熱帶珊瑚島植物種植對土壤改良及其微生物群落形成的影響

黃 峰,王瑋韌,饒 鑫,郝珖存,何 聃,王 俊,簡曙光,申衛(wèi)軍,任 海

中國科學(xué)院華南植物園,中國科學(xué)院退化生態(tài)系統(tǒng)植被恢復(fù)與管理重點實驗室, 廣州 510650

南沙群島及其周邊海域是我國重要的領(lǐng)土,具有豐富的自然資源和重要的戰(zhàn)略地位[1- 2]。熱帶珊瑚島是這些領(lǐng)土的重要組成部分,在其上構(gòu)建植被生態(tài)系統(tǒng),建設(shè)珊瑚島宜居的生態(tài)環(huán)境是維持這些珊瑚島持續(xù)發(fā)展的基礎(chǔ)。植被生態(tài)系統(tǒng)的恢復(fù)是一項系統(tǒng)工程,不僅涉及到恢復(fù)系統(tǒng)的各個組分,如生產(chǎn)者、消費者和分解者,以及它們賴以生存的非生物環(huán)境如氣候和土壤,也涉及到恢復(fù)系統(tǒng)的發(fā)展、演化階段。

在恢復(fù)初期或先鋒群落階段,通常小氣候和土壤條件比較嚴(yán)酷。這個階段一般采用一些適生、耐瘠的植物種類,輔以相應(yīng)的土壤改良和栽培管理措施以達到改善生境條件的目的。新建的熱帶珊瑚島所在海域水熱條件比較豐富,但是土壤非常貧瘠,主要的土壤介質(zhì)為珊瑚和貝殼組成的珊瑚砂,有機質(zhì)和營養(yǎng)元素(如氮)含量極低[3]。因此,針對新建珊瑚島特殊的生境條件,先鋒群落建植階段所采取的主要措施是選擇適生植物種,以及生境營造如土壤改良[1]。通過對珊瑚島附近海域的島嶼進行調(diào)查,前人的研究發(fā)現(xiàn)我國南海海島的植物物種十分貧乏,自然植物群落的結(jié)構(gòu)也相對簡單[1, 4- 5]。在植物選擇的過程中,主要考慮那些對珊瑚島環(huán)境適應(yīng)性較強,具有耐旱、耐鹽、耐瘠薄、抗風(fēng)等特性,比如草海桐 (Terminaliacatappa)、木麻黃(Casuarinaequisetifolia)、欖仁(Terminaliacatappa)、海刀豆 (Canavaliamaritima)、厚藤(Ipomoeapes-caprae)等。其次,為創(chuàng)造珊瑚島更好的人居環(huán)境,也要考慮一些具有一定食用和觀賞價值的植物,如花卉、蔬菜和水果[1]。目前所采取的土壤改良措施主要是在栽植時施用有機肥[1]。

相比于在退化森林土壤、沙漠土壤等開展植被新建和生態(tài)恢復(fù)來說,熱帶珊瑚島的生態(tài)恢復(fù)具有其更大的難度。熱帶珊瑚島雖然年降水量不低(約2000 mm),但降水季節(jié)分配非常不均,干季長達6個月；新建的珊瑚島地下水短期內(nèi)還沒有形成或水位較低,土壤保水能力差,為植物干季生長帶來了嚴(yán)酷的考驗[1- 2]。然而,通過一定的人工輔助土壤改良措施,選擇適生的植物種類,長途運輸種苗栽植,以及施用一定的水肥管理措施,目前在南沙新形成的幾個珊瑚島上已構(gòu)建了多種類型的先鋒植物群落,包括防風(fēng)林、固沙綠地、公園綠地、行道樹、四旁綠化等。這些先鋒群落是在頻繁的人為干預(yù)下新建形成的,后期階段更多需要通過其自身的物質(zhì)和能量循環(huán)來維系和發(fā)展。因此,對這些先鋒群落的結(jié)構(gòu)和功能進行觀測、分析,對將來進行群落結(jié)構(gòu)和功能的優(yōu)化改良具有重要實踐意義。同時,新形成的珊瑚島類似一張“白紙”,在其上進行植被新建與恢復(fù)也對發(fā)展和檢驗島嶼生態(tài)學(xué)、恢復(fù)生態(tài)學(xué)的相關(guān)理論(如閾值理論)具有重要學(xué)術(shù)價值。

植物群落的恢復(fù)可預(yù)見性和其恢復(fù)效果的直觀性。但是,植物栽植后珊瑚島上土壤微生物群落如何恢復(fù)和發(fā)展,以及最終如何形成一個穩(wěn)定的群落結(jié)構(gòu)較難量化和評價。在一個健康的生態(tài)系統(tǒng)中,土壤微生物對于整個生態(tài)系統(tǒng)的物質(zhì)和能量循環(huán)起著重要的作用,是判斷一個生態(tài)系統(tǒng)健康與否的重要環(huán)節(jié)[6- 8]。比如,生態(tài)系統(tǒng)中物質(zhì)與能量循環(huán)重要組成部分的土壤氮循環(huán),其主要包括的固氮作用、硝化作用、反硝化作用和氨化作用,均是由微生物驅(qū)動實現(xiàn)的[9- 12]。另外,土壤微生物對于植物的生長也有非常切實的作用,比如促進植物對氮、磷、鐵元素的吸收[13- 14],刺激植物生長素合成并加快植物生長[15],以及誘導(dǎo)植物的非系統(tǒng)性抗性并提高植物對病蟲害的抵御能力[16]。因此,在研究生態(tài)系統(tǒng)的重建和恢復(fù)過程中,關(guān)注以真菌和細(xì)菌為代表的土壤微生物群落的重建和恢復(fù)同樣具有重要的科學(xué)和實踐意義。

本研究利用一個熱帶珊瑚島上開展的植被新建試驗,通過對植物種植后的土壤進行取樣,研究隨植物栽植帶來的土壤微生物群落如何形成、適應(yīng)和變化,目的是為珊瑚島的長期生態(tài)建設(shè)和保護提供本底的調(diào)查數(shù)據(jù),并為生態(tài)恢復(fù)實踐和理論、土壤改良措施、海島植被生態(tài)系統(tǒng)養(yǎng)分循環(huán)等提供關(guān)于土壤微生物方面的研究基礎(chǔ)。

1 材料和方法

1.1 土壤樣品收集

熱帶珊瑚島的成土基質(zhì)主要為珊瑚和貝殼砂。珊瑚砂養(yǎng)分少、含水量低、高鹽、強堿,并不適宜微生物的生長,因此在珊瑚島植被的新建和恢復(fù)過程中,外來微生物可能是其土壤微生物的主要來源。為具體研究這一過程,本實驗中采集的土壤樣品包括移栽植物幼苗基質(zhì)中的根際土和非根際土、珊瑚島上人工配制的種植土,以及植物栽植一段時間后的根圍土；此后分別稱為苗根際土、苗非根際土、種植土和珊瑚砂土,共計有土樣81個。移栽植物幼苗的根際土和非根際土樣品采集自海南省文昌市凌葉園林綠化工程有限公司的苗圃,采集時間為2017年8月(表1)。每種植物選擇3—5株幼苗,連根拔出,將其根系上附著的土壤抖落下來定為根際土,離根系較遠(yuǎn)的土壤定為非根際土[17]。對來自同一種植物的根際土和非根際土分別進行混合,最終分別獲得22個分析樣品(表1)。

表1 本實驗采集的土壤樣品及對應(yīng)植物信息

注：植物種及對應(yīng)拉丁學(xué)名：草海桐 (Terminaliacatappa),木麻黃 (Casuarinaequisetifolia),海杧果 (Cerberamanghas),龍爪茅 (Dactylocteniumaegyptium),四生臂形草 (BrachiariaSubquadripara),醴腸 (Ecliptaprostrata),狗牙根 (Cynodondactylon),牛筋草 (Eleusineindica),椰子 (Cocosnucifera),酸豆 (Tamarindusindica),番木瓜 (Chaenomelessinensis),朱槿 (Hibiscusrosa-sinensis),夾竹桃 (Neriumindicum),龍船花 (Ixorachinensis),海南龍血樹 (Dracaenaangustifolia),灰莉 (Fagraeaceilanica),欖仁樹 (Terminaliacatappa),翠蘆莉 (Ruelliabrittoniana),大葉相思 (Acaciaauriculiformis),過江藤 (Phylanodiflora),海岸桐 (Guettardaspeciosa),海濱木巴戟 (Morindacitrifolia),海刀豆 (Canavaliamaritima),紅厚殼 (Calophylluminophyllum),花葉鴨腳木 (Scheffleraodorata),黃金香柳 (Melaleucabracteata),黃槿 (Hibiscustiliaceus),抗風(fēng)桐 (Pisoniagrandis),蓮葉桐 (Hernandianymphaeifolia),水黃皮 (Pongamiapinnata),楊葉肖槿 (Thespesiapopulnea),銀葉樹 (Heritieralittoralis)

珊瑚島采集的土壤包括兩大類,一類為種植土,有6個樣品,為植物幼苗種植前珊瑚島原有珊瑚砂、客土和營養(yǎng)土的混合土壤；另一類為植物幼苗種植6—12個月后,植物群落的根圍土(也即珊瑚砂土),總共31個樣品(表1)。按照珊瑚島植被新建過程中的主要植物群落類型,我們選取植物群落11個,在每個植物群落上劃出3個10 m × 10 m的樣方,并在樣方內(nèi)用直徑7 cm的土鉆隨機采集0—10 cm土樣5個。采自同一個樣方的土壤混合成1個混合樣用于分析。所有土樣采集后,盡快運回實驗室,過2 mm土篩后保存于-80 ℃條件下備用。

1.2 土壤微生物總DNA的提取、PCR擴增和建庫

從每份采集的樣品中,稱取土壤0.25 g,并使用MOBIO PowerSoil? DNA Isolation Kit提取樣品中的微生物基因組總DNA。利用瓊脂糖凝膠電泳檢測DNA的純度和濃度。然后,取適量的樣品于離心管中,使用無菌水稀釋樣品至1 ng/μL。以稀釋后的基因組DNA為模板,擴增細(xì)菌DNA的16S V4區(qū)(引物515F和806R)和真菌DNA的ITS1區(qū)(引物ITS5—1737F和ITS2—2043R)序列,序列擴增的體系和方法按照文獻進行[18- 19]。獲得的PCR產(chǎn)物使用2%濃度的瓊脂糖凝膠進行電泳檢測,合格樣品按照Qiagen公司提供的膠回收試劑盒回收產(chǎn)物。使用TruSeq? DNA PCR-Free Sample Preparation Kit建庫試劑盒進行文庫構(gòu)建,構(gòu)建好的文庫經(jīng)過Qubit(Life Technologies, Carlsbad, CA, USA)和qPCR定量,文庫合格后,使用HiSeq2500 PE250進行上機測序(Illumina, San Diego, CA, USA)。

1.3 擴增子測序和數(shù)據(jù)分析

下機數(shù)據(jù)中拆分出各樣品數(shù)據(jù),截去Barcode和引物序列后使用FLASH(V1.2.7, http://ccb.jhu.edu/software/FLASH/)對每個樣品的reads進行拼接,得到原始的Tags數(shù)據(jù),按照文獻提供的方法進行過濾處理并得到高質(zhì)量的Tags數(shù)據(jù)[20]。然后,參照Qiime(V1.9.1,http://qiime.org/scripts/split_libraries_fastq.html)的Tags質(zhì)量控制流程,進行Tags截取和長度過濾[20]。經(jīng)過以上處理后得到的Tags進行去除嵌合體序列(http://www.drive5.com/usearch/manual/chimera_formation.html)的處理,Tags序列通過(UCHIME Algorithm,http://www.drive5.com/usearch/manual/uchime_algo.html)與數(shù)據(jù)庫(Gold database,http://drive5.com/uchime/uchime_download.html)進行比對檢測嵌合體序列,并最終去除其中的嵌合體序列[21],得到最終的有效數(shù)據(jù)(Effective Tags)。

利用Uparse 軟件(Uparse v7.0.1001,http://drive5.com/uparse/)對所有樣品的全部 Effective Tags進行聚類,默認(rèn)以97%的一致性(Identity)將序列聚類成為OTUs(Operational Taxonomic Units),去除單條序列代表的OTU,同時篩選OTUs中出現(xiàn)頻數(shù)最高的序列作為OTUs的代表序列[22]。對OTUs代表序列進行物種注釋,細(xì)菌使用Mothur方法與SILVA(http://www.arb-silva.de/)進行物種注釋分析(設(shè)定閾值為0.8—1),真菌使用Qiime軟件(Version 1.9.1)中的blast方法(http://qiime.org/scripts/assign_taxonomy.html)與UNITE數(shù)據(jù)庫(https://unite.ut.ee/)進行物種注釋分析,獲得分類學(xué)信息并分別在各個分類水平上(界、門、綱、目、科、屬、種)統(tǒng)計各樣本的群落組成。最后,以樣品中數(shù)據(jù)量最少的一組為標(biāo)準(zhǔn)進行均一化處理,結(jié)果用于后續(xù)的Alpha多樣性分析和Beta多樣性分析[20]。

使用Qiime軟件(Version 1.9.1)計算微生物群落豐度指數(shù)(Chao、ACE),多樣性指數(shù)(Shannon、Simpson),測度深度指數(shù)(Good′s coverage)和系統(tǒng)發(fā)育多樣性指數(shù)(PD whole tree[20]。同時,用Qiime軟件計算Unifrac距離、構(gòu)建UPGMA樣品聚類樹[20]。PCoA分析使用R軟件(Version 3.4.1)的WGCNA,stats和ggplot2軟件包,使用R軟件繪制PCoA圖[23]。使用R軟件的vegan包(Adonis,permutations=999)進行Beta多樣性指數(shù)組間差異分析,組組之間進行比較,選用的是Tukey檢驗或者agricolae包的wilcox檢驗。共有微生物分析基于各組樣品中平均相對豐度高于0.01%的OTU,使用軟件包VennDiagram進行四組樣品韋恩圖的繪制。共有微生物在四組樣品中發(fā)生的相對豐度情況使用pheatmap進行分析和繪制。

2 結(jié)果

2.1 測序結(jié)果

本實驗共計獲得真菌和細(xì)菌的OTU數(shù)目分別為11858和23124個(圖1)。在進行共有微生物的分析中,先去除各組相對豐度平均值低于0.01%的OTU,最后苗木非根際土、苗根際土、種植土和珊瑚砂土中剩余的真菌OTU數(shù)目分別為695、710、397個和560個；同時,剩余的細(xì)菌OTU數(shù)目分別為140、141、148個和219個。

圖1 本實驗樣品真菌和細(xì)菌的稀釋曲線Fig.1 The rarefaction curves of sequenced samples in this study A,稀釋曲線(30274)繪制樣品獲得真菌的序列數(shù)目和觀察到物種數(shù)的情況；B,稀釋曲線(39730)繪制樣品獲得細(xì)菌的序列數(shù)目和觀察到物種數(shù)的情況; B1—B33號土樣,為2017年6月6—12日采自珊瑚島的樣品；B34—B39號土樣,為2017年6月15日采自珊瑚島的種植土樣品；B40—B83號土樣,為2017年8月14日采自海南文昌凌葉苗圃樣品

2.2 土壤真菌和細(xì)菌的多樣性

珊瑚島本身的土壤為珊瑚砂,其本身的微生物含量非常低,本實驗從珊瑚砂中提取的DNA總量并不能滿足公司的測序要求。雖然珊瑚島的土壤中匯集來自不同土壤來源的微生物,但其中的真菌和細(xì)菌的豐度和多樣性較苗非根際土、根際土和種植土都沒有顯著的升高(圖2)。相反,珊瑚砂土中的真菌豐度和多樣性比苗根際土和非根際土較低。具體表現(xiàn)為,珊瑚砂土的真菌豐度為864.2±41.4,顯著性低于苗根際土的1086.1±64.3(df=3,F=10.73,P=0.014),以及極顯著低于苗非根際土的1251.4±48.1(df= 3,F=10.73,P<0.001)。同時,珊瑚砂土真菌的多樣性(香農(nóng)指數(shù))為5.1±0.2,相比于苗非根際土5.9±0.1(df=3,F=3.17,P=0.018)、根際土5.5±0.2和種植土5.4±0.2都有所降低。珊瑚砂土的細(xì)菌豐度為5342.8±61.6介于苗土和種植土之間,但是并沒有表現(xiàn)出顯著性差異；而其香農(nóng)指數(shù)為10.6±0.04,要顯著的高于苗根際土的10.2±0.1(df=3,F=3.49,P=0.024)。

圖2 土壤樣品中真菌和細(xì)菌群落的Alpha多樣性比較Fig.2 Comparison of fungal and bacterial Alpha-diversities among the four soil sources BSS,苗非根際土 bulk soil of seedling；RSS,苗根際土 rhizosphere soil of seedling；BS,種植土 bulk soil；CS,珊瑚砂土 coral sand

從微生物的群落組成和結(jié)構(gòu)上來看,樣品間的真菌(為苗根際土、非根際土與珊瑚砂土的比較,df=1,F=7.59,R2=0.094,P=0.001)和細(xì)菌(df=3,F=8.6,R2=0.25,P=0.001)都存在極顯著性差異。珊瑚砂土與來自文昌的苗非根際土和根際土相比,其真菌和細(xì)菌群落在第一主成分上(分別是9.3%和26.8%)存在明顯的差異(Tukey：真菌Pa珊瑚島=0.024；細(xì)菌苗非根際土和珊瑚砂土Pa珊瑚島=0.029,苗根際土與珊瑚砂土Pa珊瑚島=0.071)。而在植物種植之后,珊瑚砂土壤的真菌和細(xì)菌群落相比種植土沿著第二主成分(分別是5.9%和7.1%)發(fā)生偏離(Tukey：真菌未檢測顯著性差異；細(xì)菌種植土和珊瑚砂土Pa珊瑚島=0.048),說明植物的種植可能開始對珊瑚砂土中的微生物群落產(chǎn)生著影響(圖3)。

圖3 基于Bray-Curtis距離的PCoA作圖比較樣品間的Beta多樣性Fig.3 Comparison of Beta-diversities among four soil sources using PCoA plot based on Bray-Curtis distances

從以上結(jié)果可以看出,在植物群落恢復(fù)過程中,珊瑚砂土壤中的真菌和細(xì)菌類群并非是對來自不同土壤的微生物進行簡單的疊加,而是經(jīng)歷了一個特定的選擇過程。植物種植后,珊瑚砂土壤相對于種植土,其真菌和細(xì)菌類群都發(fā)生了變化,主要類群中糞殼菌綱(從21.5%到31%)、接合菌門(0.2%到17.4%)的相對豐度上升；相反,傘菌綱(20.8%到0.9%)、座囊菌綱(16.3%到13.8%)、單毛壺菌綱(0.05%到0.01%)、β-變形菌(17.7%到0.1%)的相對豐度都有所下降(圖4)。

圖4 土壤樣品中真菌和細(xì)菌的組成分布Fig.4 The composition of fungal and bacterial relative abundance among the four soil sources A,真菌主要類群在相對豐度值上的分布情況；B,細(xì)菌主要類群在相對豐度值上的分布情況

2.3 共有真菌和細(xì)菌分析珊瑚砂土壤中獨特微生物群落建成

針對共有真菌的韋恩圖分析,可以看出,珊瑚砂土(560個OTU)中保留著來自苗非根際土、苗根際土和種植土的OTU數(shù)目分別為210、212和188個,去除三組中的重疊OTU后剩余323,占珊瑚砂土的57.8%。同時,珊瑚砂土中特有的OTU數(shù)目為237個,占42.3%。四組樣品共有的真菌OTU累計數(shù)為88個,總共的相對豐度值約占40%左右,以肉座菌目、微囊菌目、接合菌綱等8個真菌類群為主,其中主要包括的真菌物種為35個。在植物引入之后,珊瑚砂土中主要的真菌種群變化明顯,苗非根際土和根際土主要種群的發(fā)生更為相似,而珊瑚砂土與種植土種群的發(fā)生更為相似,但是已經(jīng)能觀察到珊瑚砂土相對于種植土發(fā)生的偏移。來自苗根際和非根際的16個優(yōu)勢種群(枝I、III、IV),在珊瑚砂土中相對豐度值下降；相反,其中的9個弱勢種群(枝VI、VII),在珊瑚砂土中相對豐度值上升。同時,種植土的8個優(yōu)勢種群(枝V)和7個弱勢種群(枝VII)在珊瑚砂土中分別表現(xiàn)為下降和上升(圖5)。

圖5 不同土壤樣品間真菌共有OTU分析Fig.5 Fungal core OTU analysis among four soil sources

針對共有細(xì)菌的韋恩圖分析,可以看出,珊瑚砂土(219個OTU)中保留著來自苗非根際土、苗根際土和種植土的OTU數(shù)目分別為65、60和112個,去除三組中的重疊OTU后剩余121,占珊瑚砂土的55.3%。同時,珊瑚砂土中特有的OTU數(shù)目為98個,占44.7%。四組樣品中共有的細(xì)菌OTU累計數(shù)目為51個,總共相對豐度值約占17%左右,以伯克霍爾德氏菌目、根瘤菌目、黃色單胞菌目、放線菌目、鞘脂單胞菌目、假單胞菌目和綠彎菌門的細(xì)菌類群為主,主要包括的細(xì)菌物種為23個。在植物引入之后,珊瑚砂土中主要的細(xì)菌類群同樣變化明顯,苗非根際土和根際土主要類群的發(fā)生更為相似,而珊瑚砂土與種植土類群的發(fā)生更為相似。來自苗根際和非根際的16個優(yōu)勢類群(枝IV、V),在珊瑚砂土中并未取得優(yōu)勢地位。同時,種植土的3個優(yōu)勢類群(枝I)在珊瑚砂土中表現(xiàn)為下降(圖6)。

圖6 不同土壤樣品間細(xì)菌共有OTU分析Fig.6 Bacterial core OTU analysis among four soil sources

從中可以看出,珊瑚砂土在植物引入之后,主要的微生物類群在原有種植土的基礎(chǔ)上發(fā)生變化,同時也并未和植物根際土和非根際土的趨同。在植被恢復(fù)的過程中,珊瑚砂土壤也在建成自己獨特的微生物群落,其中真菌群落以Boeremiafoveata、Neocosmosporaramosa、Cladosporiumspp、Lasionectriamarigotensis、Myrotheciumroridum、Emericellopsisminima、Acremoniumspp、Curvulariahawaiiensis、Scedosporiumspp、Hortaeawerneckii和Stachybotrysspp為主(枝II、VI、VII,圖5),而細(xì)菌群落以Acidibacter、Steroidobacter、Lysobactersoli和Pseudomonas為主(枝II、III,圖6)。

3 討論

本研究利用ITS和16S擴增子測序的方法,調(diào)查在珊瑚島植物種植早期土壤微生物群落的形成和發(fā)育過程。從分析結(jié)果中可以看出,改良過的種植土和引入植物基質(zhì)中的非根際土、根際土很有可能是珊瑚島土壤的主要微生物來源,也即珊瑚島早期土壤微生物群主要是外源；這一點從我們對珊瑚砂土微生物群落的分析也可以得到印證,從珊瑚砂中提取的土壤微生物DNA總量不能滿足公司的測序要求。然而,隨著時間的推移,代表珊瑚島的珊瑚砂土壤中的微生物組成,以及群落結(jié)構(gòu)并沒有趨同于植物根際土和非根際土,而是表現(xiàn)出對珊瑚島特定環(huán)境的適應(yīng)性,也即隨改良土和種植土引入的微生物群落在新的珊瑚島環(huán)境下開始演化、超適應(yīng)新環(huán)境的方向發(fā)展。因此,持續(xù)長期監(jiān)測并與本研究測定的初期狀況進行比較,將是一個非常有價值的關(guān)于土壤微生物如何與植物群落互作,適應(yīng)新環(huán)境,演化發(fā)育的研究案例。

相比于其他研究中的土壤樣品[24- 26],本研究從不同類型的土壤樣品中所獲得的平均真菌物種數(shù)(798—1251)和細(xì)菌物種數(shù)(5060—5501)較低。這可能與土壤類型,環(huán)境條件和土壤DNA的提取方法有關(guān)。比如,珊瑚砂土具有營養(yǎng)貧瘠、高鹽等特點,而且當(dāng)?shù)丨h(huán)境條件惡劣[3]。另一方面,由于土壤樣品量有限,我們研究中只稱取了0.25 g土壤進行DNA提取,因此可能限制了所觀察到的微生物物種數(shù)。

通常來說,植物非根際土和根際土的微生物群落受植物的影響較大,比如植物根際產(chǎn)生的分泌物,能夠吸引腐生型真菌和細(xì)菌的生長[27-29]。這可能是造成本實驗中發(fā)現(xiàn)的非根際土和根際土細(xì)菌的主要類群要比珊瑚島的土壤更豐富。而在真菌方面,具有腐生生活史的真菌如糞殼菌綱[30-32],以及能夠分解植物根系凋落物的傘菌綱的真菌相對豐度也要高于珊瑚砂土[33-34]；特別是糞殼菌綱的真菌,可以看出在植物種植后,其相對豐度值從種植土到珊瑚砂土中有所提升,說明珊瑚砂土微生物群落處在恢復(fù)過程中,而這種恢復(fù)受到植物種植的明顯影響。同時,珊瑚島因為具有高溫等特殊的氣候條件,這可能是造成其土壤中接合菌門真菌相對豐度較高的原因之一。

另外,通過對核心微生物(相對豐度大于0.01%)的分析,可以看出植物的非根際、根際土和種植土中攜帶有不少植物病害相關(guān)的真菌和細(xì)菌。植物相關(guān)土壤中攜帶的重要的病原真菌種類包括鏈格孢屬、鐮刀菌屬、可可毛色二孢菌等[35-36],而其細(xì)菌不僅包括某些病原物,還包括一些像根瘤菌目的固氮菌,說明其土壤中的微生物與植物的關(guān)系更為密切[9- 10]。相比之下,這些類群的真菌和細(xì)菌,目前在珊瑚砂土壤中雖然同樣存在,但是它們的相對豐度值較植物的非根際土壤和根際土壤來說,都要低很多。由此可見,在植物栽植的早期,與其密切相關(guān)的微生物也處在恢復(fù)過程中；而隨著珊瑚島植物群落的進一步發(fā)育,特別是植物根系逐漸發(fā)達,這部分微生物會如何發(fā)生變化,也值得進一步的研究。另外,珊瑚砂島是一個獨立的生態(tài)系統(tǒng),植被單一,目前樹木生長狀況相對較弱,某些病原菌可能在短時間內(nèi)流行并危害植物。因此建議：(1)對植物引種地進行病害調(diào)查,記錄常見的植物病害,并據(jù)此編輯可能發(fā)生病害的識別手冊；(2)定期對島上植被進行病害調(diào)查,儲備環(huán)境友好型殺菌劑,盡量在病害發(fā)生早期對其進行有效的控制；(3)對出現(xiàn)的死亡植株殘體、落葉進行清理,集中焚燒和掩埋,避免病原菌的滋生和蔓延。

總體上來說,本研究追蹤采集植物種植不同階段根系所接觸的土壤介質(zhì),從苗圃里幼苗根際土、種植土到栽植后珊瑚砂土,分析了土壤微生物群落的組成變化情況,發(fā)現(xiàn)目前珊瑚島土壤的主要微生物來源是隨栽植苗木和改良土；明確了目前珊瑚島上土壤微生物群落的主要真菌和細(xì)菌類群；識別出了一些重要的功能類群,比如病原菌、固氮菌。這為將來進一步研究島上土壤微生物群落的發(fā)展演化提供了基礎(chǔ)資料。在土壤微生物群落進行發(fā)育、恢復(fù)的過程中,如何對土壤理化性質(zhì)進行進一步的改良以增加其蓄水保肥功能,也是保障群落幼苗更新、群落自我發(fā)育的關(guān)鍵。初步的一些措施建議有：(1)可把現(xiàn)有群落中的凋落物收集形成堆肥腐化后再施回,從而增加土壤肥力；(2)也可在現(xiàn)有群落枯落物表面唝施一些無機氮、磷、鉀復(fù)合肥,以促進枯落物早期階段的分解；(3)后期分解階段可增施一些錳、鎂含量比較高的無機肥,以促進枯落物后期階段的分解。這些具體的土壤改良措施都需要進一步試驗驗證后推廣。