細胞內吞循環(huán)運輸通路及其分子調控機制

林瓏，史岸冰

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史岸冰，華中科技大學同濟醫(yī)學院教授，入選教育部“新世紀優(yōu)秀人才支持計劃”和國家“青年千人計劃”，2018年獲國家杰出青年科學基金資助。1996年畢業(yè)于南開大學，獲學士學位；2010年畢業(yè)于美國新澤西州立Rutgers大學分子遺傳學系，獲理學博士學位；2010~2012年在美國斯坦福大學生物學系接受博士后訓練。2013年受聘于華中科技大學同濟醫(yī)學院，主要從事極性真核細胞中囊泡循環(huán)運輸調控網絡的分子基礎鑒定、分子調控過程及其時空特征解析等方面的研究。以模式生物秀麗線蟲為研究模型，應用遺傳學、生物化學及細胞生物學方法，圍繞參與循環(huán)運輸?shù)闹匾蚝Y選、新基因分子功能機制、循環(huán)運輸相關磷酸肌醇代謝和細胞骨架動態(tài)等開展原創(chuàng)性研究，取得了一系列新進展。相關研究成果發(fā)表在、、、、和等國際著名細胞生物學期刊。

細胞內吞循環(huán)運輸通路及其分子調控機制

林瓏，史岸冰

1. 華中科技大學，同濟醫(yī)學院，基礎醫(yī)學院，生物化學與分子生物學系，武漢 430030 2. 華中科技大學，腦研究所，武漢 430030 3. 華中科技大學，同濟醫(yī)學院，教育部神經疾病重點實驗室，武漢 430030

內吞運輸對于細胞與外界的物質信息交流至關重要，其過程涉及對胞外大分子、膜磷脂、膜蛋白內吞及分選的精細調控。在內吞運輸系統(tǒng)中，循環(huán)運輸通路負責將膜蛋白和磷脂等送回質膜，維持質膜組成的穩(wěn)定，保障多種細胞生物學過程的正常進行，如營養(yǎng)吸收、細胞極性形成、細胞遷移、細胞分裂、突觸可塑性、免疫應答、生長因子受體調控等。真核細胞中存在兩大類循環(huán)運輸通路，分別是網格蛋白依賴內吞貨物蛋白的循環(huán)運輸(CDE貨物循環(huán))和非網格蛋白依賴內吞貨物蛋白的循環(huán)運輸(CIE貨物循環(huán))。在體內具有重要生理功能的轉鐵蛋白受體TfR和低密度脂蛋白受體LDLR是CDE循環(huán)的代表性貨物膜蛋白。近年，受CIE貨物循環(huán)調控的重功能膜蛋白被逐步發(fā)現(xiàn)，如IL2 受體α-亞基、主要組織相容性復合體MHC ClassⅠ、葡萄糖轉運因子GLUT4等。因而，對CIE貨物循環(huán)調控機制的研究越來越受到學界關注，相關研究既有重要的細胞生物學理論意義，也能為諸如Ⅱ型糖尿病和癌癥等重大疾病的診療策略提供科學依據(jù)和潛在治療線索。相較于CDE貨物循環(huán)，學界對CIE貨物循環(huán)的研究開展較晚，對其調控機制的了解也較少。為此，本文在介紹內吞循環(huán)運輸通路類型及其特點的基礎上，著重關注CIE循環(huán)運輸調控的分子基礎，對CIE貨物循環(huán)研究領域的新進展、新研究體系進行了歸納和說明。

內吞循環(huán)運輸；網格蛋白依賴性內吞；非網格蛋白依賴性內吞；循環(huán)內體；Rab蛋白；Arf蛋白；磷酸肌醇；微絲；秀麗隱桿線蟲

細胞外大分子、配體/受體復合物、功能膜蛋白(如通道蛋白、細胞黏連蛋白)和膜脂等通過內吞作用(endocytosis)內化進入細胞，隨后在胞內的囊泡狀或管狀膜性內體結構(endosome)中進行一系列分選(endosomal sorting)和定向運輸[1]。內吞進入細胞的大分子經過分選后，一部分經由內吞循環(huán)運輸(endo-cytic recycling)回到質膜，一部分通過逆向運輸(ret-rograde transport)被運送到高爾基體，還有一部分經由晚期內體(late endosome)送到溶酶體進行降解[2]。在極性細胞中，分選后的貨物大分子還可以通過穿胞運輸(transcytosis)被運送到對側的質膜和胞外區(qū)域，這對上皮細胞、內皮細胞和血腦屏障的轉運具有重要的生理意義[3]。對于功能膜蛋白和膜脂，內吞的持續(xù)發(fā)生會導致其細胞膜豐度降低，需要通過循環(huán)運輸將內吞的大部分大分子送回質膜進行物質補償，以再次利用。內吞和循環(huán)的平衡維持了質膜物質組成的穩(wěn)定，保障多種細胞過程的正常進行，例如營養(yǎng)攝取、細胞粘附和連接形成、細胞遷移、胞質分裂、細胞極性和信號轉導等。已知的維持血清葡萄糖水平的葡萄糖轉運蛋白、控制胃酸分泌的質子泵或控制細胞穩(wěn)態(tài)的鈉通道[4]、調節(jié)細胞-細胞與細胞-基質相互作用的整合素和粘附分子[5]、參與信號轉導的G-蛋白偶聯(lián)受體[6]和受體酪氨酸激酶[7]等都需要通過內吞循環(huán)運輸?shù)恼{控來適應細胞內外環(huán)境的變化，以正確發(fā)揮功能。經測算，細胞每小時內吞的物質總量大約為細胞表面物質的1~5倍[8]，因此循環(huán)運輸必然以快速、穩(wěn)定的節(jié)奏運行，且受到精細的調控，以維持質膜組成穩(wěn)態(tài)。

細胞的內吞方式主要分為網格蛋白依賴性內吞和非網格蛋白依賴性內吞兩大類[9,10]。在網格蛋白依賴性內吞(clathrin-dependent endocytosis, CDE)中，貨物分子的胞質端蛋白結構域被配體蛋白(adaptor protein)特異性識別，在眾多輔助蛋白(accessory protein)的協(xié)同作用下，底物分子最終包裝進入配體蛋白和網格蛋白包被的內吞小泡中。轉鐵蛋白受體(transferrin receptor, TfR)和低密度脂蛋白受體(low density lipoprotein receptor, LDLR)是代表性的CDE貨物膜蛋白。網格蛋白內吞小泡的形成除了需要許多輔助蛋白，還需要微絲(F-actin)和發(fā)動蛋白(Dynamin)協(xié)同完成后續(xù)的膜泡縊裂[9,10]。與CDE不同，非網格蛋白依賴性內吞(clathrin-independent endocytosis, CIE)是多種不依賴網格蛋白內吞途徑的總稱，例如Dynamin依賴內吞和ARF6依賴內吞。雖然學界對CIE的了解很少，但CIE越來越受到細胞生物學家的關注。無論貨物分子內吞進入細胞的方式如何，通常都運送到早期內體(early endosome)進行分選，但分選的不同決定了后續(xù)運輸行程的不同(圖1)。本文重點關注細胞內吞循環(huán)運輸通路，特別是CIE貨物膜蛋白(如白細胞介素2受體的α鏈[TAC])經由循環(huán)內體(recycling endosome)循環(huán)回質膜的調控因子及其分子調控機制；同時，本文也將討論與循環(huán)運輸異常相關的一些代表性病理過程。對經由多囊泡體(multivesicular bodies)和晚期內體轉運至溶酶體的降解通路以及內體和高爾基體之間的逆向運輸，推薦參考相關的專業(yè)綜述[11,12]。

圖1 內吞運輸?shù)姆绞郊把h(huán)通路

通過不同內吞方式進入細胞的貨物可以通過循環(huán)內體返回質膜，或者通過逆向運輸運送到高爾基體，或通過晚期內體送至溶酶體降解。hTAC：CIE循環(huán)貨物膜蛋白；hTfR：CDE循環(huán)貨物膜蛋白；MIG-14：逆向運輸貨物膜蛋白。

1 網格蛋白依賴性內吞

在不同類型的內吞方式中，對CDE的研究開展較早，其分子調控機制也相對比較清楚。CDE經由網格蛋白有被小窩(clathrin-coated pit, CCP)和網格蛋白有被小泡(clathrin-coated vesicle, CCV)的形成得以發(fā)生。早期的研究發(fā)現(xiàn)CDE介導了低密度脂蛋白和轉鐵蛋白的攝取[13,14]，二者分別與質膜上相應的LDLR和TfR結合，隨后被細胞識別并內吞，這些受體在本文統(tǒng)稱為貨物膜蛋白。單個網格蛋白由三條重鏈和三條輕鏈形成三曲臂結構(triskelion)，眾多網格蛋白相互重疊覆蓋形成多面籠狀結構。網格蛋白并不直接與膜或跨膜蛋白結合，而是與各種配體蛋白/蛋白復合物(adaptor)結合。配體蛋白通常與跨膜蛋白胞內域的短肽結合，有的與質膜上豐富的磷酸肌醇PI(4,5)P2結合，還有一些配體蛋白可以與泛素結合[15]。AP2復合物是質膜上參與CDE通路主要的配體，一般以異四聚體形式存在：μ2-adaptin、β-adaptin、α-adaptin和σ-adaptin。adaptins結合的貨物分子在胞質區(qū)的蛋白質識別序列一般為(D/E) XXXL (L/I/M)，也即異亮氨酸拉鏈結構。AP2復合物一邊連接質膜雙分子層及貨物分子，一邊連接網格蛋白外殼，在貨物識別中發(fā)揮重要作用[16]。除AP2復合物之外，還有其他類型的配體蛋白，被統(tǒng)稱為CLASPs (clathrin-associated sorting proteins)[17]。如在線蟲()中發(fā)現(xiàn)的DAB-1，其蛋白序列中的PTB結構域介導了與貨物蛋白和膜磷酸肌醇的結合，突變導致卵黃蛋白受體RME-2內吞受損[18]。

CDE過程分為多個連續(xù)的階段：CCP起始形成、貨物分選、CCP成長和成熟、CCP縊裂和CCV釋放、CCV網格蛋白衣被脫落。具體而言，CCP裝配形成由AP2復合物引發(fā)，富含磷酸肌醇PI(4,5)P2的質膜募集AP2復合物上膜[19]，AP2復合物隨之迅速招募網格蛋白[20]，其他輔助蛋白分子(如FCHo、EPS15)在CDE起始和穩(wěn)定新生CCP中發(fā)揮功能[21]。雖然體外實驗已經證明網格蛋白可自發(fā)組裝成封閉的籠狀結構[22]，但細胞中需要招募其他功能蛋白到新生CCP以促使質膜出芽。例如，蛋白構型呈弧形的BAR (Bin-Amphiphysin-Rvs)結構域蛋白可以促進膜彎曲形變，是CCP發(fā)展所必需的調控因子[23]。隨著CCP的生成，AP2復合物和其他貨物特異性配體蛋白在細胞質膜上協(xié)同招募和濃縮貨物。與此同時，網格蛋白的聚合進一步穩(wěn)定CCP的內陷形態(tài)，促進CCV的成熟[24]。成熟的CCV從質膜上縊裂和釋放依賴于發(fā)動蛋白Dynamin[25]。Dynamin通過脯氨酸富含結構域(PRD)與endophilin和sorting nexin 9 (SNX9)的SRC同源3 (SH3)結構域相互作用，進而被招募到CCP上。endophilin和SNX9屬于BAR結構域蛋白，Dynamin屬于GTP酶蛋白。Dynamin在深度凹陷的CCV與質膜相連處環(huán)繞組裝成頸環(huán)狀結構，通過GTP水解將化學能轉化為機械能驅動膜縊裂[25]。最終，在CCV與質膜分離后，網格蛋白衣被脫落需要ATP酶、熱休克同源基因70(Hsc70)及其輔助因子auxilin的共同作用[26]。

2 非網格蛋白依賴性內吞

近年的研究發(fā)現(xiàn)一些營養(yǎng)受體、信號傳導受體、細胞粘附蛋白以及調節(jié)膜轉運蛋白的細胞內化過程不同于常規(guī)的CDE內吞，而是經由CIE介導。正如其名，CIE內吞小泡沒有明顯的網格蛋白外殼包被。CIE是多種不依賴網格蛋白內吞途徑的總稱，目前比較明確的幾種途徑如下：(1) Dynamin和RhoA依賴性途徑，在白細胞介素2受體胞吞作用中起作用[27]。最近的研究結果顯示此途徑還主導許多其他細胞因子受體及其成分的攝取[28]；(2)不依賴Dynamin的途徑，涉及Rho家族小G蛋白RAC1和CDC42。此途徑與依賴微絲(F-actin)的非網格蛋白依賴性運送載體(CLIC)的形成有關[29]。因其內吞小泡融合形成富含磷酸肌醇的早期內體(GEEC)[30]，故此途徑被稱為CLIC/GEEC通路；(3)Arf家族小G蛋白ARF6依賴性途徑。該途徑主導了組織相容性抗原I的攝取和循環(huán)[31]。ARF6激活磷酸肌醇激酶PI5K以產生重要的質膜磷酸肌醇PI(4,5) P2，進而促進F-actin組裝以驅動內吞作用[32]。在線蟲中，小G蛋白RAB-10可以通過募集CNT-1 (ARF-6/ARF6的GTP酶激活蛋白GAP)使ARF-6失活，進而降低分選內體(sorting endosome)上PI(4,5) P2的水平，維持后續(xù)CIE貨物膜蛋白循環(huán)的正常進行[33]。

迄今為止，學界對CIE的研究和了解仍較為缺乏，CIE通路對細胞內吞的貢獻程度和在細胞中的功能作用仍待進一步厘清。一些研究表明CIE是細胞大量攝取大分子的主要途徑[34]，但也有研究認為CDE主要承擔了細胞的攝取任務[35]。上述不同的研究結果可能與不同的研究體系或不同的細胞生理狀態(tài)有關。研究發(fā)現(xiàn)，相比于CDE通路，CIE通路可以作為感受器感受細胞所處的內外部環(huán)境，更精細地調控細胞膜蛋白的局部和整體構成。例如，表皮生長因子受體EGFR的內吞作用在同一細胞中既可以通過CDE通路也可以通過CIE通路，CDE構建EGFR信號通路最初需要的信號平臺，而當處于高劑量EGF環(huán)境中，則CIE通路開始發(fā)揮作用，介導EGFR的降解[36]。

3 內吞循環(huán)運輸?shù)闹匾{控因子：Rab小G蛋白

內吞運輸過程受一系列Rab家族小G蛋白(Rab small GTPase)調控，在囊泡運動和囊泡栓系中發(fā)揮關鍵作用。Rab家族小G蛋白是高度保守的小型單體GTP酶，也是Ras小G蛋白超家族中最大的亞家族。Rab通過向特定的膜室(membrane compartment)表面募集其特異的效應因子(effector)來調控內膜系統(tǒng)的結構和功能[37]。類似其他Ras超家族小G蛋白的活性調控方式，Rab作為“分子開關”在GDP和GTP結合態(tài)之間循環(huán)。Rab自身具有較低的核苷酸交換和水解速率，需要其他蛋白因子來協(xié)助調節(jié)GTP-GDP循環(huán)，其中鳥嘌呤核苷酸交換因子(GEFs)和GTP酶激活蛋白(GAPs)分別催化GDP到GTP的交換和GTP的水解反應[38]。Rab的效應因子通過選擇性結合Rab (GTP)活性形式，形成功能性的分子集合體，可以作為內膜區(qū)室的標志物參與調控囊泡形成、靶向定位和融合[37]。這種以Rab為中心的蛋白復合物的GTP-GDP結合態(tài)往復轉換在空間和時間上受到精細調節(jié)，以實現(xiàn)內膜識別的動態(tài)性和貨物運輸?shù)亩鄻有訹39]，因而Rab活性在時空上的精確調節(jié)對細胞內吞運輸至關重要。

3.1 RAB-5/RAB5 (線蟲/哺乳動物細胞蛋白同源物)與早期內體

RAB5是細胞早期內吞運輸?shù)闹饕{控因子，并被認為是早期內體的典型標志物[40]。RAB5結合GTP時，處于活性態(tài)，繼而招募一系列效應因子到早期內體上[41]。RAB5在內吞運輸通路中的關鍵作用之一是促進膜融合，包括新生的內吞囊泡與早期內體的融合，以及早期內體的相互融合(同型內體融合)。與Rab家族的其他成員一樣，RAB5活性受使其激活的鳥嘌呤核苷酸交換因子(GEFs)和使其失活的GTP酶激活蛋白(GAPs)控制，RAB5的GEF一般含有酵母Vps9結構域[42]。在秀麗線蟲中，RAB-5對線蟲的存活和卵黃蛋白YP170::GFP的內吞至關重要。TBC-2是線蟲中已知的唯一RAB-5-GAP蛋白(圖2)，而有三種基因編碼含有經典Vps9結構域的RAB-5-GEF蛋白[43]，其中兩個(RME-6和RABX-5)的功能是部分冗余的，敲除RME-6和RABX-5中的任何一個均不致死，而且不能導致所有的RAB-5從早期內體膜上解離。只有同時敲除RME-6和RABX-5才會導致線蟲胚胎和幼蟲致死，并致使早期內體膜上幾乎所有RAB-5明顯解離[44]。RME-6與網格蛋白的配體蛋白APA-2結合，主要定位于網格蛋白有被小窩處并在內吞小泡上激活RAB-5[44]。與RME-6不同，RABX-5在早期內體上激活RAB-5，促進早期內體同型融合、早期內體向晚期內體的降解轉運以及內吞循環(huán)運輸過程[45]。沿著降解通路，RAB-5標記的早期內體成熟并轉化為RAB-7標記的晚期內體，這一轉化需要SAND-1及其相關蛋白協(xié)作將早期內體上的RABX-5移除[46]。近期針對線蟲中的另外一個Vps9結構域蛋白RIN-1的研究發(fā)現(xiàn)，RIN-1作為Rac的效應因子參與調節(jié)神經細胞遷移和軸突定向發(fā)育[47]。

針對RAB-5/RAB5效應因子的研究顯示，線蟲中作用于融合過程的RAB-5效應因子包括RABS-5 (Rabenosyn5)、RABS-5結合蛋白VPS-45和VPS-34。VPS34是PI3K磷酸肌醇激酶，負責在早期內體上生成磷酸肌醇PI(3)P。在其他動物體系中的研究發(fā)現(xiàn)VPS34能夠與Beclin (線蟲BEC-1)和P150(線蟲VPS-15)形成復合物[48]。很多早期內體外周膜蛋白都依賴與PI(3)P的結合得以募集到早期內體上發(fā)揮功能效應，例如影響同型內體融合或是促進后續(xù)循環(huán)和降解過程[49]。脂質磷酸酶MTM-6和MTM-9的底物是PI(3)P，-6或突變均會導致線蟲PI(3)P標記物2xFYVE::GFP的胞質彌散分布和腔細胞內吞缺陷[50,51]。突變致死表型可以被針對MTM-6的RNA干擾緩解，提示VPS-34和MTM-6可能在同一通路中行使相反的功能[52]。

3.2 RAB-10/RAB10與循環(huán)內體

基因組序列分析顯示線蟲基因組編碼31個Rab和類Rab基因，其中RAB-10/RAB10是重要的循環(huán)運輸調控因子[53,54]。突變腸細胞中有大量空泡累積，其大小足以在解剖顯微鏡水平觀察[53]。這些空泡是基底側分選內體累積并互相融合所致，空泡腔中積聚了來自體腔的液態(tài)內吞物，例如肌肉細胞分泌的GFP和顯微注射到體腔中的BSA。此外，這些空泡被內體標記物RAB-5和ARF-6所標記，并累積高水平的CIE循環(huán)貨物膜蛋白hTAC::GFP[53,55]，RAB-5標記的早期內體也在突變腸細胞中積累[53]。RAB-10遺傳學功能位置位于循環(huán)調控因子Eps15同源結構域蛋白(Eps15 homology domain protein) RME-1/EHD1的上游，RAB-10缺失會導致RME-1標記的基底側循環(huán)內體的數(shù)量大大減少，并且失去其正常的管狀形態(tài)，呈現(xiàn)點狀分布[54]。RAB-10與早期內體標志物RAB-5部分共定位，且似乎與RME-1標記的管狀循環(huán)內體相鄰。線蟲腸細胞中這些RAB-10陽性內體可能相當于常見的循環(huán)內體，它們也是RAB10在MDCK細胞中的主要定位區(qū)室[56]。循環(huán)內體是一種貨物分子回收膜區(qū)室，用于接收和分選來自基底側和頂膜側的貨物分子，是極性上皮細胞的一種特化細胞器。線蟲中的研究結果表明RAB-10在基底側早期內體至循環(huán)內體運輸?shù)倪B接處發(fā)揮調控功能。突變并不影響高爾基體、晚期內體或頂膜側循環(huán)內體的形態(tài)或功能，表明RAB-10在基底側循環(huán)運輸過程中具有重要功能[53,54]。針對RAB-10功能機制的研究顯示RAB-10可以通過其效應因子EHBP-1對囊泡上的微絲成束進行調控，從而促進循環(huán)內體的膜出芽[54,57](圖 2)。此外，RAB-10可以募集其效應因子CNT-1/ARF-GAP至循環(huán)內體，CNT-1催化ARF-6失活從而降低膜上ARF-6效應因子PI5K豐度，進一步大幅度降低循環(huán)內體膜上PI(4,5)P2水平，以維持循環(huán)內體的正常功能[33](圖2)。

線蟲RAB-10功能研究起始于極性腸細胞，后續(xù)研究發(fā)現(xiàn)RAB-10在神經元突觸后谷氨酸受體(AMPAR)亞基GLR-1的循環(huán)和神經肽的分泌中也起作用，但對非極性體細胞和卵母細胞的內吞沒有顯著影響[53,58]?？紤]到RAB-10在線蟲幾乎所有的組織中表達，這一結果令人困惑。進一步分析顯示RAB-10在非極性細胞的囊泡運輸中也發(fā)揮作用，但與其旁系同源物RAB-8的功能冗余[54]。RAB-10和RAB-8是酵母中參與分泌運輸?shù)腞ab蛋白Sec4p的同源物，已知RAB8在哺乳動物細胞中參與分泌運輸，這一過程可能使用了循環(huán)內體作為中介[59]。線蟲的和單突變體能夠存活并可育，但同時缺失RAB-10和RAB-8的蟲體大多只能發(fā)育到幼蟲階段，而少量存活的成年線蟲不育。這種不育性可能是由于生殖細胞分泌阻斷所致，表現(xiàn)為跨膜蛋白SNB-1滯留在和雙突變體卵細胞內的分泌囊泡。而幼蟲發(fā)育停滯表型可能由于其他細胞類型的分泌缺陷或循環(huán)阻滯所致。這些結果共同表明，Rab功能的冗余性可能隨細胞類型的不同而相異。

RAB10的循環(huán)調控功能在哺乳動物細胞中高度保守。研究發(fā)現(xiàn)RAB10在MDCK細胞的基底側循環(huán)內體膜上高度富集并且調節(jié)極性上皮細胞中的基底側循環(huán)運輸[60]。在哺乳動物脂肪細胞中，RAB10在胰島素激活的葡萄糖轉運蛋白GLUT4的循環(huán)中起作用[61]。RAB10的效應因子CH (calponin homology)結構域蛋白EHBP1在脂肪細胞的GLUT4循環(huán)中也發(fā)揮調控功能，且功能過程與線蟲RME-1同源物EHD1和EHD2相關[62,63]。與線蟲腸細胞類似，在極性MDCK細胞中，RAB8和RAB10同時敲除比單獨敲除RAB8或RAB10產生的分泌缺陷表型嚴重，暗示RAB8和RAB10在胞吐運輸中的功能是冗余的，可能是共享了部分效應因子[64]。

圖2 CIE貨物膜蛋白的循環(huán)運輸分子調控

活性態(tài)RAB-5(GTP)招募效應因子LET-413以促進DENN-4/GEF對RAB-10的激活，而活性態(tài)RAB-10(GTP)可以通過其效應因子TBC-2/GAP關閉上游RAB-5活性。RAB-10 (GTP)招募效應因子CNT-1/Arf-GAP對ARF-6活性進行負調控，下調內體上PI(4,5)P2水平。RAB-10的另外一個效應因子EHBP-1調控循環(huán)內體上微絲(F-actin)的成束捆綁，同時定位于循環(huán)內體的PTRN-1促進微絲的聚合，共同促進循環(huán)內體的膜出芽。ARF-6結合蛋白SAC-1以負反饋方式對ARF-6活性進行抑制以維持內體上PI(4,5)P2穩(wěn)態(tài)。RME-1在RAB-10下游發(fā)揮功能，結合循環(huán)內體中的磷酸肌醇PI(4,5)P2，參與管狀膜運輸結構塑形。定位于循環(huán)內體的SNAREs和exocyst復合體進一步介導膜融合。黃色標示蛋白因子的早期內體定位，綠色標示蛋白因子的循環(huán)內體定位。

3.3 循環(huán)通路中的內體轉化：RAB-5-to-RAB- 10級聯(lián)

在內體轉化過程中，一個重要的概念是內體區(qū)室的屬性改變，從而高效介導膜運輸。內體轉化在機制上涉及Rab級聯(lián)反應(Rab cascade)[65]，上游的Rab (如RAB5)招募下游Rab (如RAB7)的GEF，被GEF激活的下游Rab上膜后反過來招募上游Rab的GAP，從而關閉上游Rab活性。以此方式，Rab級聯(lián)能夠轉變膜上分子構成進而轉化內體屬性和功能(如RAB5標記的早期內體轉化為RAB7標記的晚期內體)。

近期，在線蟲腸細胞和HeLa細胞中的研究顯示LET-413/ERBIN作為RAB-5/RAB5效應因子行使功能，在激活下游RAB-10/RAB10過程中起關鍵作用[66]。在動物中，LET-413標記的管狀膜結構數(shù)量顯著降低，且LET-413和RAB-10之間的共定位水平下降。當LET-413缺失時，RAB-10顯示出明顯的細胞質彌散分布。進一步的研究發(fā)現(xiàn)LET-413顯著增加RAB-10-GEF蛋白DENN-4與RAB-10的親和性。DENN-4獨自不能促使RAB-10 (GDP)完成GDP的釋放，而當LET-413同時存在時，RAB-10攜載的GDP被大量釋放，表明LET-413與DENN-4協(xié)同促進RAB-10激活。該研究表明LET- 413作為RAB-5的效應因子，與RAB-10的GEF蛋白DENN-4一起調控內吞循環(huán)過程中RAB-5-to-RAB- 10級聯(lián)，促進早期內體向循環(huán)內體的轉化(圖2)。

4 內吞循環(huán)運輸?shù)钠渌匾{節(jié)因子

4.1 膜塑形蛋白RME-1/EHD1

除了Rab家族小G蛋白外，在不同模式系統(tǒng)中的研究還發(fā)現(xiàn)多種其他類型的循環(huán)特異性調節(jié)因子，如Eps15同源結構域蛋白RME-1/EHD1[67]。在突變線蟲的多種細胞類型中存在循環(huán)缺陷，包括卵黃蛋白受體循環(huán)受損導致的卵細胞對卵黃蛋白的攝取減少，腔細胞對液態(tài)標記物攝取減少以及腸細胞中巨大循環(huán)內體液泡累積。線蟲腸細胞中累積的巨大循環(huán)內體是基底側循環(huán)運輸障礙的標志性表型。這些液泡能夠被ARF-6標記，但不被RAB-5標記，其中積聚了基底側循環(huán)貨物膜蛋白，表明RME-1參與調節(jié)循環(huán)路徑的晚期步驟。與此類似，在MDCK細胞或HepG2細胞中通過藥理學手段阻斷循環(huán)運輸會催生巨大內體液泡[68]。與線蟲中的研究結果一致，哺乳動物中的研究也證明了EHD1在循環(huán)過程中特異性參與調控膜蛋白從循環(huán)內體回到質膜的步驟[69]。RME-1家族的所有成員都包含羧基末端EH結構域[67]，已知EH結構域與哺乳動物和酵母中的內吞轉運相關[70]。RME-1同源物和其他包含EH結構域的蛋白通過EH結構域與靶蛋白的天冬酰胺-脯氨酸-苯丙氨酸(NPF)基序特異性結合[71]。在哺乳動物中，EHD1通過EH-NPF相互作用與Syndapin形成蛋白復合物，這對于循環(huán)內體的功能至關重要[72]。多囊泡體上調控降解的蛋白ALX-1/ ALIX也通過NPF基序介導與RME-1-EH的互作，促進了基底側貨物膜蛋白的循環(huán)轉運[73]。

RME-1/EHD1具有ATP酶活性，與ATP結合后能夠同源寡聚化并行使功能[74]。與EHD1一樣，脊椎動物中EHD1的旁系同源物EHD2、EHD3和EHD4也在內吞運輸中起作用，只是涉及的路徑和步驟不同[62,75]。對EHD2的結構分析顯示，EHD2中心部位的ATP結合域“G-domain”與GTP酶Dynamin的GTP結合域相似[76]。如前所述，發(fā)動蛋白Dynamin是一種膜縊裂蛋白，通過收縮囊泡頸致使內吞囊泡與質膜分離[77]。EHD2和Dynamin的相似之處還包括EHD2與ATP類似物結合后在酸性脂質體周圍組裝成螺旋環(huán)的能力[76]。EHD2的ATP酶活性受脂質結合和寡聚化的調控，類似蛋白組裝能夠活化Dynamin的GAP活性[76]。然而，結構上除了G-domain之外，RME-1/EHD1家族蛋白與Dynamin超家族成員不盡相同。RME-1/EHD1家族蛋白缺乏pleckstrin同源(PH)結構域，EHD2的脂質結合區(qū)域是螺旋狀的，在二聚后形成獨特的剪刀狀界面。此外，RME-1/EHD1家族蛋白也缺乏富含脯氨酸的結構域。鑒于RME-1/EHD1家族成員之間的高度相似性(約65%的序列相同)和它們與Dynamin的相似性，RME-1/EHD1家族蛋白可能具有類似Dynamin的特性，在膜縊裂的過程中發(fā)揮作用[76]。線蟲中的研究發(fā)現(xiàn)，CDE和CIE類型循環(huán)貨物膜蛋白在RME-1缺失的情況下均會積累在內體中，推測RME-1可能介導了循環(huán)內體上管狀膜結構的縊裂，促進攜載膜蛋白的膜泡釋放[78](圖2)。

4.2 Arf家族小G蛋白ARF-6/ARF6

Arf家族小G蛋白(Arf small GTPase)也是重要的囊泡運輸調控因子，主要調節(jié)供體膜上的包被蛋白組裝，參與囊泡出芽過程。哺乳動物基因組編碼5個Arf基因，中國倉鼠卵巢細胞(CHO細胞)成分分離實驗證明ARF6特異性定位于細胞質膜，且其質膜分布不受Arf活性激活劑鳥苷5￠-O-(3-硫代)三磷酸(GTPγS)或Arf活性抑制劑布雷菲德菌素A (Brefeldin A)的影響。不同于ARF6，ARF1、ARF3、ARF4和ARF5主要定位于細胞質，與GTPγS孵育后可以被募集到除質膜外的各種細胞內膜上，布雷菲德菌素A可以阻斷這種GTPγS促進的Arf蛋白與膜的結合。ARF6與質膜的穩(wěn)定結合及其膜定位對GTPγS或布雷菲德菌素A的不敏感性反應了ARF6與其他Arf蛋白之間的明顯區(qū)別。質膜定位提示其在質膜上具有獨特的功能，但實驗未能在包括網格蛋白有被小泡的內吞結構上發(fā)現(xiàn)內源性ARF6，這一結果似乎與ARF6在成纖維細胞中參與內體包被結構組裝的推論不一致[79]。與其他Arf蛋白相比，ARF6與內吞循環(huán)調節(jié)最為相關。在CHO細胞中，顯性失活(dominant negative)突變體ARF6 (T27N)的異位高表達能夠有效阻止貨物膜蛋白的循環(huán)運輸[80]。后續(xù)研究指出，ARF6特異性參與調控CIE貨物膜蛋白的循環(huán)運輸，此功能效應與PI(4,5)P2代謝密切相關[81]。

ARF6活性由鳥嘌呤核苷酸交換因子(GEF)和GTP酶激活蛋白(GAP)控制。人類基因組含15個Arf-GEF的編碼基因，其中8個被歸類為ARF6-GEF，分屬3個家族：cytohesin、EFA6和BRAG[82,83]。不同的ARF6-GEF通過不同的機制激活ARF6以參與各種功能過程[84]。cytohesin家族成員cytohesin1、ARNO和Grp1的調控功能不專屬于ARF6[82]，而EFA6家族蛋白特異性催化ARF6的核苷酸交換[85]。對BRAG家族成員的研究表明，GEP100的GEF活性對ARF6具有特異性，GEP100在內體上與ARF6部分共定位[86]。

如前所述，ARF6定位于質膜，但可能并不調節(jié)CDE內吞，而是對內吞后的貨物分選至關重要[81]。具體來說，組成性活化的ARF6突變蛋白能夠持續(xù)激活磷酸肌醇-4-磷酸5激酶(PIP5K)，產生異常高水平的內體PI(4,5)P2，破壞分選和隨后的循環(huán)轉運[87]。在秀麗線蟲中，RAB-10可以將CNT-1/ARF-6-GAP募集到內體并關閉ARF-6活性。在RAB-10缺失情況下，PI(4,5)P2水平顯著增加，CIE貨物蛋白的循環(huán)運輸受到嚴重影響[33](圖2)。ARF6也參與微絲骨架的調節(jié)，顯性失活突變體ARF6 (T27N)過表達會抑制一系列肌動蛋白相關過程，包括細胞擴散和傷口愈合[88,89]。ARF6對肌動蛋白的調節(jié)作用也可能通過PI(4,5)P2介導，募集肌動蛋白調節(jié)因子以影響微絲動態(tài)[90]。

4.3 CED-10/RAC小G蛋白

在秀麗線蟲中的研究發(fā)現(xiàn)，小G蛋白RAC1 (Rac1 small GTPase)同源物CED-10與CED-12/ ELMO、CED-5/DOCK180、CED-2/CrkII協(xié)同作用，促進細胞骨架重組，吞噬凋亡細胞[91]。CED-12和CED-5形成CED-10二元GEF，促進CED-10(GDP)轉化為活性CED-10(GTP)[92]。CED-2被認為是一種銜接因子，能夠與CED-5結合將蛋白復合物與某些凋亡受體如MOM-5/Frizzled或Integrins連接起來[93,94]。此外，哺乳動物細胞中RAC1在內體上能夠轉化為GTP攜載狀態(tài)，依賴ARF6介導的循環(huán)運輸將其定位于遷移細胞的前沿[95]。后續(xù)研究發(fā)現(xiàn)活性態(tài)CED-10能夠定位在早期內體和循環(huán)內體，參與調控上皮腸細胞中的內吞循環(huán)運輸。對其分子作用機制的研究發(fā)現(xiàn)CED-10能夠募集Rab-GAP蛋白TBC-2，對早期內體關鍵調控因子RAB-5活性進行負調控以促進循環(huán)運輸[96]。

4.4 exocyst復合物

exocyst是一種進化上保守的八聚體復合物，由Sec3、Sec5、Sec6、Sec8、Sec10、Sec15、Exo70以及Exo84組成[97]。exocyst最初被提出在高爾基體分泌/胞吐作用中行使功能，輔助分泌囊泡與質膜結合，參與酵母極性出芽[97]。最近的研究揭示exocyst定位在多種類型內體，與循環(huán)內體定位蛋白ARF6、AP1B和RAB11相互作用[98~100]。exocyst的功能障礙可能影響了多種胞內運輸過程，如非極性細胞中轉鐵蛋白受體的循環(huán)轉運，極性細胞中頂膜側和基底側的循環(huán)運輸[101]。近期，線蟲中的研究闡述了exocyst調控循環(huán)運輸?shù)目赡芊肿訖C制，exocyst亞基SEC-10缺失導致腸細胞基底側循環(huán)運輸障礙。進一步的分析發(fā)現(xiàn)，SEC-10與RAB-10協(xié)同調控內體間互聯(lián)的膜管結構的形成[102]。

4.5 SNARE復合物

囊泡運輸普遍涉及運輸囊泡的出芽和融合過程，其中囊泡膜融合由SNAREs復合物介導。SNAREs的命名源于它們最初是作為可溶性N-乙基馬來酰胺-敏感因子附著蛋白(soluble N-ethyl- maleimide- sensitive factor (NSF) attachment proteins, SNAP)的膜受體，即SNAPs蛋白受體(SNAP receptors, SNARE)。SNAREs根據(jù)功能分為兩大類：定位于運輸囊泡供體膜的v-SNAREs和定位于靶膜的t-SNAREs。近年的研究顯示，retromer復合體主導的內體至高爾基體的逆向運輸需要SNARE復合物的參與[103]。VAMP4 (v-SNARE)和t-SNARE蛋白STX6、STX16、VTI1A組成的SNARE復合物介導了運輸囊泡與TGN的融合，這些SNAREs的組裝受定位于反式高爾基體(trans Golgi network, TGN)的多亞基拴系復合物GARP (Golgi-associated retro-grade protein, tethering com-plex)的調控[104]。

循環(huán)運輸途徑中，一系列SNARE蛋白也參與其中，如VAMP4、STX6、STX16、VTI1A、VAMP3及STX13等。針對循環(huán)運輸途徑中的SNARE組成及其參與步驟的研究顯示，另一種栓系復合物EARP (endosome-associated recycling protein)定位于循環(huán)內體，參與促進CDE貨物膜蛋白TfR循環(huán)回到質膜，且這種調控功能可能與EARP-STX6之間的蛋白質互作密切相關[105]。

5 磷酸肌醇PI(4,5)P2與內吞循環(huán)運輸

在內吞運輸途徑中，不同膜區(qū)室具有不同水平的磷酸肌醇(phosphatidylinositol phosphate, PIP)。例如PI(4)P主要在高爾基體富集，PI(4,5)P2主要在質膜和循環(huán)內體富集，PI(3)P主要在早期內體富集，PI(3,5)P2主要在晚期內體和溶酶體富集。PIP是磷酸肌醇的磷酸化衍生物，在內質網中合成并通過膜轉運遞送至其他內膜區(qū)室[106]。內膜上的PIP水平變化對于貨物的定向流動至關重要。經由脂質激酶和磷酸酶催化，肌醇環(huán)上不同位點(主要是3、4和5位)的羥基被磷酸化和去磷酸化，PIP在不同種類間相互轉化，在不同的區(qū)室富集[106]。越來越多的證據(jù)表明，膜區(qū)室上的膜微域(micro-domain)對膜周蛋白(peripheral protein)的差異性募集是通過蛋白與PIP特異性結合介導，例如內吞過程中的接頭蛋白復合物AP2和發(fā)動蛋白Dynamin能夠選擇性地結合質膜中PI(4,5)P2富集區(qū)域。許多參與膜運輸?shù)哪ぶ艿鞍缀胁煌牧字Y合結構域(如FYVE結構域、PH結構域、PX結構域、GRAM結構域等)。如前所述，PI(4,5)P2主要在質膜和循環(huán)內體末端富集，對參與囊泡運輸?shù)暮芏嗄づ菪纬烧{控因子、膜融合調控因子、骨架調控因子的膜定位至關重要。例如，循環(huán)調控因子RME-1及其哺乳動物同源物EHD1特異性親和PI(4,5)P2，在循環(huán)內體膜上參與管狀膜塑形過程[67,69,78]。另一個循環(huán)調控因子EHBP-1/EHBP1也特異性結合循環(huán)內體上PI(4,5)P2，從而將內體膜與微絲橋連起來，促進內體上膜出芽[54,57]。

循環(huán)內體上PI(4,5)P2的水平受ARF-6/ARF6的正調控以及磷酸肌醇磷酸酶SAC-1/Sac1p的負調控(圖2)。ARF-6/ARF6招募其效應因子PI(4)P5-kinase，將內體膜上PI(4)P轉化為PI(4,5)P2[87]。磷酸肌醇磷酸酶Sac1p在酵母肌動蛋白突變等位基因抑制子的研究中被發(fā)現(xiàn)鑒定[107]。Sac1p的SAC結構域具有水解PI(3)P、PI(4)P和PI(3,5)P2的功能特異性[108]。Sac1p/hSAC1定位于內質網和高爾基體，通過COPI和COPII在內質網和高爾基體之間穿梭[109,110]。在線蟲腸細胞中，SAC-1/Sac1p參與確?；讉妊h(huán)運輸?shù)恼＿M行。在ARF-6缺失情況下，SAC-1的亞細胞分布受到顯著影響。進一步分析顯示，SAC-1可以結合ARF-6的GEF蛋白BRIS-1，從而與無活性態(tài)ARF-6之間產生競爭性抑制，進而負調控ARF-6活性，防止PI(4,5)P2水平異常上調[111]。

6 微絲(F-actin)與內吞循環(huán)運輸

研究表明，許多不同類型的微絲調節(jié)因子參與調節(jié)循環(huán)運輸[57,112,113]。微絲聚合(polymerization)、解聚(depolymerization)和捆綁(bundling)在循環(huán)貨物分選和管狀膜載體生物發(fā)生過程中發(fā)揮重要作用[57]。異常的微絲解聚會導致循環(huán)貨物蛋白Tac在ARF6標記的循環(huán)內體中累積，表明微絲在ARF6介導的循環(huán)運輸通路中至關重要[114]。作為循環(huán)運輸?shù)闹饕{控因子，ARF6也能夠促進微絲結構的組裝[114]。

近期，在線蟲中的研究發(fā)現(xiàn)了一系列循環(huán)運輸相關的微絲動態(tài)調控因子。循環(huán)調控小G蛋白RAB-10的效應因子EHBP-1參與介導微絲骨架與循環(huán)內體之間的橋連[57]。哺乳動物中，EHBP-1同源物EHBP1能夠與EHD1/EHD2結合，參與脂肪細胞中的GLUT4循環(huán)運輸[63]。線蟲EHBP-1因為缺少NPF序列不能與RME-1直接結合。EHBP-1缺失與RAB-10缺失的循環(huán)缺陷表型類似，特異性影響CIE貨物膜蛋白的循環(huán)運輸。在生殖細胞中，EHBP-1缺失影響了膜蛋白的分泌運輸，類似于RAB-10和RAB-8雙突變表型。EHBP-1含有C末端CC結構域，中部CH結構域和N末端類C2結構域。其中，CH結構域與微絲結合，類C2結構域與循環(huán)內體上PI(4,5)P2親和，CC結構域與RAB-10的互作促進了CH結構域與微絲之間的親和水平。通過上述不同結構域介導的相互作用，EHBP-1將循環(huán)內體與微絲骨架橋連以促進循環(huán)[54,57](圖2)。

微管結合蛋白CAMSAPs/Patronin與微管末端相結合，促進非中心體微管的穩(wěn)定性[115]。PTRN-1是線蟲中唯一的CAMSAPs同源物，廣泛表達于包括腸道在內的多種組織[116]。在神經元中，PTRN-1對微管穩(wěn)定性和神經元軸突再生至為重要[117]，PTRN-1缺失導致PLM感覺神經元軸突中的微管動態(tài)上調[117]。PTRN-1由N末端CH結構域，中部CC區(qū)段和C末端CKK結構域組成。一直以來，CAMSAPs/Patronin/PTRN-1的N末端CH結構域的功能意義不明確。在線蟲腸細胞中的研究發(fā)現(xiàn)PTRN-1缺失導致微絲動態(tài)受損、細胞內微絲結構大幅度減少，CIE貨物膜蛋白的循環(huán)運輸阻滯。后續(xù)研究顯示，PTRN-1的N末端CH結構域和中心CC區(qū)域協(xié)同維持循環(huán)轉運，CH結構域通過結合微絲成核因子CYK-1/formin的N末端GTP酶結合結構域(GBD)，促進CYK-1介導的微絲聚合(圖2)。CYK-1/ formin活性片段過表達可以顯著恢復突變體中微絲結構并抑制循環(huán)障礙表型[118]。

7 內吞循環(huán)運輸異常相關疾病

CDE途徑中的中心成分網格蛋白clathrin、接頭蛋白復合物AP2或者發(fā)動蛋白Dynamin的功能喪失都會導致胚胎致死[119~121]。CDE的紊亂與多種人類疾病如癌癥、肌肉疾病、代謝性遺傳綜合征、神經退行性疾病的相關性已被報道[17,122]。隨著對不同內吞運輸通路的了解加深，研究人員正在開發(fā)靶向定位將納米顆粒和治療劑遞送至患病細胞的方法[123]。

與CDE貨物蛋白不盡相同，經由CIE進入細胞的貨物蛋白對細胞的存活、信號傳遞、細胞遷移、小G蛋白活性調節(jié)等都非常重要。因此，CIE貨物膜蛋白的循環(huán)運輸也被認為與人體疾病發(fā)生相關，特別是癌癥的發(fā)生發(fā)展[30]。事實上，Rab蛋白、脂質磷酸酶，磷酸激酶以及循環(huán)轉運和分選調控因子的突變在許多人類疾病研究中被報道[124~126]。然而，學界對CIE貨物的循環(huán)運輸機制知之甚少，尤其缺乏對細胞如何進行循環(huán)貨物檢測、分選和轉運機制的理解。無疑，對這些機制更深入的了解將會幫助人們更好地理解內吞運輸過程與人類疾病發(fā)生之間的聯(lián)系。

8 模式生物秀麗隱桿線蟲中的內吞循環(huán)運輸研究

秀麗隱桿線蟲是生物醫(yī)學研究中的一種重要模式生物。1965年，Sydney Brenner首先將生活在土壤中的無脊椎動物秀麗隱桿線蟲進行實驗室培養(yǎng)，用于細胞凋亡和行為學研究。Brenner榮獲2002年諾貝爾生理及醫(yī)學獎，是基于其重要的兩個貢獻：一是建立了線蟲模式生物系統(tǒng)，綜合運用遺傳分析技術，發(fā)現(xiàn)了許多線蟲發(fā)育基因，其中就包括作用于細胞程序性死亡的關鍵基因，讓研究者有機會一窺程序性細胞死亡的機制；二是在人類基因組中找到線蟲細胞程序性死亡基因的同源基因。

秀麗線蟲成蟲體長約1 mm，身體透明，以大腸桿菌為食餌，生命周期短。自然狀態(tài)下的秀麗線蟲是一種自我繁殖的雌雄同體生物，這種自我繁殖的能力有利于得到具有同一基因型的純合體。秀麗線蟲可以像培養(yǎng)細胞一樣在液氮中長期保存，遺傳學操作便捷，實驗周期短，可十分方便地進行轉基因、RNA干擾和突變體篩選操作[127,128]。1998年，線蟲基因組測序完成(www.wormbase.org)，其基因組大約100 Mb，預測有約19 000個基因。線蟲基因有40%和人類基因同源，細胞譜系圖已全部繪制完成。秀麗線蟲具有完備的發(fā)育特征和遺傳學特征，是分子遺傳學研究的重要工具。雌雄同體成蟲個體具有959個體細胞，其中的302個神經細胞構成神經網絡，雄性成蟲個體具有1031個體細胞(381個神經細胞)。秀麗線蟲具有豐富的行為學特征，如運動、覓食、排泄、交配、排卵、溫度趨向性、化學趨向性和群體趨向性等，通過行為異常突變體的篩選可以明確行為學的分子機制。上述特點使得秀麗線蟲成為研究細胞凋亡、神經發(fā)育和學習記憶等多種復雜生命現(xiàn)象調控機制的重要模式生物之一[129]。

對于內吞運輸研究而言，線蟲也是一種理想的模式生物，其腸細胞、卵母細胞和腔細胞等具備顯著胞吞特性，為研究囊泡轉運機制提供了很多便利。通過在線蟲中的研究，學界已發(fā)現(xiàn)許多新的細胞內膜轉運相關分子及機制，揭示了膜運輸過程在生理學和發(fā)育中的不同作用，提供了大量貨物分選、囊泡出芽、膜分離和膜融合相關分子機制的實驗證據(jù)。卵黃蛋白YP170可以結合膽固醇，是低密度脂蛋白(LDL)的重要成分。在線蟲中轉基因表達YP170的GFP融合蛋白，YP170::GFP 在雌雄同體成蟲的腸細胞中合成，從基底側分泌到假體腔(pseudocoelom)，繼而與卵母細胞膜上卵黃蛋白受體RME-2特異性結合并被內吞進入卵母細胞。對YP170::GFP內吞缺陷表型的篩選獲得11種基因(receptor-mediated endocytosis defective)，其產物分別作用于內吞運輸?shù)牟煌A段[130]。線蟲中另一個重要的內吞運輸研究模型是腔細胞(coelomocyte)。腔細胞是存在于線蟲假體腔內的6個吞噬細胞，功能類似于哺乳動物中的巨噬細胞，能夠從假體腔中移除很多外來分子。通過向假體腔中注射BSA或者dextran偶聯(lián)的熒光標記蛋白，可以觀察這些熒光分子運輸至腔細胞的轉運過程。除此之外，F(xiàn)ares和Greenwald設計了一種更加簡單有效的方法來研究腔細胞胞吞[131]。他們將基因和基因的啟動子融合表達()，得到一種可以從肌肉持續(xù)向假體腔中分泌GFP的線蟲種系。正常狀態(tài)下，GFP被腔細胞內吞，GFP在假體腔中只呈現(xiàn)微弱的熒光，在腔細胞的晚期內體和溶酶體中呈現(xiàn)強熒光。通過這個篩選設計，許多(coelomocyte uptake defective)突變體被鑒定。這類突變體的腔細胞不能有效地進行內吞，故而肌肉細胞分泌出的GFP累積在假體腔，其中某些突變體的腔細胞細胞器形態(tài)也發(fā)生異常[132]。

線蟲腸組織由20個極性上皮腸細胞組成，具有兩個不同的質膜域：頂膜和基底膜。頂膜端的微絨毛面對腸腔，負責從環(huán)境中攝取營養(yǎng)物質?；啄っ鎸袤w腔，負責與身體其他部分進行物質和信息交換(圖3)。針對循環(huán)運輸研究，線蟲腸上皮細胞已被證明是優(yōu)秀的高效模式系統(tǒng)[33,44,53]，國內外相關實驗室相繼發(fā)展了一系列專用研究工具，包括細胞器熒光融合標記蛋白轉基因表達品系：如RAB-5標記早期內體，RAB-11標記頂膜端循環(huán)內體，基膜端循環(huán)內體可被RME-1、ARF-6標記，TAT-1和CHAT-1標記早期內體和循環(huán)內體，TRAM標記內質網等[33,53,73,102,133]。為研究循環(huán)調控因子的膜蛋白調控特異性，多類型腸細胞熒光融合貨物膜蛋白轉基因表達品系被構建：如hTAC::GFP (非網格蛋白依賴性內吞膜蛋白)、hTfR::GFP (網格蛋白依賴性內吞膜蛋白)、DAF-4::GFP (II型TGF-beta受體，非網格蛋白依賴性內吞膜蛋白)、MIG-14::GFP (Wntless, retromer依賴貨物膜蛋白)等。利用這些熒光貨物膜蛋白，研究人員可較為便利地確定調控因子在特定類型膜蛋白循環(huán)運輸中的功能角色?；谏鲜鲅芯肯到y(tǒng)及工具，近期的循環(huán)運輸機制研究發(fā)現(xiàn)了一系列新的蛋白質相互作用和突變表型，明確了循環(huán)調控關鍵因子RAB-10的功能機制，獲得RAB-10與ARF-6調控路徑交叉點的初步功能信息[33,54]。

圖3 線蟲極性腸上皮細胞示意圖

線蟲腸細胞的頂膜面對腸腔，基底膜面對假體腔，星號指示腸道。

9 結語與展望

內吞運輸系統(tǒng)主要由內吞、循環(huán)、降解等子系統(tǒng)組成。其中，內吞循環(huán)運輸負責將膜上大分子送回質膜再利用，在細胞極性形成和維持、細胞分裂及遷移、神經突觸可塑性、免疫應答、生長因子受體調控等過程中不可或缺。據(jù)測算，細胞每小時可內吞相當于自身質膜1~5倍體量的膜分子[8]，因此循環(huán)通路必須受到精確調控并足夠活躍，才足以維持質膜組成的動態(tài)穩(wěn)定。循環(huán)運輸通路主要分為兩大類型，針對網格蛋白依賴型內吞膜蛋白循環(huán)通路研究起步較早，對其通路調控機制的了解也較為深入，而非網格蛋白依賴內吞膜蛋白循環(huán)通路近年開始受到學界持續(xù)關注，但相關調控機制的研究仍處于早期階段，大量問題仍需進一步解答，諸如不同膜蛋白循環(huán)通路共享程度如何，膜蛋白特異性循環(huán)調控因子有哪些，磷脂、細胞骨架如何協(xié)同調控循環(huán)運輸?shù)?。鑒于循環(huán)運輸?shù)牡鞍渍{控因子及其功能機制在進化上極為保守，國內外相關實驗室陸續(xù)建立了一系列模式生物秀麗線蟲專用研究工具，包括細胞器熒光融合標記蛋白轉基因品系[33,53,73,102,133]、多類型熒光融合貨物膜蛋白轉基因品系[53,134]?；谏鲜鲅芯肯到y(tǒng)，結合遺傳操作、活體成像、蛋白和磷脂生物化學等研究手段，學界對循環(huán)運輸調控機制開展了持續(xù)性研究工作，報道了小G蛋白、磷酸肌醇、微絲骨架相關的一系列新的調控因子和功能模型，對循環(huán)調控機制有了初步的了解[33,54,57]。未來，研究工作將圍繞一些更深層次的科學問題展開，如貨物膜蛋白進入降解或循環(huán)通路的選擇特異性調控，進入循環(huán)通路的貨物蛋白的包裹及運輸裝配，不同循環(huán)通路在特定細胞類型中如何根據(jù)細胞內外環(huán)境的變化進行精確整合。對這些核心問題的進一步探索，將拓展人們對循環(huán)運輸在多細胞生物生理發(fā)育和病理異常過程中作用機制的認知，加深對囊泡運輸調控網絡的理解。

[1] Mukherjee S, Ghosh RN, Maxfield FR. Endocytosis., 1997, 77(3): 759–803.

[2] Cullen PJ, Steinberg F. To degrade or not to degrade: mechanisms and significance of endocytic recycling, 2018, 19(11): 679–696.

[3] Preston JE, Joan Abbott N, Begley DJ. Transcytosis of macromolecules at the Blood–Brain barrier., 2014, 71: 147–163.

[4] Antonescu CN, Mcgraw TE, Klip A. Reciprocal regulation of endocytosis and metabolism., 2014, 6(7): a016964.

[5] Mellman I, Yarden Y. Endocytosis and cancer., 2013, 5(12): a016949.

[6] Irannejad R, von Zastrow M. GPCR signaling along the endocytic pathway., 2014, 27: 109–116.

[7] Goh LK, Sorkin A. Endocytosis of receptor tyrosine kinases., 2013, 5(5): a017459.

[8] Steinman RM, Mellman IS, Muller WA, Cohn ZA. Endocytosis and the recycling of plasma membrane., 1983, 96(1): 1–27.

[9] Conner SD, Schmid SL. Regulated portals of entry into the cell., 2003, 422(6927): 37–44.

[10] Doherty GJ, McMahon HT. Mechanisms of endocytosis., 2009, 78: 857–902.

[11] Bonifacino JS, Rojas R. Retrograde transport from endosomes to the trans-Golgi network., 2006, 7(8): 568–579.

[12] Gruenberg J, Stenmark H. The biogenesis of multivesicular endosomes., 2004, 5(4): 317–323.

[13] Carpentier JL, Gorden P, Anderson RG, Goldstein JL, Brown MS, Cohen S, Orci L. Co-localization of 125I-epidermal growth factor and ferritin-low density lipoprotein in coated pits: a quantitative electron microscopic study in normal and mutant human fibroblasts., 1982, 95(1): 73–77.

[14] Neutra MR, Ciechanover A, Owen LS, Lodish HF. Intracellular transport of transferrin- and asialoorosomucoid- colloidal gold conjugates to lysosomes after receptor- mediated endocytosis., 1985, 33(11): 1134–1144.

[15] Robinson MS. Forty years of Clathrin-coated vesicles., 2015, 16(12): 1210–1238.

[16] Kirchhausen T. Adaptors for clathrin-mediated traffic., 1999, 15: 705–732.

[17] McMahon HT, Boucrot E. Molecular mechanism and physiological functions of clathrin-mediated endocytosis., 2011, 12(8): 517–533.

[18] Kamikura DM, Cooper JA. Clathrin interaction and subcellular localization of Ce-DAB-1, an adaptor for protein secretion in., 2006, 7(3): 324–336.

[19] Traub LM, Bonifacino JS. Cargo recognition in clathrin- mediated endocytosis., 2013, 5(11): a016790.

[20] Cocucci E, Aguet F, Boulant S, Kirchhausen T. The first five seconds in the life of a clathrin-coated pit., 2012, 150(3): 495–507.

[21] Henne WM, Boucrot E, Meinecke M, Evergren E, Vallis Y, Mittal R, McMahon HT. FCHo proteins are nucleators of clathrin-mediated endocytosis., 2010, 328(5983): 1281–1284.

[22] Woodward MP, Roth TF. Coated vesicles: characterization, selective dissociation, and reassembly., 1978, 75(9): 4394–4398.

[23] Qualmann B, Koch D, Kessels MM. Let’s go bananas: revisiting the endocytic BAR code., 2011, 30(17): 3501–3515.

[24] Aguet F, Antonescu CN, Mettlen M, Schmid SL, Danuser G. Advances in analysis of low Signal-to-Noise images link dynamin and AP2 to the functions of an endocytic checkpoint., 2013, 26(3): 279–291.

[25] Schmid SL, Frolov VA. Dynamin: functional design of a membrane fission catalyst., 2011, 27: 79–105.

[26] Ungewickell E, Ungewickell H, Holstein SE, Lindner R, Prasad K, Barouch W, Martin B, Greene LE, Eisenberg E. Role of auxilin in uncoating clathrin-coated vesicles., 1995, 378(6557): 632–635.

[27] Lamaze C, Dujeancourt A, Baba T, Lo CG, Benmerah A, Dautry-Varsat A. Interleukin 2 receptors and Detergent- Resistant membrane domains define a Clathrin-Independent endocytic pathway., 2001, 7(3): 661–671.

[28] Boucrot E, Ferreira AP, Almeida-Souza L, Debard S, Vallis Y, Howard G, Bertot L, Sauvonnet N, McMahon HT. Endophilin marks and controls a clathrin-independent endocytic pathway., 2014, 517(7535): 460–465.

[29] Huotari J, Helenius A. Endosome maturation., 2011,30(17): 3481–3500.

[30] Mayor S, Parton RG, Donaldson JG. Clathrin- independent pathways of endocytosis., 2014, 6(6).

[31] Donaldson JG, Jackson CL. ARF family G proteins and their regulators: roles in membrane transport, development and disease., 2011, 12(6): 362– 375.

[32] Radhakrishna H, Donaldson JG. ADP-ribosylation factor 6 regulates a novel plasma membrane recycling pathway., 1997, 139(1): 49–61.

[33] Shi A, Liu O, Koenig S, Banerjee R, Chen CC, Eimer S, Grant BD. RAB-10-GTPase-mediated regulation of endosomal phosphatidylinositol-4,5-bisphosphate., 2012, 109(35): E2306–15.

[34] Kirkham M, Fujita A, Chadda R, Nixon SJ, Kurzchalia TV, Sharma DK, Pagano RE, Hancock JF, Mayor S, Parton RG. Ultrastructural identification of uncoated caveolin-independent early endocytic vehicles., 2005, 168(3): 465–476.

[35] Bitsikas V, Corrêa IR Jr, Nichols BJ. Clathrin- independent pathways do not contribute significantly to endocytic flux., 2014, 3: e03970.

[36] Sigismund S, Algisi V, Nappo G, Conte A, Pascolutti R, Cuomo A, Bonaldi T, Argenzio E, Verhoef LG, Maspero E, Bianchi F, Capuani F, Ciliberto A, Polo S, Di Fiore PP. Threshold-controlled ubiquitination of the EGFR directs receptor fate., 2013, 32(15): 2140– 2157.

[37] Stenmark H. Rab GTPases as coordinators of vesicle traffic., 2009, 10(8): 513–525.

[38] Barr F, Lambright DG. Rab GEFs and GAPs., 2010, 22(4): 461–470.

[39] Gurkan C, Lapp H, Alory C, Su AI, Hogenesch JB, Balch WE. Large-scale profiling of Rab GTPase trafficking networks: the membrome., 2005, 16(8): 3847–3864.

[40] Bucci C, Parton RG, Mather IH, Stunnenberg H, Simons K, Hoflack B, Zerial M. The small GTPase rab5 functions as a regulatory factor in the early endocytic pathway., 1992, 70(5): 715–728.

[41] Woodman PG. Biogenesis of the sorting endosome: the role of Rab5., 2000, 1(9): 695–701.

[42] Carney DS, Davies BA, Horazdovsky BF. Vps9 domain- containing proteins: activators of Rab5 GTPases from yeast to neurons., 2005, 16(1): 27–35.

[43] Chotard L, Skorobogata O, Sylvain MA, Shrivastava S, Rocheleau CE. TBC-2 Is required for embryonic yolk protein storage and larval survival during L1 diapause in., 2011, 5(12): e15662.

[44] Sato M, Sato K, Fonarev P, Huang CJ, Liou W, Grant BD.RME-6 is a novel regulator of RAB-5 at the clathrin-coated pit., 2005, 7(6): 559–569.

[45] Sann SB, Crane MM, Lu H, Jin Y. Rabx-5 regulates RAB-5 early endosomal compartments and synaptic vesicles in., 2012, 7(6): e37930.

[46] Poteryaev D, Datta S, Ackema K, Zerial M, Spang A. Identification of the switch in Early-to-Late endosome transition., 2010, 141(3): 497–508.

[47] Doi M, Minematsu H, Kubota Y, Nishiwaki K, Miyamoto M. The novel Rac effector RIN-1 regulates neuronal cell migration and axon pathfinding in., 2013, 140(16): 3435–3444.

[48] Funderburk SF, Wang QJ, Yue Z. The Beclin 1-VPS34 complex-at the crossroads of autophagy and beyond., 2010, 20(6): 355–362.

[49] Lindmo K, Stenmark H. Regulation of membrane traffic by phosphoinositide 3-kinases., 2006, 119(4): 605–614.

[50] Dang H, Li Z, Skolnik EY, Fares H. Disease-related myotubularins function in endocytic traffic in., 2004, 15(1): 189–196.

[51] Ruck A, Attonito J, Garces KT, Núnez L, Palmisano NJ, Rubel Z, Bai Z, Nguyen KCQ, Sun L, Grant BD, Hall DH, Meléndez A. The Atg6/Vps30/Beclin 1 ortholog BEC-1 mediates endocytic retrograde transport in addition to autophagy in., 2011, 7(4): 386–400.

[52] Xue Y, Fares H, Grant B, Li Z, Rose AM, Clark SG, Skolnik EY. Genetic analysis of the myotubularin family of phosphatases in., 2003, 278(36): 34380–34386.

[53] Chen CC, Schweinsberg PJ, Vashist S, Mareiniss DP, Lambie EJ, Grant BD. RAB-10 is required for endocytic recycling in theintestine., 2006, 17(3): 1286–1297.

[54] Shi A, Chen CC, Banerjee R, Glodowski D, Audhya A, Rongo C, Grant BD. EHBP-1 functions with RAB-10 during endocytic recycling in., 2010, 21(16): 2930–2943.

[55] Shi A, Liu O, Koenig S, Banerjee R, Chen CC, Eimer S, Grant BD. RAB-10-GTPase–mediated regulation of endosomal phosphatidylinositol-4,5-bisphosphate., 2012, 109(35): E2306–15.

[56] Babbey CM, Ahktar N, Wang E, Chen CC, Grant BD, Dunn KW. Rab10 regulates membrane transport through early endosomes of polarized Madin-Darby canine kidney cells., 2006, 17(7): 3156–3175.

[57] Wang P, Liu H, Wang Y, Liu O, Zhang J, Gleason A, Yang Z, Wang H, Shi A, Grant BD. RAB-10 Promotes EHBP-1 bridging of filamentous actin and tubular recycling endosomes., 2016, 12(6): e1006093.

[58] Glodowski DR, Chen CC, Schaefer H, Grant BD, Rongo C. RAB-10 regulates glutamate receptor recycling in a cholesterol-dependent endocytosis pathway., 2007, 18(11): 4387–4396.

[59] Ang AL, Taguchi T, Francis S, F?lsch H, Murrells LJ, Pypaert M, Warren G, Mellman I. Recycling endosomes can serve as intermediates during transport from the golgi to the plasma membrane of MDCK cells., 2004, 167(3): 531–543.

[60] Babbey CM, Ahktar N, Wang E, Chen CC, Grant BD, Dunn KW. Rab10 regulates membrane transport through early endosomes of polarized Madin-Darby canine kidney cells., 2006, 17(7): 3156–3175.

[61] Sano H, Eguez L, Teruel MN, Fukuda M, Chuang TD, Chavez JA, Lienhard GE, McGraw TE. Rab10, a target of the AS160 Rab GAP, is required for insulin- stimulated translocation of GLUT4 to the adipocyte plasma membrane., 2007, 5(4): 293–303.

[62] Guilherme A, Soriano NA, Bose S, Holik J, Bose A, Pomerleau DP, Furcinitti P, Leszyk J, Corvera S, Czech MP. EHD2 and the novel EH domain binding protein EHBP1 couple endocytosis to the actin cytoskeleton., 2004,279(11): 10593–10605.

[63] Guilherme A, Soriano NA, Furcinitti PS, Czech MP. Role of EHD1 and EHBP1 in perinuclear sorting and insulin-regulated GLUT4 recycling in 3T3-L1 adipocytes., 2004, 279(38): 40062–40075.

[64] Schuck S, Gerl MJ, Ang A, Manninen A, Keller P, Mellman I, Simons K. Rab10 is involved in basolateral transport in polarized Madin-Darby canine kidney cells., 2007, 8(1): 47–60.

[65] Hutagalung AH, Novick PJ. Role of Rab GTPases in membrane traffic and cell physiology., 2011, 91(1): 119–149.

[66] Liu H, Wang S, Hang W, Gao J, Zhang W, Cheng Z, Yang C, He J, Zhou J, Chen J, Shi A. LET-413/Erbin acts as a RAB-5 effector to promote RAB-10 activation during endocytic recycling., 2018, 217(1): 299–314.

[67] Grant B, Zhang Y, Paupard MC, Lin SX, Hall DH, Hirsh D. Evidence that RME-1, a conservedEH-domain protein, functions in endocytic recycling., 2001, 3(6): 573–579.

[68] Apodaca G, Katz LA, Mostov KE. Receptor-mediated transcytosis of IgA in MDCK cells isapical recycling endosomes., 1994, 125(1): 67–86.

[69] Lin SX, Grant B, Hirsh D, Maxfield FR. Rme-1 regulates the distribution and function of the endocytic recycling compartment in mammalian cells., 2001, 3(6): 567–572.

[70] Santolini E, Salcini AE, Kay BK, Yamabhai M, Di Fiore PP. The EH network., 1999, 253(1): 186–209.

[71] de Beer T, Hoofnagle AN, Enmon JL, Bowers RC, Yamabhai M, Kay BK, Overduin M. Molecular mechanism of NPF recognition by EH domains., 2000, 7(11): 1018–1022.

[72] Braun A, Pinyol R, Dahlhaus R, Koch D, Fonarev P, Grant BD, Kessels MM, Qualmann B. EHD proteins associate with syndapin I and II and such interactions play a crucial role in endosomal recycling., 2005, 16(8): 3642–3658.

[73] Shi A, Pant S, Balklava Z, Chen CC, Figueroa V, Grant BD. A novel requirement forAlix/ALX-1 in RME-1-mediated membrane transport., 2007, 17(22): 1913–1924.

[74] Lee DW, Zhao X, Scarselletta S, Schweinsberg PJ, Eisenberg E, Grant BD, Greene LE. ATP binding regulates oligomerization and endosome association of RME-1 family proteins., 2005, 280(17): 17213–17220.

[75] Caplan S, Naslavsky N, Hartnell LM, Lodge R, Polishchuk RS, Donaldson JG, Bonifacino JS. A tubular EHD1-containing compartment involved in the recycling of major histocompatibility complex class I molecules to the plasma membrane., 2002, 21(11): 2557–2567.

[76] Daumke O, Lundmark R, Vallis Y, Martens S, Butler PJ, McMahon HT. Architectural and mechanistic insights into an EHD ATPase involved in membrane remodelling., 2007, 449(7164): 923–927.

[77] van Dam EM, Stoorvogel W. Dynamin-dependent transferrin receptor recycling by endosome-derived clathrin-coated vesicles., 2002, 13(1): 169–182.

[78] Pant S, Sharma M, Patel K, Caplan S, Carr CM, Grant BD, AMPH-1/Amphiphysin/Bin1 functions with RME-1/ Ehd1 in endocytic recycling., 2009, 11(12): 1399–1410.

[79] Cavenagh MM, Whitney JA, Carroll K, Zhang CJ, Boman AL, Rosenwald AG, Mellman I, Kahn RA. Intracellular distribution of Arf proteins in mammalian cells. Arf6 is uniquely localized to the plasma membrane., 1996, 271(36): 21767–21774.

[80] D'Souza-Schorey C, van Donselaar E, Hsu VW, Yang C, Stahl PD, Peters PJ. ARF6 targets recycling vesicles to the plasma membrane: insights from an ultrastructural investigation., 1998, 140(3): 603–616.

[81] Donaldson JG. Multiple roles for Arf6: sorting, structuring, and signaling at the plasma membrane., 2003, 278(43): 41573–41576.

[82] Casanova JE. Regulation of Arf activation: the Sec7 family of guanine nucleotide exchange factors., 2007, 8(11): 1476–1485.

[83] Liu SP, Wang L, Xue YH, Shou HX. Research progress in ARF-GEF gene family., 2009, 31(10): 982–992.劉士平, 王璐, 薛艷紅, 壽惠霞. ARF-GEF基因家族的研究進展. 遺傳, 2009, 31(10): 982–992.

[84] Hongu T, Kanaho Y. Activation machinery of the small GTPase Arf6., 2013, 54: 59–66.

[85] Derrien V, Couillault C, Franco M, Martineau S, Montcourrier P, Houlgatte R, Chavrier P. A conserved C-terminal domain of EFA6-family ARF6-guanine nucleotide exchange factors induces lengthening of microvilli-like membrane protrusions., 2002, 115(Pt 14): 2867–2879.

[86] Hiroi T, Someya A, Thompson W, Moss J, Vaughan M. GEP100/BRAG2: activator of ADP-ribosylation factor 6 for regulation of cell adhesion and actin cytoskeleton via E-cadherin and alpha-catenin., 2006, 103(28): 10672–10677.

[87] Brown FD, Rozelle AL, Yin HL, Balla T, Donaldson JG. Phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate and Arf6-regulated membrane traffic., 2001, 154(5): 1007–1017.

[88] Boshans RL, Szanto S, van Aelst L, D'Souza-Schorey C. ADP-ribosylation factor 6 regulates actin cytoskeleton remodeling in coordination with Rac1 and RhoA., 2000, 20(10): 3685–3694.

[89] Palacios F, Price L, Schweitzer J, Collard JG, D'Souza- Schorey C. An essential role for ARF6-regulated membrane traffic in adherens junction turnover and epithelial cell migration., 2001, 20(17): 4973– 4986.

[90] Yin HL, Janmey PA. Phosphoinositide regulation of the actin cytoskeleton., 2002, 65: 761– 789.

[91] Kinchen JM. Ravichandran KS. Journey to the grave: signaling events regulating removal of apoptotic cells., 2007, 120(Pt 13): 2143–2149.

[92] Brugnera E, Haney L, Grimsley C, Lu M, Walk SF, Tosello-Trampont AC, Macara IG, Madhani H, Fink GR, Ravichandran KS. Unconventional Rac-GEF activity is mediated through the Dock180-ELMO complex., 2002, 4(8): 574–582.

[93] Reddien PW, Horvitz HR. CED-2/CrkII and CED-10/Raccontrol phagocytosis and cell migration in., 2000, 2(3): 131–136.

[94] Cabello J, Neukomm LJ, Günesdogan U, Burkart K, Charette SJ, Lochnit G, Hengartner MO, Schnabel R. The wnt pathway controls cell death engulfment, spindle orientation, and migration through CED-10/Rac., 2010, 8(2): e1000297.

[95] Radhakrishna H, Al-Awar O, Khachikian Z, Donaldson JG. ARF6 requirement for Rac ruffling suggests a role for membrane trafficking in cortical actin rearrangements., 1999, 112(Pt 6): 855–866.

[96] Sun L, Liu O, Desai J, Karbassi F, Sylvain MA, Shi A, Zhou Z, Rocheleau CE, Grant BD. CED-10/Rac1 regulates endocytic recycling through the RAB-5 GAP TBC-2., 2012, 8(7): e1002785.

[97] TerBush DR, Maurice T, Roth D, Novick P. The exocyst is a multiprotein complex required for exocytosis in saccharomyces cerevisiae., 1996, 15(23): 6483–94.

[98] Prigent M, Dubois T, Raposo G, Derrien V, Tenza D, Rossé C., Camonis J, Chavrier P. ARF6 controls post-endocytic recycling through its downstream exocyst complex effector., 2003, 163(5): 1111–1121.

[99] F?lsch H, Pypaert M, Maday S, Pelletier L, Mellman I. The AP-1A and AP-1B clathrin adaptor complexes define biochemically and functionally distinct membrane domains., 2003, 163(2): 351–362.

[100] Wu S, Mehta SQ, Pichaud F, Bellen HJ, Quiocho FA. Sec15 interacts with Rab11a novel domain and affects Rab11 localization., 2005, 12(10): 879–885.

[101] Oztan A, Silvis M, Weisz OA, Bradbury NA, Hsu SC, Goldenring JR, Yeaman C, Apodaca G. Exocyst requirement for endocytic traffic directed toward the apical and basolateral poles of polarized MDCK cells., 2007, 18(10): 3978–3992.

[102] Chen S, Li L, Li J, Liu B, Zhu X, Zheng L, Zhang R, Xu T. SEC-10 and RAB-10 coordinate basolateral recycling of clathrin-independent cargo through endosomal tubules in., 2014, 111(43): 15432–15437.

[103] Mallard F, Tang BL, Galli T, Tenza D, Saint-Pol A, Yue X, Antony C, Hong W, Goud B, Johannes L. Early/recycling endosomes-to-TGN transport involves two SNARE complexes and a Rab6 isoform., 2002, 156(4): 653–664.

[104] Bonifacino JS, Hierro A. Transport according to GARP: receiving retrograde cargo at the trans-Golgi network., 2011, 21(3): 159–167.

[105] Schindler C, Chen Y, Pu J, Guo X, Bonifacino JS. EARP is a multisubunit tethering complex involved in endocytic recycling., 2015, 17(5): 639–650.

[106] Di Paolo G, De Camilli P. Phosphoinositides in cell regulation and membrane dynamics., 2006, 443(7112): 651–657.

[107] Novick P, Osmond BC, Botstein D. Suppressors of yeast actin mutations., 1989, 121(4): 659–674.

[108] Nemoto Y, Kearns BG, Wenk MR, Chen H, Mori K, Alb JG Jr, De Camilli, Bankaitis VA. Functional characterization of a mammalian Sac1 and mutants exhibiting substrate-specific defects in phosphoinositide phosphatase activity., 2000, 275(44): 34293–34305.

[109] Blagoveshchenskaya A, Cheong FY, Rohde HM, Glover G, Kn?dler A, Nicolson T, Boehmelt G, Mayinger P. Integration of golgi trafficking and growth factor signaling by the lipid phosphatase SAC1., 2008, 180(4): 803–812.

[110] Bajaj Pahuja K, Wang J, Blagoveshchenskaya A, Lim L, Madhusudhan MS, Mayinger P, Schekman R. Phosphoregulatory protein 14-3-3 facilitates SAC1 transport from the endoplasmic reticulum., 2015, 112(25): E3199–206.

[111] Chen D, Yang C, Liu S, Hang W, Wang X, Chen J, Shi A. SAC-1 ensures epithelial endocytic recycling by restricting ARF-6 activity., 2018, 217(6): 2121–2139.

[112] Gleason AM, Nguyen KC, Hall DH, Grant BD. Syndapin/SDPN-1 is required for endocytic recycling and endosomal actin association in theintestine., 2016.

[113] Delevoye C, Heiligenstein X, Ripoll L, Gilles-Marsens F, Dennis MK, Linares RA, Derman L, Gokhale A, Morel E, Faundez V, Marks MS, Raposo G. BLOC-1 brings together the actin and microtubule cytoskeletons to generate recycling endosomes., 2015, 26(1): 1–13.

[114] Schafer DA, D'Souza-Schorey C, Cooper JA. Actin assembly at membranes controlled by ARF6., 2000, 1(11): 892–903.

[115] Hendershott MC, Vale RD. Regulation of microtubule minus-end dynamics by CAMSAPs and patronin., 2014, 111(16): 5860–5865.

[116] Richardson CE, Spilker KA, Cueva JG, Perrino J, Goodman MB, Shen K. PTRN-1, a microtubule minus end-binding CAMSAP homolog, promotes microtubule function inneurons., 2014, 3: e01498.

[117] Chuang M, Goncharov A, Wang S, Oegema K, Jin Y, Chisholm AD. The microtubule minus-end-binding protein patronin/PTRN-1 is required for axon regeneration in., 2014, 9(3): 874–883.

[118] Gong T, Yan Y, Zhang J, Liu S, Liu H, Gao J, Zhou X, Chen J, Shi A. PTRN-1/CAMSAP promotes CYK-1/formin-dependent actin polymerization during endocytic recycling., 2018, 37(9): e98556.

[119] Ferguson S, Raimondi A, Paradise S, Shen H, Mesaki K, Ferguson A, Destaing O, Ko G, Takasaki J, Cremona O, O' Toole E, De Camilli P. Coordinated actions of actin and BAR proteins upstream of dynamin at endocytic Clathrin-Coated pits., 2009, 17(6): 811–822.

[120] Mitsunari T, Nakatsu F, Shioda N, Love PE Grinberg A, Bonifacino JS, Ohno H. Clathrin adaptor AP-2 is essential for early embryonal development., 2005, 25(21): 9318–9323.

[121] Royle SJ. The cellular functions of clathrin., 2006, 63(16): 1823–1832.

[122] Shi M, Zhang Y, Zhou GQ. The critical roles of TBC proteins in human diseases., 2018, 40(1): 12–21.施夢婷, 張瑩, 周鋼橋. TBC蛋白家族成員在人類疾病發(fā)生發(fā)展中的作用. 遺傳, 2018, 40(1): 12–21.

[123] Adjei IM, Sharma B, Labhasetwar V. Nanoparticles: cellular uptake and cytotoxicity, in nanomaterial: impacts on cell biology and medicine. D.G. Capco and Y. Chen, Editors. 2014, Springer Netherlands: Dordrecht. 73–91.

[124] Esposito G, Ana Clara F, Verstreken P. Synaptic vesicle trafficking and parkinson's disease., 2012, 72(1): 134–144.

[125] Jiang S, Li Y, Zhang X, Bu G, Xu H, Zhang YW. Trafficking regulation of proteins in Alzheimer’s disease., 2014, 9(1): 6.

[126] Goldenring JR. A central role for vesicle trafficking in epithelial neoplasia: intracellular highways to carcinogenesis., 2013, 13: 813–820.

[127] Tang FC, Xue YF. RNA interference and gene silencing., 2001, 23(2): 167–266.湯富酬, 薛友紡. RNA干涉與基因沉默. 遺傳, 2001, 23(2): 167–266.

[128] Ma XY, Zhao YL, Jia FX, Song YK, Tse YC. Utilization ofin laboratory teaching of genetics., 2017, 39(8): 763–768.馬小英, 趙穎嵐, 賈方興, 宋亞坤, 謝宇聰. 秀麗隱桿線蟲在高校遺傳學實驗中的應用. 遺傳, 2017, 39(8): 763–768.

[129] Zhang XM, Gao J, Chen CH, Tu HJ. Progress in the mechanisms of neural modulation of innate immunity in., 2018, 40(12): 1066–1074.張秀妹, 高潔, 陳春紅, 涂海軍. 秀麗隱桿線蟲固有免疫功能神經調控機制研究進展. 遺傳, 2018, 40(12): 1066–1074.

[130] Grant B, Hirsh D. Receptor-mediated endocytosis in theoocyte., 1999, 10(12): 4311–4326.

[131] Fares H, Greenwald I. Regulation of endocytosis by CUP-5, themucolipin-1 homolog., 2001, 28(1): 64–68.

[132] Shi A, Grant BD.analysis of recycling endosomes in., 2015, 130: 181–198.

[133] Chen B, Jiang Y, Zeng S, Yan J, Li X, Zhang Y, Zou W, Wang X. Endocytic sorting and recycling require membrane phosphatidylserine asymmetry maintained by TAT-1/CHAT-1., 2010, 6(12): e1001235.

[134] Shi A, Sun L, Banerjee R, Tobin M, Zhang Y, Grant BD. Regulation of endosomal clathrin and retromer- mediated endosome to golgi retrograde transport by the J-domain protein RME-8., 2009, 28(21): 3290–3302.

Endocytic recycling pathways and the regulatory mechanisms

Long Lin, Anbing Shi

Endocytic transport is imperative for the exchange of information between cells and the external environment. Specifically, the process of endocytic transport comprises precise regulation of uptake and sorting of extracellular macromolecules, phospholipids, and membrane proteins. In the endocytic transport system, the recycling pathways are responsible for delivering membrane proteins and phospholipids back to the plasma membrane. Thus, endocytic recycling plays critical roles in various biological processes, including nutrient absorption, cell polarity establishment, cell migration, cell division, synaptic plasticity, immune response, and growth factor receptor regulation. There are two essential types of recycling pathways in eukaryotic cells, recycling of clathrin-dependent endocytic cargos (CDE recycling) and recycling of clathrin-independent endocytic cargos (CIE recycling). The transferrin receptor TfR and the low-density lipoprotein receptor LDLR, which have essential physiological roles, are representative membrane proteins of the CDE recycling transport. In recent years, various membrane proteins governed by CIE recycling transport have been identified, including IL2 receptor α-subunit, major histocompatibility complex MHC Class I, and glucose transporter GLUT4. Therefore, the investigation of the regulatory mechanisms of CIE recycling has drawn notable attention in the field. Moreover, CIE recycling research presents fundamental significance in cell biology, which also provides scientific evidence and potential therapeutic clues for the diagnosis and treatment strategies of diseases such as type Ⅱ diabetes and cancer. Compared with the CDE recycling, the study on CIE recycling started later, and there is much to be learned of its regulatory mechanisms. To this end, this review summarizes the features of endocytic recycling pathways, focuses on the molecular basis of CIE recycling regulation and elaborates on the latest progress and newly developed research model systems in the field of CIE recycling.

endocytic recycling; clathrin-dependent endocytosis; clathrin-independent endocytosis; recycling endosome; Rab; Arf; phosphoinositide; F-actin;

2019-05-06;

2019-06-03

國家杰出青年科學基金項目(編號：31825017) 資助[Supported by the National Science Fund for Distinguished Young Scholars (No. 31825017)]

林瓏，博士，副教授，研究方向：細胞內物質運輸調控。E-mail: longlin@hust.edu.cn

史岸冰，博士，教授，研究方向：囊泡循環(huán)運輸調控。E-mail: ashi@hust.edu.cn

10.16288/j.yczz.19-124

2019/6/6 11:30:43

URI: http://kns.cnki.net/kcms/detail/11.1913.R.20190606.1130.004.html

(責任編委: 苗龍)