duì)染色質(zhì)結(jié)構(gòu)的影響

組蛋白的N端拖尾伸出核小體外，可被共價(jià)修飾，進(jìn)而改變?nèi)旧|(zhì)構(gòu)象，導(dǎo)致轉(zhuǎn)錄的激活或抑制。目前，該類修飾主要包括乙?；⒓谆?、磷酸化、泛素化等[110]。組蛋白修飾影響染色質(zhì)構(gòu)象的方式主要有兩種：一是影響核心組蛋白的電荷平衡，如組蛋白乙?；罂芍泻推洳糠值恼姾桑沙诮M蛋白對(duì)DNA的結(jié)合，使染色質(zhì)重構(gòu)，以便轉(zhuǎn)錄因子與DNA結(jié)合，進(jìn)而激活轉(zhuǎn)錄[111~113]；二是影響組蛋白與其他蛋白相互結(jié)合的功能，如核心組蛋白H4的Lys16乙?；柚蛊渑cSIR3的相互作用，因而抑制異染色質(zhì)的形成[114]；而組蛋白H3 N端尾部的Lys9甲基化可吸引異染色質(zhì)蛋白1(heterochromatin pro-tein 1, HP1)，使鄰近組蛋白H3的Lys9被甲基化，從而導(dǎo)致異染色質(zhì)區(qū)域的擴(kuò)展[115]。

組蛋白變體是一類與經(jīng)典的組蛋白序列高度相似，但功能卻不同的變異體。目前，除H4外，H1、H2A、H2B和H3均有其相對(duì)應(yīng)的組蛋白變體，它們通過與經(jīng)典組蛋白發(fā)生置換，在染色質(zhì)構(gòu)象的動(dòng)態(tài)調(diào)控中發(fā)揮著重要的作用[116]。例如，在胚胎干細(xì)胞中，H3.3 參與異染色質(zhì)的形成[117]。同時(shí)也有研究表明，H2A.Z相比于H2A更能促進(jìn)染色質(zhì)高級(jí)結(jié)構(gòu)的形成，并和異染色質(zhì)蛋白HP1α協(xié)同作用維護(hù)組成型異染色質(zhì)結(jié)構(gòu)[118,119]。但對(duì)于組蛋白變體在轉(zhuǎn)錄調(diào)控過程中所發(fā)揮的功能及其機(jī)理至今還沒有明確的解析。

4.4 相分離

相分離(phase separation)描述的是一種細(xì)胞里不同成分間相互碰撞、融合形成液滴，從而使一些成分被包裹在液滴內(nèi)，一些成分被阻隔在液滴外的現(xiàn)象，它普遍存在細(xì)胞中，并與細(xì)胞結(jié)構(gòu)的形成密切相關(guān)[120]。最新研究發(fā)現(xiàn)，相分離在染色質(zhì)構(gòu)象形成過程中具有突出貢獻(xiàn)[121~123]。Strom等[121]在對(duì)早期果蠅胚胎和小鼠細(xì)胞進(jìn)行研究時(shí)發(fā)現(xiàn)，相分離介導(dǎo)異染色質(zhì)的形成，并提出了新異染色質(zhì)形成模型。Strom等[121]認(rèn)為HP1α蛋白發(fā)生液相分離，形成容納染色體而排斥RNA聚合酶等分子的液相穩(wěn)定區(qū)室，是異染色質(zhì)形成的第一步。而該模型已獲得體外實(shí)驗(yàn)、果蠅模型和人類細(xì)胞中的證據(jù)支持。為進(jìn)一步研究相分離與染色質(zhì)構(gòu)象之間的關(guān)系，Shin等[124]開發(fā)了CasDrop體系，該體系通過人為調(diào)控相分離的發(fā)生，可直接觀測相分離對(duì)染色質(zhì)構(gòu)象的影響。通過CasDrop，Shin等[124]發(fā)現(xiàn)相變易發(fā)生在染色質(zhì)結(jié)構(gòu)較為疏松、應(yīng)變能較低的區(qū)域；染色質(zhì)致密區(qū)域的較小的相變液滴則最終傾向于溶解；液滴對(duì)染色質(zhì)的排斥會(huì)導(dǎo)致染色質(zhì)結(jié)構(gòu)的重塑。此外，Shin等[124]提出了染色質(zhì)過濾模型(chromatin filter model)，即結(jié)合在特定基因位點(diǎn)的液滴通過融合能夠?qū)⒕嚯x較遠(yuǎn)的基因拉近，且排斥不含結(jié)合位點(diǎn)的背景基因區(qū)域，為研究染色質(zhì)構(gòu)象與基因轉(zhuǎn)錄表達(dá)關(guān)系提供了新的研究思路。但值得注意的是，相分離影響染色質(zhì)構(gòu)象方面的研究仍處于初期階段，要真正揭示其中的關(guān)聯(lián)必需更多的實(shí)驗(yàn)支持。

5 挑戰(zhàn)與展望

隨著近年來不同染色質(zhì)構(gòu)象捕獲技術(shù)的興起，染色質(zhì)構(gòu)象研究領(lǐng)域出現(xiàn)了前所未有的發(fā)展，為進(jìn)一步解讀生物遺傳密碼開辟了新的途徑，但同時(shí)也面臨著大量的挑戰(zhàn)。目前，在實(shí)驗(yàn)上，基于高通量測序的三維基因組數(shù)據(jù)仍存在信噪比低、分辨率不佳、數(shù)據(jù)質(zhì)量參差不齊等問題。在數(shù)據(jù)分析上，基于bin矩陣的算法占據(jù)主導(dǎo)地位，該方法通過互作信號(hào)的中點(diǎn)坐標(biāo)，將限制性片段分配到相應(yīng)區(qū)間，并通過bin-bin交互觀察計(jì)算相應(yīng)結(jié)構(gòu)，其計(jì)算結(jié)果深受bin本身大小的影響，容易產(chǎn)生偏差；此外，由于相關(guān)分析算法各有倚重，缺乏統(tǒng)一的度量和評(píng)判標(biāo)準(zhǔn)，不同軟件分析結(jié)果的可重復(fù)性讓人擔(dān)憂，如對(duì)于同一數(shù)據(jù)同一分析目的，HICUP、FitHiC和Homer獲取loop的數(shù)目和假陽性率相差甚遠(yuǎn)[125]；如此種種，不僅使不同的數(shù)據(jù)之間缺乏可比性，造成大量數(shù)據(jù)資源的浪費(fèi)，更讓由此建立起來的假說和理論不斷的受到考驗(yàn)和挑戰(zhàn)；如Eileen Finn等[126]在利用模式動(dòng)物果蠅研究高度重排的突變?nèi)旧w時(shí)發(fā)現(xiàn)，大多數(shù)TAD變化對(duì)基因的表達(dá)幾乎沒有影響。這種TAD變化與基因表達(dá)之間的“脫鉤”現(xiàn)象徹底顛覆了人們對(duì)TAD調(diào)控基因表達(dá)的認(rèn)識(shí)。

染色質(zhì)構(gòu)象研究是一個(gè)多學(xué)科交叉的研究領(lǐng)域?；瘜W(xué)、物理、生物和計(jì)算機(jī)等多學(xué)科的參與為染色質(zhì)構(gòu)象的研究提供了不同的研究思路和角度，但與此同時(shí)也催生了一些新的問題，包括如何實(shí)現(xiàn)這些不同層面數(shù)據(jù)間的關(guān)聯(lián)分析，去偽存真。目前，不同技術(shù)間的染色質(zhì)構(gòu)象分析結(jié)果差異較大，例如關(guān)于TAD的有無，高通量測序技術(shù)與超高分辨率ChromEMT電鏡技術(shù)給出了截然相反的結(jié)果[127]。而盡管MERFISH超高分辨成像技術(shù)在單細(xì)胞層面觀測到了類TAD結(jié)構(gòu)域，其高度的異質(zhì)性卻與傳統(tǒng)概念上的TAD的保守特征相悖，完全打破了人們對(duì)傳統(tǒng)TAD的定義[128]。這到底是電鏡技術(shù)缺陷使然，還是說TAD僅僅是個(gè)統(tǒng)計(jì)模型，并不存在于細(xì)胞核中，至今沒有一個(gè)合理的解釋。

染色質(zhì)構(gòu)象具有異質(zhì)性，且時(shí)刻處于變化過程中，在單細(xì)胞水平捕捉到這種結(jié)構(gòu)上的動(dòng)態(tài)變化是染色質(zhì)構(gòu)象精確研究的基礎(chǔ)也是目前面臨的一大難題。截止目前，尚無一技術(shù)可實(shí)現(xiàn)高通量的、在未破碎的細(xì)胞即活細(xì)胞中直接觀測到染色質(zhì)構(gòu)象變化。而標(biāo)榜在單細(xì)胞水平捕捉染色質(zhì)構(gòu)象的單細(xì)胞Hi-C也因分辨率低下問題，無法捕捉到除co-mpartment A/B以外的染色質(zhì)高級(jí)構(gòu)象[55]。這也就意味著，人們常說的染色質(zhì)構(gòu)象的動(dòng)態(tài)變化實(shí)為群體細(xì)胞的“死”動(dòng)態(tài)變化，并不能很好的揭示染色質(zhì)構(gòu)象的本質(zhì)特征。如何在單細(xì)胞水平上實(shí)現(xiàn)高分辨率、高效、實(shí)時(shí)地監(jiān)測染色質(zhì)構(gòu)象變化成為了一個(gè)亟待解決的問題。

揭示染色質(zhì)構(gòu)象與基因功能關(guān)系是染色質(zhì)構(gòu)象研究的最終目的，也是深入解讀遺傳密碼關(guān)鍵的一步。染色質(zhì)構(gòu)象與基因功能的闡明要求多組學(xué)數(shù)據(jù)的聯(lián)合分析，但目前同一樣品多組學(xué)數(shù)據(jù)的同步分析實(shí)現(xiàn)起來還存在一定的難度。對(duì)于電鏡下瞬時(shí)的構(gòu)象特征，如何捕捉到與此相對(duì)應(yīng)的轉(zhuǎn)錄組、蛋白組、代謝組、表觀組的特征也成為了一個(gè)難題。由于細(xì)胞的特異性、取樣時(shí)無法避免的時(shí)間誤差，分別來源于不同細(xì)胞的多組學(xué)數(shù)據(jù)往往會(huì)導(dǎo)致多組學(xué)特征關(guān)聯(lián)分析出現(xiàn)偏差。此外，針對(duì)多組學(xué)分析的成熟的算法亟待開發(fā)。目前，多組學(xué)數(shù)據(jù)的分析往往需要調(diào)用多個(gè)軟件，設(shè)置十幾個(gè)參數(shù)，過程紛繁復(fù)雜，各實(shí)驗(yàn)室流程各異，對(duì)后續(xù)的深入研究帶來了極大的不便。

染色質(zhì)構(gòu)象變化是最基礎(chǔ)的生物學(xué)現(xiàn)象，已成為聯(lián)系不同生物學(xué)過程的重要橋梁和紐帶。染色質(zhì)構(gòu)象研究的推進(jìn)有賴于復(fù)制、轉(zhuǎn)錄、翻譯等一系列生物學(xué)理論的完善，實(shí)驗(yàn)技術(shù)的改進(jìn)，更需要多組學(xué)、多學(xué)科、多手段的有機(jī)整合。例如染色質(zhì)構(gòu)象捕獲與基于免疫沉淀和tagmentation的文庫制備相結(jié)合，可有效提高信噪比，在極少樣本條件下，獲取大量的構(gòu)象信息[129]；不同熒光分子和成像技術(shù)的引入，在提高分辨率的同時(shí)可在基因組尺度上實(shí)現(xiàn)其他分子如新生RNA行為的同步觀測，為多組學(xué)數(shù)據(jù)的無縫整合提供了可能[130]；大數(shù)據(jù)分析方法，如卷積神經(jīng)網(wǎng)絡(luò)[131]、自舉式深度學(xué)習(xí)模型[132]等的應(yīng)用可在一定程度上彌補(bǔ)分辨率不足的問題；而眺望未來，人工智能和深度學(xué)習(xí)算法的應(yīng)用不僅能為特定的場景和特定的問題提供預(yù)測性模型和答案，更有可能一秒實(shí)現(xiàn)追本溯源，告訴我們生物學(xué)上到底發(fā)生了什么才會(huì)產(chǎn)生我們所看到的數(shù)據(jù)。我們有充分的理由相信，各領(lǐng)域的優(yōu)勢互補(bǔ)、不囿傳統(tǒng)的大膽創(chuàng)新將成為推動(dòng)“4D核體計(jì)劃”[133]的強(qiáng)大動(dòng)力，實(shí)現(xiàn)從空間(三維)和時(shí)間(第四維度)角度研究細(xì)胞核結(jié)構(gòu)形成原理，進(jìn)一步探究其對(duì)基因表達(dá)、細(xì)胞功能，以及對(duì)發(fā)育和疾病發(fā)生、發(fā)展的影響，揭示遺傳信息最深層的奧秘。

[1] Kornberg RD. Chromatin structure: A repeating unit of histones and DNA., 1974, 184(4139): 868–871.

[2] Guertin MJ, Lis JT. Mechanisms by which transcription factors gain access to target sequence elements in chromatin., 2013, 23(2): 116–123.

[3] Thurman RE, Rynes E, Humbert R, Vierstra J, Maurano MT, Haugen E, Sheffield NC, Stergachis AB, Wang H, Vernot B, Garg K, John S, Sandstrom R, Bates D, Boatman L, Canfield TK, Diegel M, Dunn D, Ebersol AK, Frum T, Giste E, Johnson AK, Johnson EM, Kutyavin T, Lajoie B, Lee BK, Lee K, London D, Lotakis D, Neph S, Neri F, Nguyen ED, Qu H, Reynolds AP, Roach V, Safi A, Sanchez ME, Sanyal A, Shafer A, Simon JM, Song L, Vong S, Weaver M, Yan Y, Zhang Z, Zhang Z, Lenhard B, Tewari M, Dorschner MO, Hansen RS, Navas PA, Stamatoyannopoulos G, Iyer VR, Lieb JD, Sunyaev SR, Akey JM, Sabo PJ, Kaul R, Furey TS, Dekker J, Crawford GE, Stamatoyannopoulos JA. The accessible chromatin landscape of the human genome., 2012, 489(7414): 75–82.

[4] Finch JT, Klug A. Solenoidal model for superstructure in chromatin., 1976, 73(6): 1897–1901.

[5] Boveri T. Die blastomerenkerne von ascaris megalocephala und die theorie der chromosomenindividualit?t., 1909, 3: 181–268.

[6] Lieberman-Aiden E, van Berkum NL, Williams L, Imakaev M, Ragoczy T, Telling A, Amit I, Lajoie BR, Sabo PJ, Dorschner MO, Sandstrom R, Bernstein B, Bender MA, Groudine M, Gnirke A, Stamatoyannopoulos J, Mirny LA, Lander ES, Dekker J. Comprehensive mapping of Long-Range interactions reveals folding principles of the human genome., 2009, 326(5950): 289–293.

[7] Dixon JR, Selvaraj S, Yue F, Kim A, Li Y, Shen Y, Hu M, Liu JS, Ren B. Topological domains in mammalian genomes identified by analysis of chromatin interactions., 2012, 485(7398): 376–380.

[8] Nora EP, Lajoie BR, Schulz EG, Giorgetti L, Okamoto I, Servant N, Piolot T, van Berkum NL, Meisig J, Sedat J, Gribnau J, Barillot E, Blüthgen N, Dekker J, Heard E. Spatial partitioning of the regulatory landscape of the X-inactivation centre., 2012, 485(7398): 381– 385.

[9] Rao SS, Huntley MH, Durand NC, Stamenova EK, Bochkov ID, Robinson JT, Sanborn AL, Machol I, Omer AD, Lander ES, Aiden EL. A 3D map of the human genome at kilobase resolution reveals principles of chromatin looping., 2014, 159(7): 1665–1680.

[10] Zhang YB. 3D Genomics and precision biology., 2018, 34(4): 351–363.張玉波. 三維基因組學(xué)與精準(zhǔn)生物學(xué). 中國生物化學(xué)與分子生物學(xué)報(bào), 2018, 34(4): 351–363.

[11] Risca VI, Greenleaf WJ. Unraveling the 3D genome: Genomics tools for multiscale exploration., 2015, 31(7): 357–372.

[12] Ning CY, He MN, Tang QZ, Zhu Q, Li MZ, Li DY. Advances in mammalian three-dimensional genome by using Hi-C technology approach., 2019, 41(3): 215–233.寧椿游, 何夢楠, 唐茜子, 朱慶, 李明洲, 李地艷. 基于Hi-C技術(shù)哺乳動(dòng)物三維基因組研究進(jìn)展. 遺傳, 2019, 41(03): 215–233.

[13] Ke Y, Xu Y, Chen X, Feng S, Liu Z, Sun Y, Yao X, Li F, Zhu W, Gao L, Chen H, Du Z, Xie W, Xu X, Huang X, Liu J. 3D chromatin structures of mature gametes and structural reprogramming during mammalian embryogenesis., 2017, 170(2): 367–381.

[14] Barutcu AR, Lajoie BR, Mccord RP, Tye CE, Hong D, Messier TL, Browne G, van Wijnen AJ, Lian JB, Stein JL, Dekker J, Imbalzano AN, Stein GS. Chromatin interaction analysis reveals changes in small chromosome and telomere clustering between epithelial and breast cancer cells., 2015, 16(1): 214.

[15] Taberlay PC, Achinger-Kawecka J, Lun AT, Buske FA, Sabir K, Gould CM, Zotenko E, Bert SA, Giles KA, Bauer DC, Smyth GK, Stirzaker C, O'Donoghue SI, Clark SJ. Three-dimensional disorganization of the cancer genome occurs coincident with long-range genetic and epigenetic alterations., 2016, 26(6): 719–731.

[16] Brown KE. Chromatin folding and gene expression: New tools to reveal the spatial organization of genes., 2003, 11(5): 423–433.

[17] Almassalha LM, Tiwari A, Ruhoff PT, Stypula-Cyrus Y, Cherkezyan L, Matsuda H, Dela Cruz MA, Chandler JE, White C, Maneval C, Subramanian H, Szleifer I, Roy HK, Backman V. The global relationship between chromatin physical topology, fractal structure, and gene expression., 2017, 7: 41061.

[18] Hübner MR, Eckersley-Maslin MA, Spector DL. Chromatin organization and transcriptional regulation., 2013, 23(2): 89–95.

[19] Peng C, Li GL, Zhang YH, Ruan YJ. Reconstruction of three-dimensional structures of chromatin and its biological implications., 2014, 44(8): 794– 802.彭城, 李國亮, 張紅雨, 阮一駿. 染色質(zhì)三維結(jié)構(gòu)重建及其生物學(xué)意義. 中國科學(xué): 生命科學(xué), 2014, 44(8): 794–802.

[20] Oudet P, Gross-Bellard M, Chambon P. Electron microscopic and biochemical evidence that chromatin structure is a repeating unit., 1975, 4(4): 281–300.

[21] Olins AL, Olins DE. Spheroid chromatin units (v bodies).. 1974, 183(4122): 330–332.

[22] Luger K, M?der AW, Richmond RK, Sargent DF, Richmond TJ. Crystal structure of the nucleosome core particle at 2.8 a resolution., 1997, 389(6648): 251–260.

[23] Lee CK, Shibata Y, Rao B, Strahl BD, Lieb JD. Evidence for nucleosome depletion at active regulatory regions genome-wide., 2004, 36(8): 900–905.

[24] Sekinger EA, Moqtaderi Z, Struhl K. Intrinsic Histone- DNA interactions and low nucleosome density are important for preferential accessibility of promoter regions in yeast., 2005, 18(6): 735–748.

[25] Bernstein BE, Liu CL, Humphrey EL, Perlstein EO, Schreiber SL. Global nucleosome occupancy in yeast., 2004, 5(9): 1–11.

[26] Saragosti S, Moyne G, Yaniv M. Absence of nucleosomes in a fraction of SV40 chromatin between the origin of replication and the region coding for the late leader RNA., 1980, 20(1): 65–73.

[27] Hodges C, Bintu L, Lubkowska L, Kashlev M, Bustamante C. Nucleosomal fluctuations govern the transcription dynamics of RNA polymerase II., 2009, 325(5940): 626–628.

[28] Tilgner H, Nikolaou C, Althammer S, Sammeth M, Beato M, Valcárcel J, Guigó R. Nucleosome positioning as a determinant of exon recognition., 2009, 16(9): 996–1001.

[29] Schwartz S, Meshorer E, Ast G. Chromatin organization marks exon-intron structure., 2009, 16(9): 990–995.

[30] Mavrich TN, Jiang C, Ioshikhes IP, Li XY, Venters BJ, Zanton SJ, Tomsho LP, Qi J, Glaser RL, Schuster SC, Gilmour DS, Albert I, Pugh BF. Nucleosome organization in the Drosophila genome., 2008, 358(7193): 358–362.

[31] Lee W, Tillo D, Bray N, Morse RH, Davis RW, Hughes TR, Nislow C. A high-resolution atlas of nucleosome occupancy in yeast., 2007, 39(10): 1235– 1244.

[32] Leimgruber E, Seguín-Estévez Q, Dunand-Sauthier I, Rybtsova N, Schmid CD, Ambrosini G, Bucher P, Reith W. Nucleosome eviction from MHC class II promoters controls positioning of the transcription start site., 2009, 37(8): 2514–2528.

[33] Segal E, Widom J. What controls nucleosome positions?, 2009, 25(8): 335–343.

[34] Schwartz S, Ast G. Chromatin density and splicing destiny: On the cross-talk between chromatin structure and splicing., 2014, 29(10): 1629–1636.

[35] Spies N, Nielsen CB, Padgett RA, Burge CB. Biased chromatin signatures around polyadenylation sites and exons., 2009, 36(2): 245–254.

[36] Laybourn PJ, Kadonaga JT. Role of nucleosomal cores and histone h1 in regulation of transcription by RNA polymerase II., 1991, 254(5029): 238–245.

[37] Jiang C, Pugh BF. Nucleosome positioning and gene regulation: Advances through genomics., 2009, 10(3): 161–172.

[38] Widom J, Klug A. Structure of the 3000? chromatin filament: X-ray diffraction from oriented samples., 1985, 43(1): 207–213.

[39] Woodcock CL, Frado LL, Rattner JB. The higher-order structure of chromatin: Evidence for a helical ribbon arrangement., 1984, 99(1): 42–52.

[40] Benedetta D, Thomas S, Alexandra K, Sylwia D, Schroeder RR, Richmond TJ. Nucleosome arrays reveal the two-start organization of the chromatin fiber., 2004, 306(5701): 1571–1573.

[41] Song F, Chen P, Sun D, Wang M, Dong L, Liang D, Xu RM, Zhu P, Li G. Cryo-EM study of the chromatin fiber reveals a double helix twisted by tetranucleosomal units., 2014, 344(6182): 376–380.

[42] Li W, Chen P, Yu J, Dong L, Liang D, Feng J, Yan J, Wang PY, Li Q, Zhang Z, Li M, Li G. FACT remodels the tetranucleosomal unit of chromatin fibers for gene transcription., 2016, 64(1): 120–133.

[43] Ohno M, Ando T, Priest DG, Kumar V, Yoshida Y, Taniguchi Y. Sub-nucleosomal genome structure reveals distinct nucleosome folding motifs., 2019, 176(3): 520–534.e25.

[44] Rabl C. über zelltheilung., 1885, 10: 214– 330.

[45] Cremer T, Cremer M. Chromosome territories., 2010, 2(3): a003889.

[46] International Human Genome Sequencing Consortium. Finishing the euchromatic sequence of the human genome., 2004, 431 (7011): 931–945.

[47] The ENCODE Project Consortium. The ENCODE (ENCyclopedia of DNA elements) project., 2004, 306(5696): 636–640.

[48] Dekker J, Rippe K, Dekker M, Kleckner N. Capturing chromosome conformation., 2002, 295(5558): 1306–1311.

[49] Marieke S, Petra K, Erik S, Yuri M, Rob W, Elzo DW, Bas VS, Wouter DL. Nuclear organization of active and inactive chromatin domains uncovered by chromosome conformation capture-on-chip (4C)., 2006, 38(11): 1348–1354.

[50] Zhao Z, Tavoosidana G, Sj?linder M, G?nd?r A, Mariano P, Wang S, Kanduri C, Lezcano M, Sandhu KS, Singh U, Pant V, Tiwari V, Kurukuti S, Ohlsson R. Circular chromosome conformation capture (4C) uncovers extensive networks of epigenetically regulated intra- and interchromosomal interactions., 2006, 38(11): 1341–1347.

[51] Dostie J, Richmond TA, Arnaout RA, Selzer RR, Lee WL, Honan TA, Rubio ED, Krumm A, Lamb J, Nusbaum C, Green RD, Dekker J. Chromosome Conformation Capture Carbon Copy (5C): A massively parallel solution for mapping interactions between genomic elements., 2006, 16(10): 1299–1309.

[52] Fullwood MJ, Liu MH, Pan YF, Liu J, Han X, Mohamed YB, Orlov YL, Velkov S, Ho A, Mei PH, ChewEGY, Huang PYH, Welboren WJ, Han YY, Ooi HS, Ariyaratne PN, Vega VB, Luo AQ, Tan PY, Choy PY, Wansa KDSA, Zhao B, Lim KS, Leow SC, Yow JS, Joseph R, Li HX, Desai KV, Thomsen JS, Lee YK, Karuturi RKM, Herve T, Bourque BG, Stunnenberg HG, Ruan I, Cacheux-Rataboul V, Sung WK, Liu DT, Wei CL, Cheung E, Ruan YJ. An oestrogen receptor α-bound human chromatin interactome., 2009, 462(7269): 58–64.

[53] Ma W, Ay F, Lee C, Gulsoy G, Deng X, Cook S, Hesson J, Cavanaugh C, Ware CB, Krumm A, Shendure J, Blau CA, Disteche CM, Noble WS, Duan Z. Fine- scale chromatin interaction maps reveal the cis-regulatory landscape of human lincRNA genes., 2015, 12(1): 71–78.

[54] Schoenfelder S, Sexton T, Chakalova L, Cope NF, Horton A, Andrews S, Kurukuti S, Mitchell JA, Umlauf D, Dimitrova DS, Eskiw CH, Luo YQ, Wei CL, Ruan YJ, Bieker JJ, Fraser P. Preferential associations between co-regulated genes reveal a transcriptional interactome in erythroid cells., 2010, 42(1): 53–61.

[55] Nagano T, Lubling Y, Stevens TJ, Schoenfelder S, Yaffe E, Dean W, Laue ED, Tanay A, Fraser P. Single-cell Hi-C reveals cell-to-cell variability in chromosome structure., 2013, 502(7469): 59–64.

[56] Lin D, Hong P, Zhang S, Xu W, Jamal M, Yan K, Lei Y, Li L, Ruan Y, Fu ZF, Li G, Cao G. Digestion- ligation-only Hi-C is an efficient and cost-effective method for chromosome conformation capture., 2018, 50(5): 754–763

[57] Koehler D, Zakhartchenko V, Froenicke L, Stone G, Stanyon R, Wolf E, Cremer T, Brero A. Changes of higher order chromatin arrangements during major genome activation in bovine preimplantation embryos., 2009, 315(12): 2053–2063.

[58] Cremer M, Grasser F, Lanct?t C, Müller S, Neusser M, Zinner R, Solovei I, Cremer T. Multicolor 3D fluorescence in situ hybridization for imaging interphase chromosomes., 2008, 463(463): 205– 239.

[59] Takizawa T, Meaburn KJ, Misteli T. The meaning of gene positioning., 2008, 135(1): 9–13.

[60] Solovei I, Kreysing M, Lanct?t C, K?sem S, Peichl L, Cremer T, Guck J, Joffe B. Nuclear architecture of rod photoreceptor cells adapts to vision in mammalian evolution., 2009, 137(2): 356–368.

[61] Ryba T, Hiratani I, Lu JJ, Itoh M, Kulik M, Zhang JF, Schulz TC, Robins AJ, Dalton S, Gilbert DM. Evolutionarily conserved replication timing profiles predict long-range chromatin interactions and distinguish closely related cell types., 2010, 20(6): 761–770.

[62] Dixon JR, Inkyung J, Siddarth S, Yin S, Antosiewicz- Bourget JE, Ah Young L, Zhen Y, Audrey K, Nisha R, Wei X, Diao Y, Liang J, Zhao HM, Lobanenkov VV, Ecker JR, Thomson J, Ren B. Chromatin architecture reorganization during stem cell differentiation., 2015, 518(7539): 331–336.

[63] Miura H, Takahashi S, Poonperm R, Tanigawa A, Takebayashi S, Hiratani I. Single-cell DNA replication profiling identifies spatiotemporal developmental dyna-mics of chromosome organization., 2019, 51(9):1356–1368.

[64] Dekker J, Heard E. Structural and functional diversity of Topologically Associating Domains., 2015, 589(20PartA): 2877–2884.

[65] Dixon J, Gorkin D, Ren B. Chromatin domains: The unit of chromosome organization., 2016, 62(5): 668–680.

[66] Battulin N, Fishman VS, Mazur AM, Pomaznoy M, Khabarova AA, Afonnikov DA, Prokhortchouk EB, Serov OL. Comparison of the three-dimensional organization of sperm and fibroblast genomes using the Hi-C approach., 2015, 16(1): 77.

[67] Pope BD, Ryba T, Dileep V, Yue F, Wu W, Denas O, Vera DL, Wang Y, Hansen RS, Canfield TK, Thurman RE, Cheng Y, Gülsoy G, Dennis JH, Snyder MP, Stamatoyannopoulos JA, Taylor J, ardison RC, Kahveci T, Ren B, Gilbert DM. Topologically associating domains are stable units of replication-timing regulation., 2014, 515(7527): 402–405.

[68] Ke Y, Xu Y, Chen X, Feng S, Liu Z, Sun Y, Yao X, Li F, Zhu W, Gao L, Chen H, Du Z, Xie W, Xu X, Huang X, Liu J. 3D chromatin structures of mature gametes and structural reprogramming during mammalian embryogenesis., 2017, 170(2): 367–381.

[69] Wang CY, Jégu T, Chu HP, Oh HJ, Lee JT. SMCHD1 merges chromosome compartments and assists formation of Super-Structures on the inactive x., 2018, 174(2): 406–421.

[70] Giorgetti L, Lajoie BR, Carter AC, Attia M, Zhan Y, Xu J, Chen CJ, Kaplan N, Chang HY, Heard E, Dekker J. Structural organization of the inactive X chromosome in the mouse., 2016, 535(7613): 575–579.

[71] Lupiá?ez DG, Kraft K, Heinrich V, Krawitz P, Brancati F, Klopocki E, Horn D, Kayserili H, Opitz JM, Laxova R, Santos-Simarro F, Gilbert-Dussardier B, Wittler L, Borschiwer M, Haas SA, Osterwalder M, Franke M, Timmermann B, Hecht J, Spielmann M, Visel A, Mundlos S. Disruptions of topological chromatin domains cause pathogenic rewiring of gene-enhancer interactions., 2015, 161(5): 1012–1025.

[72] Li W, Gong K, Li Q, Alber F, Zhou XJ. Hi-Corrector: A fast, scalable and memory-efficient package for normalizing large-scale Hi-C data., 2015, 31(6): 960–962.

[73] Lupiá?ez DG, Spielmann M, Mundlos S. Breaking TADs: How alterations of chromatin domains result in disease., 2016, 32(4): 225–237.

[74] Hnisz D, Weintraub AS, Day DS, Valton AL, Bak RO, Li CH, Goldmann J, Lajoie BR, Fan ZP, Sigova AA, Reddy J, Borges-Rivera D, Lee TI, Jaenisch R, Porteus MH, Dekker J, Young RA. Activation of proto-oncogenes by disruption of chromosome neighborhoods., 2016, 351(6280): 1454–1458.

[75] Zhan Y, Mariani L, Barozzi I, Schulz EG, Blüthgen N, Stadler M, Tiana G, Giorgetti L. Reciprocal insulation analysis of Hi-C data shows that TADs represent a functionally but not structurally privileged scale in the hierarchical folding of chromosomes., 2017, 27(3): 479–490.

[76] Symmons O, Uslu VV, Tsujimura T, Ruf S, Nassari S, Schwarzer W, Ettwiller L, Spitz F. Functional and topological characteristics of mammalian regulatory domains., 2014, 24(3): 390–400.

[77] Yin S, Feng Y, Mccleary DF, Zhen Y, Lee E, Samantha K, Ulrich W, Jesse D, Leonard L, Lobanenkov VV, Ren B. A map of the cis-regulatory sequences in the mouse genome., 2012, 488(7409): 116–120.

[78] Grubert F, Zaugg JB, Kasowski M, Ursu O, Spacek DV, Martin AR, Greenside P, Srivas R, Phanstiel DH, Pekowska A, Heidari N, Euskirchen G, Huber W, Pritchard JK, Bustamante CD, Steinmetz LM, Kundaje A, Snyder M. Genetic control of chromatin states in humans involves local and distal chromosomal interactions., 2015, 162(5): 1051–1065.

[79] Waszak SM, Delaneau O, Gschwind AR, Kilpinen H, Raghav SK, Witwicki RM, Orioli A, Wiederkehr M, Panousis NI, Yurovsky A, Romano-Palumbo L, Planchon A, Bielser D, Padioleau I, Udin G, Thurnheer S, Hacker D, Hernandez N, Reymond A, Deplancke B, Dermitzakis ET. Population variation and genetic control of modular chromatin architecture in humans., 2015, 162(5): 1039–1050.

[80] Fritz AJ, Ghule PN, Boyd JR, Tye CE, Page NA, Hong D, Shirley DJ, Weinheimer AS, Barutcu AR, Gerrard DL, Frietze S, van Wijnen AJ, Zaidi SK, Imbalzano AN, Lian JB, Stein JL, Stein GS. Intranuclear and higher- order chromatin organization of the major histone gene cluster in breast cancer., 2018, 233(2): 278–1290.

[81] Sanyal A, Lajoie BR, Jian G, Dekker J. The long-range interaction landscape of gene promoters., 2012, 489(7414): 109–113.

[82] Jin F, Li Y, Dixon JR, Selvaraj S, Ye Z, Lee AY, Yen CA, Schmitt AD, Espinoza CA, Ren B. A high-resolution map of the three-dimensional chromatin interactome in human cells., 2013, 503(7475): 290–294.

[83] Austenaa L, Barozzi I, Simonatto M, Masella S, Della Chiara G, Ghisletti S, Curina A, de Wit E, Bouwman BM, de Pretis S，Piccolo V, Termanini A, Prosperini E, Pelizzola M, de Laat W, Natoli G. Transcription of mammalian cis-regulatory elements is restrained by actively enforced early termination., 2015, 60(3): 460–474.

[84] Despang A, Sch?pflin R, Franke M, Ali S, Jerkovi? I, Paliou C, Chan WL, Timmermann B, Wittler L, Vingron M, Mundlos S, Ibrahim DM. Functional dissection of the Sox9-Kcnj2 locus identifies nonessential and instructive roles of TAD architecture., 2019, 51(8): 1263–1271.

[85] Bornfleth H, Edelmann P, Zink D, Cremer T, Cremer C. Quantitative motion analysis of subchromosomal foci in living cells using Four-Dimensional microscopy., 1999, 77(5): 2871–2886.

[86] Tang Z, Luo OJ, Nbsp O, Zheng M, Zhu JJ, Szalaj P, Trzaskoma P, Magalska A, Wlodarczyk J, Ruszczycki B, Michalski P, Piecuch E, Wang P, Wang D, Tian SZ, Penrad-Mobayed M, Sachs LM, Ruan X, Wei CL, Liu ET, Wilczynski GM, Plewczynski D, Li G, Ruan Y. CTCF-Mediated human 3D genome architecture reveals chromatin topology for transcription., 2015, 163(7): 1611–1627.

[87] Rao SS, Huntley MH, Durand NC, Stamenova EK, Bochkov ID, Robinson JT, Sanborn AL, Machol I, Omer AD, Lander ES, Aiden EL. A 3D map of the human genome at kilobase resolution reveals principles of chromatin looping., 2014, 159(7): 1665–1680.

[88] Zhang Y, Wong CH, Birnbaum RY, Li G, Favaro R, Ngan CY, Lim J, Tai E, Poh HM, Wong E, Mulawadi FH, Sung WK, Nicolis S, Ahituv N, Ruan Y, Wei CL. Chromatin connectivity maps reveal dynamic promoter- enhancer long-range associations., 2013, 504 (7479): 306–310.

[89] Li G, Ruan X, Auerbach RK, Sandhu KS, Zheng M, Wang P, Poh HM, Goh Y, Lim J, Zhang J, Sim HS, Peh SQ, Mulawadi FH, Ong CT, Orlov YL, Hong S, Zhang Z, Landt S, Raha D, Euskirchen G, Wei CL, Ge W, Wang H, Davis C, Fisher-Aylor KI, Mortazavi A, Gerstein M, Gingeras T, Wold B, Sun Y, Fullwood MJ, Cheung E, Liu E, Sung WK, Snyder M, Ruan Y. Extensive promoter-centered chromatin interactions provide a topological basis for transcription regulation., 2012, 148(1): 84–98.

[90] Deng W, Rupon JW, Krivega I, Breda L, Motta I, Jahn KS, Reik A, Gregory PD, Rivella S, Dean A, Blobel GA. Reactivation of developmentally silenced globin genes by forced chromatin looping., 2014, 158(4): 849–860.

[91] Deng W, Lee J, Wang H, Miller J, Reik A, Gregory PD, Dean A, Blobel GA. Controlling long-range genomic interactions at a native locus by targeted tethering of a looping factor., 2012, 149(6): 1233–1244.

[92] Debruyne DN, Dries R, Sengupta S, Seruggia D, Gao Y, Sharma B, Huang H, Moreau L, Mclane M, Day DS, Marco E, Chen T, Gray NS, Wong KK, Orkin SH, Yuan GC, Young RA, George RE. BORIS promotes chromatin regulatory interactions in treatment-resistant cancer cells., 2019, 572(7771): 676–680.

[93] Peng YL, Zhang YB. Enhancer and super-enhancer: Positive regulators in gene transcription., 2018, 1(03): 169–179.

[94] Luo Z, Rhie SK, Lay FD, Farnham PJ. A prostate cancer risk element functions as a repressive loop that regulates HOXA13., 2017, 21(6): 1411–1417.

[95] de Laat W, Duboule D. Topology of mammalian developmental enhancers and their regulatory landscapes., 2013, 502(7472): 499–506.

[96] Palstra RJ, Tolhuis B, Splinter E, Nijmeijer R, Grosveld F, De Laat W. The β-globin nuclear compartment in development and erythroid differentiation., 2003, 35(2): 190–194.

[97] Vernimmen D, De Gobbi M, Sloane-Stanley JA, Wood WG, Higgs DR. Long-range chromosomal interactions regulate the timing of the transition between poised and active gene expression., 2014, 26(8): 2041– 2051.

[98] van De Werken HJ, Landan G, Holwerda SJ, Hoichman M, Klous P, Chachik R, Splinter E, Valdes-Quezada C, ?z Y, Bouwman BAM, Verstegen MJAM, De Wit E, Tanay A, De Laat W. Robust 4C-seq data analysis to screen for regulatory DNA interactions., 2012, 9(10): 969–972.

[99] Cooper DN, Krawczak M. Cytosine methylation and the fate of CpG dinucleotides in vertebrate genomes., 1989, 83(2): 181–188.

[100] Deng DJ. DNA methylation and demethylation: current status and future per-spective., 2014, 36(5): 403–410.鄧大君. DNA甲基化和去甲基化的研究現(xiàn)狀及思考. 遺傳, 2014, 36(5): 403–410.

[101] Lorincz MC, Dickerson DR, Schmitt M, Groudine M. Intragenic DNA methylation alters chromatin structure and elongation efficiency in mammalian cells., 2004, 11(11): 1068–1075.

[102] Lin XQ, Su JZ, Chen KF, Rodriguez B, Li W. Sparse conserved under-methylated CpGs are associated with high-order chromatin structure., 2017, 18(1): 163.

[103] Gudjonsson JE, Krueger G. A role for epigenetics in psoriasis: methylated cytosine-guanine sites differentiate lesional from nonlesional skin and from normal skin., 2012, 132(1): 506–508.

[104] Flavahan WA, Drier Y, Liau BB, Gillespie SM, Venteicher AS, Stemmer-Rachamimov AO, Suvà ML, Bernstein BE. Insulator dysfunction and oncogene activation inmutant gliomas., 2016, 529(7584): 110–114.

[105] Witkowski L, Foulkes WD. In Brief: Picturing the complex world of chromatin remodelling families., 2016, 237(4): 403–406.

[106] Gangaraju VK, Bartholomew B. Mechanisms of ATP dependent chromatin remodeling., 2007, 618(1–2): 3–17.

[107] Li MJ, Xia X, Tian YY, Jia Q, Liu XY, Lu Y, Li M, Li XM, Chen ZC. Mechanism of DNA translocation underlying chromatin remodelling by Snf2., 2019, 567(7748): 409–413.

[108] Yan LJ, Wu H, Li XM, Gao N, Chen ZC. Structures of the ISWI-nucleosome complex reveal a conserved mechanism of chromatin remodeling., 2019, 26: 258–266.

[109] Mizuguchi G, Shen X, Landry J, Wu WH, Sen S, Wu C. ATP-driven exchange of histone H2AZ variant catalyzed by SWR1 chromatin remodeling complex., 2004, 303(5656): 343–348.

[110] Mersfelder EL, Parthun MR. The tale beyond the tail: Histone core domain modifications and the regulation of chromatin structure., 2006, 34(9): 2653–2662.

[111] Zhang R, Erler J, Langowski J. Histone acetylation regulates chromatin accessibility: Role of H4K16 in inter-nucleosome interaction., 2017, 112(3): 450–459.

[112] Wang C, Fu M, Pestell RG. Histone acetylation/ deacetylation as a regulator of cell cycle gene expression., 2004, 241(241): 207–216.

[113] Dion MF, Altschuler SJ, Wu LF, Rando OJ. Genomic characterization reveals a simple histone H4 acetylation code., 2005, 102(15): 5501–5506.

[114] Carmen AA, Milne L, Grunstein M. Acetylation of the yeast histone H4 N terminus regulates its binding to heterochromatin protein SIR3., 2002, 277(7): 4778–4781.

[115] Nielsen PR, Nietlispach D, Mott HR, Callaghan J, Bannister A, Kouzarides T, Murzin AG, Murzina NV, Laue ED. Structure of the HP1 chromodomain bound to histone H3 methylated at lysine 9., 2002, 416(6876): 103–107.

[116] Zhao YQ, Jordan IK, Lunyak VV. Epigenetics componentsof aging in the central nervous system., 2013, 10(4): 647–663.

[117] Banaszynski LA, Wen D, Dewell S, Whitcomb SJ, Lin M, Diaz N, Els?sser SJ, Chapgier A, Goldberg AD, Canaani E, Rafii S, Zheng D, Allis CD. Hira-dependent histone H3.3 deposition facilitates PRC2 recruitment at developmental loci in ES cells., 2013, 155(1): 107–120.

[118] Fan JY, Gordon F, Luger K, Hansen JC, Tremethick DJ. The essential histone variant H2A.Z regulates the equilibrium between different chromatin conformational states., 2002, 9(3): 172–176.

[119] Fan JY, Rangasamy D, Luger K, Tremethick DJ. H2A.Z alters the nucleosome surface to promote HP1alpha- mediated chromatin fiber folding., 2004, 16(4): 655–661.

[120] Feng Z, Chen XD, Zhang MD, Zhang MJ. Formation of biological condensates via phase separation: Characte-ristics, analytical methods, and physiological implica-tions., 2019, (40), doi: 10.1074/jbc.rev119. 007895.

[121] Strom AR, Emelyanov AV, Mir M, Fyodorov DV, Darzacq X, Karpen GH. Phase separation drives heterochromatin domain formation., 2017, 547(7662): 241–245.

[122] Larson AG, Elnatan D, Keenen MM, Trnka MJ, Johnston JB, Burlingame AL, Agard DA, Redding S, Narlikar GJ. Liquid droplet formation by HP1α suggests a role for phase separation in heterochromatin., 2017, 547(7662): 236–240.

[123] Larson AG, Narlikar GJ. The role of phase separation in heterochromatin formation, function, and regulation., 2018, 57(17): 2540–2548.

[124] Shin Y, Chang Y, Lee DSW, Berry J, Sanders DW, Ronceray P, Wingreen NS, Haataja M, Brangwynne CP. Liquid nuclear condensates mechanically sense and restructure the genome., 2019, 175(6): 1481–1491.

[125] Forcato M, Nicoletti C, Pal K, Livi CM, Ferrari F, Bicciato S. Comparison of computational methods for Hi-C data analysis., 2017, 14(7): 679–685.

[126] Ghavi-Helm Y, Jankowski A, Meiers S, Viales RR, Korbel JO, Furlong EEM. Highly rearranged chromosomes reveal uncoupling between genome topology and gene expression., 2019, 51: 1272–1282.

[127] Ou HD, Phan S, Deerinck TJ, Thor A, Ellisman MH, O’Shea CC. ChromEMT: Visualizing 3D chromatin structure and compaction in interphase and mitotic cells., 2017, 357(6349): eaag0025.

[128] Bintu B, Mateo LJ, Su JH, Sinnott-Armstrong NA, Parker M, Kinrot S, Yamaya K, Boettiger AN, Zhuang XW. Super-resolution chromatin tracing reveals domains and cooperative interactions in single cells., 2018, 362(6413): u1783.

[129] Mumbach MR, Rubin AJ, Flynn RA, Dai C, Khavari PA, Greenleaf WJ, Chang HY. HiChIP: Efficient and sensitive analysis of protein-directed genome architecture., 2016, 13(11): 919–922.

[130] Mateo LJ, Murphy SE, Hafner A, Cinquini IS, Walker CA, Boettiger AN. Visualizing DNA folding and RNA in embryos at single-cell resolution., 2019, 568(7750): 49–54.

[131] Zhang Y, An L, Xu J, Zhang B, Zheng WJ, Hu M, Tang JJ, Yue F. Enhancing Hi-C data resolution with deep convolutional neural network HiCPlus., 2018, 9(1): 750.

[132] Li WR, Wong WH, Jiang R. DeepTACT: Predicting 3D chromatin contacts via bootstrapping deep learning., 2019, 47(10): e60.

[133] Dekker J, Belmont AS, Guttman M, Leshyk VO, Lis JT, Lomvardas S, Mirny LA, O’Shea CC, Park PJ, Ren B, Politz JCR, Shendure J, Zhong S. The 4D nucleome project., 2017, 549(7671): 219–226.

Linking chromatin conformation to gene function

Qitong Huang, Qing Li, Yubo Zhang

DNA is highly compressed and packaged as chromatin within the nucleus in eukaryotes. DNA replication, DNA repair and transcription, and other biological processes are precisely regulated or determined by chromatin conformation. Activation or repression of different genes/transcription factors are tightly correlated to their chromatin conformation which contributes to cell self-maintenance, differentiation, specificity and identity. Therefore, the study of bridging chromatin conformation to gene function has became crucial for decoding genetic information and precision biology which is also a great challenge for current genomics research. Here, we review the multiple aspects of chromatin conformation, including its history, characteristics, dynamics and the impact on different dimension-chromatin archi-tecture to gene function. Additionally, we discuss the limitation and challenges of current status of linking chromatin conformation to gene function study. We believe this is informative and foundational in combing the context between chromatin conformation and gene function as reference.

chromatin conformation; gene function; dynamic regulation

2019-08-29;

2019-10-29

中國農(nóng)業(yè)科學(xué)院科技創(chuàng)新工程、千人計(jì)劃“青年項(xiàng)目”、中央級(jí)公益性科研院所基本科研業(yè)務(wù)費(fèi)專項(xiàng)(編號(hào)：Y2019PT18-02)、國家自然科學(xué)基金面上項(xiàng)目(編號(hào)：31970592)和國家重點(diǎn)研發(fā)計(jì)劃專項(xiàng)2018年度項(xiàng)目(編號(hào)：2018YFA0903201)資助 [Supported by the Agricultural Science and Technology Innovation Program, the Thousand Talents Plan for Young Professionals, the Fundamental Research Funds for Central Non-profit Scientific Institution (No.Y2019PT18-02), the National Natural Science Foundation of China (No.31970592) and the National Key R&D Program of China (No. 2018YFA0903201)]

黃其通，博士研究生，研究方向：動(dòng)物三維基因組學(xué)。E-mail: miraclelive@qq.com

李清，碩士，研究方向：動(dòng)物三維基因組學(xué)。E-mail: liqing9102@163.com

黃其通和李清并列第一作者。

張玉波，博士，研究員，研究方向：動(dòng)物三維基因組學(xué)。E-mail: ribon_001@163.com

10.16288/j.yczz.19-257

2019/12/19 14:29:56

URI: http://kns.cnki.net/kcms/detail/11.1913.R.20191218.1615.002.html

(責(zé)任編委:吳強(qiáng))